kata pengantar · web viewinput bahan organik ini semakin bertambah seiring dengan aktivitas...

BUKU PANDUAN PRAKTIKANMANAJEMEN KUALITAS AIR BUDIDAYA IKAN

NAMA : NIM : KELOMPOK : ASISTEN :

FAKULTAS PERIKANAN DAN ILMU KELAUTANUNIVERSITAS BRAWIJAYA

MALANG2021

Tim Asisten Manajemen Kualitas Air Budidaya Ikan

ii

KATA PENGANTAR

Atas rahmat dan hidayah-Nya akhirnya penulis dapat menyelesaikan

penyusunan buku panduan praktikum Manajemen Kualitas Air Budidaya Ikan.

Buku panduan praktikan ini berisi materi praktikum yang dapat dijadikan sebagai

pengetahuan bagi praktikan terkait cakupan materi praktikum.

Penulis menyadari bahwa buku ini ada dengan dukungan banyak pihak.

Dosen-dosen mata kuliah Manajemen Kualitas Air Budidaya Ikan. atas

bimbingannya selama ini. Team Asisten yang telah memberikan semangat,

inspirasi dan informasi serta kerjasamanya selama ini

Semoga nantinya praktikum Manajemen Kualitas Air Budidaya Ikan ini

dapat membawa banyak manfaat bagi yang mengikutinya dalam kehidupan di

dunia dan akhirat.

Malang, Februari 2021

Tim Asisten


iii

DAFTAR ISI

KATA PENGANTAR..............................................................................................iiDAFTAR ISI..........................................................................................................iii1. PENDAHULUAN................................................................................................1

1.1 Latar Belakang.........................................................................................11.2 Maksud dan Tujuan.................................................................................21.3 Waktu dan Tempat...................................................................................3

2. TINJAUAN PUSTAKA.......................................................................................42.1 Biologi Ikan Nila (Orechromis niloticus)...................................................4

2.1.1 Klasifikasi dan Morfologi Ikan Nila..................................................42.1.2 Persebaran dan Habitat Ikan Nila...................................................5

2.2 Filter.........................................................................................................62.2.1 Filter Fisika.....................................................................................62.2.2 Filter Kimia......................................................................................72.2.3 Filter Biologi....................................................................................8

2.3 Akuaponik................................................................................................92.4 Bioremediasi..........................................................................................102.5 Fitoremediasi.........................................................................................112. 6 Parameter Kualitas Air...........................................................................12

2.6.1 Suhu.............................................................................................122.6.2 Dissolved Oxygen (DO)................................................................122.6.3 Potential of Hydrogen (pH)...........................................................132.6.4 Amonia (NH3)................................................................................142.6.5 Nitrat (NO3

-)..................................................................................142.6.6 Fosfat (PO4)..................................................................................15

2.7 Food Convertion Ratio (FCR)................................................................162.8 Survival Rate (SR).................................................................................172.9 Growth Rate (GR)..................................................................................182.10 Total Plate Count (TPC).........................................................................192.11 Rancangan Percobaan (Rancob)..........................................................20

3. METODOLOGI.................................................................................................233.1. Alat dan Fungsinya................................................................................23

3.1.1 Setting Akuarium..........................................................................233.1.2 Suhu.............................................................................................233.1.3 Dissolved Oxygen (DO)................................................................243.1.4 Potential Hydrogen (pH)...............................................................243.1.5 Ammonia (NH3).............................................................................243.1.6 Nitrat (NO3)...................................................................................243.1.7 Fosfat (PO4)..................................................................................253.1.8 Pembuatan Na-Fis........................................................................253.1.9 Pembuatan Media PCA................................................................253.1.10 Sterilisasi....................................................................................263.1.11 Pengenceran..............................................................................263.1.12 Penanaman................................................................................273.1.13 Total Plate Count (TPC).............................................................27

3.2. Bahan dan Fungsinya............................................................................273.2.1 Setting Akuarium..........................................................................27


iv

3.2.2 Suhu.............................................................................................283.2.3 Dissolved oxygen (DO).................................................................283.2.4 Potential Hydrogen (pH)...............................................................283.2.5 Amonia (NH3)................................................................................293.2.6 Nitrat (NO3)...................................................................................293.2.7 Fosfat (PO4)..................................................................................293.2.8 Pembuatan Na-Fis........................................................................303.2.9 Pembuatan Media PCA................................................................303.2.10 Sterilisasi....................................................................................303.2.11 Pengenceran..............................................................................313.2.12 Penanaman................................................................................313.2.13 Total Plate Count (TPC).............................................................32

3.3 Skema Kerja..........................................................................................323.3.1 Setting Akuarium..........................................................................323.3.2 Suhu.............................................................................................323.3.4 Potential of Hydrogen (pH)...........................................................333.3.5 Amonia (NH3)................................................................................333.3.6 Nitrat (NO3)...................................................................................343.3.7 Fosfat (PO4)..................................................................................343.3.8 Pembuatan Na-Fis........................................................................353.3.9 Pembuatan Media PCA................................................................353.3.10 Sterilisasi....................................................................................363.3.11 Pengenceran..............................................................................363.3.12 Penanaman................................................................................373.3.13 Total Plate Count (TPC).............................................................37

DAFTAR PUSTAKA............................................................................................43


1

1. PENDAHULUAN

1.1 Latar Belakang

Air merupakan salah satu komponen abiotik yang erat dalam usaha

budidaya perikanan. Pengelolaan kualitas perairan merupakan salah satu

langkah yang sangat penting dalam menunjang keberhasilan usaha budidaya.

Air sebagai media hidup organisme akuatik harus memenuhi persyaratan secara

kualitas. Menurut Ghufran dan Kordi (2010), air merupakan media internal dan

eksternal bagi ikan. Fungsi air sebagai media internal bagi ikan dapat dilihat dari

manfaat air bagi ikan sebagai media ikan untuk dapat melakukan reaksi pada

tubuhnya, pengangkut bahan makanan, dan pengangkut sisa metabolisme yang

akan dikeluarkan dari tubuh. Sedangkan fungsi air sebagai media eksternal

adalah sebagai media hidup dari ikan.

Kualitas air sangat dipengaruhi oleh mutu air sumber, kondisi dasar

media pemeliharaan, manajemen pakan, padat tebar, plankton, sirkulasi air,

keadaan pasang surut dan cuaca. Intensifikasi budidaya perikaan melalui

penggunaan padat penebaran dan laju pemberian pakan yang tinggi dapat

menimbulkan masalah kualitas air yang berat. Sisa pakan, kotoran organisme

budidaya dan plankton yang mati serta material organik berupa padatan

tersuspensi maupun terlarut yang terangkut melalui pemasukan sumber air

(inflow water) merupakan sumber bahan organik pada media pemeliharaan.

Input bahan organik ini semakin bertambah seiring dengan aktivitas budidaya

karena kebutuhan pakan organisme akuatik mengikuti pertumbuhan

biomassanya (Boyd,1990).

Pakan yang tidak termakan dan feses akan terdekomposisi oleh bakteri

yang diikuti dengan pelepasan ammonia yang kemudian terakumulasi dalam air

bersama dengan hasil ekskresi ikan. Melalui peranan bakteri nitrifikasi dan


2

denitrifikasi yang terdapat dalam air dan sedimen, TAN dalam air kemudian

dapat ditransformasi menjadi nitrit, nitrat dan gas nitrogen. Dalam proses

nitrifikasi amonia dalam air akan dirombak oleh bakteri Nitrosomonas menjadi

nitrit. Nitrit kemudian diubah menjadi nitrat dengan bantuan bakteri Nitrobacter.

Amonia di perairan terdapat dalam dua bentuk aitu amonia yang terionisasi

(NH4+) dan yang tidak terionisasi (NH3) (Kartamihardia dan Hamabli, 2017).

Menurut Dwitasari, et al. (2017), senyawa organik seperti amonia

merupakan senyawa toxic pada kadar tertentu pada perairan. Amonia di perairan

bersumber dari sisa metabolisme dari ikan dan sisa pakan. Amonia dapat

dipecah menjadi nitrit dan nitrat. Kadar optimal amonia di perairan yaitu berkisar

antara < 0,1 ppm. Oleh sebab itu guna menjaga kualitas air tetap layak dalam

usaha budiaya perairan perlu dilakukannya kontrol jumlah senyawa kimia salah

satunya dengan cara filtrasi.

Pengelolaan kualitas perairan merupakan salah satu langkah yang sangat

penting dalam menunjang keberhasilan usaha budidaya. Kualitas air sangat

dipengaruhi oleh mutu air sumber, dan manajemen pakan. Intensifikasi budidaya

perikaan melalui penggunaan padat penebaran dan laju pemberian pakan yang

tinggi dapat menimbulkan masalah kualitas air yang berat. Pakan yang tidak

termakan dan feses akan terdekomposisi oleh bakteri yang diikuti dengan

pelepasan amonia yang kemudian terakumulasi dalam air bersama dengan hasil

ekskresi ikan.

1.2 Maksud dan Tujuan

Maksud dari diadakannya praktikum manajemen kualitas air budidaya

ikan adalah praktikan dapat mengetahui cara pengelolaan kualitas air yang baik

untuk budidaya ikan dengan sistem filter, baik filter fisika, kimia maupun biologi.


3

Tujuan dari diadakannya praktikum Manajemen kualitas air budidaya ikan

adalah praktikan dapat mengaplikasikan sistem filter dalam mengolah sumber

perairan agar layak digunakan dalam sistem budidaya.

1.3 Waktu dan Tempat

Praktikum Manajemen Kualitas Air Budidaya Ikan diadakan pada tanggal

6-7 Maret 2021, bertempat di tempat praktikan bertempat tinggal yang dilakukan

dengan mekanisme daring.


4

2. TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Biologi Ikan Nila (Orechromis niloticus)

2.1.1 Klasifikasi dan Morfologi Ikan Nila (Oreochromis niloticus)

Gambar 1. Ikan Nila (Oreochromis niloticus) (Arifin, 2016).

Ikan Nila secara taksonomi menurut Arifin (2016), dapat diklasifikasikan

sebagai berikut:

Filum : Chordata

Kelas : Pisces

Sub Klas : Teleostei

Ordo : Percomorphi

Sub Ordo : Percoidea

Famili : Cichlidae

Genus : Oreochromis

Species : Oreochromis niloticus.

Menurut Arifin (2016), secara umum karakteristik ikan nila yaitu bentuk

tubuh agak memanjang dan pipih. Memiliki garis vertical berwarna gelap

sebanyak 6 buah pada sirip ekor, pada bagian tubuh memiliki garis vertikal yang

berjumlah 10 buah dan pada ekor terdapat 8 buah garis melintang yang

ujungnya berwarna hijau kebiru-biruan. Letak mulut terminal, posisi sirip perut

terhadap sirip dada adalah thoric, sedangkan linea lateralis terputus menjadi dua

bagian. Letak linea lateralis memanjang diatas sirip dada. Jumlah sisik pada


5

garis rusuk berjumlah 34 buah. Ikan nila memiliki 17 jari-jari keras pada sirip

punggung, pada sirip perut terdapat 6 buah jari-jari lemah, sirip dada 15 jari-jari

lemah, sirip dubur 3 jari-jari keras dan 10 jari-jari lemah dan bentuk ekornya

berpinggiran tegak.

Menurut Mujalifah, et al. (2018), morfologi dari ikan nila adalah mata dan

retina berwarna hitam dan bulat menonjol. Operkulum umumnya memiliki warna

putih kehijauan. Sirip yang terletak pada bagian punggung memiliki tekstur yang

keras dan terdapat garis berwarna hitam keabu-abuan. Sirip dada cenderung

memiliki warna yang terang dan sirip anus memiliki tekstur keras serta berwarna

hitam. Posisi mulut ikan nila adalah terminal, sedangkan warna tubuh umumnya

abu-abu kehitaman, pada punggung ikan nila umumnya terdapat garis-garis

miring.

2.1.2 Persebaran dan Habitat Ikan Nila

Menurut Rukmana (1997), pada mulanya ikan nila berasal dari perairan

tawar di Afrika. Beberapa literatur mengatakan bahwa ikan nila berasal dari

sungai Nil di Uganda. Sumber lain mengatakan jika ikan nila terdapat di Afrika

bagian Tengah dan Barat, antara lain di negara Chad dan Nigeria. Di kawasan

Asia, daerah penyebaran ikan nila pada mulanya terpusat di beberapa negara

seperti Filipina dan Cina. Perkembangan selanjutnya, ikan nila meluas

dibudidayakan di berbagai negara antara lain Taiwan, Thailand, Vietnam,

Bangladesh, dan Indonesia.

Menurut Mujalifah, et al. (2018), habitat ikan nila adalah air tawar, seperti

sungai, danau, waduk dan rawa-rawa. Tetapi karena toleransi ikan nila tersebut

sangat luas terhadap salinitas (eurysshaline) sehingga dapat pula hidup dengan

baik di air payau dan air laut. Salinitas yang cocok untuk nila adalah 0-35 ppt

(part per thousand). Pertumbuhan ikan nila secara optimal pada saat salinitas 0-

30 ppt. Nila dapat hidup pada salinitas 31-35 ppt, tetapi pertumbuhannya lambat.


6

Setiap oragnisme pada saat beraktivitas masing-masing melakukan adaptasi

untuk dapat tetap bertahan hidup dalam lingkungannya. Bentuk adaptasi yang

dilakukan organisme pun berbeda. Adaptasi ikan air tawar dapat dilihat secara

morfologi dan secara fisiologi.

2.2 Filter

Menurut Norjanna, et al. (2015), filter adalah alat yang digunakan untuk

menyaring air dengan tujuan memperbaiki kualitas air supaya bisa digunakan

kembali. Filter diharapkan mampu menjaga kualitas air supaya tetap terjaga

dengan baik. Filter dapat melakukan fungsinya dengan tiga cara yaitu menyerap,

berikatan, dan pertukaran ion. Filter yang dapat digunakan contohnya seperti

zeolit, arang dan pecahan karang. Filter berfungsi untuk menyaring kotoran, baik

secara biologi, kimia, maupun fisika. Sistem filtrasi yang biasa digunakan terdiri

dari filter mekanik, kimia, biologi, dan pecahan karang (gravel).

2.2.1 Filter Fisika

Menurut Sutarjo dan Samsundari (2018). penggunaan filter berguna

sebagai filterisasi untuk pengelolaan air dalam kegiatan budidaya. Perairan

budidaya yang menggunakan media filter memiliki sistem resirkulasi agar kualitas

tetap terjaga. Upaya yang dilakukan untuk perbaikan kualitas air adalah dengan

mengoptimalkan fungsi filter fisik. Filter fisik dapat menggunakan zeolite, karbon

aktif dan filter pasir. Filter ini berfungsi untuk menguraikan unsur amoniak, nitrat

dan fosfat.

Menurut Apriadi, et al. (2017), sistem resirkulasi budidaya atau

recirculation aquaculture sistem merupakan upaya dalam mengatasi penurunan

daya dengan pemeliharaan. Prinsip resirkulasi yaitu memperbaiki kualitas air.

Beberapa cara untuk memperbaiki kualitas air seperti menurunkan konsentrasi

amonia, menyaring partikel-partikel yang menghambat kutivan dan mengontrol


7

perkembangan penyakit. Filter merupakan alat penyaring untuk memperbaiki

kualitas air agar dapat digunakan kembali. Filter fisik termasuk ke dalam filter

yang bekerja dengan cara melewatkan air melalui suatu substrat untuk

memisahkan partikel-partikel tersuspensi dari air, contohnya spons.

Gambar 2. Filter fisika spons (Apriadi, et al., 2017).

Gambar 3. Filter fisika dakron (Anggita dan Astuti, 2018)

2.2.2 Filter Kimia

Menurut Kuncoro (2004), filter secara kimia atau chemical filter

merupakan filter yang bekerja dengan cara mengubah polutan dalam air menjadi

zat yang tidak membahayakan kualitas dan kuantitas air. Proses kimia yang

terjadi di dalam air, biasanya akan terbentuk zat antara/zat intermediet sebagai

akibat reaksi kimia yang terjadi. Reaksi kimia ini biasanya juga bersifat

merugikan dalam air. Adanya filter kimia, maka zat antara ini akan diubah

sehingga reaksi yang merugikan organisme tidak terjadi. Adapun beberapa


8

bahan yang digunakan antara lain adalah fosfat, copper, amonia, polutan, amin,

asam urea, taninns, fenol, asam humik dan kandungan organik volatil.

Gambar 4. Filter kimia zeolit (Pratomo, et al., 2018).

Menurut Kuncoro (2008), filter kimia adalah filter yang digunakan untuk

menyerap materi-materi beracun akibat proses biologis maupun pemberian

materi kimia ke dalam air. Proses penyerapan ini dilakukan oleh bahan atau

materi berupa karbon aktif dan zeolit. Filter ini menyerap berbagai bahan

berbahaya. Bahan tersebut diantaranya adalah amonia, besi, klor dan tembaga.

Filter ini juga menyerap berbagai macam bahan lain yang berbahaya bagi

kesehatan ikan.

2.2.3 Filter Biologi

Menurut Kuncoro (2004), sistem filter biologi atau biofilter merupakan

sistem yang digunakan dengan tujuan memecah amonia menjadi nitrit dan nitrat

melalui aktivitas bakteri. Dalam biofilter ini, semua bakteri memerlukan oksigen

yang tinggi. Pada filter biologi terjadi proses nitrifikasi yang menyebabkan

terjadinya perubahan dari ammonium menjadi nitrat dengan bantuan bakteri

Nitrosomonas dan Nitrobacter. Filter tipe ini biasanya tercelup dalam air. Artinya

semua bahan filter dan permukaan pertumbuhan bakteri berada di bawah

permukaan air.

Menurut Iskandar dan Sitanggang (2003), filter biologi adalah filter yang

digunakan untuk menyaring air dari bak penampungan ke kolam atau akuarium.


9

Filter ini berisi kapas penyaring, bebatuan dan berbagai perangkat biologis

seperti bioball. Alat penyaring ini bekerja secara biologis. Cara kerjanya yaitu

dengan menyaring sedimen dan berbagai partikel tanah sekaligus

menjernihkannya. Filter biologi berfungsi menguraikan senyawa nitrogen organik

oleh bakteri pengurai.

Gambar 5. Filter biologi bioball (Suantika, et al., 2016).

Gambar 6. Filter biologi bio ring (Dayanti dan Herlina, 2018)

2.3 Akuaponik

Sistem akuaponik sangat berhubungan erat bagi bidang perikanan

budidaya. Menurut Zidni, et al. (2019), sistem terintegrasi antara hidroponik

dengan budidaya perikanan dengan memanfaatkan sisa metabolisme ikan dan

sisa pakan sebagai sumber nutrisi bagi tanaman dinamakan dengan akuaponik.

Tanaman pada sistem akuaponik digunakan sebagai biofilter sehingga

menghasilkan air yang jernih saat air kembali ke kolam budidaya. Kebersihan


10

kolam karena adanya tanaman sebagai filter tersebut dapat meningkatkan

pertumbuhan serta kelangsungan hidup ikan tetap terjaga. Tumbuhan pada

akuaponik mampu menyerap ammonia yang terkandung di dalam air. Beberapa

jenis tanaman yang biasanya digunakan pada sistem akuaponik yaitu sawi

pakcoy, selada air, kangkung dan bayam. Sistem akuaponik memiliki fungsi

resirkulasi yang berkeaitan dengan proses pembersihan limbah sisa metabolisme

dan sisa pakan yang tidak termakan oleh ikan. Proses yang berkaitan dengan

sistem akuaponik adalah nitrifikasi yang terjadi didalamnya (Nugroho et al.,

2012).

2.4 Bioremediasi

Menurut Rahmanto, et al. (2016), masuknya bahan organik ataupun

anorganik secara terus menerus dapat mengakibatkan konsentrasi diperairan

meningkat dengan mekanisme self-purification yang tidak berjalan seimbang.

Masalah ini mengakibatkan kualitas perairan akan melebihi baku mutu yang telah

ditetapkan. Upaya untuk pemulihan kembali ke kondisi semula di lingkungan

yang telah tercemar dapat dilakukan dengan cara bioremediasi. Bioremediasi

adalah pemulihan dengan bantuan bakteri yang hidup di daerah tercemar

(indigeneous). Keberadaan nutrien seperti N, C dan P mampu membuat bakteri

tumbuh dengan baik. Nitrogen pada ammonia merupakan nutrien yang berfungsi

untuk pertumbuhan dan reproduksi bakteri sehingga pemberian nutrien dengam

kadar tinggi dapat meningkatkan pertumbuhan bakteri.

Menurut Dharmaji, et al. (2017), persiapan yang dilakukan sebelum

kegiatan budidaya nila salin menggunakan tempat atau media budidaya dengan

mengatur sirkulasi air intel dan outlet. Pengaturan sirkulasi air inlet dan outlet

dilakukan pada tambak tradisional yang disertai pemanfaat teknologi

bioremediasi dan fitoremediasi. Teknologi bioremediasi berfungsi untuk


11

membantu mengekstrasi senyawa yang bersifat toxic bagi perairan. Bioremediasi

bisa dikatakan sebagai proses penguaraian limbah organik dan anorganik secara

biologi. Seminggu pemasukkan bibit ikan nila ke dalam jaring dalam tambak dan

secara rutin melakukan pengawasan untuk pertumbuhan ikan nila.

2.5 Fitoremediasi

Menurut Ariffin, et al. (2019), fitoremediasi diperkenalkan sebagai salah

satu teknologi alternatif yang digunakan untuk mengurangi bahan pencemar.

Fitoremediasi yaitu penggunaan tumbuhan untuk menghilangkan bahan

pencemar dari alam sekitar. Tumbuhan akuatik yang sesuai untuk fitoremediasi

adalah tumbuhan yang mempunyai biojisim yang tinggi, cepat membiak dan

mempunyai sistem akar yang baik seperti Azolla sp. Tumbuhan ini sangat efisien

mengurangi sisa logam berat dari sekitar perairan yang tercemar. Azolla sp.

dapat digunakan sebagai makanan ikan sebab mempunyai kandungan protein

dan karbohidrat yang tinggi.

Menurut Ratnawati dan Fatmasari (2018), fitoremediasi adalah teknologi

untuk memperbaiki lahan dengan menggunakan tanaman. Salah satu

mekanisme pengikatan logam berat dalam tanah oleh tanaman pengikat logam

dilakukan melalui penyerapan. Fitoremediasi juga merupakan alternatif teknologi

pengolahan tanah tercemar yang ramah lingkungan, efektif dan mempunyai

biaya yang lebih rendah dibandingkan pengolahan lainnya. Tanaman yang

digunakan untuk proses fitoremediasi mempunyai bentuk yang beraneka ragam,

baik yang berwujud seperti alang-alang maupun membentuk jalinan berupa

rumput. Konsentrasi logam berat dalam tanah dapat dikurangi melalui

penanaman tanaman pengikat logam berat dengan proses fitoremediasi dengan

tanaman hiperakumulator. Tanaman lidah mertua (Sansevieria trifasciata) dan


12

jengger ayam (Celosia pulmosa) merupakan tanaman hiperakumulator yang

dapat meremediasi tanah yang tercemar logam berat Pb.

2. 6 Parameter Kualitas Air

2.6.1 Suhu

Menurut Muarif (2016), suhu perairan merupakan salah satu faktor

lingkungan penting yang dapat mempengaruhi produksi dalam usaha budidaya

perikanan. Air akan mengatur pengendalian suhu tubuh organisme. Umumnya

ikan sensitif terhadap perubahan suhu air. Berbagai aktivitas penting biota air

seperti pernapasan, konsumsi pakan, pertumbuhan dan reproduksi akan

dipengaruhi oleh suhu perairan. Suhu perairan tidak bersifat konstan, akan tetapi

karakteristiknya menunjukkan perubahan yang bersifat dinamis.

Menurut Yanuar (2017), suhu merupakan salah satu faktor yang paling

penting dalam usaha budidaya perikanan. Semakin tinggi suhu air semakin aktif

metabolisme ikan, semakin rendah suhu ikan akan kehilangan nafsu makan dan

menjadi lebih rentan terhadap penyakit. Suhu lingkungan yang paling ideal untuk

usaha budidaya ikan nila adalah perairan tawar yang memiliki suhu antara 14-

38oC atau suhu optimal 25-30 oC. Keadaan suhu rendah (<14oC) ataupun suhu

terlalu tinggi (>30oC) menyebabkan pertumbuhan ikan akan terganggu. Suhu

amat rendah 6oC atau suhu terlalu tinggi 42oC dapat menyebabkan ikan nila mati.

2.6.2 Dissolved Oxygen (DO)

Menurut Pramleonita, et al. (2018), dissolved oxygen (DO) merupakan

oksigen yang terlarut di perairan. Kadar dissolved oxygen (DO) pada siang dan

malam hari berbeda. Hal ini disebabkan kadar dissolved oxygen (DO) meningkat

pada siang hari yang disebabkan oleh fitoplankton, mikroalga dan tumbuhan

lainnya yang melakukan proses fotosintesis sehingga menghasilkan gas O2.

Malam sampai menjelang pagi hari biota air melakukan respirasi yang


13

menghasilkan CO2 hingga kadar dissolved oxygen (DO) pada pagi hari

cenderung lebih rendah dibandingkan siang hari. Kadar dissolved oxygen (DO)

sangat menentukan aktivitas, konversi pakan serta laju pertumbuhan ikan nila.

Menurut Putri, et al. (2017), dissolved oxygen (DO) adalah parameter

yang sangat penting bagi perairan. Dissolved oxygen (DO) sangat dibutuhkan

biota air untuk proses metabolisme dan respirasi. Kisaran nilai dissolved oxygen

(DO) yang baik untuk budidaya adalah 5-7 mg/l. Akan tetapi terdapat ikan yang

bertahan pada nilai dissolved oxygen (DO) 3 mg/l. Dissolved oxygen (DO)

optimum untuk penetasan dan perkembangan ikan nila adalah sebesar 3 mg/l.

2.6.3 Potential of Hydrogen (pH)

Menurut Aliyas, et al. (2016), derajat keasaman (pH) merupakan salah

satu indikator penting bagi pertumbuhan organisme di perairan. Kisaran pH untuk

pertumbuhan optimalnya terjadi pada pH 7-8. Derajat keasaman (pH) untuk

habitat ikan nila antara 6-8,5. Pengaruh derajat keasaman (pH) perairan dapat

terjadi pada kelansungan hidup dan pertumbuhan ikan. Tinggi rendahnya derajat

keasaman (pH) diluar kisaran toleransi ikan menyebabkan rendahnya bobot akhir

dan pada nilai derajat keasaman (pH) ekstrim bisa mengganggu ikan.

Menurut Arifin (2016), nilai derajat Keasaman (pH) dapat digunakan

sebagai gambaran tentang kemampuan suatu perairan dalam memproduksi

garam mineral, apabila derajat Keasaman (pH) tidak sesuai dengan kebutuhan

organisme yang dipelihara akan menghambat pertumbuhan ikan. Secara umum

angka derajat Keasaman (pH) yang ideal adalah antara 4–9, namun untuk

pertumbuhan yang optimal untuk ikan nila, derajat keasaman (pH) yang ideal

adalah berkisar antara 6–8. Dalam dunia perikanan nilai derajat Keasaman (pH)

digunakan sebagai gambaran tentang kemampuan suatu perairan dalam


14

memproduksi garam mineral. Pertumbuhan ikan akan terhambat bila derajat

Keasaman (pH) tidak sesuai dengan kebutuhan organisme tersebut.

2.6.4 Amonia (NH3)

Menurut Arifin (2016), amonia merupakan hasil akhir dari adanya proses

penguraian oleh protein terhadap sisa pakan dan hasil metabolisme ikan yang

mengendap didalam perairan. Pada perairan, gas amonia (NH3) akan mudah

larut dan membentuk amonium hidroksida (NH4OH) yang berdisosiasi

menghasilkan ion amonium (NH4+) dan hidroksil (OH-). Amonium yang tidak

berdisosiasi (NH4OH) bersifat toksik (racun), namun ammonium (NH4+) hamper

tidak membahayakan. Amonia (NH3) berasal dari pengurairan protein dan

merupakan racun bagi ikan, karena itu kandungan amonia (NH3) dalam perairan

dianjurkan tidak lebih dari 0,016 mg/liter.

Menurut Salsabila dan Suprapto (2018), pakan buatan dibagi menjadi 3

berdasarkan kebutuhannya yaitu pakan tambahan, pakan suplemen, dan pakan

utama. Fungsi pakan tersebut digunakan untuk kelangsungan hidup dan

peningkatan produksi ikan. Pakan yang diberikan harus sesuai dengan

perhitungan kebutuhan ikan budidaya. Sisa pakan yang mengendap di perairan

dapat meningkatkan kandungan amonia. Kandungan amonia (NH3) pada

perairan yang optimal adalah <0,02 ppm.

2.6.5 Nitrat (NO3-)

Menurut Astuti, et al. (2017), kegiatan budidaya ikan air tawar, memiliki

batas kadar nitrat (NO3-) yang telah ditentukan yaitu 10 mg/l. Kadar nitrat (NO3

-)

yang lebih dari 0.2 mg/l dapat menyebabkan terjadinya eutrofikasi perairan dan

selanjutnya dapat menyebabkan blooming sekaligus merupakan faktor pemicu

bagi pesatnya pertumbuhan tumbuhan air seperti eceng gondok. Nitrat (NO3-)

adalah bentuk utama nitrogen di perairan alami dan merupakan sumber nutrisi


15

utama bagi pertumbuhan fitoplankton dan tumbuhan air lainnya. Kadar nitrat

yang lebih dari 5 mg/l menggambarkan telah terjadinya pencemaran.

Menurut Rusyadi, et al. (2017), kandungan nitrat pada kolam ikan Nila

(Oreochromis sp.) berkisar antara 0,75-1,23 mg/l. Kadar nitrat di perairan

berdasarkan tingkat kesuburan yaitu pada oligotrofik memiliki kadar nitrat antara

0-1 mg/l. Perairan mesotrofik memiliki kadar nitrat yang berkisar antara 1-5 mg/l

dan perairan eutrofik memiliki kadar nitrat yang berkisar antara 5-50 mg/l.

Semakin tinggi nutrien maka semakin tinggi pula kesuburan perairan karena

pada nutrien terdapat nitrat yang sangat diperlukan fitoplankton untuk

fotosintesis. Semakin tinggi nitrat maka semakin baik kehidupan ikan nila

(Oreochromis sp.) pada perairan kolam tersebut.

2.6.6 Fosfat (PO4)

Menurut Astuti dan Pratiwi (2016), Fosfor merupakan hara penting untuk

tumbuhan air terutama alga dan organisme budidaya. Fosfat merupakan salah

satu faktor pembatas untuk pertumbuhan alga. Apabila jumlahnya sangat banyak

dapat menjadi suatu permasalahan bagi perairan budidaya. Fosfor yang

berlebihan dapat menyebabkan terjadinya blooming alga yang tidak terkendali

atau eutrofikasi. Orthofosfat merupakan bentuk fosfor yang langsung dapat

dimanfaatkan oleh fitoplankton dan organisme akuatik. Ketersedian fosfat dalam

budidaya maksimal 0,085 mg/l sebagai batas kritis untuk eutrofikasi di perairan.

Konsentrasi fosfat yang dapat menyebabkan eutrofikasi adalah 0,031-0,1 mg/l.

Menurut Rusyadi, et al. (2017), fosfat merupakan bentuk fosfor yang

dapat dimanfaatkan oleh tumbuhan dan dapat menentukan kesuburan dari suatu

perairan. Fosfor juga dapat merupakan nutrisi yang dibutuhkan organisme mikro

seperti plankton untuk menghasilkan makanan. Oleh karena itu, kandungan

fosfor yang banyak di perairan dapat mempengaruhi tingkat kesuburan.

Berdasarkan hasil penelitian yang telah dilakukan, Kandungan fosfat di kolam


16

ikan Nila (Oreochromis sp.) berkisar antara 0,078 – 0,109 mg/l. Kandungan fosfat

diperairan berdasarkan tingkat kesuburannya yaitu kadar 0,000-0,020 mg/l

tergolong kesuburan perairan rendah. Kadar 0,021-0,050 mg/l merupakan

kesuburan perairan cukup. Kesuburan perairan baik dengan kandungan fosfat

0,051-0,100 mg/l. kandungan fosfat 0,101-0,200 mg/l tergolong perairan dengan

kesuburan sangat baik. Kandungan fosfat 0,201mg/l atau lebih tergolong

perairan dengan kesuburan perairan sangat baik sekali.

2.7 Food Convertion Ratio (FCR)

Menurut Arifin dan Rumondang (2017), Food Convertion Ratio adalah

suatu ukuran yang menyatakan ratio jumlah pakan yang dibutuhkan untuk

menghasilkan 1 kg ikan. Nilai FCR = 2 artinya untuk memproduksi 1 kg daging

ikan dalam sistem akuakultur maka dibutuhkan 2 kg pakan. Semakin besar nilai

FCR, maka semakin semakin banyak pakan yang dibutuhkan untuk

memproduksi 1 kg ikan daging kultur. FCR seringkali dijadikan indikator kinerja

teknis dalam mengevaluasi suatu usaha akuakultur. Konversi pakan merupakan

perbandingan antara jumlah bobot pakan dalam keadaan kering yang diberikan

selama kegiatan budidaya yang dilakukan dengan bobot total ikan pada akhir

pemeliharaan dikurangi dengan jumlah bobot ikan mati dan bobot awal ikan

selama pemeliharaan.

Keterangan:

FCR = Food Convertion RateWo = Berat hewan uji pada awal penelitianWt = Berat hewan uji pada akhir penelitianD = Jumlah ikan yang matiF = Jumlah pakan yang dikonsumsi


FCR = FW t + D - Wo

×100

17

Menurut Shofura, et al. (2017), nilai rasio konversi pakan berhubungan

erat dengan kualitas pakan. Semakin rendah nilai konversi pakan maka makin

efisien ikan dalam memanfaatkan pakan yang dikonsumsinya untuk

pertumbuhan, sehingga bobot tubuh ikan akan meningkat dikarenakan pakan

dapat dicerna secara optimal. Besar kecilnya nilai rasio konversi pakan diduga

karena penyerapan nutrisi yang berbeda-beda pada setiap spesies, umur,

ukuran dan jumlah ikan. Nilai rasio konversi pakan dipengaruhi oleh protein

pakan. Protein pakan yang sesuai dengan kebutuhan nutrisi ikan mengakibatkan

pemberian pakan lebih efisien, selain itu dipengaruhi oleh jumlah pakan yang

diberikan, dengan semakin sedikit pakan yang diberikan pemberian pakan

semakin efisien. Nilai Food Convertion Ratio (FCR) yang cukup baik berkisar

antara 0,8 - 1,6. Artinya, 1 kg nila konsumsi dihasilkan dari 0,8 - 1,6 kg pakan.

Nilai konversi pakan yang rendah berarti kualitas pakan yang diberikan baik.

Apabila nilai konversi pakan tinggi berarti kualitas pakan yang diberikan kurang

baik. Semakin rendah nilai rasio pakan, maka kualitas pakan yang diberikan

semakin baik.

2.8 Survival Rate (SR)

Menurut Iskandar dan Elrifadah (2015), Survival Rate atau kelangsungan

hidup adalah tingkat lulusnya organisme budidaya dalam satuan persen. Definisi

lain dari Survival Rate merupakan presentase ikan yang bertahan hidup pada

akhir masa pemeliharaan dalam suatu wadah. Kelangsungan hidup juga dapat

didefinisikan sebagai presentase jumlah ikan yang masih hidup selama periode

pemeliharaan. Survival Rate dapat dihitung dengan menggunakan rumus:

Keterangan:


SR = N t

No × 100%

18

SR = Survival Rate (%)Nt = Jumlah ikan pada akhir pengamatan (ekor)No = Jumlah ikan pada awal pengamatan (ekor)

Menurut Mulqan, et al. (2017), Kelangsungan hidup ikan dapat

dipengaruhi oleh berbagai faktor. Faktor tersebut dapat dibagi menjadi dua yaitu

faktor internal dan eksternal. Faktor internal dapat terdiri dari umur ikan dan

kondisi kesehatan ikan. Faktor eksternal dapat terdiri dari kualitas air, pakan dan

lingkungan. Kualitas air yang diperhatikan adalah oksigen terlarut, ammonia,

suhu dan pH. Oksigen terlarut ini merupakan faktor yang terpenting dalam

kehidupan ikan. Suhu optimum untuk pertumbuhan ikan adalah 25-32oC. Kisaran

pH yang optimal untuk pemeliharaan ikan adalah 6-8,5.

2.9 Growth Rate (GR)

Menurut Zahra, et al. (2019), Growth Rate merupakan laju pertumbuhan

berat yang menunjukkan secara garis besar peningkatan laju pertumbuhan berat

benih ikan. Pertumbuhan dapat ditunjang dengan pemberian pakan yang telah

disesuaikan dengan kebutuhan nutrisi ikan. Ikan memerlukan pakan dengan

nutrien yang mengandung protein, karbohidrat, dan lemak yang sesuai dengan

kebutuhan ikan untuk pemeliharaan tubuh serta pertumbuhan. Pemberian pakan

yang sedikit akan menghambat pertumbuhan ikan dan memicu persaingan antar

ikan dalam mendapatkan pakan. Pemberian pakan dalam budidaya tidak

seutuhnya dimanfaatkan oleh ikan guna melakukan pertumbuhan. Rumus

perhitungan Growth Rate dapat dihitung degan rumus adalah sebagai berikut:

Keterangan:

GR = Laju pertumbuhan harian (gram/hari)Wt = Bobot rata-rata ikan pada hari ke-t (gram)


19

Wo = Bobot rata-rata ikan pada hari ke-0 (gram)t = Waktu pemeliharaan (hari)

Menurut Chilmawati, et al. (2018), pertumbuhan merupakan peningkatan

panjang atau berat tubuh dalam waktu tertentu. Pertumbuhan ikan dapat

dipengaruhi oleh faktor internal dan eksternal. Faktor internal yang memengaruhi

yaitu, bobot tubuh, jenis kelamin, umur, kesuburan, kesehatan, pergerakan,

aklimasi, aktivitas biomassa dan konsumsi oksigen. Faktor eksternal yang

memengaruhi terdiri dari kondisi fisik dan kimiawi perairan serta nutrisi pakan.

Nutrisi pakan menjadi faktor pengontrol dan ukuran ikan memengaruhi potensi

tumbuh suatu individu, sedangkan suhu air dapat berpengaruh terhadap seluruh

kegiatan dan proses kehidupan ikan yang meliputi pernapasan, reproduksi dan

pertumbuhan ikan.

2.10 Total Plate Count (TPC)

Menurut Nufus, et al. (2016), TPC merupakan metode yang sering

digunakan dalam analisa jumlah mikroorganisme. Jumlah mikroorgnisme dapat

langsung dihitung setelah tumbuh dan berkembang biak dengan membentuk

koloni-koloni. Penghitungan Total Bakteri menggunakan metode Total Plate

Count (TPC) yang merupakan metode pendugaan jumlah mikroorganisme

secara keseluruhan dari suatu bahan. Analisis TPC menggunakan media Plate

Count Agar (PCA) dengan menanam 0,1 ml sampel dari pengenceran ke dalam

cawan petri, kemudian diinkubasi selama 48 jam pada suhu 35°C. Hasil

penghitungan koloni berupa (cfu) per ml/g. Perhitungan koloni dilakukan pada

seri pengenceran 10-6 cfu/ml, 10-7 cfu/ml, dan 10-8 cfu/ml. Koloni bakteri

diletakkan pada cawan petri dalam kamar hitung, alat penghitung diatur pada

posisi nol dan koloni bakteri mulai dihitung dengan menggunakan jarum penunjuk

sambil melihat jumlah pada layar hitung.


20

Menurut Wati (2018), prinsip dari metode hitungan cawan atau Total

Plate Count (TPC) adalah menumbuhkan sel mikroba yang masih hidup pada

media agar, sehingga mikroba akan berkembang biak dan membentuk koloni

yang dapat dilihat langsung dan dihitung dengan mata tanpa menggunakan

mikroskop. Metode TPC dibedakan atas dua cara, yakni metode tuang (pour

plate) dan metode permukaan (surface / spread plate). Pada metode tuang ,

sejumlah sampel (1 ml atau 0,1 ml) dari pengenceran yang dikehendaki

dimasukkan kecawan petri, kemudian ditambah agar-agar cair steril yang

didinginkan (47-50oC) sebanyak 15-20 ml dan digoyangkan supaya sampelnya

menyebar. Pada umumnya penelitian mengenai TPC diikuti dengan daya simpan

produk. Uji daya simpan produk berguna untuk melihat perkembangan jumlah

mikroba didalam produk selama perlakuan penyimpanan. Rumus perhitungan

koloni adalah sebagai berikut:

TPC (CFU /ml)= ∑C(1×n1 )+(0,1×n2 )+(…..)×d

Keterangan:

N = Jumlah koloni produk (Koloni/ml atau koloni/g)∑C = Jumlah koloni pada semua cawan yang dihitungn1 = Jumlah cawan pada pengenceran pertama yang dihitungn2 = Jumlah cawan pada pengenceran kedua yang dihitungd = Pengenceran pertama yang dapat dihitung

2.11 Rancangan Percobaan (Rancob)

Menurut Nugroho (2008), suatu percobaan merupakan suatu penelaahan

ilmiah terencana yang dirancang untuk meneliti satu atau lebih populasi.

Beberapa kondisi yang mencirikan suatu populasi disebut perlakuan, jadi setiap

perlakuan secara khas mendefinisikan suatu populasi. Suatu kontrol adalah

istilah yang digunakan untuk perlakuan baku atau standar yang dimasukkan


21

dalam suatu percobaan sehingga ada referensi dimana perlakuan lain dapat

dibandingkan. Pada beberapa percobaan, kontrol merupakan perlakuan boneka

atau perlakuan semu dimana tidak terdapat penerapan perlakuan tersebut

kedalam satuan percobaan. Perlakuan diberikan pada satuan percobaan yang

sudah ditentukan. Suatu satuan percobaan adalah bagian atau unit terkecil yang

diberikan perlakuan tunggal, asalkan dua unit yang sama dapat diberikan

perlakuan yang berbeda. Langkah-langkah yang tepat sangat dibutuhkan dalam

melakukan rancangan percobaan. Adanya langkah yang tepat, maka informasi

yang didapat bisa digunakan secara efektif. Karena percobaan yang dilakukan

dengan asal-asalan akan menghasilkan informasi yang tidak relevan atau tidak

diinginkan. Sehingga informasi yang didapat harus relevan dan dikerjakan secara

teliti. berikut langkah-langkah dalam percobaan ilmiah yaitu memformulasikan

rencana penelitian, memilih faktor-faktor yang akan digunakan, memilih variabel

yang diukur, menentukan ruang lingkup inferensia, memilih materi percobaan,

memilih rancangan percobaan, memformulasikan model, mengumpulkan data,

menganalisis data, menarik kesimpulan dan menginterpretasikan.

Menurut Sudarwati, et al. (2019), rancangan acak lengkap merupakan

jenis rancangan percobaan yang paling sederhana satuan yang digunakan

secara homogen atau tidak ada faktor lain yang mempengaruhi. Model

matematika rancangan acak lengkap:

Y ij=μ+τ i+εij

Keterangan:

Y ij = pengamatan pada perlakuan ke I ulangan ke-jμ = nilai tengah umumτ i = pengaruh perlakuan ke-iε ij = galat percobaan pada perlakuan i ulangan ke-j


22


JK total = ∑i

t

¿1∑j

r

¿Y ij2 - FK

JK perlakuan = ZZ- FK

JKgalat = JK total - JK perlakuan

23

3. METODOLOGI

3.1. Alat dan Fungsinya

3.1.1 Setting Akuarium

Alat-alat yang digunakan pada praktikum Manajamen Kualitas Air

Budidaya Ikan materi setting akuarium adalah sebagai berikut:

Akuarium : Untuk wadah media hidup ikan.

Nampan besar : Untuk wadah tanaman akuaponik atau filtrasi

Spons : Untuk membersihkan akuarium

Selang filter : Untuk mengalirkan air dari akuarium ke bak

akuaponik.

Pompa air : Untuk memompa air ke arah bak akuaponik

sebagai sirkulasi air.

Thermometer Hg : Untuk mengatur suhu akuarium

Seser : Untuk menangkap ikan dari ember ke akuarium.

Ember : Untuk wadah media hidup ikan sementara.

Kabel roll : Untuk menyalurkan aliran listrik.

Lap kering : Untuk membersihkan akuarium.

Solder : Untuk melubangi nampan besar dan media

akuaponik

3.1.2 Suhu


Budidaya Ikan materi pengukuran suhu adalah sebagai berikut:

Thermometer Hg :


24

3.1.3 Dissolved Oxygen (DO)


Budidaya Ikan materi pengukuran DO adalah sebagai berikut:

DO meter :

Washing Bottle :

3.1.4 Potential Hydrogen (pH)


Budidaya Ikan materi pengukuran pH adalah sebagai berikut:

pH meter :

Washing Bottle :

3.1.5 Ammonia (NH3)


Budidaya Ikan materi pengukuran ammonia adalah sebagai berikut:

Botol film :

Gelas ukur :

Washing bottle :

Nampan :

3.1.6 Nitrat (NO3)


Budidaya Ikan materi pengukuran nitrat adalah sebagai berikut:

Botol film :

Gelas ukur :

Washing Bottle :

Nampan :

3.1.7 Fosfat (PO4)


Budidaya Ikan materi pengukuran fosfat adalah sebagai berikut:


25

Botol film : Untuk wadah air sampel.

Gelas ukur : Untuk mengukur volume air sampel.

Washing Bottle : Untuk wadah akuades.

Nampan : Untuk wadah alat dan bahan

3.1.8 Pembuatan Na-Fis


Budidaya Ikan materi pembuatan Na-Fis adalah sebagai berikut:

Tabung reaksi : Untuk tempat pengenceran larutan.

Washing bottle : Untuk wadah akuades.

Beaker glass : Untuk wadah akuades.

Spatula : Untuk menghomogenkan larutan.

Autoclave : Untuk alat sterilisasi basah.

Timbangan digital : Untuk menimbang berat PCA.

Pipet volume : Untuk mengambil larutan dalam skala besar.

Bola hisap : Untuk membantu dalam mengambil larutan.

3.1.9 Pembuatan Media PCA


Budidaya Ikan materi pembuatan media PCA adalah sebagai berikut:

Washing Bottle : Untuk wadah akuades.

Erlenmeyer : Untuk menghomogenkan larutan saat pembuatan

media.

Autoclave : Untuk alat sterilisasi basah.

Spatula : Untuk menghomogenkan larutan.

Cawan petri : Untuk tempat menumbuhkan bakteri.

Gelas ukur : Untuk mengukut kadar akuades yang digunakan.

Hot plate : Untuk memanaskan PCA.

Timbangan digital : Untuk menimbang berat PCA.


26

3.1.10 Sterilisasi


Budidaya Ikan materi sterilisasi adalah sebagai berikut:

Autoclave : Untuk mensterilkan alat dan bahan.


Nampan : Untuk wadah alat dan bahan.

Tabung reaksi : Untuk wadah larutan Na-Fis.

Beaker glass : Untuk wadah blue tip.

Blue tip : Untuk mengambil larutan dengan mikropipet

Pipet volume : Untuk mengambil larutan dengan skala besar.

3.1.11 Pengenceran


Budidaya Ikan materi pengenceran adalah sebagai berikut:


Rak tabung reaksi : Untuk tempat tabung reaksi.

Bunsen : Untuk pengkondisian aseptis.

Mikropipet : Untuk mengambil larutan dalam skala mikro.

Spray bottle : Untuk wadah alkohol.

Laminary air flow : Untuk melakukan inokulasi penanam bakteri.

Vortex mixer : Untuk menghomogenkan larutan.

Botol film : Untuk wadah air sampel yang akan diuji.

3.1.12 Penanaman


Budidaya Ikan materi penanaman mikroorganisme adalah sebagai berikut:

Inkubator : Untuk menginokulasikan media padat dengan

suhu tertentu.


27

Laminary air flow : Untuk melakukan inokulasi penanam bakteri.

Bunsen : Untuk pengkondisian aseptis.

Mikropipet : Untuk mengambil larutan dalam skala mikro.



Spray bottle : Untuk wadah alkohol.

3.1.13 Total Plate Count (TPC)


Budidaya Ikan materi TPC adalah sebagai berikut:

Colony counter : Untuk menghitung jumlah bakteri.


Spidol : Untuk menandai koloni yang sudah dihitung.

3.2. Bahan dan Fungsinya


Bahan-bahan yang digunakan pada praktikum Manajamen Kualitas Air

Budidaya Ikan materi setting akuarium adalah sebagai berikut:

Air : Sebagai media hidup ikan nila

(Oreochromis niloticus)

Sabun cuci : Sebagai pembersih akuarium

Kertas label : Sebagai penanda akuarium

Sterofoam : Sebagai alas akuarium

Kangkung (Ipmoea aquatica) : Sebagai objek yang diamati

Lem : Sebagai perekat filter

Dakron : Sebagai penyaring filter fisika

Net pot : Sebagai tempat meletakkan tanaman

Rockwool : Sebagai penyaring filter kimia


28

Bioball : Sebagai tempat hidup bakteri yang

menguntungkan dan mempu melakukan

nitrifikasi.

Zeolite : Sebagai penyaring polutan kolam melalui

proses kimia

Ikan nila (Oreochromis niloticus): Sebagai objek yang diamati

3.2.2 Suhu


Budidaya Ikan materi pengukuran suhu adalah sebagai berikut:

Air sampel :

3.2.3 Dissolved oxygen (DO)


Budidaya Ikan materi pengukuran DO adalah sebagai berikut:

Air sampel :

Aquades :

Tisu :

3.2.4 Potential Hydrogen (pH)


Budidaya Ikan materi pengukuran pH adalah sebagai berikut:

Air sampel :

Aquades :

Tisu :

3.2.5 Amonia (NH3)


Budidaya Ikan materi perhitungan ammonia adalah sebagai berikut:

Teskit ammonia :

Air sampel :


29

Aquades :

Kertas label :

Tisu :

3.2.6 Nitrat (NO3)


Budidaya Ikan materi perhitungan nitrat adalah sebagai berikut:

Teskit nitrat :

Air sampel :

Aquades :

Kertas label :

Tisu :

3.2.7 Fosfat (PO4)


Budidaya Ikan materi pengukuran fosfat adalah sebagai berikut:

Teskit fosfat : Sebagai pengukur amonia.

Air sampel : Sebagai sampel yang diukur kadar fosfatnya.

Aquades : Sebagai larutan kalibrasi.

Kertas label : Sebagai penanda di masing-masing perlakuan

pada botol film.

Tisu : Sebagai pembersih alat yang digunakan.



Budidaya Ikan materi pembuatan Na-Fis adalah sebagai berikut:

NaCl : Sebagai media pertumbuhan mikroba.

Aquades : Sebagai larutan kalibrasi.

Plastic wrap : Sebagai penutup erlenmeyer setelah kapas.

Kapas : Sebagai penutup tabung reaksi.


30




Aquades : Sebagai pengencer untuk pembuatan media.

PCA : Sebagai bahan pembuatan media penanaman.

Kertas label : Sebagai penanda.

Kapas : Sebagai penutup erlenmeyer.

Aluminium foil : Sebagai pembungkus erlenmeyer.


3.2.10 Sterilisasi


Budidaya Ikan materi sterilisasi adalah sebagai berikut:

Aquades : Sebagai larutan pengkalibrasi.

Koran : Sebagai pembungkus alat

Kapas : Sebagai penutup erlenmeyer.


Aluminium foil : Sebagai pembungkus erlenmeyer.

3.2.11 Pengenceran



Na-Fis : Sebagai pengencer.

Air sampel : Sebagai sampel yang akan diuji.


Kapas : Sebagai penutup.

Tisu : Sebagai pembersih alat yang telah digunakan.

Blue tip : Sebagai pengambil larutan dengan mikropipet.



31

Spirtus : Sebagai bahan bakar bunsen

Alkohol : Sebagai pembersih tangan agar tidak terjadi

kontam dengan larutan.

3.2.12 Penanaman


Budidaya Ikan materi penanaman mikroorganisme adalah sebagai berikut:

Media PCA : Sebagai bahan pembuatan media penanaman.




Plastic wrap : Sebagai pembungkus cawan petri.

Korek api : Sebagai sumber api.

Spiritus : Sebagai bahan bakar bunsen.

Blue tip : Sebagai pengambil larutan dengan mikropipet.



Budidaya Ikan materi perhitungan TPC adalah sebagai berikut:

• Koloni Mikroorganisme: Sebagai sampel yang akan diamati.




Alat tulis : Sebagai alat menulis kertas label.


32

3.3 Skema Kerja


3.3.2 Suhu

3.3.3 Dissolved oxygen (DO)

3.3.4 Potential of Hydrogen (pH)


- Disiapkan thermometer

- Dicelupkan dalam akuarium selama 2-3 menit

- Diangkat dan dibaca nilai pada skala dengan cepat

Hasil

Thermometer Hg

- Di siapkan DO meter

- Ditekan “ON/OFF”

- Dimasukkan kedalam aquades, ditekan CAL untuk

mengkalibrasi selama kurang lebih 5 detik

- Dimasukkan ke air sample

- Di tunggu ready, lalu tekan “hold”

Hasil

DO meter

- Di siapkan pH meter

- Ditekan “ON/OFF”

- Dimasukkan kedalam aquades, ditekan CAL untuk mengkalibrasi

selama kurang lebih 5 detik

- Dimasukkan ke air sample

- Di tunggu ready, lalu tekan “hold”Hasil

pH meter

33

3.3.5 Amonia (NH3)

3.3.6 Nitrat (NO3)


- Air sampel diukur sebanyak 10 ml menggunakan gelas ukur kemudian

masukkan ke dalam botol film.

- Kocok reagen sebelum digunakan agar reagen tercampur dan

homogen

- Tambahkan 10 tetes reagen NH3.

- Aduk perlahan selama 10 detik.

- Diamkan selama 2 menit.

- Bandingkan warna sampel dengan tabel reagen dari atas ke bawah

kemudian dicocokkan dengan tabel reagen guna mengetahui besaran

nilai amonia di perairan.

Hasil

Air Sampel

- Air sampel diukur sebanyak 10 ml menggunakan gelas ukur kemudian

dimasukkan ke dalam botol film.

- Reagen dikocok sebelum digunakan.

- Air sampel kemudian ditambahkan 6 tetes reagen NO3-1 kemudian

dihomogenkan.

- Kemudian ditambahkan 6 tetes reagen NO3-2 kemudian

dihomogenkan.

- Setelah homogen kemudian air sampel ditambahkan 1 sendok reagen

NO3-3 kemudian dihomogenkan kembali.

- Botol film ditutup dan dihomogenkan selama 15 detik.

- Buka tutup botol vial, tambahkan 6 tetes reagen NO3-4 kemudian

dihomogenkan.

- Ditunggu 5 menit, kemudian bandingkan perubahan warna dengan

bagan warna dari atas ke bawah lalu catat hasilnya sebagai nilai nitrat

yang terkandung pada perairan.

Hasil

Air Sampel

34

3.3.7 Fosfat (PO4)



- Diukur 10 ml air sampel

- Dimasukkan air sampel kedalam botol vial

- Dikocok botol reagent sebelum digunakan

- Ditambahkan 4 tetes reagent PO4-1

- Dihomogenkan selama 10 detik

- Ditambahkan 1 sendok reagent PO4-2

- Dihomogenkan selama 30 detik

Hasil

Air Sampel

- Ditimbang NaCl dengan rumus:

0,9100

×9×Jumlah tabungreaksi yangdibutuhkan

- Diukur akuades yang dibutuhkan dengan rumus:-

9× jumlahtabungreaks i

- NaCl dan aquades dihomogenkan- Dituangkan sebanyak 9 mL pada masing-masing tabung reaksi- Disterilkan menggunakan autoklafHasil

NaCl

35



- Timbang media PCA yang dibutuhkan

22,51000

×Jumlahcawan petri×20

- Diukur akuades yang dibutuhkan dengan rumus:-

20× jumlahcawan petri

- Dihomogenkan dan disterilkan menggunakan autoklaf

Hasil

PCA

36

3.3.10 Sterilisasi

3.3.11 Pengenceran


- Tempatkan pada tempat cukup lapang untuk pelepasan uap

- Masukkan aquades dalam ruang sterilisasi sampai menutup sistem

pemanas (heater) untuk mencegah penimbunan kapur pada elemen

pemanas

- Masukkan keranjang berisi bahan/alat yang akan disterilkan ke dalam

autoclave, kemudian autoclave ditutup

- Pada saat menutup, tutup semua tuas secara diagonal agar seimbang

kekuatan pada saat menutup autoclave

- Pastikan klep keluarnya uap (safety falve) pad aposisi berdiri/tegak

- Nyalakan autoclave pada posisi ON, lampu power berwarna kuning

- Temperatur diputar pada posisi maximal, sehingga warna lampu

heating berwarna hijau

- Biarkan hingga keluar uap air dari klep lalu tutup ke arah samping

- Tunggu sampai jarum menunjukkan suhu sterilisasi (121˚C)

- Temperatur diturunkan sampai lampu pada sterilizing berwarna kuning

- Atur timer pada posisi 15 menit

- Alarm berbunyi ptanda sterilisasi berakhir, turunkan temperatur minimal

- Matikan autoclave pada posisi OFF

- Klep dibuka secara perlahan sampai jarum menunjuk angka 0

- Tutup autoclave dapat dibuka

Hasil

Alat

- Diberi label 10-1-10-8

- Diambil 1 ml air sampel dengan mikropipet

- Dimasukkan pada tabung raksi 10-1 dan dihomogenkan

- Diambil 1 ml sampel pada tabung reaksi 10-1

- Dimasukkan pada tabung reaksi 10-2dan dihomogenkan

- Dilakukan pengulangan hingga tabung reaksi 10-8

Hasil

Tabung Reaksi

37

3.3.12 Penanaman



- Diberi label ketuangan 10-6-10-8

- Diambil sampel 1 ml dari tabung reaksi 10-8, tuang pada cawan petri

label 10-8 dan media PCA ± 20 ml dan homogenkan membentuk angka

8

- Ulangi prosedur diatas untuk sampel 10-7 dan 10-6 secara berurutan

- Diamkan hingga media membeku dengan membuka sedikut tutup

cawan petri

- Setelah beku,tutup cawan petri dan dibalik posisinya

- Di inkubasi pada inkubator selama 48 jam

Hasil

Cawan petri

- Media yang telah diinkubasi selama 48 jam kemudian dikeluarkan dari

inkubator.

- Letakkan cawan petri yang berisi media dan telah ditumbuhi koloni

mikroorganisme di atas colloni counter kemudian dihitung dengan cara

menekan cawan petri menggunakan spidol sampai muncul angka.

- Ulangi prosedur diatas untuk sampel 10-7 dan 10-6 secara berurutan

- Jumlah koloni terhitung kemudian dihitung menggunakan rumus:

N= ∑c(1 xn1 )+ (0,1x n2 ) x d

Hasil

Media diinkubasi

38

DAFTAR PUSTAKA

Aliyas., S. Ndobe dan Z. R. Ya’la. 2016. Pertumbuhan dan kelangsungan hidup ikan nila (Oreochromis sp) yang dipelihara pada media bersalinitas. Jurnal Sains dan Teknologi Tadulako. 5(1):19-27.

Anggita, D., D. A. Astuti. 2018. Tinjauan material dan bentuk ragam jenis produk bantal leher di Jabodetabek. Narada. 5(3).

Apriadi, D., D. Jubaedah, dan M. Wijayanti. 2017. Pengaruh frekuensi pembilasan filter arang aktif batok kelapa dan spons pada system resirkulasi terhadap kualitas air media pemeliharaan ikan maanvis (Pterophyllum scalare). Jurnal Akuakultur Rawa Indonesia. 5(2):120-129.

Arifin, M. Y. 2016. Pertumbuhan dan survival rate ikan nila (Oreochromis sp.) strain merah dan strain hitam yang dipelihara pada media bersalinitas. Jurnal Ilmiah Universitas Batanghari .16(1): 159-166

Arifin, Z. dan Rumondang. 2017. Pengaruh pemberian suplemen madu pada pakan terhadap pertumbuhan dan FCR Ikan Lele Dumbo (Clarias gariepinus). Jurnal Fisherina. 1(1): 1-11.

Arifin. F. D., A. A. Halim., M. M. Hanafiah dan N. A. Ramlee. 2019. Kebolehupayaan fitoremediasi oleh Azolla pinnata dalam merawat air sisa akuakultur. Sains Malaysiana. 48(2): 281–289.

Astuti, L. P dan N. T. M. Pratiwi. 2016. Pengaruh aerasi injeksi udara terhadap beberapa parameter kualitas air di lokasi budidaya ikan Waduk Ir. H. Djuanda. Omni-Akuatika. 12(3): 71–78.

Astuti, M.Y., A. A, Damai dan Supono. 2017. Evaluasi kesesuaian perairan untuk budidaya Ikan nila (Oreochromis niloticus) di kawasan pesisir Desa Kandang Besi Kecamatan Kota Agung Barat Kabupaten Tanggamus. E- Jurnal Rekayasa dan Teknologi Budidaya Perairan. 5(2): 621- 630.

Boyd, C. E. 1990. Water Quality for Pond Aquaculture. Departemen of Fisheries and allied aquacultures. Albama USA. 39p.

Chilmawati, D., F. Swastawati, I. Wijayanti, Ambaryanto dan B. Cahyono. 2018. Penggunaan probiotik guna peningkatan pertumbuhan, efisiensi pakan, tingkat kelulus hidupan dan nilai nutrisi Ikan Bandeng (Chanos chanos). Saintek Perikanan. 13(2): 119-125.

Dayanti, M. S. dan N. Herlina. 2018. Studi penurunan chemical oxygen demand (cod) pada air limbah domestik buatan menggunakan biofilter aerob tercelup dengan media bioring. Jurnal Dampak. 15(1): 31-36.

Dharmaji, D., D. Sofarini dan Yunandar. 2017. Budidaya nila salin di lahan tambak udang non produktif di Desa Wisata Pantai Takisung. Jurnal Abdi Insani Unram. 4(2): 138-146.


39

Dwitasari, E. L dan S. A. Mulasari. 2017. Tinjauan kandungan BOD5 (Biologycal Oxygen Demand), fosfat, dan ammonia di Laguna Trisik. The 5th

University Research Colloqium. 1439-1449.

Ghufran, M dan H. Kordi K. 2010. Budi Daya Ikan Nila di Kolam Terpal. Yogyakarta: Lily Publisher.

Iskandar dan M. Sitanggang. 2003. Memilih dan Merawat Mas Koki. Agromedia Pustaka: Jakarta.

Iskandar, R. dan Elrifadah. 2015. Pertumbuhan dan efisiensi pakan nila (Oreochromis niloticus) yang diberi pakan buatan berbasis kiambang. Ziraa’ah. 40(1): 18-24.

Kartamihardja, E. S dan H. Supriyadi. 2017. Analisis laju sedimentasi, unsur hara sedimen dan uji kemampuan nitrifikasi bakteri Nitrosomonas. Jurnal Penelitian Perikanan Indonesia. 5(1): 43-51.

Kuncoro, E. B. 2004. Akuarium Laut. Yogyakarta: Kanisius.

Kuncoro, E. B. 2008. Aquascape: Pesona Taman Aquarium Air Tawar. Jakarta: Kanisius. 104 hlm.

Muarif, M. (2016). Karakteristik suhu perairan di kolam budidaya perikanan. JURNAL MINA SAINS. 2(2): 96-101.

Mujalifa., H. Santoso dan S. Laily. 2018. Kajian morfologi ikan nila dalam perairan tawar dan payau. Jurnal Ilmia Biosaentropik. 3(3):10-17.

Mulqan, M., S. A. E. Rahimi dan I. Dewiyanti. 2017. Pertumbuhan dan kelangsungan hidup benih ikan nila gesit (Oreochromis niloticus) pada sistem akuaponik dengan jenis tanaman yang berbeda. Jurnal Ilmiah Mahasiswa Kelautan dan Perikanan Unsyiah. 2(1): 183-193.

Norjanna, F., E. Efendi dan Q. Hasani. 2015. Reduksi amonia pada system resirkulasi dengan penggunaan filter yang berbeda. Jurnal Rekayasa dan Teknologi Budidaya Perairan. 4(1): 427-432.

Nufus, N. B., G. Tresnani dan Faturrahman. 2016. Populasi bakteri normal dan bakteri kitinolitik pada saluran pencernaan lobster pasir (Panulirus homarus L.) yang diberi kitosan. Jurnal Biologi Tropis. 16(1): 15-23.

Nugroho, R. A., L. T. Pambudi, D. Chilmawati, D. dan A. H. C. Haditomo. 2012. Aplikasi teknologi aquaponic pada budidaya ikan air tawar untuk optimalisasi kapasitas produksi. Saintek Perikanan: Indonesian Journal of Fisheries Science and Technology. 8(1): 46-51.

Nugroho, S. 2008. Dasar-dasar Rancangan Percobaan. Bengkulu: UNIB PRESS. 6 Hlm.

Zidni, I., Iskandar, A. Rizal, Y. Andtiani dan R. Ramadan. 2019. Efektivitas system akuaponik dengan jenis tanaman yang berbeda terhadap kualitas air media budidaya ikan. Jurnal Perikanan dan Kelautan. 9(1): 81-94.


kata pengantar · web viewinput bahan organik ini semakin bertambah seiring dengan aktivitas...

Documents