PEDOMAN PRAKTIKUM

TEKNIK DASAR LABORATORIUM

MODUL 1 dan 2

DISUSUN OLEH: TIM PENGAJAR

NAMA : ………………………………………………….. NIM : ………………………………………………….. KELOMPOK : …………………………………………………..

PROGRAM STUDI AGROTEKTOLOGI

FAKULTAS PERTANIAN

UNIVERSITAS TRUNOJOYO MADURA BANGKALAN

2019 / 2020

TATA TERTIB DI LABORATORIUM

1. Mahasiswa harus datang di Laboratorium 10 menit sebelum praktikum

dimulai. 2. Sebelum melaksanakan praktikum mahasiswa diwajibkan mempelajari

materi sesuai jadwal yang telah ditentukan. 3. Mahasiswa harus mengikuti semua kegiatan praktikum yang

diselenggarakan di laboratorium. 4. Pada waktu praktikum mahasiswa diharuskan memakai baju/jas

laboratorium 5. Mahasiswa bertanggung jawab atas alat-alat atau bahan-bahan yang

digunakan di dalam praktikum. 6. Waktu praktikum mahasiswa harus bekerja dengan tenang dan penuh

tanggung jawab, dilarang bersendau gurau, ribut, main, merokok, makan

dan minum di Laboratorium. 7. Mahasiswa dilarang melakukan percobaan atau mencoba-coba dengan

bahan-bahan kimia di Laboratorium tanpa seijin asisten yang bertugas. 8. Bila ada kesulitan atau kecelakaan harus segera lapor pada asisten yang

bertugas. 9. Bila mahasiswa memecahkan ataupun merusakkan barang-barang/ alat-

alat Laboratorium diharuskan mengganti dengan barang yang sama. 10. Selesai melakukan praktikum setiap mahasiswa diharuskan membuat

laporan sementara. 11. Seminggu setelah laporan sementara, mahasiswa harus menyerahkan

laporan resmi dari percobaan yang telah dilakukan. Keterlambatan

pengumpulan laporan dikenai sangsi pengurangan nilai 2.5% perhari. 12. Penanggung jawab Laboratorium/Asisten berwenang untuk mengambil

tindakan, jika ada mahasiswa yang melanggar peraturan tata tertib di atas. 13. Pelanggaran terhadap tata tertib ini dikenakan sanksi sebagai berikiut :

a. Peringatan atas pelanggaran yang dilakukan b. Tidak diijinkan mengikuti pretest c. Tidak diijinkan mengikuti praktikum.

i

DAFTAR ISI

TATA TERTIB DI LABORATORIUM ................................................................................i

DAFTAR ISI ................................................................................................................... ii

KATA PENGANTAR .......................................................................................................iii

PENDAHULUAN........................................................................................................iv

BAB 1. STANDARD OPERATIONAL PROCEDURE (SOP) DI LABORATORIUM ........... 1

1.1 Standard Operating Procedure/SOP ..................................................................... 1

1.2 Pengenalan alat keamanan diri dan keselamatan kerja ......................................... 2

BAB 2. PENGENALAN BAHAN KIMIA DAN TANDA PERINGATAN BAHAYA ................ 5

BAB 3. PENGENALAN SATUAN FISIK DAN ALAT UKURNYA ( Bagian I ) ....................... 8

Bab 4 PENGENALAN SATUAN FISIK DAN ALAT UKURNYA ( Bagian II )....................14 BAB 5. PENGENALAN DASAR ALAT GELAS, ALAT LISTRIK DAN MIKROSKOP....... 15

BAB 6. TEKNIK DASAR KIMIA: KONSENTRASI DAN MOLARITAS............................. 20

BAB 7. STERILISASI DAN TEKNIK ASEPTIK .............................................................. 22

BAB 8 TEKNIK DASAR MIKROBIOLOGI ..................................................................... 25

7. 1 Pembuatan media .............................................................................................. 26

7.2 Teknik isolasi mikroba......................................................................................... 27

7.3 Menghitung populasi mikroba ............................................................................. 26

BAB 9. PENGENALAN ALAT PENGUKUR KADAR GULA (REFRAKTOMETER)

PRODUK PERTANIAN .............................................................................................28

BAB. 10 PENGENALAN LABORATORIUM MIKROPROPAGASI ................................31

BAB 11. TEKNIK PENGUKURAN KANDUNGAN KLOROFIL MENGGUNAKAN METODE DESTRUKTIF DAN NON-DESTRUKTIF (SPAD DAN SPERTROFOTOMETER) .........35 BAB 12 . PENGUKURAN PH TANAH .......................................................................38

FORMAT LAPORAN .................................................................................................... 41

DAFTAR PUSTAKA ..................................................................................................... 42

ii

KATA PENGANTAR

Puji syukur kehadirat Allah SWT atas rahmat-Nya penulis dapat

menyelesaikan pedoman praktikum “Teknik Dasar Laboratorium”. Pentingnya

peguasaan teknik dasar di laboratorium mendorong penulis menyusun pedoman

praktikum ini. Terima kasih penulis sampaikan kepada tim pengajar dan civitas

akademik Prodi Agroteknologi, Fakultas Pertanian, Universitas Trunojoyo yang

telah memberikan dukungan dalam penyelesaian pedoman praktikum ini.

Buku ini berisi tentang ilmu dasar di laboratorium, meliputi: Standard

operational procedure (SOP) di Laboratorium, pengenalan bahan kimia dan

tanda peringatan bahaya, pengenalan satuan dan alat ukurnya, pengenalan

dasar alat gelas, alat listrik dan mikroskop, teknik sterilisasi dan teknik aseptik,

konsentrasi dan molaritas, serta teknik dasar dalam mikrobiologi: penyiapan

media, teknik isolasi mikroba, dan perhitungan populasi mikroba, serta teknik

dasar biokimia. Penulis menyadari masih banyak kekurangan dalam penulisan

pedoman praktikum ini. Oleh karena itu, kritik dan saran penulis harapkan untuk

penyempurnaan pedoman praktikum “Teknik Dasar Laboratorium” edisi

berikutnya.

Penulis berharap, semoga buku ini bermanfaat untuk pembelajaran

mahasiswa dan masyarakat luas dalam pengembangan ilmu pengetahuan.

Bangkalan, Februari 2020

Tim Pengajar

iii

PENDAHULUAN

Penguasaan teknik-teknik dasar laboratorium merupakan modal dasar dan

utama dalam pelaksanaan penelitian. Oleh karena itu, pembekalan teknik dasar

laboratorium mempunyai arti yang sangat penting dan menjadi suatu keharusan

yang harus dimiliki oleh setiap individu yang ingin melakukan riset dasar maupun

terapan di laboratorium.

Dalam buku ini, penulis menyampaikan beberapa materi tentang teknik

dasar laboratorium yang nantinya dapat digunakan sebagai pedoman dalam

pelaksanaan praktikum Teknik Dasar Laboratorium. Teknik dasar meliputi dasar

biologi, mikrobiologi, dasar kimia, dasar biokimia, dan dasar-dasar keterampilan

di lapang. Adapun materi yang disampaikan dalam buku ini meliputi: Standard

operational procedure (SOP) di Laboratorium, pengenalan bahan kimia dan

tanda peringatan bahaya, pengenalan satuan dan alat ukurnya, pengenalan

dasar alat gelas, alat listrik dan mikroskop, teknik sterilisasi dan teknik aseptik,

konsentrasi dan molaritas, percobaan biokimia dasar, serta teknik dasar dalam

mikrobiologi: penyiapan media, teknik isolasi mikroba, dan perhitungan populasi

mikroba.

Buku ini merupakan revisi edisi pertama yang dilengkapi dengan metode

dan latihan soal/tugas mandiri diharapkan dapat meningkatkan kemampuan

mahasiswa dalam menggali ilmu dan teknik dasar di laboratorium.

iv

BAB 1. PENGENALAN LABORATORIUM PROGRAM STUDI DAN STANDARD OPERATIONAL PROCEDURE (SOP)

LABORATORIUM

1.1 Laboratorium

Berdasarkan PERATURAN BERSAMA MENTERI PENDIDIKAN NASIONAL DAN KEPALA BADAN KEPEGAWAIAN NEGARA NOMOR 02/V/PB/2010 dan NOMOR 13 TAHUN 2010 disebutkan Laboratorium pendidikan yang selanjutnya disebut laboratorium, adalah unit penunjang akademik pada lembaga pendidikan, Berupa ruangan tertutup atau terbuka, bersifat permanen atau bergerak, dikelola secara sistemitis untuk kegiatan pengujian, kalibrasi, dan/atau produksi dalam skala terbatas, dengan menggunakan peralatan dan bahan berdasarkan metode keilmuan tertentu, dalam rangka pelaksanaan pendidikan, penelitian, dan pengabdian kepada rnasyarakat. Laboratorium dalam bentuk ruang tertutup dapat berupa laboratorium seperti pada umumnya atau dapat pula berupa green house / rumah kaca, sedangkan ruang terbuka dapat berupa kebun percobaan. Secara garis besar fungsi laboratorium dalam proses pendidikan adalah sebagai berikut: 1. Sebagai tempat untuk berlatih mengembangkan keterampilan intelektual melalui

kegiatan pengamatan, pencatatan dan pengkaji gejala-gejala alam. 2. Mengembangkan keterampilan motorik mahasiswa melalui peningkatan

keterampilan penggunaan dan pengoperasian alat. 3. Memberikan dan memupuk keberanian untuk mencari hakekat kebenaran

ilmiah dari sesuatu objek dalam lingkungn alam dan sosial. 4. Memupuk sikap ilmiah dengan memberi pengalaman belajar berinteraksi

dengan alat dan bahan 5. Membina rasa percaya diri sebagai akibat keterampilan dan pengetahuan atau

penemuan yang diperolehnya.

1.2 Standard Operating Procedure/SOP

Pengertian Standard Operating Procedure atau sering disingkat juga SOP

ialah suatu standard atau pedoman yang dipergunakan untuk mendorong dan

menggerakkan suatu kelompok untuk mencapai tujuan tertentu. atau dapat

diartikan juga SOP merupakan tatacara atau tahapan yang dilakukan dan yang

harus dilalui untuk menyelesaikan suatu proses kerja tertentu. Di laboratorium,

tujuan SOP diantaranya (1) agar petugas/mahasiswa/pengguna melakukan

aktivitas berdasarkan standar yang telah ditetapkan, (2) agar mengetahui dengan

jelas peran dan fungsi komponen laboratorium, (3) Memperjelas alur tugas,

wewenang dan tanggung jawab dari pengguna maupun penanggung jawab

laboratorium, (4) melindungi seluruh pengguna, (5) untuk menghindari

kegagalan/kesalahan, keraguan, dan inefisiensi. Fungsi SOP (1) memperlancar

kerja pengguna, (2) sebagai dasar aturan bila terjadi penyimpangan, (3)

mengetahui dengan jelas aturan dan mudah dilacak apabila terjadi hal yang tidak

diinginkan, (4) mengarahkan pengguna untuk sama-sama disiplin dalam bekerja,

(5) sebagai pedoman dalam melaksanakan pekerjaan.

Selain SOP, pelaksanaan pekerjaan di laboratorium harus mentaati aturan

keselamatan kerja. Salah satunya penggunaan kelengkapan kerja di

laboratorium. Beberapa contoh kelengkapan kerja diantaranya yaitu jas lab,

sarung tangan, sepatu, dan pelindung diri lainnya yang dibutuhkan.

SOP disusun bertujuan bertujuan untuk mencegah terjadinya resiko akibat

pemakaian bahan/alat laboratorium berupa kesalahan pemakaian, kerusakan

alat maupun kecelakaan di laboratorium. Ada beberapa SOP yang dapat

dijumpai di laboratorium seperti SOP penggunaan laboratorium dan pertolongan

pertama kecelakaan di laboratorium penting diketahui, misalnya saat terjadi

kontak dengan bahan kimia berbahaya.

1.2 Pengenalan alat keamanan diri dan keselamatan kerja

Keamanan dan keselamatan kerja atau dikenal dengan K3. K3 sudah

diatur dalam peraturan-peraturan pemerintah dan menjadi salah satu standar

kerja. Contoh peraturan pemerintah tentang keselamatan kerja:

Peraturan Pemerintah No 7 Tahun 1973 tentang Pengawasan atas Peredaran, Penyimpanan dan Peredaran Pestisida.

Kepmenaker RI No 197 Thun 1999 tentang Pengendalian Bahan Kimia Berbahaya.

Peraturan Pemerintah No 19 Tahun 1973 tentang Pengaturan dan Pengawasan Keselamatan Kerja di Bidang Pertambangan.

Peraturan Pemerintah No 11 Tahun 1979 tentang keselamatan Kerja Pada

Pemurnian dan Pengolahan Minyak dan Gas Bumi

Berikut merupakan beberapa contoh alat pelindung diri dilaboratorium,

diataranya sarung tangan, jas lab, sepatu, dan lain-lain. Salah satu yang wajib

ada dalam keselamatan kerja adalah pertolongan pertama pada kecelakaan.

Contoh pertolongan pertama penting diketahui untuk menghindari adanya cedera

atau mencegah terjadinya kecelakaan yang lebih parah.

Tujuan Praktikum

Tujuan praktikum ini yaitu untuk memberikan informasi dan pemahaman

kepada mahasiswa tentang pentingnya SOP, penggunaan kelengkapan kerja,

dan prosedur pertolongan pertama kecelakaan di laboratorium.

Metode praktikum - Setiap kelompok mendiskusikan pengertian SOP dan contoh SOP (Tugas 1) - Lengkapi Tabel 1 tentang nama alat dan kegunaannya (Tugas 2) - Diskusikan dengan kelompok saudara terkait prosedur keselamatan kerja di

laboratorium/pabrik kegiatan pertanian (contoh: bidang pestisida, perbenihan,

dan lain-lain)

Tugas 1 Perhatikan laboratorium agroteknologi yang saudara kunjungi : 1. Perhatikan komponen / bagian yang ada dalam laboratorium beserta

penjelasannya 2. Adakah SOP laboratorium? Jika ada tuliskan SOP tersebut

3. Sebutkan instruksi kerja yang ada dan fungsinya

Tugas 2 Lengkapi tabel 1 di bawah ini

Tabel 1 Gambar, nama, dan kegunaan alat-alat pelindung diri di laboratorium

No Gambar Nama alat Kegunaan

1 Jas Melindungi diri dari kontak

laboratorium bahan kimia, mikroba, ataupun

bahan-bahan lain.

2

3

4

5

6

7

Tugas 3

1. Sebutkan alat K3 yang ada di laboratorium

2. Diskusikan dengan kelompok saudara dan susunlah prosedur keselamatan

kerja di laboratorium

BAB 2. PENGENALAN BAHAN KIMIA DAN TANDA

PERINGATAN BAHAYA

Pendahuluan

Bahan kimia dalam bidang biologi khususnya mempelajari tentang makhluk

hidup (hewan dan tumbuhan). Proses kimia yang berlangsung dalam makhluk

hidup meliputi: metabolisme, fermentasi, fotosintesis, dan lain-lain. Dalam

pertanian salah satu contoh terpenting bahan kimia adalah pada bidang

kesuburan tanah, misalnya untuk mengembalikan kesuburan tanah perlu

dilakukan penambahan pupuk, sedangkan organisme pengganggu tanaman

(OPT) dapat diatasi dengan penambahan pestisida. Manfaat dan bahaya

penggunaan pupuk dan pestisida harus dipahami, sehingga tidak terjadi

kesalahan dalam penggunaannya. Pupuk dan pestisida adalah produk kimia.

Oleh karena itu, perlu mempelajari tentang kimia agar dapat memahami bahan-

bahan kimia yang terkandung dalam pupuk tersebut agar tidak membahayakan

bagi ekosistem sawah.

Selain aplikasi di lapangan. Bahan kimia juga digunakan di laboratorium,

misalnya untuk uji fisiologis, pembuatan media pertumbuhan mikroba, dan untuk

pengujian-pengujian yang lain. Mempelajari hal tersebut, diperlukan pengetahuan

tentang struktur dan sifat senyawa yang ada, seperti karbohidrat, protein, vitamin,

enzim, lemak, asam nukleat dan lain sebagainya. Pemanfaatan kimia ini perlu

pengetahuan dasar tentang bahan-bahan kimia, diantaranya terkait dengan

nama, struktur kimia, konsentrasi, molaritas, kelarutan, bahkan tanda peringatan

bahan kimia. Oleh karena itu, penting diketahui dan disampaikan kepada

mahasiswa tentang dasar-dasar informasi bahan kimia yang tersedia.

Tujuan

Tujuan dari praktikum ini yaitu agar mahasiswa dapat mengenal bahan-

bahan kimia, dan mengetahui tanda-tanda peringatan penting yang ada pada

kemasan bahan kimia di laboratorium.

Bahan dan Alat

Bahan yang digunakan dalam praktikum ini antara lain bahan-bahan yang

tersedia di laboratorium, seperti: H2SO4, NaCl, HCl, Etanol, gliserol, dan lain-lain.

Sedangkat alat yang digunakan adalah masker, kertas, pensil, sarung tangan,

spatula, cawan, dan alumunium foil.

Metode

Lakukan pengamatan terhadap bahan di laboratorium beserta simbol

peringatan yang ada. Sebelum melakukan pengamatan pastikan anda telah

menggunakan APD yang sesuai.Catat informasi penting dari tiap-tiap bahan, seperti:

- Nama bahan - Rumus kimia (jika ada) - Tanda peringatan - Molaritas (g/L)

Deskripsikan simbol dan cocokkan dengan sumber/literature yang ada

No. Simbol Arti/maksud Contoh alat/bahan

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

BAB 3. PENGENALAN SATUAN FISIK DAN ALAT UKURNYA ( BAGIAN I )

Pendahuluan Sistem satuan besaran fisika pada prinsipnya bersifat standar atau baku,

yaitu bersifat tetap, berlaku universal, dan mudah digunakan setiap saat dengan

tepat. Sistem satuan standar ditetapkan pada tahun 1960 melalui pertemuan

para ilmuwan di Sevres, Paris. Sistem satuan yang digunakan dalam dunia

pendidikan dan pengetahuan dinamakan sistem metric. Sistem satuan ini

dikelompokkan menjadi dua, yaitu: sistem internasional (SI) dan sistem metrik

kecil atau CGS (Centimeter Gram Second). Besaran pokok dan besaran turunan

beserta dengan satuannya dapat dilihat dalam Tabel 2.

Tabel 2 Satuan besaran pokok dalam sistem metrik

No. Besaran Satuan

Singkatan Satuan Sistem

Singkatan Pokok SI/MKKS CGS

1 Panjang meter m centimeter cm

2 Massa kilogram kg gram g

3 Waktu detik s detik s

4 Suhu kelvin K Kelvin k

5 Kuat arus

ampere A stat ampere statA listrik

6 Intensitas

candela Cd candela Cd cahaya

7 Jumlah zat kilo mol kmol mol mol

Selain tujuh besaran pokok di atas, terdapat dua besaran pokok tambahan,

yaitu sudut bidang datar dengan satuan radian (rad) dan sudut ruang dengan

satuan steradian (sr) (Tabel 3).

Tabel 3 Beberapa besaran turunan beserta satuannya

No Besaran Penjabaran dari Besaran

Satuan dalam MKKS Turunan Pokok

1 Luas Panjang × Lebar m2

2 Volume Panjang × Lebar × Tinggi m3

3 Massa Jenis Massa : Volume kg/m3

4 Kecepatan Perpindahan : Waktu m/s

5 Percepatan Kecepatan : Waktu m/s2

6 Gaya Massa × Percepatan newton (N) = kg.m/s2

7 Usaha Gaya × Perpindahan joule (J) = kg.m2/s2

8 Daya Usaha : Waktu watt = kg.m2/s3

9 Tekanan Gaya : Luas pascal (Pa) = N/m2

10 Momentum Massa × Kecepatan kg.m/s

Satuan Sistem Internasional (SI) digunakan di seluruh negara dan berguna

untuk perkembangan ilmu pengetahuan dan perdagangan antarnegara. Kamu

dapat membayangkan betapa kacaunya perdagangan apabila tidak ada satuan

standar, misalnya satu kilogram dan satu meter kubik.

1. Pengukuran Panjang Alat ukur yang digunakan untuk mengukur panjang benda haruslah sesuai

dengan ukuran benda. Sebagai contoh, untuk mengukur lebar buku kita gunakan

pengaris, sedangkan untuk mengukur lebar jalan raya lebih mudah

menggunakan meteran kelos. a. Pengukuran panjang dengan mistar

Penggaris atau mistar berbagai macam jenisnya, seperti penggaris yang

berbentuk lurus, berbentuk segitiga yang terbuat dari plastik atau logam, mistar

tukang kayu, dan penggaris berbentuk pita (meteran pita). Mistar mempunyai

batas ukur sampai 1 meter, sedangkan meteran pita dapat mengukur panjang

sampai 3 meter. Mistar memiliki ketelitian 1 mm atau 0.1 cm. Posisi mata harus

melihat tegak lurus terhadap skala ketika membaca skala mistar. Hal ini untuk

menghindari kesalahan pembacaan hasil pengukuran akibat beda sudut

kemiringan dalam melihat atau disebut dengan kesalahan paralaks.

b. Pengukuran panjang dengan jangka sorong Jangka sorong merupakan alat ukur panjang yang mempunyai batas ukur

sampai 10 cm dengan ketelitiannya 0.1 mm atau 0.01 cm. Jangka sorong juga

dapat digunakan untuk mengukur diameter cincin dan diameter bagian dalam sebuah pipa. Bagian-bagian penting jangka sorong, yaitu: (1) rahang tetap dengan skala tetap terkecil 0.1 cm (2) rahang geser yang

dilengkapi skala nonius. Skala tetap dan nonius mempunyai selisih 1 mm. c. Pengukuran panjang dengan mikrometer mekrup

Mikrometer sekrup memiliki ketelitian 0.01 mm atau 0.001 cm. Mikrometer

sekrup dapat digunakan untuk mengukur benda yang mempunyai ukuran kecil

dan tipis, seperti mengukur ketebalan plat, diameter kawat, dan onderdil

kendaraan yang berukuran kecil. Bagian-bagian dari mikrometer adalah rahang

putar, skala utama, skala putar, dan silinder bergerigi. Skala terkecil dari skala

utama bernilai 0.1 mm, sedangkan skala terkecil untuk skala putar sebesar 0.01

mm. Berikut ini gambar bagian-bagian dari mikrometer.

Gambar 1 Alat pengukur panjang

2. Pengukuran Massa Benda

Timbangan digunakan untuk mengukur massa benda. Prinsip kerjanya

adalah keseimbangan kedua lengan, yaitu keseimbangan antara massa benda

yang diukur dengan anak timbangan yang digunakan. Dalam dunia pendidikan

sering digunakan neraca O’Hauss tiga lengan atau dua lengan (Gambar 1).

Perhatikan beberapa alat ukur berat berikut ini.

Bagian-bagian dari neraca O’Hauss tiga lengan adalah sebagai berikut: • Lengan depan memiliki skala 0—10 g, dengan tiap skala bernilai 1 g. • Lengan tengah berskala mulai 0—500 g, tiap skala sebesar 100 g. • Lengan belakang dengan skala bernilai 10 sampai 100 g, tiap skala 10 g.

Gambar 2 Alat pengukur massa (Neraca O’Hauss)

3. Pengukuran Besaran Waktu

Berbagai jenis alat ukur waktu misalnya: jam analog, jam digital, jam

dinding, jam atom, jam matahari, dan stopwatch. Dari alat-alat tersebut,

stopwatch termasuk alat ukur yang memiliki ketelitian cukup baik, yaitu sampai

0.1 s.

C. Suhu dan Pengukurannya 1. Pengertian Suhu

Ukuran derajat panas dan dingin suatu benda tersebut dinyatakan dengan

besaran suhu. Jadi, suhu adalah suatu besaran untuk menyatakan ukuran

derajat panas atau dinginnya suatu benda. 2. Termometer sebagai Alat Ukur Suhu

Suhu termasuk besaran pokok. Alat untuk untuk mengukur besarnya

suhu suatu benda adalah termometer. Termometer yang umum digunakan

adalah termometer zat cair dengan pengisi pipa kapilernya adalah raksa atau

alkohol. Pertimbangan dipilihnya raksa sebagai pengisi pipa kapiler termometer

adalah sebagai berikut: a. raksa tidak membasahi dinding kaca, b. raksa merupakan penghantar panas yang baik, c. kalor jenis raksa rendah akibatnya dengan perubahan panas yang kecil

cukup dapat mengubah suhunya, d. jangkauan ukur raksa lebar karena titik bekunya -39 ºC dan titik didihnya 357

ºC.

Pengukuran suhu yang sangat rendah biasanya menggunakan termometer

alkohol. Alkohol memiliki titik beku yang sangat rendah, yaitu -114 ºC. Namun

demikian, termometer alkohol tidak dapat digunakan untuk mengukur suhu

benda yang tinggi sebab titik didihnya hanya 78 ºC. Pada pembuatan termometer

terlebih dahulu ditetapkan titik tetap atas dan titik tetap bawah. Titik tetap

termometer tersebut diukur pada tekanan 1 atmosfer. Di antara kedua titik tetap

tersebut dibuat skala suhu. Penetapan titik tetap bawah adalah suhu ketika es

melebur dan penetapan titik tetap atas adalah suhu saat air mendidih.

Berikut ini adalah penetapan titik tetap pada skala termometer. a. Termometer Celcius. Titik tetap bawah diberi angka 0 dan titik tetap atas

diberi angka 100. Diantara titik tetap bawah dan titik tetap atas dibagi 100

skala. b. Termometer Reaumur. Titik tetap bawah diberi angka 0 dan titik tetap atas

diberi angka 80. Di antara titik tetap bawah dan titik tetap atas dibagi menjadi

80 skala. c. Termometer Fahrenheit. Titik tetap bawah diberi angka 32 dan titik tetap

atas diberi angka 212. Suhu es yang dicampur dengan garam ditetapkan

sebagai 0 ºF. Di antara titik tetap bawah dan titik tetap atas dibagi 180 skala. d. Termometer Kelvin. Pada termometer Kelvin, titik terbawah diberi angka nol.

Titik ini disebut suhu mutlak, yaitu suhu terkecil yang dimiliki benda ketika

energi total partikel benda tersebut nol. Kelvin menetapkan suhu es melebur

dengan angka 273 dan suhu air mendidih dengan angka 373. Rentang titik

tetap bawah dan titik tetap atas termometer Kelvin dibagi 100 skala.

Tujuan praktikum

Praktikum ini bertujuan untuk mengenal satuan dan alat ukur (baik untuk

volume, berat, dan panjang).

Kegiatan 1 : Alat ukur berat

A. Alat dan bahan : Neraca analitik, gelas arloji 2 buah, tisu, spatula, NaOH B. Prosedur praktikum a: 1. Observasi batas maksimal penimbangan dan ketelitian timbangan

2. Siapkan gelas arloji/ beker gelas yang bersih dan kering

3. Periksa pendahuluan neraca : Periksa kebersihan neraca terutama bagian piringannya Periksa posisi setimbang dengan melihat posisi waterpass. Jika posisinya tidak berada tepat ditengah putar sekrup kaki timbangan sehingga posisinya tepat

4. Penimbangan Nyalakan timbangan pada keadaan pintu kaca tertutup. Nyalakan timbangan dan pastikan berada pada skala 0. Sesuaikan satuan berat sesuai kebutuhan dengan menekan tombol Unit sampai diperoleh satuan yang diinginkan. Letakkan gelas arloji dalam timbangan lalu tutup kaca. Tekan T (tare / tara) sampai skala timbangan menunjukkan angka 0 lalu timbang NaOH sebanyak 12,52 g

5. tahap akhir keluarkan gelas arloji beserta bahan yang ditimbang. Kembalikan pada posisi 0. Matikan timbangan. Bersihkan

Prosedur praktikum b: 1. Observasi batas maksimal penimbangan dan ketelitian alat 2. Periksa pendahuluan neraca :

Bersihkan neraca terutama bagian piringannya. Periksa posisi setimbang dengan melihat posisi waterpass. Jika posisinya tidak berada tepat ditengah putar sekrup kaki timbangan sehingga posisinya tepat.

3. Penimbangan Nyalakan timbangan dan pastikan berada dalam angka 0. Sesuaikan satuan berat sesuai kebutuhan dengan menekan tombol Unit sampai diperoleh satuan yang diinginkan. Tekan T (tare / tara) sampai menunjukkan skala 0, letakkan wadah beserta isinya (a) dalam timbangan lalu tutup kaca. Pindahkan bahan dari wadahnya lalu timbang wadah kosong (b). Hitung berat bahan dengan menghitung selisih a dan b.

4. tahap akhir

keluarkan gelas arloji beserta bahan yang ditimbang. Kembalikan pada posisi 0. Matikan timbangan. Bersihkan

Tugas : Jelaskan perbedaan kedua timbangan yang digunakan dari segi kepekaan, ketelitian dan batas maksimal penimbangan

Kegiatan 2 : Alat ukur panjang

A. Alat dan bahan : Mistar, jangka sorong, tabung reaksi berbagai ukuran

B. Prosedur kerja :

1. Gambar alat ukur yang digunakan dan beri keterangan serta fungsi masing-

masing bagian

2. Bersihkan jangka sorong dan benda yang akan diukur

3. Observasi batas ukur maksimum dan ketelitian jangka sorong

4. Pastikan skala nonius bergeser dengan bebas

5. Pastikan angka 0 pada kedua skala bertemu dengan tepat

6. Ukurlah tinggi, diameter luar, diameter dalam dan kedalaman tabung reaksi

sesuai dengan prosedur dibawah ini. Masing-masing pengukuran diulang 5

kali kemudian masukkan hasilnya pada tabel

7. Ukur tinggi tabung reaksi dengan jangka sorong atau mistar

8. Lakukan pengukuran diameter luar benda dengan meletakkan benda ukur

antara rahang bawah kemudian kencangkan skrup penahan dan baca skala

yang ditunjukkan skala utama dan skala nonius pada posisi yang sejajar.

9. Lakukan juga pengukuran diameter dalam benda, dengan memasukkan

rahang atas pada rongga benda tersebut, kemudian kencangkan skrup

penahan dan dibaca skala yang ditunjukkan skala utama dan skala nonius

pada posisi yang sejajar..

10. Kemudian lakukan pengukuran kedalaman tabung reaksi atau gelas ukur

dengan memasukkan ujung batang yang dapat bergerak kedalam benda

ukur tersebut dan dikencangkan skrup penahan serta baca skala yang

ditunjukkan skala utama dan skala nonius pada posisi yang sejajar.

11. Setelah pengukuran selesai bersihkan jangka sorong

12. Perhatikan : tekanan yang terlalu kuat pada pengukuran dengan jangka

sorong dapat menyebabkan pembengkokan pada rahang ukur maupun

tangkai ukur. Kencangkan skrup penahan secukupnya supaya tidak

merusak skrup. Untuk mencegah karat pembersihan jangka sorong dapat

diberi minyak atau oli

C. Hasil pengamatan

Batas ukur maksimal jangka sorong :

Ketelitian :

Hasil pengamatan :

No. SU SN H

1

2

3

4

5

Rata - rata

Hasil pengukuran (H) dihitung dengan rumus :

H = SU + (SN x 0,05) mm

Keterangan :

SU = Skala utama

SN = Skala nonius

BAB 4. PENGENALAN SATUAN FISIK DAN ALAT UKURNYA ( BAGIAN II )

Kegiatan 3 : Alat Ukur Volume

A. Alat dan bahan : Pipet volume 10 ml, 20 ml dan 1 ml, Mikropipet beserta tip, Pipet pump, Beaker glass 50 ml Aquades B. Prosedur kerja : Pipet volume 1. Pasang pipet pump pada bagian atas pipet volume 2. Ambil aquades menggunakan pipet volume sesuai volume yang telah ditentukan 3. Keluarkan aquades dari pipet volume dengan menekan bagian atas pipet pump Mikropipet 1. Pasang tip pada ujung mikropipet (pastikan terpasang dengan baik sampai batas

yang telah ditentukan) 2. Putar skala mikropipet sesuai kebutuhan. Tekan tombol atas mikropipet lalu

masukkan mikropipet pada kedalaman maksimal 1 cm dari aquades dengan melepaskan tombol atas

3. Keluarkan aquades dari pipet dengan menekan tombol atas mikropipet 4. Untuk melepas tip lakukan dengan menekan 2 kali tombol atas mikropipet Kegiatan 4 : Alat ukur suhu A. Alat dan bahan : Termometer

Air es, Air panas

B. Prosedur kerja

1. Lakukan pengukuran suhu ruang, suhu air es, dan suhu air panas 2. konversi suhu hasil pengukuran dari Celcius ke satuan suhu yang lain

(Fahrenheit, Kalvin, dan Reamur)

BAB 5. PENGENALAN DASAR ALAT GELAS,

ALAT LISTRIK DAN MIKROSKOP

Pendahuluan

Alat-alat dil laboratorium sangat beragam. Beberapa diantaranya berupa

alat perangkat gelas dan alat listrik. Alat-alat tersebut mempunyai fungsi yang

berbeda-beda baik kegunaannya ataupun cara penggunaannya. Sehingga

diharapkan mahasiswa dapat mengerti dan memahami alat-alat yang dimiliki

tiap-tiap laboratorium yang tersedia di prodi Agroteknologi, meliputi alat gelas,

alas listrik, dan mikroskop.

Salah satu alat yang cukup penting yang harus dikuasai penggunaannya

adalah mikroskop. Mikroskop merupakan alat utama dalam melakukan

pengamatan dan penelitian dalam bidang Biologi, karena dapat digunakan untuk

mempelajari struktur dan benda-benda yang kecil. Ada 2 prinsip dasar yang

berbeda untuk mikroskop, yang pertama mikroskop optik dan yang kedua

mikroskop elektron. Mikroskop optik ini dapat dibedakan mikroskop biologi dan

mikroskop stereo.

Adapun bagian-bagian pada mikroskop optik pada umumnya dapat dilihat

pada Gambar 3 dengan rincian sebagai berikut :

1. Kaki (basis) merupakan bagian mikroskop yang berfungsi untuk

menyangga bagian mikroskop, biasanya berbentuk segi empat atau huruf

U (tergantung jenis dan merek mikroskop). 2. Tangkai (aksis), merupakan penghubung antara teropong dengan basis.

Tangkai ini juga berfungsi sebagai penyokong teropong. 3. Meja benda (stage) tempat meletakkan sediaan atau spesimen yang akan

diamati. Bisanya berbentuk persegi terletak antara basis dan teropong.

Meja benda dapat dinaik turunkan dengan menggunakan sekrup pengatur

jarak antara teropong dengan sediaan. 4. Sekrup penggerak sediaan (stage position adjustment), sekrup-sekrup ini

berhubungan dengan penjepit sediaan, berjumlah dua buah sekrup yang

tersusun dalam suatu sumbu vertikal, biasanya terletak dikanan/kiri meja

benda. Sekrup-sekrup ini dapat digunakan untuk menggerakkan sediaan

ke kanan atau ke kiri (sekrup bawah) dan menggerakkan sediaan ke

depan atau belakang (sekrup atas). 5. Sekrup pengatur jarak sediaan (focus adjustment knob), terdiri atas dua

buah sekrup yang tersusun dalam satu sumbu horisontal, menempel

pada kanan-kiri tangkai (axis), di bawah meja benda. Sekrup-sekrup ini

berfungsi untuk mengatur jarak benda dengan lensa obyektif. Sekrup

besar (makrometer) dapat menaik-turunkan meja benda dengan jarak

perpindahan yang besar, sedang sekrup yang kecil (micrometer) dapat

digunakan untuk menggerakkan meja benda dengan jarak perpindahan

kecil (halus). 6. Teropong, merupakan bagian mikroskop yang mengandung komponen

optik. Pada bagian teropong yang dekat dengan mata pengamat terdapat

lensa okuler. Daya perbesaran lensa ini bermacam-macam tergantung

pada jenis mikroskop. Daya perbesaran lensa okuler biasanya tercantum

pada lingkaran di sekeliling lensa. Mikroskop yang memiliki satu lensa

okuler disebut mikroskop monokuler, sedang yang memiliki dua lensa

okuler disebut mikroskop binokuler. Pada bagian teropong yang dekat

dengan meja sediaan terdapat beberapa lensa obyektif dengan

kemampuan perbesaran lensa yang berbeda-beda (masing-masing nilai

perbesaran lensa tercantum pada tabung lensa obyektif) terpasang pada

revolver yang dapat diputar.

7. Diafraghma, terletak di bawah meja benda, berfungsi untuk mengatur

banyaknya sinar yang masuk. 8. Kondensor merupakan lensa yang terletak pada meja benda bagian

bawah, berfungsi untuk memusatkan berkas cahaya yang melaluinya. 9. Filter, berupa gelas bundar yang berwarna biru, hijau maupun warna lain,

biasanya terletak di bawah meja benda, berfungsi untuk mengurangi silau

atau memperjelas obyek dengan menyerap warna sinar-sinar tertentu

(seringkali pada mikroskop yang kita gunakan tidak dijumpai adanya filter). 10. Lampu terletak pada bagian basis, merupakan sumber cahaya. Pada

mikroskop yang menggunakan cahaya alam dapat dijumpai adanya

cermin cekung yang berfungsi sebagai pengumpul berkas-berkas sinar

dari lengkungan.

Gambar 3 Mikroskop optik dan bagian-bagiannya

Cara Penggunaan Mikroskop Optik Setelah mengenal bagian-bagian mikroskop (Gambar 3), selanjutnya kita

akan belajar bagaimana cara menggunakan mikroskop yang benar.

1. Pilih lensa obyektif dengan nilai perbesaran paling kecil, tempatkan lensa

tersebut pada sumbu pengamatan dengan cara memutar revolver hingga

lensa dengan perbesaran paling lemah tersebut terletak segaris dengan

arah masuknya cahaya. Apabila sudah tepat revolver akan berbunyi “klik”. 2. Buka diafraghma secara sempurna dengan menggunakan tuasnya. 3. Nyalakan lampu, dan amati melalui lensa okuler. Apabila telah nampak

terang maka lensa obyektif telah terletak ditempat yang benar. 4. Turunkan meja benda sejauh mungkin dari lensa obyektif dengan

menggunakan makrometer. Pasang sediaan dan jepit dengan

menggunakan penjepit sediaan. Usahakan sediaan terpasang dengan

baik. Tempatkan noda sediaan tepat di atas lensa kondensor dengan

menggunakan sekrup-sekrup penggerak sediaan. 5. Setelah noda sediaan tepat berada di atas lensa kondensor, naikkan

meja benda dengan makrometer mendekati lensa obyektif sampai

berjarak ± 0,5 Cm dari lensa. Sambil melihat melalui lensa okuler,

naik/turunkan meja benda dengan menggunakan mikrometer hingga

tampak bayangan benda dengan jelas.

Mikroskop Stereo digunakan untuk pengamatan benda-benda yang tidak

terlalu halus, dapat tebal maupun tipis, transparan maupun tidak. Mikroskop

Stereo mempunyai sifat sebagai berikut:

a. Mempunyai objektif dan 2 okuler, agar didapatkan bayangan 3 dimensi

dan pengamatan 2 mata. b. Perbesaran tidak terlalu kuat, tetapi lebih diutamakan adalah medan

pandang yang luas dan jarak kerja yang panjang. Dengan demikian benda

yang diamati cukup jauh, sehingga mikroskop ini dapat dipakai untuk

pembedahan. Mikroskop stereo yang lebih umum dijual atau disediakan

adalah dengan meja pengamatan putih. Kadang-kadang ke-ping bulat

pada meja tadi dapat dibalik dan berwarna hitam.Mikroskop stereo

semacam ini sesuai untuk pengamatan dengan penyinaran dari atas,

dengan menggunakan lampu. Bila dipesan secara khusus penjual akan

melengkapi mikroskop stereo dengan meja pengamatan yang tinggi dan

dibuat dari kaca yang bening. Dibagian bawah dari kaca bening tadi ada

cermin sehingga mikroskop stereo tadi dapat digunakan untuk

pengamatan dengan penyinaran dari atas maupun penyinaran dari bawah.

Dapat pula dipesan dari penjual mikroskop stereo yang telah dilengkapi

dengan lampu, untuk penyinaran dari atas, maupun penyinaran dari

bawah. c. Benda yang diamati dapat kering atau dalam medium air, dapat tebal

maupun tipis. Pada mikroskop stereo .yang dipesan khusus, penyinaran

dapat diatur dari atas maupun dari bawah. d. Bagian-bagian penting mikroskop stereo tersaji pada Gambar 4.

Keterangan:

1. Oculars eyepiece (lensa okuler)

2. Diopter adjustment ring (cincin

pengatur diopter)

3. Zoom control knob (sekrup pengatur

pembesaran)

4. Focusing knob (sekrup pengatur

fokus)

5. Stage plate (pelat tempat spesimen

diletakkan)

6. Stage clip (penjepit spesimen/preparat)

Gambar 4 Mikroskop stereo dan bagian-bagiannya

1.3 Cara mempersiapkan bahan untuk diamati melalui mikroskop

a. Bahan yang akan diamati dapat berupa bahan sediaan basah (sementara)

atau sediaan kering (Permanen).

b. Bahan yang akan diamati biasanya ditempatkan di atas objek glass, kemudian

ditutup dengan gelas penutup, sebelum digunakan gelas objek maupun gelas

penutup dibersihkan terlebih dahulu.

c. Dalam kegiatan praktikum kali ini akan dipergunakan sediaan basah berupa

potongan huruf “ a “ dari kertas koran yang diberi media air dengan posisi

huruf “ a “ tegak

d. Letakkan sediaan huruf “ a “ pada objek galass di atas meja objek dengan

cara menjepit objek glass pada penjepit yang telah ada

e. Naikkan meja benda dengan cara memutar pengatur kasar, sehingga tampak

pada lensa okuler bayangan benda yang akan diamati

f. Apabila tampak bayangan pada lensa okuler amati posisi bayangan, apakah

letak bayangan sama atau terbalik ? ………………………………

Apakah bayangan huruf tersebut merupakan bayangan cermin atau bayangan

lensa? ………………………………………………………………..

Tujuan

Mahasiswa dapat mengetahui dan memahami alat-alat yang ada di

laboratorium-laboratorium di prodi Agroteknologi, Fakultas Pertanian, UTM serta

mengetahu kegunaannya.

Alat dan Bahan

Alat yang digunakan adalah mikroskop, alat gelas, alat listrik, kaca preparat,

dan sampel. Sedangkan bahan yang digunakan adalah preparat.

Metode a. Pengenalan alat-alat gelas dan alat listrik - Lakukan kunjungan tiap-tiap laboratorium - Catat alat gelas dan alat listrik yang ada di masing-masing laboratorium dan

kegunaannya - Buatlah laporan/rangkuman alat-alat yang ada di laboratorium meliputi:

nama, gambar, dan kegunaannya

b. Mikroskop

- Amati perbedaan mikroskop compound dan mikroskop stereo yang telah disediakan termasuk tampilan bayangan yang dihasilkan masing-masing mikroskop

BAB 6. TEKNIK DASAR KIMIA: KONSENTRASI DAN MOLARITAS

Latar Belakang

Pengukuran jumlah kandungan bahan kimia suatu sediaan baik berupa

padatan, larutan, maupun suspensi mempunyai istilah yang memiliki definisi yang

sama. Istilah-istilah tersebut diantaranya konsentrasi dan molaritas. Konsentrasi

ukuran yang menggambarkan banyaknya zat di dalam suatu campuran dibagi

dengan volume total campuran tersebut. Terdapat empat macam deskripsi

kuantitatif konsentrasi, yaitu konsentrasi massa, konsentrasi molar, konsentrasi

jumlah, dan konsentrasi volume. Istilah konsentrasi dapat diterapkan untuk

semua jenis campuran, tetapi paling sering digunakan untuk menggambarkan

jumlah zat terlarut di dalam larutan. Konsentrasi molar mempunyai variasi seperti

konsentrasi normal dan konsentrasi osmotik. Satuan konsentrasi suatu bahan

kimia dapat dinyatakan dalam satuan % (berat/berat, berat/volum, atau

volume/volume) atau ppm.

Tabel 4 Jenis konsentrasi, Kuantitas, dan satuannya

Jenis konsentrasi Satuan SI satuan lain

Konsentrasi massa kg/m3 g/100mL (=g/dL)

Konsentrasi molar mol/m3 M (=mol/L)

Konsentrasi hitung 1/m3 1/cm3

Konsentrasi volume m3/m3

Kuantitas terkait Satuan SI satuan lain

Normalitas mol/m3 N (=mol/L) Molalitas mol/kg molal

Fraksi mol mol/mol ppm, ppb, ppt

Rasio mol mol/mol ppm, ppb, ppt

Fraksi massa kg/kg ppm, ppb, ppt

Rasio massa kg/kg ppm, ppb, ppt

Molaritas adalah salah satu ukuran konsentrasi larutan. Molaritas suatu

larutan menyatakan jumlah mol suatu zat terlarut per liter larutan. Misalnya 1.0

liter larutan mengandung 0.5 mol senyawa X, maka larutan ini disebut larutan 0.5

molar (0.5 M). Molaritas menggambarkan konsentrasi molar. Perhitungan

molaritas dapat dilakukan dengan rumus:

Rumus lain:

Persen adalah satuan konsentrasi lainnya yang sering dipakai. Persen menyatakan berat dalam satuan gram atau volume zat terlarut dalam satuan mililiter untuk setiap 100 g atau 100 miiliter larutan. Persen (%) dapat disajikan dalam bentuk : % berat / volume : menyatakan berat zat terlarut untuk setiap 100 ml larutan % berat / berat : menyatakan berat zat terlarut untuk setiap 100 gram larutan % volume / volume : menyatakan volume zat terlarut dalam 100 ml larutan

Tujuan

Praktikum ini bertujuan untuk memberikan pengetahuan dan meningkatkan

kemampuan mahasiswa dalam menghitung konsentrasi dan molaritas.

Alat dan Bahan

Bahan yang digunakan dalam praktikum ini yaitu: NaCl, Glukosa, Urea,

agar, dan aquades. Sedangkan alat yang digunakan dalam praktikum ini yaitu:

timbangan, gelas arloji, gelas ukur, labu ukur, beker glass, botol semprot dan

label.

Prosedur kerja

- Perhatikan asisten praktikum tentang bahan yang akan dibuat, misal kelompok 1 membuat NaCl 0.5 M, Glukosa 1 M, Urea 5%, dan agar 1.5%

- Hitung kebutuhan bahan kimia dan aquades untuk membuat larutan yang telah ditentukan dengan volume 50 mL

- Timbanglah bahan sesuai perhitungan - Masukkan bahan ke dalam labu ukur atau larutkan dengan sebagian aquades

dalam bekerglass lalu masukkan ke dalam labu ukur - Tambahkan sebagian akuades kocok hingga larut. - Tambahkan akuades sampai tanda lalu kocok sampai homogen

BAB 7. STERILISASI DAN TEKNIK ASEPTIK

Latar Belakang

Salah satu hal yang terpenting dalam kegiatan di laboratorium terutama

yang terkait dengan aktivitas mikrobiologi adalah proses sterilisasi. Sterilisasi

dimaksudkan untuk meminimalisir atau meniadakan potensi kontaminasi dari

mikroba yang tidak diinginkan. Kontaminasi yang timbul dari mikroba yang tidak

diharapkan dapat menyebabkan terganggunya mikroba yang ditumbuhkan atau

bahkan dapat membahayakan keselamatan jika kontaminan tersebut merupakan

patogen. Metoda sterilisasi yang dilakukan diupayakan berlangsung secara cepat

dan dapat meminimalkan atau menghilangkan potensi kontaminasi mikroba

seefektif mungkin. Proses sterilisasi yang tidak sempurna dapat menyebabkan

munculnya kontaminasi mikroba baik yang berasal dari peralatan tersebut atau

kontaminasi mikroba dari lingkungan. Sterilisasi ada dua jenis yaitu: sterilisasi dengan cara fisik dan kimia.

Sterilisasi fisik dibagi menjadi 3 cara, yaitu: pemanasan, filtrasi, dan radiasi. Adapun penjelasan masing-masing teknik sebagai berikut: 1. Sterilisasi Fisik

A. Pemanasan. Pemanasan air dan uap adalah media panas yang baik. Dalam waktu

relatif singkat, alat yang akan disterilkan akan mencapai suhu yang diinginkan.

Udara adalah penyalur panas yang kurang baik. Oleh karena itu, untuk mecapai

suhu yang diinginkan akan membutuhkan waktu yang cukup lama. 1. Panas kering. Cara ini untuk membunuh mikroba hanya memakai udara panas

kering yang tinggi. Sterilisasi panas kering dibedakan atas : a. Panas membara Dengan jalan menaruh benda yang akan di sterilkan

dalam nyala api bunsen sampai merah membara. Alat yang disterilkan

yaitu sengkelit, jarum, ujung pinset dan ujung gunting. b. Melidah-apikan Dengan melewatkan benda dalam api bunsen, namun

tidak sampai menyala terbakar. Alat yang disterilkan yaitu scalpel, kaca

benda, mulut tabung dan mulut botol. c. Udara kering Oven merupakan ciri umum yang dimaksud. Alat ini terbuat

dari kotak logam, udara yang terddapat di dalamnya mendapat udara

panas melalui panas dari nyala listrik. Alat yang disterilkan yaitu tabung

reaksi, cawan petri, pipet, scalpel dari logam, gunting dan botol.

Pemanasan satu jam dengann temperatur 160 oC dianggap cukup.

2. Panas Basah. Yang dimaksud panas basah adalah pemansan menggunakan

air atau uap air. Uap air adalah media penyalur panas yang terbaik dan terkuat

daya penetrasinya. Panas basah mematikan mikroba. Oleh karena koagulasi dan

denaturasi enzim dan protein protoplasma mikroba. Untuk mematikan spora diperlukan panas basah selama 15 menit pada suhu 121 oC. Sterilisasi panas basah dapat dibedakan atas tiga golongan yaitu:

a. Panas basah <100 oC (Pasteurisasi). Pasteurisasi yaitu pemanasan pada

suhu 60 oC selama 30 menit. Pasteurisasi tidak dapat membunuh spora

atau dipanaskan pada suhu 71,6 – 80 oC selama 15 – 30 detik kemudian cepat – cepat didinginkan.

b. Panas basah pada suhu 100 oC. Di sini menggunakan air mendidih (suhu

100 oC) selama 10 menit. Untuk mematikan bentuk spora dilakukan

pemansan 3 hari berturut – turut selama 15 – 45 menit sehingga spora yang tidak mati pada pemanasan pertama akan beruah menjadi bentuk

vegetatif pada hari kedua steleh inkubasi pada shu 37 oC begitu pula spora

yang tidak mati pada hari kedua, akan berubah menjadi bentuk vegetatif

pada hari ketiga. c. Panas basah >100 oC. Sterilisasi dengan cara ini hasilnya mutlak steril,

sehingga biasa dipergunakan di rumah sakit dan laboratorium besar. Cara

ini menggunakan tangki yang diisi dengan uap air yang disebut autoclave.

Alat yang disterilkan adalah alat dari kaca, kain kasa, media pembenihan,

cairan injeksi, dan bahan makanan. B. Filtrasi / Penyaringan

Penyaringan dilakukan dengan mengalirka larutan melalui suatu alat

penyaringan yang memiliki pori–pori cukup kecil. Untuk menahan

mikroorganisme dengan ukuran tertentu. Saringan yang umum digunakan tidak

dapat menyaring virus. Penyaringan dilakukan dengan untuk mensterilkan cairan

yang tidak tahan terhadap pemanasan dengan suhu tinggi seperti : serum,

larutan yang mengandung enzim, toksin kuman, ekstrak sel, antibiotik dan asam

amino.

C. Radiasi / Penyinaran

Mikroorganisme dapat dibunuh dengan penyinaran yang memakai sinar

ultrraviolet yang panjang gelombangnya antara 220–290 nm. Radiasi paling

efektif adalah 253,7 nm. Sinar matahari langsung mengandung sinar ultraviolet

290 nm.

2. Sterilisasi dengan cara kimia

Zat kimia yang dapat digunakan untuk sterilisasi dapat berwujud: (a) gas:

Ozon, formaldehyde, ethylene oxide gas atau (b) larutan: deterjen, yodium,

alkohol, peroksida fenol, formalin, AgNO3 dan merkuroklorid Sterilisasi dengan

cara kimia antara lain dengan disenfektan. Daya kerja antimikroba disenfektan

ditentukan oleh konsenntrasi, waktu dan suhu. Beberapa contoh desinfektan

yang digunakan antara lain : Desinfektan lingkungan misalnya :

1. Untuk permukaan meja : lisol 5%, formalin 4% dan alcohol. 2. Untuk di udara : natrium hipoklorit 1%, lisol 5% atau senyawa fenol lain 3. Desinfektan kulit atau luka : dicuci denngan air sabun, providon yodium

dan etil alkohol 70%.

Teknik aseptik merupakan suatu prosedur yang dilakukan untuk mencegah

atau mengurangi terjadinya kontaminasi (Harley & Prescott, 2002). Salah satu

teknik aseptik yang dilakukan adalah dengan melakukan pekerjaan selalu dekat

dengan api. Ketika sedang melakukan pembukaan pada cawan petri atau tabung

medium, diusahakan untuk selalu melewatkannya kepada api pada bagian dari

benda yang dibuka, sehingga kontaminasi mikroba dari udara dapat dihindari.

Desinfektan adalah suatu bahan kimia, biasanya berbentuk larutan, yang

mempunyai sifat mampu membunuh sel vegetatif mikroorganisme, tetapi tidak

membunuh endospora. Salah satu contoh desinfektan adalah hidrogen peroksida

atau H2O2. Hidrogen peroksida adalah salah satu desinfektan yang biasa

digunakan untuk mensterilkan biji-bijian. Setelah disteril dengan bahan tersebut,

biji harus disteril dengan akuades steril (Gandjar dkk., 1992).

Hidrogen peroksida dapat berperan sebagai antiseptik (3% dari larutan)

dan sanitizer. Hidrogen peroksida dapat berbahaya bagi mikroorganisme karena

aksi langsung dan tidak langsung dari oksigen. Oksigen membentuk hidroksil

radikal bebas (.OH), mirip radikal superoksida yang sangat toksik dan reaktif bagi

sel. Meskipun kebanyakan sel mikroba dapat memproduksi enzim katalase untuk

menginaktivasi metabolisme hidrogen peroksida, sel mikroba tetap tidak mampu

menetralisir hidrogen peroksida yang masuk ke sel selama disinfeksi dan

antisepsis dilakukan.

Tujuan

Praktikum ini bertujuan untuk memberikan pengetahuan dan pengalaman

tentang teknik sterilisasi dan teknik aseptik.

Alat dan bahan Alat yang digunakan dalam praktikum ini yaitu: autoklaf, oven, baker glas,

sptula, laminar air flow, hand sprayer, bunsen, dan lup inokulasi. Sedangkan

bahan yang digunakan adalah alkohol, aquades, media biakan NA atau PDA).

Metode Sterilisasi fisik Sterilisasi dengan udara panas untuk glasware

1. Bungkus alat-alat yang akan disterilisasi dengan kertas kayu. ((pipet

volume dan petridish (cawan petri). 2. Nyalakan oven, atur suhunya hingga 180° C 3. Masukkan alat ke dalam oven 4. Sterilkan selama 2 jam 5. Dinginkan sampai suhu ruang, letakkan peralatan tersebut pada almari

yang bersih. Sterilisasi kimia Sterilisasi alat inokulasi (laminar air flow, jarum ose serta kaca perata)

1. Bukalah kaca dan keluarkan semua paralatan yang ada di dalam laminar

air flow. 2. Semprotkan etanol 70% secara merata pada semua dinding bagian

dalam laminar. 3. Diamkan sekitar 5 menit, gosok dengan kapas steril pada seluruh dinding

dalam laminar hingga bersih atau dari bekas (residu) etanol yang ada

(tanpa bernafas di dalam laminar). 4. Tutup kembali sebagaian kaca (atas).

5. Masukkan (kembali) peralatan yang akan digunakan (lampu spiritus,

etanol 70%, jarum ose. Letakkan agak jauh antara lampu spiritus dengan

etanol. 6. Semprot tangan dengan etanol 70%. Gosokkan mulai dari telapak tangan

sampai pada lengan secara merata. Biarkan sampai kering (± 2-3 menit). 7. Hidupkan lampu spiritus, panaskan jarum ose sampai berpijar (ujung

sampai pangkal). Masukkan dalam etanol. Lewatkan jarum ose beberapa

kali pada nyala api sampai sebatas panjang tabung reaksi. 8. Gosok kaca perata dengan etanol pada kapas sampai sebatas yang

masuk pada pertidish. Lewatkan beberapa kali pada nyala api. 9. Matikan api dan dan tutup kaca laminar.

Tugas

Membuat laporan resmi praktikum, diserahkan paling lambat pada saat

paraktikum berikutnya. Jika tidak menyerahkan laporan resmi dianggap inhale.

BAB 8. TEKNIK DASAR MIKROBIOLOGI

Latar Belakang

Mikroba sangat terkait dengan kehidupan manusia sehari-hari, begitu

juga dalam pertanian. Peranan positif mikroba dalam pertanian diantaranya

sebagai biofertilizer dan agen bio-kontrol. Selain itu peranan negatif mikroba di

alam juga sebagai patogen penyebab penyakit pada tumbuhan. Contoh mikroba

yaitu golongan bakteri dan golongan cendawan (fungi). Oleh sebab itu perlu

diketahui teknik kultur mikroba secara in-vitro. Adapun teknik-teknik yang perlu

dikuasai adalah teknik pembuatan media, teknik isolasi mikroba (bakteri dan

cendawan), serta teknik menghitung populasi mikroba.

Teknik isolasi untuk memperoleh biakan murni ada beberapa cara

tergantung substratnya. Isolasi mikroba dari substrat cair dapat menggunakan

cara sebar (spread method) dan cara tuang (pour-plate method). Isolasi mikroba

dari substrat padat dapat menggunakan teknik sebar (spread method) dan cara

suspensi. Hal yang perlu diperhatikan pula adalah dalam memilih sumber biakan,

seperti memilih koloni yang representatif untuk diambil menjadi biakan murni.

Koloni yang berada di bagian tengah dari sampel biasanya kurang

terkontaminasi dibandingkan koloni yang berada di bagian pinggir. Selain itu,

koloni yang dipilih adalah yang benar-benar telah terpisah dengan koloni lain.

Setelah melakukan isolasi, diperlukan upaya untuk menjaga agar biakan tersebut

tetap baik, misalnya dengan disimpan di pendingin atau alat pengering.

Jika dilihat dari bentuk substratnya, mikroorganisme dapat ditemukan pada

substrat yang padat dan yang cair. Untuk memudahkan dalam mempelajarinya,

diperlukan suatu cara untuk memisahkan mikroorganisme dari substrat atau

habitatnya yang disebut isolasi mikroorganisme. Ada beberapa metode yang

dapat dipakai untuk mengisolasi mikroorganisme berdasarkan substratnya. Jika

akan melakukan isolasi mikroorganisme dari substrat cair dapat dilakukan

dengan metode sebar dan metode tuang (Gambar 5). Metode sebar dilakukan

dengan cara mengambil sejumlah kecil cairan yang mengandung campuran

mikroba dan meletakannya di medium padat, kemudian cairan diratakan pada

permukaan medium dengan menggunakan spatel bentuk L atau spatel drygalski.

Metode tuang dilakukan dengan cara mecairkan medium dan memasukkan

beberapa ose bahan cair yang akan diperiksa ke dalam medium yang telah

dicairkan tadi, kemudian medium yang sudah diinokulasi di tuang ke cawan petri

yang steril dan digoyang-goyang hingga merata. Setelah terbentuk koloni, biakan

murni dapat dibuat dengan cara mengambil beberapa ose dari koloni tersebut

dan dipindahkan ke medium steril yang lain.

Metode untuk isolasi mikroorganisme dari substrat padat dapat dilakukan

dengan cara tabur dan suspensi. Metode tabur dilakukan dengan cara

menaburkan serbuk padat yang akan diperiksa di atas permukaan medium

dalam cawan petri, kemudian diratakan dengan menggunakan spatel drygalski.

Metode suspensi dilakukan dengan cara meyuspensikan bahan padat pada

akuades dan diambil beberapa ose dari suspensi tadi untuk dimasukkan ke

medium yang telah dicairkan, kemudian medium dituang ke dalam cawan petri

steril dan dibiarkan hingga mengeras. Setelah terbentuk koloni, biakan murni

dapat dibuat dengan cara mengambil beberapa ose dari koloni yang representatif

dan dipindahkan ke medium steril yang lain.

Untuk dapat memindahkan suatu biakan atau beberapa ose koloni ke

dalam medium steril yang lain, diperlukan suatu teknik transfer biakan. Ada dua

cara metode pemindahan biakan, yaitu metode zig-zag (streak) dan metode

penempatan pada sebuah titik atau tanam (stab). Metode zig-zag biasa

digunakan untuk memindahkan biakan khamir dan bakteri. Cara

memindahkannya yaitu dengan menggoreskan ujung jarum loop yang telah

mengandung khamir/bakteri secara zig-zag di atas permukaan medium miring

mulai dari ujung bagian bawah sampai bagian atas. Metode stab digunakan

untuk memindahkan biakan kapang. Biakan kapang diambil sedikit dengan

menggunakan jarum needle atau jarum tanam tajam, kemudian jarum diletakkan

di atas permukaan medium miring kira-kira pada jarak 1/3 dari panjang

permukaan medium.

Gambar 5 Teknik isolasi mikroba

Perhitungan populasi mikroba dalam suatu sampel dapat dihitung

menggunakan teknik perhitungan jumlah koloni yang tumbuh pada media plat

count agar. Misal dalam 1 gram tanah yang telah disuspensikan dalam 10 mL

akuades dan disebar pada media sebanyak 0.1 mL (atau 100 uL) diketahui

jumlah koloni bakteri yang tumbuh sebanyak 186 koloni, maka populasi bakteri

dalam 1 gram tanah tersebut dapat dihitung dengan rumus:

= 168 / (10-1 x 10 -1)

= 168 x 102

= 1.68 x 104

= 1.7 x 104 cfu/g

Jadi, populasi bakteri pada 1 g tanah tersebut adalah 1.7 x 104 sel

Tujuan

Tujuan praktikum ini agar mahasiswa dapat mengetahui cara pembuatan

media pertumbuhan mikroba (bakteri dan cendawan), menguasai teknik isolasi

mikroba, dan cara menghitung populasi mikroba.

Alat dan Bahan

Adapun alat-alat yang digunakan dalam percobaan ini adalah hot plate

(microwave), jarum ose, cawan petri, bunsen, incubator, hand sprayer, laminar

air flow cabinet, erlenmeyer. Adapun bahan-bahan yang dipakai adalah sebagai

berikut: Alkohol (ethanol), Sampel bakteri, Medium NA, dan Medium PDA.

Metode 7. 1 Pembuatan media

Pembuatan media NA - Timbang bahan-bahan berikut: Beef extract 3 g, peptone 5 g, dan agar 15 g. - Larutkan dalam 1 liter akuades - Sterilisasi pada autoklaf

Pembuatan media PDA

- Timbang bahan-bahan berikut: kentang, D-glukosa, agar - Larutkan dalam 1 liter akuades - Sterilisasi pada autoklaf

7.2 Teknik isolasi mikroba Penyiapan media agar

- Sterilisasi tangan dengan menyemprotkan alcohol 70 % secara

menyeluruh pada telapak sampai permukaan lengan. - Sterilkan tepi cawan petri dengan melidah-apikan cawan petri secara

merata. - Sterilkan mulut Erlenmeyer dengan cara melidah-apikan pada api Bunsen. - Tuang medium (NA dan PDA) dengan cara membuka penutup cawan petri

dengan sudut 30 o dan mendekatkannya pada api Bunsen. - Tutup kembali cawan petri lalu member label pada bagian bawahnya. - Tunggu media yang telah dituang memadat.

Isolasi Mikroba a. Teknik sebar

- Sterilisasi tangan dengan alkohol 70% - Ambil 100 uL sampel air atau suspensi tanah (1 gram dalam 10 mL)

dengan menggunakan mikropipet - Buka cawan dan teteskan pada permukaan media (NA dan PDA) - Ratakan menggunakan spreader segitiga - Tutup cawan petri kemudian seal dengan sealer - Inkubasi pada suhu 28-37 oC selama 24-48 jam

b. Teknik gores kuadran - Sterilkan jarum ose dengan membakar sampai pijar pada api bunsen lalu

mencelupkan ke dalam larutan alkohol 70 % - Melidah-apikan kembali jarum ose pada api Bunsen.

- Menyentuhkan jarum ose ke atas sampel, lalu menggoreskan secara

langsung ke agar cawan - Seal tepi cawan tersebut dengan menggunakan sealer setelah itu

menyimpan ke inkubator dengan suhu 28-37 oC selama 24-48 jam.

7.3 Menghitung populasi mikroba

- Setelah inkubasi 24-48 jam, hitung jumlah koloni mikroba yang tumbuh pada

masing-masing media - Hitung jumlah populasi mikroba (bakteri atau cendawan) tiap gram atau mL

sampel

BAB 9. PENGENALAN ALAT PENGUKUR KADAR GULA (REFRAKTOMETER)

PRODUK PERTANIAN Pendahuluan

Buah berdasarkan pola pemasakannya dibedakan menjadi buah klimaterik dan non-

klimaterik. Buah non klimaterik saat dipanen dari pohon tidak mengalami proses pemasakan

lebih lanjut. Buah-buah non-klimaterik menghasilkan etilen (C2H4) dalam jumlah rendah dan

tidak merespon pemberian etilen, serta tidak menunjukkan tanda berbeda pada saat

meningkatnya laju respirasi atau produksi karbon dioksida pada saat tahap pemasakan buah.

Pada buah klimaterik, saat proses pemasakan buah etilen diproduksi lebih besar

dibandingkan buah-buah non-klimaterik. Contoh buah non-klimaterik antara lain jeruk, nenas,

anggur, strawbeery, semangka, dan cery.

Gula dan asam, bersamaan dengan sebagian kecil vitamin, fructan, protein, pigmen,

fenol, dan mineral umumnya disebut dengan padatan terlarut (solids soluble). Kandungan

padatan terlarut dan total padatan terlarut merupakan parameter paling penting yang

digunakan untuk mengindikasikan tingkat kemanisan suatu produk hortikultura. Terkadang

tidak cukup mendeteksi tingkat kematangan buah dan sayur hanya dengan perasaan,

penampakan buah, aroma, serta teksturnya saja. Oleh karena itu pengukuran kandungan

gula di dalam buah menjadi penting. Total padatan terlarut merupakan parameter kualitas

paling penting yang mengindikasikan tingkat kemanisan suatu produk hortikultura.

Total padatan terlarut dapat diukur baik menggunakan brix scale hydrometer atau

refraktometer dengan data berupa “derajat brix” yang setara dengan data berupa persentase

(%). Pada prinsipnya brix umum digunakan dalam industri sudah sejak lama, dan merupakan

representasi dari kandungan bahan kering larutan yang kandungan utamanya merupakan

sukrosa. Sebagai contoh, suatu jus yang memiliki nilai 25 brix setara dengan 25g gula per

100 g larutan. Karena padatan terlarut tidak hanya mengandung sukrosa, asumsi tersebut

tidak serta merta merupakan representasi dari kandungan gula dalam buah dan sayur.

Meskipun demikian brix sendiri secara teknis merupakan representasi kandungan gula,

karena gula (sukrosa, glukosa, dan fruktosa) dan gula alcohol (sorbitol, manitol, dan lain

sebagainya) sendiri merupakan komponen paling besar diantara padatan terlarut (sekitar

85%), sehingga satuan brix dapat dijadikan ukuran kandungan gula. Semakin tinggi nilai brix

maka tingkat kemanisan suatu buah akan semakin tinggi.

Refraktometer

Refraktometer merupakan instrument untuk mengukur indeks refraktif yang

digunakan secara luas untuk menghitung kandungan konsentrasi gula untuk tebu, buah,

sirup, selai dan sebagainya. Penggunan refraktometer sangat mudah dan hanya

membutuhkan sampel yang cukup sedikit, yaitu dengan hanya meneteskan sampel pada

main prism maka nilai persentase akan muncul. Pengukuran ini memanfaatkan prinsip indeks

bias. Semakin tinggi indek biasnya, maka semakin tinggi kandungan gulanya sehingga skala

yang tertera pada refraktrometer semakin tinggi.

Gambar 1. a) Hand refraktometer; b) skala brix untuk pengukuran kandungan gula

Bagian-bagian hand refraktometer antara lain: 1) Main prism (prisma): bagian yang

berfungsi untuk membaca skala atau indeks bias zat terlarut serta mengubah cahaya

polikromatis menjadi monkromatis. Main prism sangat sensitif terhadap goresan sehingga

perlu kehati-hatian dalam menggunakan alat ini terutama saat membersihkan sisa sampel. 2)

Daylight plate: Bagian yang berfungsi untuk melindungi main prism dari debu atau goresan,

serta mencegah sampel tidak jatuh atau tumpah. Daylight plate terbuat dari kaca, ukuran

daylight plate yang besar menghasilkan gambaran yang lebih baik. 3) Pegangan dilengkapi

dengan permukaan kasar (grip): area genggaman tangan saat memegang refraktometer dan

menjaga suhu tetap stabil. Bagian ini terbuat dari karet, sehingga tahan terhadap panas dan

mampu menjaga kestabilan suhu. 4) Knop pengatur suhu: berfungsi untuk kalibrasi alat

dengan menggunakan akuades. Cara kalibrasi adalah dengan menggunakan obeng minus

dan diletakkan pada knob pengatir skala untuk kemudian diputar sehingga rapatan jenisnya

menunjukkan angka 1000. 5) Lensa: lensa pada refraktometer berfungsi memfokuskan

cahaya serta berada pada bagian dalam pegangan. 6) Biometral skip: berfungsi sebagai

stabilisator suhu. 7) Skala: berfungsi sebagai pembacaan spesifik gravity atau kerapan jenis.

Skala berada di dalam pegangan. 8) Eyepiece: tempat untuk melihat pembacaan skala.

Tujuan

1.Diharapkan mahasiswa mampu mengetahui bagian-bagian dari alat rekfraktometer yang digunakan untuk pengukuran kandungan gula

2.Diharapkan mahasiswa mampu menggunakan refraktometer dengan baik dan benar

Alat dan Bahan

Alat yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah hand refraktometer.

Bahan yang digunakan dalam acara praktikum kali ini adalah buah jeruk, papaya,

nenas, dan melon.

Cara Kerja Refraktometer digunakan untuk pengukuran kandungan gula yang memiliki rentang 0-

18% brix dengan minimal deviasi sebesar 0.1% brix dan dengan akurasi kurang lebih 0.10%.

Tahapan prosedur untuk pengukuran brix bahan praktikum kali ini (Boshale, 2017): 1. Ekstrak jus dari buah; Pembuatan jus dapat dilakukan dengan memeras buah sampai

keluar sarinya. 2. Buka daylight plate dengan hati-hati, kemudian teteskan 2-3 tetes perasan buah pada

prism. 3. Tutup daylight plate sehingga perasan buah menyebar sepanjang permukaan prism

tanpa adanya gelembung atau bagian yang masih kering (pastikan perasan rata di

permukaan prisma). 4. Pegang hand refraktometer dengan arah datangnya cahaya (hindari cahaya matahari

secara langsung) dan lihat eyepiece. 5. Sample dapat dibaca. 6. Bandingkan hasil pengukuran antara satu bahan dengan bahan lain, kemudian

analisis dan bahas 7. Kegiatan ini dilakukan per individu mahasiswa.

BAB. 10 PENGENALAN LABORATORIUM MIKROPROPAGASI

A.Pendahuluan

Ruang lingkup dari kultur jaringan berdasar pada premis bahwa tanaman dapat dipisah

menjadi bagian organ, jaringan, atau sel yang kemudian dapat dimanipulasi secara in-vitro

untuk ditumbuhkan menjadi tanaman utuh. Keberhasilan pertama dalam teknik kultur jaringan

ditandai dengan keberhasilan Gottlieb Haberlant awal abad ke-20 saat dia melaporkan

penelitiannya mengenai kultur jaringan mesofil. Sayangnya sel yang diinokulasi Haberlant tidak

mampu membelah sehingga ide mengenai perkembangan tanaman dan totipotensi belum bisa

terbukti. Hal ini disebabkan karena zat pengatur tumbuh dibutuhkan untuk pembelahan sel,

proliferasi, dan induksi embryo tidak tersedia di dalam media. Hal tersebut dikarenakan saat itu

zat pengatur tumbuh belum ditemukan.

Setelah tahun 1950, perkembangan teknik kultur jaringan menjadi sangat pesat. Banyak

pengetahuan mengenai perkembangan tanaman diketahui saat itu, khususnya peranan dari zat

pengatur tumbuh tanaman, seperti sitoinin yang muncul melalui investigasi Skoog dan

berasosiasi dengan kebutuhan nutrisi untuk mengkaluskan tembakau. Inisiasi awal ini

mendorong penemuan sitokinin, kinetin, promotor pembelahan sel oleh Skoog dan juga Carlos

Miller.

Awal tahun 1950an prediksi awal mengenai sel somatik tanaman dapat mengarah pada

embryogenesis divalidasi oleh Stewart et al. dan Reninert. Pada awal tahun 1960an Murashige

dan Skoog berhasil membuat media (media MS) yang kemudian dipakai sampai saat ini. Pada

tahun 1960an tanaman haploid hasil kultur antera dilaporkan berhasil pada tanaman Datura,

serta mendapat perhatian besar pemulia, karena tanaman yang dihasilkan homosigot penuh

sehingga membuat teknik kultur jaringan menjadi teknik ideal untuk menghasilkan galur murni

secara cepat. Protoplast dan isolasinya mulai dikembangkan untuk dikulturkan di tahun 1960an,

sehingga hibridisasi somatik dapat dilakukan. Tidak hanya untuk pemuliaan keberhasilan

kegiatan mikropropagasi telah membuka jalan untuk teknik rekayasa genetika, hal tersebut

dikarenakan satu sel transforman mampu ditumbuhkan dalam media kultur jaringan untuk

menjadi satu tanaman utuh.

Laboratorium kultur jaringan memiliki beberapa area fungsional, baik untuk laboratorium

pendidikan maupun untuk kegiatan penelitian. Laboratorium kultur jaringan juga memiliki

beberapa elemen yang serupa dengan dapur atau elemen yang mirip dengan ruang operasi.

Terdapat area untuk handling bahan tanam untuk dikulturkan, ruang pembuatan media,

sterilisasi alat dan bahan, serta ruang untuk melakukan inokulasi yang di dalamnya berisi

laminar air flow (ruangan steril), ruang inkubasi (ruangan steril) untuk menumbuhkan sel,

jaringan, eksplan, serta area untuk membersikan alat dan bahan gelas.

Perlengkapan dan peralatan labortaorium kultur jaringan untuk kegiatan pendidikan

idealnya harus memiliki area yang cukup untuk persiapan dan pembuatan media dan ruang

untuk menyimpan bahan kimia serta peralatan gelas. Pengetahuan dasar mengenai

perlengkapan dan standar operational procedure di lab mikropropagasi tanaman menjadi

penting untuk dipelajari dan dipahami oleh mahasiswa. Hal tersebut agar kegiatan

mikropropagasi menuntut kondisi steril, sehingga pengetahuan dasar yang baik akan mencegah

terjadinya kontaminasi.

B. Tujuan

1. Mahasiswa mampu mengetahui spesifikasi bagian-bagian ruang kultur jaringan

2. Mahasiswa mampu mengetahui peralatan gelas dan peralatan pendukung dalam

kegiatan kultur jaringan

3. Mahasiswa mampu membuat larutan stock untuk keperluan pembuatan media

4. Mahasiswa mampu menjelaskan bahan-bahan sterilan dalam kegiatan mikropropagasi

C. Bagian-bagian ruangan kultur jaringan

1. Peralatan dan perlengkapan umum dalam laboratorium kultur jaringan

a. Peralatan gelas: Peralatan gelas yang umum dibutuhkan dalam kegiatan kultur

jaringan antara lain Erlenmeyer, labu ukur, beaker glass, gelas ukur, botol media,

botol selai, petridish, tube, pipet dengan berbagai ukuran. Umumnya peralatan gelas

yang digunakan adalah tipe gelas yang tahan dalam autoclave.

b. Peralatan pendukung: Rak tube, metal trays, meja dorong (untuk memindahkan

beberapa perlengkapan), aluminium foil, plastik wrap. pH meter, bunsen, hot plate,

magnetic stirrer, microwave, mikroskop, hemocytometer, autoclave, lemari

pendingin, pengocok (shaker), baki plastik.

c. Peralatan yang digunakan dalam laminar air flow antara lain botol spray, spatula,

pinset, scalpel, ujung scalpel (sekali pakai), gunting, rack untuk meletakkan

peralatan steril, tissue steril, botol steril untuk tempat alcohol atau bahan sterilan lain

2. Ruang persiapan bahan dan media

Ruangan ini harus dilengkapi dengan peralatan dan fasilitas yang menunjang untuk

kepentingan media maupun bahan yang akan dikulturkan. Pada ruangan ini tersedia ruang

untuk mencuci beberapa peralatan setelah ataupun sebelum digunakan, sehingga dibutuhkan

wastafel dengan air mengalir. Dalam area persiapan bahan tidak disarankan untuk mencuci

sisa botol atau media, terutama yang telah terkontaminasi. Sebaiknya ruangan untuk mencuci

botol yang berisi media dan media terkontaminasi berada di ruangan terpisah. Dalam ruangan

persiapan ini juga terdapat area untuk meletakkan bahan kimia (nutrisi, ZPT, bahan sterilan),

serta lemari pendingin untuk menyimpan berbagai larutan stok, meja permanen untuk peracikan

bahan, autoclave, serta rak-rak untuk penyimpanan peralatan gelas.

3. Ruang Inokulasi

Ruangan ini harus dalam keadaan steril, sehingga segala bentuk alas kaki harus dilepas

dalam ruangan ini. Di dalam ruangan berisi rak dorong untuk mempermudah pemindahan alat

dan bahan, serta laminar air flow cabinet tempat dilakukannya berbagai kegiatan (steriliasisi,

pembilasan, penuangan media (khusus media dalam petridish), seleksi bahan, inokulasi atau

kegiatan sub kultur berlangsung. Kegiatan dalam laminar air flow, sebelum dan sesudah

pengerjaan dilakukan sterilisasi menggunakan alcohol 70% serta menghidupkan lampu UV

sebelum dan setelah kegiatan selesai. Blower dan lampu harus dalam keaadaan menyala saat

melakukan kegiatan inokulasi. Selesai digunakan ruangan harus kembali dalam keadaan

bersih, lantai dibersihkan menggunakan pembersih beranti septic.

4. Ruang Inkubasi

Ruang inkubasi merupakan ruangan tempat meletakkan (menumbuhkan) berbagai

macam eksplan yang sebelumnya telah diinokulasi di dalam laminar air flow. Ruangan ini harus

terkontrol baik suhu maupun pencahayaannya. Pada kondisi induksi kalus, umumnya

dibutuhkan kondisi gelap, sedangkan untuk regenerasi dan perakaran membutuhkan kondisi

terang sehingga dibutuhkan minimal dua ruang inkubasi. Jika terdapat keterbatasan ruangan

yang tersedia, penggunaan kain hitam sebagai penutup untuk memberikan kondisi gelap pada

ekplan dapat dilakukan. Ruangan ini juga harus dalam keadaan steril sehingga perawatan

secara regular ataupun setelah diakses harus segera dibersihan. Ruangan ini berisi rak-rak besi

dengan dasar berupa kaca untuk memudahkan dalam membersikan debu dan dalam proses

sterilisasi. Khusus untuk kultur sel (dengan media cair), di ruangan inkubasi terdapat mesin

pengocok (shaker) untuk aerasi botol kultur yang berisi sel-sel yang ditumbuhkan.

D. Tipe media dan pembuatan larutan stok

Jenis media yang digunakan dalam kegiatan kultur jaringan sangat spesifik bergantung

spesies yang dikulturkan. Beberapa spesies sangat sensitif terhadap garam organic yang terlalu

tinggi atau membutuhkan zat pengatur tumbuh yang berbeda. Pengembangan formulasi media

dilakukan berdasarkan berbagai tahapan percobaan sehingga diperoleh media yang sesuai.

Gambar 1. menunjukkan beberapa media yang umum digunakan untuk kegiatan kultur jaringan,

di mana media MS merupakan media paling umum digunakan sebagai media dasar.

Untuk mempermudah dan mempercepat kegiatan pembuatan media, pembuatan larutan

stok dianjurkan. Beberapa bahan seperti zat pengatur tumbuh atau vitamin dibutuhkan dalam

rentang konsntrasi yang kecil sehingga menyulitkan dalam penimbangan. Untuk garam mineral

dapat dibuat larutan 10 sampai 1000 kali kebutuhan masing-masing media. Garam mineral juga

terkadang dibuat menjadi stok makro dan stok mikro.

Gambar 1. Beberapa media yang sering digunakan dalam kultur jaringan

Langkah-langkah pembuatan larutan stok adalah sebagai berikut:

Untuk membuat larutan stok nicotinic acid, lihat kebutuhan untuk satu liter media. Misal

pada media MS dibutuhkan 0.5 mg nicotinic acid. Asumsikan kita akan melarutkan 0.5

mg nicotinic acid ke dalam tiap 1 ml aquadest. Untuk membuat larutan stock 100 kali,

maka timbang 50 mg larutkan ke dalam 100 ml aquadest. Setiap kali membuat 1 liter

media MS maka cukup mengambil 1 ml dari larutan stok yang dibuat

Untuk larutan stok ZPT (misal stok IBA), jika dibutuhkan 1 mg/L media untuk perakaran,

dan stok yang dibuat harus mengandung 1 mg/L untuk setiap 1 ml larutan. Maka

timbang 100 mg IBA dan dilarutkan ke dalam 100 ml larutan stok. IBA sangat sulit untuk

larut dalam air, sehingga membutuhkan sejumlah kecil etanol 95%, propanol, atau 1 N

KOH. Banyak zat pengatur tumbuh yang sulit larut dalam air, seperti IAA, IBAM NAA,

2,4-D, BA, 2-iP, dan zeatin dapat dilarutkan menggunakan sedikit alcohol 95%, 100%

propanol, atau 1 N KOH. 1 N KOH merupakan pelarut terbaik untuk kinetin dan ABA,

khusus untuk thidiazuron tidak dapat dilarutkan dalam alcohol ataupun larutan basa

tetapi harus menggunakan dimethylsulfoxide. Semakin sedikit larutan pelarut yang

digunakan, toksisitasnya semakin rendah karena hanya digunakan 1 ml stock per ml

media.

Untuk membuat larutan stok IBA namun dengan konsentrasi 5µM per liter media. Cara

pertama adalah lihat bobot molekul IBA (BM IBA adalah 20.3). Menggunakan cara

sebelumnya, jika kita ingin membuat larutan stok berisi 5 µmol dalam 100 ml stok, maka

dibutuhkan 500 µmol atau 0.5 µmol (mM). Jika 1 mol adalah 203.2 g, 1 mmol adalah

203.2 mg, maka….0.5 mmol IBA x 203.2 mg/1 mmol = 101.6 mg IBA yang dibutuhkan.

E. Sterilisasi media dan peralatan

Prinsip dasar kultur jaringan adalah bekerja dalam lingkungan aseptic, sehingga harus

dipastikan ruangan ataupun peralatan yang digunmak dalam keadaan steril. Semua peralatan

dicuci bersih, kemudian dibungkus dengan aluminium foil untuk kemudian di sterilisasi dalam

autoclave. Media untuk botol selai atau dalam tube (untuk perakaran) dapat secara langsung

dibagi per-botol/tube sebelum di sterilisasi, sedangkan media untuk petridish dibagi setelah

disterilisasi dan dilakukan di dalam LAF.

F. Sterilisasi Eksplan

Kegiatan sterilisasi eksplan dapat menggunakan berbagai macam bahan, bahan sterilan

yang umum digunakan adalah 1% sodium hypochlorite (Bayclin dengan kandungan 5%

hypochlorite), alcohol 70%, 10% hydrogen peoksida. Permasalahan kontaminasi, terutama

dengan sumber eksplan berasal dari lapang umumnya lebih sering terjadi sehingga

membutuhkan rentang konsentrasi dan lama paparan yang berbeda-beda. Konsentrasi bahan

sterilan yang semakin tinggi akan membuat waktu paparannya semakin singkat. Hal ini

dikarenakan jaringan tanaman (terutama bagian jaringan muda) rentan mengalami kerusakan

atau keracunan. Sehingga dibutuhkan studi awal konsentrasi dan lama perendaman bahan

sterilan terhadap keberhasilan sterilisasi.

BAB 11. TEKNIK PENGUKURAN KANDUNGAN KLOROFIL MENGGUNAKAN METODE DESTRUKTIF DAN NON-DESTRUKTIF (SPAD DAN SPERTROFOTOMETER)

Pendahuluan

Selama fotosintesis, antena pigmen dalam kloroplas daun akan menyerap cahaya

matahari, dan melalui transfer resonansi menghasilkan eksitasi yang diarahkan pada reaksi

pigmen bagian tengah, kemudian melepas electron untuk menginisasi proses fitokimia.

Molekul klorofil (klorofil a dan klorofil b) yang dibutuhkan untuk transformasi energi matahari

menjadi ikatan kimia. Dalam perspektif praktis, kandungan klorofil merupakan parameter

paling penting untuk peneliti (fisiologis, ekofisiologis, dan biologis), manajer kebun, dan

petani. Besaran radiasi sinar matahari yang diserap oleh daun sebagian besar merupakan

peranan dari pigmen fotosintesis dalam daun. Reduksi konsentrasi klorofil bisa saja

membatasi proses fotosintesis dan menyebabkan penurunan hasil.

Konsentrasi klorofil daun merupakan parameter penting yang secara berkala

digunakan sebagai indikator perkembangan kloroplast, kapasitas fotosintesis, kandungan

nitrogen daun, atau kesehatan tanaman. Kandungan nitrogen juga berasosiasi dengan

klorofil, sehingga pengukuran kandungan nitrogen secara tidak langsung juga dapat

dilakukan. Kandungan klorofil juga terkait dengan stress fisiologi dan faktor abiotik seperti

cahaya dan ketersediaan air. Kuantifikasi klorofil mampu menghasilkan informasi penting

terkait dengan hubungan antara tanaman dan lingkugannya.

Terdapat beberapa metode untuk mengukur jumlah klorofil dalam daun. Secara

umum metode tersebut dibagi menjadi dua yaitu metode destructif dan non-destructif. Dalam

kegiatan laboratorium, penentuan kandungan klorofil ditentukan secara fotometerrik yang

diikuti dengan ekstraksi pigmen menggunakan pelarut an organic seperti aseton atau

dimethyl formamida. Metode tersebut dikategorikan sebagai metode destructive. Metode

destruktif membutuhkan ekstraksi dari pelarut tertentu, kemudian diikuti dengan pengukuran

menggunakan alat spektrofotometer.

Berdasarkan absorbansi larutan klorofil. Penggunaan teknik non-destruktif dapat dilakukan menggunakan SPAD.

Metode pengukuran Klorofil non-destruktif

Pengukuran kandungan klorofil secara non-destruktif dapat menggunakan SPAD

meter. SPAD meter dapat digunakan sebagai metode alternatif untuk pengukuran klorofil

relatif. Penggunaan alat ini relatif lebih murah, mudah digunakan, bekerja berdasarkan dua

lampu diode dan reseptor berupa photodiode silicon yang mengukur panjang transmisi

cahaya merah (650 nm; referensi panjang gelombang untuk pengaturan perbedaan non

spesifik antar sampel) daerah dari spectrum electromagnetik. Penggunaan alat ini telah

digunakan secara ekstensif baik untuk kegiatan penelitian maupun dalam dunia pertanian,

serta terdapat banyak literature ilmiah yang mendeskripsikan penggunaannya.

Gambar 1. Bagian-bagian SPAD-502

Nilai transmitansi kemudian yang digunakan alat ini untuk mengeluarkan nilai relatif

dari SPAD (0.0-50.0). Dalam rangka untuk mengkonversi nilai relatif SPAD meter ke dalam

unit konsentrasi klorofil absolute, maka dibutuhkan curva kalibrasi. Pada praktikum kali ini

dilakukan pengukuran SPAD KWF.

Metode pengukuran Klorofil destruktif

Spektrofotomer merupakan salah satu alat yang digunakan untuk

mengkuantifikasi kandungan klorofil tanaman. Jika menggunakan SPAD maka nilai yang

muncul adalah nilai relatif yang tidak menampilkan data kuantifikasi, maka untuk

mengkuantifikasinya dilakukan menggunakan alat ini. Metode ini merupakan metode

destruktif, serta membutuhkan penangan lab yang baik.

Spektrofotometer sendiri merupakan alat yang digunakan untuk mengukur

absorbansi dengan cara melewatkan cahaya panjang gelombang tertentu pada suatu

objek kaca atau kuvet. Sebagian cahaya akan diserap sedangkan sebagian lain kaan

diteruskan, Nilai absorbansi dari cahaya yang diserap akan sebanding dengan

konsentrasi dalam larutan. Karena prinsip tersebut maka konsentrasi klorofil dalam daun

dapat diduga. Alat dan Bahan

Daun tanaman yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah daun tanaman

cabai (Capsicum annum dan Capsicum Frustescens), dimethyl formamida/aseton. Alat

yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah SPAD KWF, spektofotometer. Cara Kerja Metode non-destruktif (SPAD Meter) (Konika Minolta 2013)

1. Pilih daun yang akan dijadikan sampel percobaan

2. Hidupkan alat dengan memutar bagian power

3. Masukkan daun pada bagian heading measure

4. Tutup bagian heading measure

5. Nilai relatif setiap sampel daun akan muncul di layar

6. Tekan tombol average button untuk merata-rata nilai relatif dari sampel

7. Bandingkan nilai relatif antara C. annum dan C. frustescens, serta lakukan

Pembahasan

1. Potong daun tanaman sampel menjadi bulat dengan diameter 0.5 cm

2. Timbang berat masing-masing daun (agar data hanya dipengaruhi luasan

area tidak karena perbedaan bobot daun

3. Esktrak daun menggunakan pelarut

4. hitung nilai absorbansi masing-masing ekstrak yang dibuat.

5. Bahas hasil pengerjaan saudara

BAB 12 . PENGUKURAN PH TANAH

Pendahuluan Tanah memiliki peran penting dalam budidaya karena merupakan media bagi pertumbuhan dan produksi tanaman, untuk memenuhi kebutuhan tanaman maka tanah harus mampu memenuhi kebutuhan unsur hara tanaman. Salah satu indikator kesuburan tanah adalah kemampuan tanaman menyerap dan menyediakan unsur hara. Faktor penting yang mempengaruhi penyerapan unsur hara adalah derajad keasaman tanah atau pH tanah. Ada beberapa alat yang dapat digunakan untuk mengukur pH salah satunya pH meter untuk mengukur pH berbagai zat, pH tancap untuk mengukur pH tanah dan indikator universal.

pH meter adalah alat elektronik yang digunakan untuk mengukur pH (keasaman atau alkalinitas) dari cairan (meskipun probe khusus terkadang digunakan untuk mengukur pH zat semi-padat). Sebuah pH meter khas terdiri dari probe pengukuran khusus atau elektroda yang terhubung ke meteran elektronik yang mengukur dan menampilkan pembacaan pH. Probe atau Elektroda merupakan bagian penting dari pH meter, Elektroda adalah batang seperti struktur biasanya terbuat dari kaca. Pada bagian bawah elektroda ada bohlam, bohlam merupakan bagian sensitif dari probe yang berisi sensor. Jangan pernah menyentuh bola dengan tangan dan bersihkan dengan bantuan kertas tisu dengan tangan sangat lembut. Untuk mengukur pH larutan, probe dicelupkan ke dalam larutan. Probe dipasang di lengan dikenal sebagai probe lengan.

PH meter ini tidak boleh digunakan untuk mengukur cairan seperti air panas melebihi suhu kamar karena pengukuran menjadi tidak presisi, air es / air dingin dibawah suhu kamar karena pengukuran menjadi tidak presisi dan jenis air / cairan lainnya yg tidak masuk dalam range pengukuran dari spesifikasi alat ini Tujuan Setelah mengikuti praktikum ini praktikan diharapkan mampu melakukan pengukuran pH dengan alat pengukur pH yang tersedia Bahan dan Alat : Tanah, aquades, botol film, pH meter, pH tancap, botol semprot, botol film, beaker glass Prosedur Kerja Pengukuran pH dengan pH meter

1. Siapkan tanah kering angin sebanyak 5 g (ditimbang dengan timbangan digital).

2. Masukkan kelima contoh kedalam botol film yang telah disediakan.

3. Tambahkan 12,5 ml air suling (pH 7) kedalam vial. 4. Kocok tanah selama 5 menit. 5. Bilas elektroda pH meter yang tersedia dengan aquades lalu keringkan.

6. Masukkan kedalam suspensi tanah yang ada didalam botol film

7. Lakukan pembacaan pH meter, ulangi prosedur ini sebanyak 5 kali. 8. Bersihkan elektroda lalu keringkan dengan tisu Pengukuran pH dengan pH tancap

1. Basahi permukaan tanah dengan tetesan air agar lembab

3. Tancapkan pH tancap pada permukaan tanah yang lembab

4. Baca jarum penunjuk pada PH stik yang menunjukkan besarnya pH tanah

tersebut lakukan pengamatan pada 5 titik yang berbeda pada suatu areal

penanaman Pengukuran pH dengan pH universal 1. Siapkan tanah kering udara sebanyak 5 g (ditimbang dengan timbangan digital). 2. Masukkan kelima contoh kedalam botol film yang telah disediakan.

3. Tambahkan 12,5 ml air suling (pH 7) kedalam vial. 4. Kocok tanah selama 5 menit. 5. Celupkan indikator universal (jangan melebihi tanda). 6. Cocokkan warna yang dihasilkan dengan kemasan indikator universal untuk mengetahui

pHnya

FORMAT LAPORAN

Format laporan resmi terdiri atas: 1. Sampul (memuat judul acara praktikum, nama dan kelompok), hari & tanggal

praktikum) 2. Pendahuluan singkat 3. Tujuan praktikum 4. Prosedur pelaksanaan 5. Hasil praktikum dan pembahasan 6. Referensi (minimal 3 sumber primer/jurnal)

PRAKTIKUM TEKNIK DASAR LABORATORIUM

JUDUL PRAKTIKUM Hari, Tanggal praktikum

Disusun oleh: Nama praktikan

NIM

Kelompok XX Nama anggota 1 Nama anggota 2

Asisten praktikum: Asisten 1 Asisten 2

PROGRAM STUDI AGROTEKNOLOGI FAKULTAS PERTANIAN

UNIVERSITAS TRUNOJOYO MADURA BANGKALAN

2017

DAFTAR PUSTAKA

Benson, H.J. 2002. Microbiological applications: Laboratory manual in general

microbiology, 8th ed. New York (US): McGraw Hill Company.

Budiyanto, A.K. 2002. Mikrobiologi Terapan. Malang (ID): Universitas

Muhammadiyah Malang.

Campbell, N. A. & Reece, J. B. 2008. Biology, 8th ed. San Francisco (US): Pearson Benjamin Cummings.

Chairlan, & Lestari E. Pedoman Teknik Dasar untuk Laboratorium Kesehatan. Mahode AA (editor). Jakarta (ID): Penerbit Buku Kedokteran.

Harley, J.P. & Prescott, L.M. 2002. Laboratory Exercises in Microbiology. 5th ed. New York (US): The McGraw-Hill Companies.

IUPAC. 1997. Compendium of Chemical Terminology, 2nd ed. (the "Gold Book"). Online corrected version: (2006–).

Katoch R. 2011. Analytical Techniques in Biochemistry and Molekuler Biology. New York (US): Springer.

Madigan M.T, Martinko J.M, Parker J, & Brock T.D. 2000. Brock Biology of

Microorganisms, 9th ed. New Yersey (US): Prentice Hall International Inc. Tillett, W.S., Goebel, W.F. & Avery, O.T. 1930. Chemical and immunological

properties of a species-specific carbohydrate of pneumococci. The Journal

of Experimental Medicine 52: 895-900.

Tiwari R.P, Hoondal G.S, & Tewari R. 2009. Laboratory Technique in

Microbiology and Biotechnology. Abhisek Publication