studi awal -...
TRANSCRIPT
STUDI AWAL : HISTOTEKNIK PERFUSI PBS-
FORMALIN DAN GAMBARAN HISTOLOGI ORGAN
HEPAR, PANKREAS DAN GINJAL TIKUS STRAIN
SPRAGUE DAWLEY
Laporan Penelitian ini ditulis sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar
SARJANA KEDOKTERAN
Oleh :
PUTRI JUNITA SARI
1112103000061
PROGRAM STUDI PENDIDIKAN DOKTER
FAKULTAS KEDOKTERAN DAN ILMU KESEHATAN
UIN SYARIF HIDAYATULLAH
JAKARTA
1436 H/2015 M
ii
iii
iv
v
KATA PENGANTAR
Assalamualaikum wr.wb.
Alhamdulilahirabbil’alamin, puji serta syukur saya panjatkan kehadirat
Allah SWT, karena atas segala rahmat dan karunia-Nya saya dapat menyelesaikan
penelitian ini. Shalawat serta salam semoga tetap tercurah limpahkan pada Nabi
besar Muhammad SAW, yang membawa cahaya kebenaran sampai akhir zaman.
Penelitian ini tidak dapat terlepas dari bantuan berupa masukan, kritik
maupun saran dari berbagai pihak. Untuk itu penulis menyampaikan rasa terima
kasih yang sebesar-besarnya kepada:
1. Dr. H. Arif Sumantri, SKM, M.Kes selaku Dekan FKIK UIN Syarif
Hidayatullah Jakarta, dr. Achmad Zaki, S.Ked, M.Epid, Sp. OT selaku
Ketua Program Studi Program Studi Pendidikan Dokter FKIK UIN Syarif
Hidayatullah Jakarta, serta seluruh dosen Program Studi Pendidikan
Dokter yang selalu membimbing serta memberikan ilmu kepada saya
selama menjalani masa pendidikan di Program Studi Pendidikan Dokter
FKIK UIN Syarif Hidayatullah Jakarta.
2. Dr. Devy Ariany, M. Biomed dan Ibu Nurlaely Mida Rachmawati, S.Si,
M. Biomed, DMS selaku dosen pembimbing penelitian saya, yang selalu
membimbing, mengarahkan, dan menyemangati saya dalam
menyelesaikan penelitian ini dengan baik. Juga para dewan penguji
3. Kedua orang tua saya yang tercinta, Bpk. Fahrizal dan Ibu Asma Amir
yang selalu memberikan cinta dan kasih sayang, memberikan doa, nasihat,
serta semangat dalam hidup saya.
4. Kakak saya, Nelly Asrizawati, Dede Edryan, Sry Wisdya, Tita Afrymelda
dan adik saya, Dinda Fadillah (almh) dan Muhammad Ananda Fajar yang
menjadi penyemangat hidup saya dan banyak membantu saya dalam
penelitian ini
vi
5. Dr. Nouval Shahab, SpU, PhD, FICS, FACS selaku penanggungjawab (PJ)
modul riset PSPD 2012. drg. Laifa Annisa Hendarmin, PhD selaku PJ
laboratorium Riset. Ibu Nurlaely Mida R, S. Si, M.Biomed, DMS selaku
PJ Animal house. Ibu Endah Wulandari, M. Biomed selaku PJ
laboratorium Biokimia. Ibu Rr. Ayu Fitri Hapsari, M. Biomed selaku PJ
laboratorium Histologi yang telah memberikan izin atas penggunaan lab
pada penelitian ini.
6. Untuk teman seperjuangan penelitian, Fiizhda Baqarizky, Galang
Prahanarendra, Abdul Rasyid, Fakhri Muhammad, Muhammad Azharan
Alwi, Imam Kautsar, Faisal Ravif
7. Untuk teman belajar, bermain, dan berorganisasi Binayu, Octa, Firda,
Adlin, Ranita, Nadiyah, Putri Auliya, Ega, Reza, Nuraisah, Nafta,
Zulfikar, Faruq, Zahro, dan Tanti
8. Seluruh mahasiswa PSPD 2012 yang berjuang bersama meraih mimpi di
masa depan.
9. Laboran yang terlibat Mba Din, Ibu Ai, Ibu Lilis, Mba Suryani, Mas
Rachmadi. Juga pada Mas Haris dan Mas Panji yang sangat membantu
berlangsungnya penelitian ini
Saya sangat mengharapkan kritik dan saran dalam penelitian ini agar dapat
terus dilanjutkan dan bermanfaat untuk berbagai pihak Karena Penelitian ini
masih jauh dari kesempurnaan, saya sangat mengharapkan kritik dan saran
untuk perbaikan dan kelanjutan penelitian ini. Demikian laporan penelitian ini
saya tulis, semoga dapat memberikan manfaat bagi penulis khususnya dan
para pembaca pada umumnya.
Ciputat, 21 Agustus 2015
Putri Junita Sari
vii
ABSTRAK
Putri Junita Sari. Program Studi Pendidikan Dokter. Studi Awal :
Histoteknik Perfusi PBS-Formalin dan Gambaran Histologi Organ Hepar,
Pankreas dan Ginjal Tikus Sprague Dawley. 2015.
Histoteknik adalah metode atau cara untuk membuat sajian histologi dari
spesimen tertentu melalui suatu rangkaian proses hingga menjadi sajian yang siap
untuk diamati dan dianalisa.1,2,3
Perfusi adalah metode pada histoteknik untuk
mendapatkan proses fiksasi ke dalam jaringan dengan waktu yang relatif cepat,
sehingga gambaran histologi yang diperoleh mewakili keadaan sesaat sebelum
kematian. Metode ini membutuhkan peran pembuluh darah yang akan
menyalurkan dan memberikan akses ke setiap jaringan dalam waktu yang cepat.3,4
Phosphate Buffered Saline (PBS) adalah larutan fisiologis yang bersifat isotonik
dan tidak beracun terhadap sel serta bertujuan untuk menjaga kadar pH dan
mempertahankan osmolaritas sel.5 Formalin yang dilarutkan dalam PBS atau biasa
disebut PBS-Formalin merupakan larutan yang direkomendasikan sebagai pilihan
agen fiksasi yang terbaik.6 PBS-Formalin paling sering digunakan sebagai agen
fiksatif karena sifatnya sebagai agen yang fleksibel. Selain itu, dengan larutan
fiksatif PBS-Formalin ini dapat menjadikan organ yang akan diteliti menjadi lebih
lama dapat disimpannya dan proses autolisisnya sangat minimal.11
Kata kunci: Perfusi, PBS-Formalin, hepar, ginjal, pankreas.
Putri Junita Sari. Medical Education Study Program. Preliminary Study :
Perfusion Histotechnique PBS-Formaline and Histological Overview of
Liver, Renal, and Pancreas Sprague Dawley Rats. 2015.
Histotechnique is a method or a way to make a particular histology
specimen through a series of processes to be a specimen that is ready to be
observed and analyzed.1,2,3
Perfusion is a method of fixation that put the fixatives
into the tissue so that the fixation process relatively fast and uniformly preserve
tissue in a life like-state. This method through the circulatory system of that the
chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural
vascular network.3,4
Phosphate Buffered Saline (PBS) is a physiological solution
that is isotonic and non-toxic to cells and aims to keep the normal pH and
maintain cell osmolarity.5 Formalin dissolved in PBS or so-called PBS-Formalin
is a solution that is recommended as the best option fixation agent.6 PBS-formalin
is most used as a fixative agent because the nature of flexible agent. Other than
that, PBS-formaline fixatives can make the organ more sustainable for saved and
minimalize the autolysis process.11
Keywords : perfusion, PBS-Formalin, liver, kidney, pancreas.
viii
DAFTAR ISI
LEMBAR PERNYATAAN ............................................................................
LEMBAR PERSETUJUAN ...........................................................................
LEMBAR PENGESAHAN .............................................................................
KATA PENGANTAR .....................................................................................
ABSTRAK ........................................................................................................
DAFTAR ISI ....................................................................................................
DAFTAR GAMBAR .......................................................................................
DAFTAR TABEL ...........................................................................................
DAFTAR LAMPIRAN ...................................................................................
BAB 1 PENDAHULUAN
1.1 Latar belakang ..................................................................................
1.2 Rumusan masalah .............................................................................
1.3 Tujuan penelitian ..............................................................................
1.3.1 Tujuan Umum ........................................................................
1.3.2 Tujuan Khusus .......................................................................
1.4 Manfaat penelitian ............................................................................
1.4.1 Bagi peneliti ............................................................................
1.4.2 Bagi institusi ...........................................................................
BAB 2 TINJAUAN PUSTAKA
2.1 Landasan Teori .................................................................................
2.1.1 Histoteknik ..............................................................................
2.1.2 Teknik Nekropsi .....................................................................
2.1.3 Metode Perfusi .......................................................................
2.1.2.1. Langkah-Langkah Metode Perfusi .............................
2.1.4 Perfusi PBS-Formalin ..............................................................
2.1.5 Pengolahan Pembuatan Blok ...................................................
2.1.4.1. Fiksasi .........................................................................
2.1.4.2. Dehidrasi ....................................................................
2.1.4.3. Penjernihan (clearing) ................................................
2.1.4.4. Penanaman (embedding) ............................................
2.1.4.5. Pembuatan Blocking....................................................
2.1.4.6. Pemotongan Organ .....................................................
2.1.6 Pewarnaan HE..........................................................................
2.1.7 Histologi Organ .......................................................................
2.1.6.1. Nukleus........................................................................
2.1.6.2.Sitoplasma ...................................................................
2.1.6.3.Hepar ...........................................................................
2.1.6.4.Ginjal ...........................................................................
2.1.6.5.Pankreas .......................................................................
2.2 Kerangka Teori .................................................................................
2.3 Kerangka Konsep ..............................................................................
Ii
iii
iv
v
vii
viii
x
xii
xiii
1
2
3
3
3
3
3
3
4
4
5
5
6
10
11
11
12
12
13
13
13
15
15
15
16
16
17
18
20
21
ix
2.4 Definisi Operasional .........................................................................
BAB 3 METODE PENELITIAN
1.1 Desain Penelitian ..............................................................................
1.2 Waktu dan Tempat Penelitian ...........................................................
1.2.1 Waktu Penelitian .................................................................
1.2.2 Tempat Penelitian ................................................................
1.3 Populasi dan Sampel Penelitian ........................................................
1.4 Cara Kerja Penelitian .......................................................................
1.4.1 Alat dan Bahan Penelitian .......................................................
1.4.2 Adaptasi Hewan Coba .............................................................
1.4.3 Tahapan Nekropsi (Perfusi)......................................................
1.4.4 Tahapan Pemrosesan Jaringan .................................................
3.4.4.1. Dehidrasi ....................................................................
3.4.4.2. Clearing ......................................................................
3.4.4.3. Embedding...................................................................
3.4.4.4. Blocking.......................................................................
1.4.5 Pemotongan Jaringan ..............................................................
1.4.6 Tahapan Pewarnaan HE ..........................................................
1.4.7 Foto Jaringan ...........................................................................
1.5 Alur Penelitian …………….............................................................
BAB 4 HASIL DAN PEMBAHASAN
4.1 Teknik Perfusi ...................................................................................
4.2 Hepar .................................................................................................
4.3 Ginjal ................................................................................................
4.4 Pankreas ...........................................................................................
BAB 5 SIMPULAN DAN SARAN
5.1 Simpulan ............................................................................................
5.2 Saran ..................................................................................................
DAFTAR PUSTAKA ......................................................................................
LAMPIRAN .....................................................................................................
22
23
23
23
23
23
23
23
24
25
25
25
26
26
25
27
27
29
29
30
32
33
34
37
37
39
42
x
DAFTAR GAMBAR
Gambar 2.1 Peralatan perfusi dengan komponen berlabel dan persiapan
perfusi I ..............................................................................................................
Gambar 2.2 Persiapan perfusi II dan peralatan perfusi untuk mengalirkan
dapar ..................................................................................................................
Gambar 2.3 Preparasi hewan coba ....................................................................
Gambar 2.4 Preparasi perfusi pada hewan coba ................................................
Gambar 2.5 Pengaturan alat dan hewan coba pada proses perfusi dengan
dapar ..................................................................................................................
Gambar 2.6 Pengaturan alat dan hewan coba pada proses perfusi dengan
larutan fiksatif ....................................................................................................
Gambar 2.7. Gambaran histologis hepar normal ...............................................
Gambar 2.8. Gambaran histologis ginjal normal .............................................
Gambar 2.9. Gambaran histologis ginjal tikus normal ......................................
Gambar 4.1.a Alat perfusi .................................................................................
Gambar 4.1.b Pengaturan sudut pada perfusi ...................................................
Gambar 4.1.c Tanda perfusi sudah optimal .......................................................
Gambar 4.1.d Perfusi selesai .................................................................. Gambar 4.1.a Hepar perfusi PBS-Formalin A 20x ...........................................
Gambar 4.2.b Hepar perfusi PBS-Formalin A 40x (insert: hepatosit) ..............
Gambar 4.3.a Ginjal perfusi PBS-Formalin C 20x ...........................................
Gambar 4.3.b Ginjal perfusi PBS-Formalin C 40x (insert: glomerulus) ..........
Gambar 4.3.c Ginjal perfusi PBS-Formalin C 40x (insert: tubulus) .................
Gambar 4.4.a Pankreas perfusi PBS-Formalin A 20x .......................................
Gambar 4.4.b Pankreas perfusi PBS-Formalin A 40x (insert: Langerhans) .....
Gambar 4.4.c Pankreas perfusi PBS-Formalin A 40x (insert : asinus) ............
Gambar 6.1 Surat Keterangan Tikus Sehat ......................................................
Gambar 6.2 Sampel Penelitian ..........................................................................
Gambar 6.3 Anastesi Hewan Coba ....................................................................
Gambar 6.4 Proses Nekropsi .............................................................................
Gambar 6.5 Proses Perfusi ................................................................................
Gambar 6.6 Proses Dehidrasi ............................................................................
Gambar 6.7 Proses clearing ..............................................................................
Gambar 6.8 Proses Embedding .........................................................................
Gambar 6.9 Proses Blocking .............................................................................
Gambar 6.10 Blok PBS-Formalin .....................................................................
Gambar 6.11 Pemotongan Jaringan ...................................................................
Gambar 6.12 Set Pewarnaan Hematoksilin Eosin .............................................
Gambar 6.13.a Hepar PBS-F A 20x ..................................................................
Gambar 6.1.3.b Hepar PBS-F B 20x .................................................................
Gambar 6.1.3.c. Hepar PBS-F A 40x ................................................................
Gambar 6.13.d. Hepar PBS-F B 40x .................................................................
Gambar 6.14.a Ginjal PBS-F A 20x .................................................................
Gambar 6.14.b Ginjal PBS-F B20x ...................................................................
Gambar 6.14.c Ginjal PBS-F C 20x ..................................................................
Gambar 6.14.d Ginjal PBS-F A 40x (insert: glomerulus) ................................
Gambar 6.14.e Ginjal PBS-F B 40x (insert: glomerulus) .................................
7
7
8
8
9
10
17
18
19
31
31
31
31
33
33
33
34
34
35
35
35
42
43
43
43
43
44
44
44
44
44
44
45
46
46
46
46
47
47
47
47
47
xi
Gambar 6.14.f Ginjal PBS-F C 40x (insert: glomerulus) .................................
Gambar 6.14.g Ginjal PBS-F A 40x (insert: tubulus) .......................................
Gambar 6.14.h Ginjal PBS-F B 40x (insert: tubulus) .......................................
Gambar 6.14.i Ginjal PBS-F C 40x (insert: tubulus) ........................................
Gambar 6.15.a Pankreas PBS-F A 20x .............................................................
Gambar 6.15.b Pankreas PBS-F B 20x .............................................................
Gambar 6.15.c Pankreas PBS-F C 20x ..............................................................
Gambar 6.15.d Pankreas PBS-F D 20x ............................................................
Gambar 6.1.5.e Pankreas PBS-F E 20x .............................................................
Gambar 6.15.f Pankreas PBS-F F 20x ..............................................................
Gambar 6.15.g Pankreas PBS-F G 20x .............................................................
Gambar 6.15.h Pankreas PBS-F H 20x .............................................................
Gambar 6.15.i Pankreas PBS-F A 40x (insert: Langerhans) ............................
Gambar 6.15.j Pankreas PBS-F B 40x (insert: Langerhans dan asinus) ...........
Gambar 6.15.k Pankreas PBS-F C 40x (insert: Langerhans) ...........................
Gambar 6.15.l Pankreas PBS-F D 40x (insert: Langerhans) ...........................
Gambar 6.15.m Pankreas PBS-F E 40x (insert: Langerhans) ...........................
Gambar 6.15.n Pankreas PBS-F F 40x (insert: Langerhans) ............................
Gambar 6.15.o Pankreas PBS-F G 40x (insert: Langerhans dan asinus) ..........
Gambar 6.15.p Pankreas PBS-F H 40x (insert: Langerhans) ...........................
Gambar 6.15.q Pankreas PBS-F A 40x (insert: asinus) ....................................
Gambar 6.15.r Pankreas PBS-F C 40x (insert: asinus) .....................................
Gambar 6.15.s Pankreas PBS-F D 40x (insert: asinus) ....................................
Gambar 6.15.t Pankreas PBS-F E 40x (insert: asinus) .....................................
Gambar 6.15.u Pankreas PBS-F F 40x (insert: asinus) .....................................
Gambar 6.15.v Pankreas PBS-F H 40x (insert: asinus) ....................................
47
48
48
48
49
49
49
49
49
49
49
49
50
50
50
50
50
50
51
51
51
51
51
51
52
52
xii
DAFTAR TABEL
Tabel 4.1. Daftar preparat jaringan yang diperfusi dengan PBS-Formalin .......
32
xiii
DAFTAR LAMPIRAN
Lampiran 1 Surat Keterangan Tikus Sehat ........................................................
Lampiran 2 Gambar Proses Penelitan ...............................................................
Lampiran 3 Gambar Preparat ............................................................................
Lampiran 4 Riwayat Penulis .............................................................................
42
43
46
53
1
BAB 1
PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Histoteknik adalah metode atau cara untuk membuat sajian histologi dari
spesimen tertentu melalui suatu rangkaian proses hingga menjadi sajian yang siap
untuk diamati dan dianalisa. Sajian histologi yang baik dapat digunakan untuk riset,
guna mempelajari perubahan jaringan dan organ tubuh hewan coba yang mendapat
perlakuan tertentu atau mempelajari pertumbuhan dan perkembangan jaringan atau
organ tubuh tertentu.1,2,3
Teknik perfusi adalah kombinasi antara teknik euthanasia dan fiksasi. Hewan
coba yang telah di euthanasia, akan dialirkan cairan melalui sirkulasi darah. Tindakan
ini bertujuan agar proses fiksasi terhadap organ berlangsung lebih cepat. Dasar dari
teknik ini yaitu menunda proses autolisis pada jaringan secepat mungkin.3,4
Keuntungan dari teknik perfusi ini yaitu cairan perfusi dapat dengan cepat mencapai
setiap sudut jaringan, sehingga jaringan yang dihasilkan kurang lebih sama dengan
saat hewan dalam keadaan hidup.4 Cairan perfusi yang digunakan pada penelitian ini
adalah Phosphate Buffered Saline (PBS)-Formalin. PBS adalah larutan fisiologis
yang bersifat isotonik dan tidak beracun terhadap sel serta bertujuan untuk menjaga
kadar pH dan mempertahankan osmolaritas sel.5 Formalin yang dilarutkan dalam
PBS atau biasa disebut PBS-Formalin merupakan larutan yang direkomendasikan
sebagai pilihan agen fiksasi yang terbaik.6
Institusi pendidikan kedokteran seharusnya mempunyai laboratorium yang
terakreditasi untuk menunjang pembelajaran dan penelitian setiap mahasiswanya.
Faktor yang dapat mempengaruhi dan menentukan validitas suatu penelitian dari
laboratorium yaitu kelengkapan dari peralatannya, kemampuan dan pengalaman dari
operator atau analisanya, petunjuk analisis baku atau SOP yang digunakan, serta
kemampuan mengontrol mutu dan pengendalian mutu terhadap pekerjaan dan hasil
2
analisisnya.7
Studi awal adalah penelitian yang bertujuan untuk mengidentifikasi
gambaran hasil dan dapat mengevaluasi hasil tersebut sehingga nantinya dapat
dijadikan bahan acuan penelitian selanjutnya.8
Laboratorium Animal House di
Fakultas Kedokteran UIN Syarif Hidayatullah Jakarta sejak berdirinya tahun 2005
belum mempunyai SOP yang baku mengenai histoteknik khususnya metode perfusi.
Maka dari itu, tujuan penelitian ini untuk mendapatkan data dalam penyusunan SOP
baku histoteknik yang dapat diterapkan di laboratorium Animal House dan Histologi
kampus FKIK UIN Syarif Hidayatullah Jakarta.
1.2 Rumusan Masalah
1. Bagaimanakah teknik perfusi pada tikus di laboratorium Animal House
kampus FKIK UIN Syarif Hidayatullah Jakarta?
2. Bagaimana gambaran histologi organ hepar, pankreas dan ginjal tikus yang
diperfusi dengan PBS-Formalin?
1.3 Tujuan Penelitian
1.3.1 Tujuan Umum
Mendapatkan data untuk menyusun SOP baku histoteknik yang dapat
diterapkan di laboratorium Animal House dan Histologi kampus FKIK UIN
Syarif Hidayatullah Jakarta
1.3.2 Tujuan Khusus
Mengetahui gambaran histologi organ hepar, ginjal dan pankreas tikus yang
diperfusi dengan PBS-Formalin
1.4 Manfaat Penelitian
1.4.1 Bagi Peneliti
1. Untuk menambah pengetahuan, wawasan, dan keterampilan dalam bidang
histoteknik.
3
2. Sebagai salah satu syarat mendapatkan gelar Sarjana Kedokteran di
Fakultas Kedokteran dan Ilmu Kesehatan Universitas Islam Negeri Syarif
Hidayatullah Jakarta
1.4.2 Bagi Institusi
1. Untuk menjadi bahan acuan pembuatan SOP histoteknik di Fakultas
Kedokteran dan Ilmu Kesehatan UIN Syarif Hidayatullah Jakarta sehingga
dapat menjadi rujukan bagi peneliti lain
2. Untuk menjadi bahan acuan untuk penyusunan anggaran pembelian alat
perfusi dengan tujuan dapat menunjang penelitian khususnya tentang
metode perfusi di laboratorium di Fakultas Kedokteran dan Ilmu
Kesehatan UIN Syarif Hidayatullah Jakarta
3. Untuk menambah referensi penelitian di Fakultas Kedokteran dan Ilmu
Kesehatan UIN Syarif Hidayatullah Jakarta sehingga dapat digunakan
untuk penelitian yang lebih dalam oleh peneliti lain.
4. Untuk meningkatkan kualitas laboratorium Fakultas Kedokteran dan Ilmu
Kesehatan UIN Syarif Hidayatullah, khususnya laboratorium Histologi-
Patologi Anatomi.
4
BAB 2
TINJAUAN PUSTAKA
2.1 Landasan Teori
2.1.1 Histoteknik
Histoteknik adalah metode atau cara untuk membuat sajian histologi dari
spesimen tertentu melalui suatu rangkaian proses hingga menjadi sajian yang siap
untuk diamati dan dianalisa. Sajian histologi yang baik dapat digunakan untuk riset,
guna mempelajari perubahan jaringan dan organ tubuh hewan coba yang mendapat
perlakuan tertentu atau mempelajari pertumbuhan dan perkembangan jaringan atau
organ tubuh tertentu.1,2,3
Histoteknik terdiri dari beberapa tahapan proses yang dimulai dari isolasi
jaringan dan diakhiri dengan pewarnaan. Salah satu teknik dalam melakukan isolasi
jaringan adalah perfusi.1,3
Selanjutnya dilakukan fiksasi, dimana proses ini bertujuan
agar organ yang telah dipisahkan dari tubuh hewan coba tidak rusak. Kemudian
dilanjutkan dengan proses dehidrasi. Proses ini bertujuan untuk mengeluarkan seluruh
cairan yang terdapat dalam jaringan yang telah difiksasi sehingga dapat diisi dengan
parafin atau zat lain untuk membuat blok preparat. Kemudian dilanjutkan dengan
proses penjernihan (clearing) yang bertujuan untuk mengeluarkan alkohol dari
jaringan dan menggantikannya dengan suatu larutan yang dapat berikatan dengan
parafin. Selanjutnya dilakukan pembenaman (embedding) yang bertujuan untuk
mengeluarkan cairan pembening (clearing agent) dari jaringan dan diganti dengan
parafin. Selanjutnya blocking, dimana proses ini akan dilakukan menggunakan
parafin yang dicampurkan dengan organ yang telah mengalami proses diatas. Setelah
itu dilakukan pemotongan dan proses pewarnaan. Proses pewarnaan ini menggunakan
zat warna Hematoxylin dan Eosin. Pada hasil pewarnaan akan terlihat sitoplasma dan
inti sel pada setiap potongan organ.1,2,3
5
2.1.2 Teknik Nekropsi
Nekropsi adalah teknik yang digunakan untuk mengetahui penyebab kematian
pada umumnya. Nekropsi ini selain untuk menentukan penyebab suatu kematian,
dapat digunakan juga untuk mengetahui pengaruh suatu penelitian yang dilakukan
terhadap organ hewan coba. Prosedur nekropsi cukup rumit dan membutuhkan teknik
yang tidak mudah dalam pelaksanannya. Nekropsi dilakukan segera setelah kematian
hewan coba agar mencegah terjadinya degenerasi jaringan setelah kematian. Proses
autolisis sel terjadi sesaat setelah kematian. Pertama terjadi pada sel epitel saluran
cerna, dan sumsum tulang belakang. Kemudian dilanjutkan dengan organ hati, limpa,
dan ginjal. Proses ini dipengaruhi juga oleh suhu lingkungan. Semakin tinggi
suhunya, semakin mudah suatu organ berdegenerasi.3
2.1.2. Metode Perfusi
Perfusi adalah metode pada histoteknik untuk mengalirkan cairan fiksasi ke
dalam jaringan dengan waktu yang relatif cepat, sehingga gambaran histologi yang
diperoleh mewakili keadaan sesaat sebelum kematian. Metode ini membutuhkan
peran pembuluh darah yang akan menyalurkan dan memberikan akses ke setiap
jaringan dalam waktu yang cepat. Sel akan memulai proses autolisis segera setelah
proses anoksia (kekurangan oksigen) terjadi. Jadi, semakin cepat larutan fiksatif
sampai ke setiap sel, maka proses autolisis pun semakin cepat berhenti.4,9
Metode perfusi sudah banyak dilakukan di berbagai laboratorium riset. Darah
akan dikeluarkan dan dikuras dengan cara menyuntikkan larutan garam fisiologis
yang dilanjutkan dengan larutan fiksatif. Biasanya larutan yang dipakai adalah
formalin. Cara memasukkan larutan pada metode ini ada 2 macam yaitu, metode
gravitasi dan pompa peristaltik. Metode gravitasi menggunakan bantuan gaya
gravitasi sehingga metode ini paling mudah dilakukan. Namun, hasil yang didapatkan
tidak begitu optimal. Karena apabila ada sel darah yang menyumbat suatu pembuluh
darah kapiler, maka larutan fiksatif tidak dapat sampai pada daerah tersebut secara
bersamaan sehingga tujuan keseragaman hasil akan sulit didapatkan. Sedangkan
6
metode pompa peristaltik yaitu proses mendorong cairannya menggunakan bantuan
pompa peristaltik. Dengan menggunakan metode ini hasil yang didapat akan lebih
maksimal dan keseragaman hasil akan lebih optimal.4,9
Salah satu kelemahan metode perfusi adalah jaringan yang lunak akan
menyusut setelah dilakukan perfusi. Untuk mencegah hal tersebut perlu dijaga
perbandingan jumlah cairan di dalam dan di luar sel. Setiap sel memiliki pompa ion
pada permukaannya, umumnya berupa pompa natrium. Secara kontinu natrium akan
masuk ke dalam sel, dan dipompa keluar agar perbandingan 10:1 antara jumlah di
luar dan di dalam sel tetap terjaga. Segala faktor yang dapat mengganggu
metabolisme energi sel, contohnya pada perlakuan perfusi ini, dapat menyebabkan
rusaknya pompa ion. Akibatnya, sodium, air, dan cairan ekstraselular akan masuk ke
dalam sel hingga keseimbangan konsentrasi zat-zat tersebut di luar dan di dalam sel
tercapai. Hal tersebut menyebabkan sel membengkak dan menutup ruang ekstra
selular. Pada akhir perfusi, permeabilitas membran akan meningkat dan cairan akan
keluar dari sel menuju ke pembuluh darah. Selain itu, ruang ekstraseluler tidak
memompa ulang dan organ akan kolaps kedalam seluruhnya, sehingga pengkerutan
jaringan dapat dihindarkan.4,9
Larutan perfusi dialirkan dengan kecepatan 20-25 ml/menit untuk tikus
dewasa. Teknik perfusi juga menggunakan tekanan awal 80 mmHg dan
dipertahankan sampai larutan perfusi selesai. Selain itu, tekanan dapat ditingkatkan
maksimal sampai 130 mmHg.4,10
Selama perfusi, kecepatan dan tekanan yang
dianjurkan harus dipertahankan agar mencegah kerusakan pada organ yang telah
dilakukan perfusi sehingga hasil gambaran yang didapat tidak sesuai dengan yang
diharapkan.11
2.1.2.1. Langkah-Langkah Metode Perfusi
Siapkan perlengkapan perfusi dan berikan label pada komponen-
komponennya.
7
Gambar 2.1. Peralatan perfusi dengan komponen berlabel dan persiapan perfusi I
(sumber : Fixation and Fixatives : Popular Fixative Solutions, 2012)4
Selanjutnya, persiapkan perlengkapan perfusi. Mulai dengan fixative line.
Siram lubang pipa yang berisi gelembung udara dan isi dengan dapar dengan cara
memasukkan dapar melalui syringe. Tutup katup pada pipa bagian akhir. Letakkan
fixative line ke dalam botol fiksatif tanpa dikenalkan oleh gelembung udara.
Gambar 2.2. Persiapan perfusi II dan peralatan perfusi untuk mengalirkan dapar
(sumber : Fixation and Fixatives : Popular Fixative Solutions, 2012) 4
Persiapan perlengkapan perfusi II. Buka katup pada awal percabangan, yaitu
katup dapar (warna biru) agar cairan dapat mengalir. Siram pipa dengan gelembung
udara dengan dapar yang dimasukkan melalui syringe. Tutup katup pada akhir pipa.
Letakkan pipa pada botol dapar. Tes tekanan untuk memastikan sistem tertutup secara
8
sempurna dengan memompa bulb manometer dan melihat pengukurnya.
Perlengkapan siap untuk melakukan prosedur fiksasi
Gambar 2.3. Preparasi hewan coba (sumber : Fixation and Fixatives : Popular
Fixative Solutions, 2012) 4
Insisi pada lateral melewati integument dan dinding abdomen, dilanjutkan
insisi pada diafragma dan potong daerah tersebut untuk mengekspos jantung.
Kemudian buat potongan paralel pada kedua sisi tulang iga (costae) hingga tulang
scapulae.
Gambar 2.4. Preparasi perfusi pada hewan coba (sumber : Fixation and Fixatives :
Popular Fixative Solutions, 2012) 4
9
Klem ujung sternum dengan hemostat dan letakkan hemostat di atas kepala
tikus. Letakkan jarum perfusi melalui potongan ventrikel menuju aorta asendens
kemudian amankan jarum perfusi dengan 1 set hemostat untuk klem jantung. 1 set
hemostat yang lain dapat digunakan untuk klem aorta, yaitu kira-kira pada ujung
jarum untuk mencegah kebocoran. Selanjutnya gunakan gunting iris untuk membuat
insisi kecil pada akhir posterior ventrikel kiri.
Gambar 2.5. Pengaturan alat dan hewan coba pada proses perfusi dengan dapar
(sumber : Fixation and Fixatives : Popular Fixative Solutions, 2012) 4
Pompa manometer untuk membuat tekanan pada garis (alur). Kemudian buka
katupnya dan sambungkan dengan jarum yang sudah dimasukkan ke dalam jantung
tikus. Pastikan tidak ada gelembung udara di dalam saluran tersebut. Pompa dengan
tekanan 80 mmHg dan jaga tekanan hingga infus dapar selesai.
10
Gambar 2.6. Pengaturan alat dan hewan coba pada proses perfusi dengan larutan
fiksatif (sumber : Fixation and Fixatives : Popular Fixative Solutions,
2012) 4
Ketika dapar akan selesai (200 ml), ganti alur katup dapar sehingga cairan
fiksatif dapat masuk. Tekanan dapat ditingkatkan hingga 130 mmHg.
2.1.3. Perfusi PBS-Formalin
PBS (Phosphate Buffer Saline) adalah larutan fisiologis yang bisa digunakan
dalam prosedur immune-histokimia. Larutan ini bersifat isotonik dan tidak beracun
terhadap sel serta bertujuan untuk menjaga kadar pH dan mempertahankan
osmolaritas sel.5 Saat ini, PBS sudah banyak digunakan sebagai
1. Immunoassays
2. Prosedur immune-histokimia
3. Prosedur mikrobiologi
4. Prosedur kultur jaringan dan sel
5. Pengenceran suatu sampel5
Jika suatu sel difiksasi menggunakan larutan yang hipertonik maka sel
tersebut akan mudah menyusut, sebaliknya apabila sel difiksasi menggunakan larutan
yang hipotonik maka sel tersebut akan membengkak. Maka dari itu, dianjurkan
menggunakan larutan isotonik seperti PBS sebagai larutan fiksasi yang baik.5
11
Formalin merupakan larutan fiksatif, dimana larutan ini digunakan pada
proses fiksasi jaringan. Tetapi pada proses perfusi juga dapat digunakan larutan
formalin yang dikombinasikan dengan PBS, dengan tujuan mendapatkan hasil yang
lebih baik. Formalin yang dilarutkan dalam PBS atau bisa disebut PBS-Formalin
merupakan larutan yang direkomendasikan sebagai pilihan agen fiksatif yang
terbaik.6 Larutan fiksatif saat ini sedang dikembangkan yang sifat racunnya sangat
minimal. PBS-Formalin paling sering digunakan sebagai agen fiksatif karena sifatnya
sebagai agen yang fleksibel. Selain itu, dengan larutan fiksatif PBS-Formalin ini
dapat menjadikan organ yang akan diteliti menjadi lebih lama dapat disimpannya dan
proses autolisisnya sangat minimal.11
2.1.4. Pengolahan Pembuatan Blok
Metode yang digunakan pada penelitian kali ini adalah metode parafin yaitu
metode yang paling sering digunakan. Keuntungan menggunakan metode ini yaitu
pertama, irisan dapat lebih tipis dibandingkan menggunakan metode lainnya yaitu
dapat mencapai ketebalan rata-rata 6 mikrometer. Kedua, irisan yang sifatnya seri
dapat dengan mudah dikerjakan. Ketiga, proses pengerjaannya lebih cepat
dibandingkan dengan metode seloidin (mikrotom beku). Selain keuntungan tentu ada
kerugian dari metode ini yaitu jaringannya akan menjadi keras, mengerut dan mudah
patah serta untuk jaringan yang besar akan sulit dikerjakan dan enzim-enzim akan
larut pada metode ini.1,2
Proses pengolahan pembuatan blok ini dimulai dari fiksasi, pencucian
(washing), dehidrasi, perjernihan (clearing), infiltrasi parafin, penanaman
(embedding), penyayatan (section), penempelan (affiksing), deparafinisasi, pewarnaan
(staining), penutupan (mounting), dan labeling.1,2
2.1.4.1. Fiksasi
Fiksasi merupakan suatu usaha untuk mempertahankan komponen-komponen
sel atau jaringan agar tidak mengalami perubahan dan tidak mudah rusak. Proses
12
fiksasi ini dharapkan setiap molekul pada jaringan yang hidup tetap berada pada
tempatnya dan tidak ada molekul baru yang timbul. Pada prosesnya ini tentu tidak
akan berjalan dengan sempurna, apabila timbul molekul asing baru pada jaringannya
disebut artefak. 1,2
2.1.4.2. Dehidrasi
Dehidrasi merupakan metode yang digunakan untuk mengeluarkan seluruh
cairan yang terdapat dalam jaringan setelah dilakukan proses fiksasi sehingga
nantinya dapat diisi dengan parafin untuk membuat blok preparat. Proses dehidrasi ini
menggunakan alkohol bertingkat. Mulai dari alkohol 30%, 50%, 70%, 80%, 95%,
dan alkohol absolut. Prosesnya, suatu jaringan akan dicelupkan dimasing-masing
alkohol dengan kisaran waktu tertentu sampai prosesnya berakhir. 1,2
2.1.4.3. Penjernihan (clearing)
Penjernihan adalah metode yang digunakan mengeluarkan alkohol dari
jaringan dan menggantikannya dengan suatu larutan yang berikatan dengan parafin.
Pada proses clearing ini sangat krusial karena apabila di jaringan masih tersisa
alkohol walaupun sedikit, parafin tidak akan bisa masuk kedalam jaringan. Sehingga
jaringan nantinya tidak akan sempurna dalam pembuatan bloking, pemotongan, dan
pewarnaan. Proses clearing ini menggunakan bermacam-macam zat penjernih yaitu
xylol atau xylene dan toluol atau toluene yang memiliki kelebihan dan kekurangannya
masing-masing. Xylol atau xylene kelebihannya yaitu prosesnya cepat dan harganya
tidak terlalu mahal. Kekurangannya yaitu jaringan yang dapat dipindahkan hanya dari
alkohol absolut, dan jaringan yang dijernihkan dengan xylene tidak begitu jelas
menjadi transparan, sehingga tidak diketahui proses ini berjalan sempurna atau tidak.
1,2
Toluol atau toluene kelebihannya yaitu sudah banyak dipergunakan oleh
kebanyakan laboratorium, harganya murah, mudah didapat, dan jaringan yang
penjernihannya sempurna akan terlihat jelas transparan. Tetapi apabila jaringan tidak
13
terlihat transparan berarti proses dehidrasi yang sebelumnya belum sempurna.
Kekurangannya yaitu jaringan hanya bisa dipindahkan dari alkohol absolut apabila
jaringan terlalu lama di toluol akan menyebabkan kerasnya jaringan sehingga sukar
untuk dipotong menggunakan mikrotom. 1,2
2.1.4.4. Penanaman (embedding)
Penanaman (embedding) merupakan proses untuk mengeluarkan cairan
pembening dari jaringan dan digantikan dengan parafin. Jaringan ini harus terbebas
dari cairan pembening karena nantinya akan mengkristal dan sewaktu dipotong
jaringan akan mudah robek. Berdasarkan metode prosesnya yaitu jaringan akan di
dibenamkan di larutan parafin selama 3x dan dalam jangka waktu tertentu sambil
dipanaskan agar parafinnya tidak membeku. Keuntungan menggunakan parafin
dengan titik lebur rendah yaitu jaringannya tidak mudah menjadi rapuh. Sedangkan
keuntungan memakai paraplast yaitu sifat parafinnya sangat elastis sehingga tidak
mudah robek atau rusak ketika dipotong. 1,2
2.1.4.5. Pembuatan blocking
Pembuatan blocking merupakan proses pembuatan preparat agar dapat
dipotong menggunakan mikrotom. Proses ini menggunakan parafin sebagai alat
menempelkan jaringannya agar mudah dipotong. Prosesnya yaitu dengan menyiapkan
tempat blokingnya, dan menuangkan parafin dilanjutkan dengan memasukan organ
ke dalam parafin yang sudah disediakan. Selanjutnya setelah blok parafin kering dan
sudah beku dapat dikeluarkan dari tempat blocking dan dapat dilanjutkan ke proses
selanjutnya. 1,2
Blok parafin yang sudah beku dan akan dipotong harus diberi label atau
disebut affiksing, metode ini bertujuan agar diketahui organ yang akan dipotong
nanti. Pengecoran (blocking) adalah proses pembuatan blok preparat agar dapat
dipotong dengan mikrotom. 1,2
2.1.4.6. Pemotongan Organ
14
Pemotongan organ dilakukan menggunakan alat khusus dengan pisau yang sangat
tipis dan tajam yang disebut mikrotom. Mikrotom adalah alat yang dapat mengiris
potongan blok dengan sangat tipis dan sesuai dengan ukuran ketebalan yang kita
inginkan.12
Terdapat berbagai jenis mikrotom yaitu :
1. Hand Microtome
Merupakan jenis mikrotom yang sangat simpel dan biasanya digunakan untuk
memotong tumbuhan dan jaringan hewan, tetapi mikrotom jenis ini sangat
terbatas kemampuannya untuk memotong jaringan setipis mungkin.
2. Rocking microtome
Mikrotom jenis ini merupakan jenis yang hanya bisa memotong jaringan yang
lembut dan tingkat kesulitannya rendah. untuk jaringan yang lebih sulit
contohnya jaringan yang tingkat kekakuannya tinggi dapat menggunakan jenis
rotary microtome atau base sledge microtome dibandingkan dengan rocking
microtome.
3. Rotary microtome
Mikrotom jenis ini memiliki banyak keuntungan dan jenis yang paling cocok
dengan metode blok parafin. Mikrotom ini juga dapat memotong jaringan
yang sangat besar dan tingkat kesulitan yang besar. Dengan metode ini, blok
dapat dipotong hingga ketebalan 0,5 sampai 2 mikrometer.
4. Freezing microtome
Metode ini memiliki banyak keuntungan yaitu diantaranya prosesnya cepat,
jaringan yang mengkerut lebih sedikit dibandingkan dengan metode parafin
serta hampir semua metode pewarnaan dapat dilakukan menggunakan metode
ini. Selain keuntungan ada juga keburukannya yaitu irisan yang tipis dan
irisan yang seri sulit untuk diperoleh.
5. Base sledge microtome
Mikrotom jenis ini merupakan jenis yang paling banyak digunakan. Karena
mikrotom jenis ini dapat memotong berbagai jenis, ukuran, dan tingkat
15
kekerasan suatu jaringan. Mikrotom jenis ini cara pengoperasiannya secara
hidrolik sehingga memudahkan pemotongan dan dapat memotong bahan yang
sangat keras sekalipun.12
2.1.5. Pewarnaan HE
Pewarnaan adalah teknik untuk memberikan warna pada komponen selular
dengan tujuan dapat membedakan antar sel tersebut. Warna adalah persepsi dari mata
yang dapat dibedakan berdasarkan panjang gelombang. Teknik pewarnaan ini
membantu dalam menghasilkan kontras dimana setiap warna memiliki afinitasnya
masing-masing. Contohnya pewarnaan sel, yaitu nukleus memiliki afinitas tinggi
terhadap pewarnaan hematoksilin. Sedangkan sitoplasma memiliki afinitas tinggi
terhadap pewarnaan eosin.13
Pewarnaan dengan menggunakan hematoksilin dan eosin memang metode
yang paling banyak digunakan dalam pembuatan preparat histologis. Pewarnaan ini
terdiri dari 2 jenis zat warna, yaitu hematoksilin yang fungsinya untuk mewarnai inti
sel menjadi biru. Sedangkan eosin fungsinya untuk mewarnai sitoplasma menjadi
merah.12
Hematoksilin merupakan zat warna alami yang dapat mengikat inti sel dengan
ikatan yang lemah. Ikatan yang lemah ini dapat berubah apabila ditambahkan dengan
senyawa lain. Selain itu, hematoksilin harus dioksidasi terlebih dahulu menjadi
hematein agar dapat dijadikan sebagai pewarna inti sel. Eosin merupakan zat warna
yang fungsinya untuk mewarnai sitoplasma. eosin akan memberikan beberapa
corakan pada jaringan. Berbagai corakan pada jaringan ini dapat bertambah bila
pewarnaan yang digunakan lebih dari satu.12
2.1.6. Histologi Organ
2.1.6.1. Nukleus
16
Nukleus atau inti sel adalah bagian terbesar dari sel, bentuknya bisa bulat atau
lonjong dan terdiri dari atas 3 komponen yaitu selaput inti, kromatin, dan nukleolus.
Selaput inti merupakan bagian yang mengelilingi inti yang merupakan bagian dari
retikulum endoplasma. Kromatin adalah material kromosom yang terdiri atas pilinan
untaian DNA yang terikat protein. Sedangkan nukleolus atau anak inti merupakan
struktur yang sangat basofilik yang aktif mengadakan sintesis protein. Komponen
nukleus ini akan terwarnai ungu atau biru tua bila diwarnai menggunakan pewarnaan
hematoksilin.14,15
2.1.6.2. Sitoplasma
Sitoplasma merupakan bagian sel yang tersusun atas membran sel yaitu
sebagai lapisan terluar, badan inklusi sitoplasma yang umumnya merupakan
timbunan lipid, karbohidrat atau pigmen, dan sitosol yaitu bagian sitoplasma yang
didalamnya terdiri atas struktur metabolik aktif contohnya organel. Dan komponen
sitoplasma ini akan terwarnai merah muda bila diwarnai menggunakan pewarnaan
eosin. 14,15
2.1.6.3. Hepar
Hepar merupakan organ primer untuk detoksikasi dam pembuangan bahan tak
berguna oleh tubuh. Secara histologi, hepar terdiri atas lobus-lobus yang dibatasi oleh
fissura yang dalam dan septa jaringan ikat yang dikenal dengan kapsula Glisson.16
Setiap lobus terdiri dari lobulus-lobulus yang merupakan dasar unit fungsional hati.
Lobulus terdiri atas sel parenkim yang dikenal sebagai hepatosit dan sinusoid-
sinusoid yang merupakan pembuluh yang berjalan radier dari vena porta dan bersatu
menjadi vena sentralis pada bagian tengah lobulus. Di daerah antar lobulus-lobulus
dapat ditemukan portal triad yang terdiri dari arteri hepatica, vena porta, dan duktus
biliaris.15
20
2.2. Kerangka Teori
21
2.3. Kerangka Konsep
Keterangan :
= dilakukan penelitian
22
2.4. Definisi Operasional
No. Variabel Definisi
operasional
Alat ukur Cara pengukuran Skala pengukuran
1. Preparat hepar
a) Gambaran
khas organ
b) Ukuran sel
c) Bentuk sel
d) Nukleus
e) Sitoplasma
Sajian
histologi
berupa organ
hepar tikus
yang
dipotong
dengan
mikrotom
ukuran 6µm
Mikroskop
Olympus
BX41
Dengan pengaturan
skala dan perbesaran
pada mikroskop
a) Perbesaran
20x
b) Perbesaran
40x
c) Perbesaran
40x
d) Perbesaran
40x
e) Perbesaran
40x
a) SS : dapat
diidentifikasi
gambaran khas
organ
b) N : normal dan
dapat diidentifikasi
c) N : normal dan
dapat diidentifikasi
d) BU : bulat dan
berwarna ungu
e) MM : berwarna
merah muda
2. Preparat ginjal
a) Gambaran
khas organ
b) Ukuran sel
c) Bentuk sel
d) Nukleus
e) Sitoplasma
Sajian
histologi
berupa organ
ginjal tikus
yang
dipotong
dengan
mikrotom
ukuran 6µm
Mikroskop
Olympus
BX41
Dengan pengaturan
skala dan perbesaran
pada mikroskop
a) Perbesaran
20x
b) Perbesaran
40x
c) Perbesaran
40x
d) Perbesaran
40x
e) Perbesaran
40x
a) SS : dapat
diidentifikasi
gambaran khas
organ
b) N : normal dan
dapat diidentifikasi
c) N : normal dan
dapat diidentifikasi
d) BU : bulat dan
berwarna ungu
e) MM : berwarna
merah muda
3. Preparat pankreas
a) Gambaran
khas organ
b) Ukuran sel
c) Bentuk sel
d) Nukleus
e) Sitoplasma
Sajian
histologi
berupa organ
pankreas
tikus yang
dipotong
dengan
mikrotom
ukuran 6µm
Mikroskop
Olympus
BX41
Dengan pengaturan
skala dan perbesaran
pada mikroskop
a) Perbesaran
20x
b) Perbesaran
40x
c) Perbesaran
40x
d) Perbesaran
40x
e) Perbesaran
40x
a) SS : dapat
diidentifikasi
gambaran khas
organ
b) N : normal dan
dapat diidentifikasi
c) N : normal dan
dapat diidentifikasi
d) BU : bulat dan
berwarna ungu
e) MM : berwarna
merah muda
23
BAB 3
METODE PENELITIAN
3.1. Desain Penelitian
Desain penelitian yang digunakan adalah desain deskriptif.
3.2. Waktu dan Tempat Penelitian
3.2.1. Waktu Penelitian
Penelitian dilaksanakan pada bulan April-Agustus 2014.
3.2.2. Tempat Penelitian
Penelitian dilakukan di Laboratorium Animal House, Laboratorium
Biokimia, Laboratorium Biologi, Laboratorium Farmakologi, dan
Laboratorium Histologi, Fakultas Kedokteran dan Ilmu Kesehatan Jl.
Kertamukti No. 05, Pisangan Ciputat 15419, Tangerang Selatan.
3.3. Populasi dan Sampel Penelitian
Hewan coba yang digunakan pada penelitian ini adalah tikus jantan
strain Sprague-dawley umur 80 hari dengan berat badan 200 gram. Hewan
coba tersebut diperoleh dari Departemen Patologi Institut Pertanian Bogor
(IPB) (Lampiran 1).22
Pada penelitian ini menggunakan organ hepar, pankreas, dan ginjal
sebagai sampel.
3.4. Cara Kerja Penelitian
3.4.1. Alat dan Bahan Penelitian
a. Tahap Nekropsi
Kapas, minor set surgeon, Zipline plastic bag, papan potong, dan eter untuk
anastesi.
24
b. Tahap Perfusi dan Fiksasi
Alat perfusi menggunakan set infus dengan ukuran jarum 23G, PBS
(Phosphate Buffer Saline) dan Formalin.
c. Tahap Dehidrasi
Gelas ukur 1000 ml dan 500 ml, Beaker glass 1000 ml dan 250 ml, corong
kaca, aquades, alkohol absolut CH3CH2OH Mallinckrodt Chemicals, dan
alkohol 95%.
d. Tahap Paraffinisasi
Incubator dan Paraplast Leica Microsystem.
e. Tahap Clearing dan Embedding
Hotplate stirer (sRS 710 HA), vials stopper tools neck.
f. Tahap Blocking
Cetakan blocking dan Spiritus
g. Tahap Pemotongan
Bunsen, mikrotom geser, korek api gas, waterbath, kulkas, beaker glass 200
ml, putih telur, gliserin, dan es batu.
h. Tahap Pewarnaan
Object glass, cover glass, staining jar, mikroskop shimadzu T025A, spatula
kaca, timer, Hematoksilin, eosin, xylol, canada balsam, aquadest, H2SO4,
alkohol absolut CH3CH2OH, alkohol 95%.
i. Tahap Foto Jaringan
Kotak preparat, kamera preparat, komputer lab, DVD foto, mikroskop
Olympus BX41.
j. Tahap keseluruhan
Tissue, tissue berpori.
3.4.2. Adaptasi Hewan Coba1,2
Setelah hewan coba tiba di laboratorium animal house, hewan coba diberikan
makan dan minum ad libitum dan ditempatkan dalam kandang yang berisi 3 ekor.
Kemudian diamati perilakunya serta diadaptasi selama 14 hari.18
25
3.4.3. Tahapan Nekropsi (Perfusi) 1,2,4
Siapkan alat dan bahan. Lakukan anastesi menggunakan eter. Keberhasilan
anastesi dicek dengan memberikan rangsang nyeri pada kaki atau ekor tikus. Tikus
diletakkan pada papan nekropsi dan dilakukan pembedahan pada bagian
abdominothorakal. Setelah alat perfusi terpasang, suntikan jarum perfusi di bagian
vena kava inferior dan potong vena kava inferior di bagian belakang jarum dengan
hati-hati. Larutan perfusi formalin 10% dalam PBS (PBS-Formalin), dialirkan dengan
kecepatan 20 ml/menit dan tekanan yang diperoleh dari ketinggian permukaan larutan
terhadap vena kava inferior sekitar 72,5 cm. Perhatikan hingga pembuluh darah arteri
dan vena intercostalis serta hepar menjadi pucat yang menandakan proses perfusi
sudah selesai. Lakukan nekropsi organ-organ yang dibutuhkan (hepar, pankreas,
ginjal). Organ dipotong dengan ketebalan 0,5 cm dan direndam kedalam larutan
formalin 10%.
3.4.4. Tahapan Pemrosesan Jaringan1,2
3.4.4.1. Dehidrasi1,2
Proses dehidrasi menggunakan alkohol dengan variasi konsentrasi
50%, 70%, 80%, 90%. Pengenceran alkohol dilakukan dengan cara
penghitungan sebagai berikut:
1. Pengenceran alkohol 50% = 500 ml alkohol 95% + 450 ml aquades
2. Pengenceran alkohol 70% = 700 ml alkohol 95% + 250 ml aquades
3. Pengenceran alkohol 80% = 800 ml alkohol 95% + 150 ml aquades
4. Pengenceran alkohol 90% = 900 ml alkohol 95% + 50 ml aquades
Setiap konsentrasi larutan alkohol tersebut dimasukkan pada 3 buah pot
plastik, masing-masing setinggi 2/3 pot plastik. Setiap pot dengan konsentrasi
alkohol yang sama diberi label I, II, III untuk menandakan urutan proses
dehidrasi.
26
Tahap dehidrasi dimulai dengan memasukkan potongan hepar, ginjal dan
pankreas ke dalam pot plastik berlabel I, II, lalu III. Potongan organ direndam
selama 15 menit secara berurutan ke dalam larutan alkohol 50%, 70%, 80%,
90% dan 95%.
3.4.4.2. Clearing1,2
Tahapan Clearing bertujuan untuk mengeluarkan alkohol dari jaringan,
karena alkohol dan paraffin tidak dapat menyatu, sehingga larutan yang akan
dimasukkan ke dalam jaringan dapat berikatan dengan parafin. Pada tahapan
ini digunakan larutan toluol:alkohol (1:1) dan toluol murni.
Pertama, potongan organ dimasukan ke dalam larutan toluol:alkohol
(1:1) dan direndam selama 25 menit. Kemudian potongan organ tersebut
dipindahkan dan direndam kedalam toluol murni selama 60 menit hingga
menjadi bening. Perendaman dalam toluol murni diperpanjang sampai
potongan menjadi bening. Waktu perendaman dalam toluol murni paling lama
selama 120 menit, karena akan menyebabkan pengerasan pada jaringan
sehingga sulit untuk dilakukan pemotongan.
3.4.4.3. Embedding1,2
Tahap embedding bertujuan untuk mengeluarkan cairan pada saat
proses clearing dan menggantinya dengan paraffin karena cairan saat proses
clearing dapat mengkristal di dalam jaringan dan menyebabkan jaringan
mudah robek saat tahap pemotongan.
Pertama, buat larutan toluol : paraffin (50 ml : 50 ml). Kemudian
bungkus organ menggunakan tissue berpori lalu rendam dalam larutan
tersebut dan diamkan pada suhu ruangan selama 24 jam. Setelah itu cairkan
paraffin dengan suhu diantara 56-62oC dan diberi label I, II, III dan IV.
Masukkan potongan organ ke dalam larutan paraffin secara berurutan,
masing-masingnya selama 15 menit.
27
3.4.4.4. Blocking1,2
Tahapan ini merupakan proses pembuatan blok preparat agar organ
dapat dipotong dengan mikrotom. Cairkan paraffin lalu tuangkan sedikit ke
dalam cetakan blok. Masukan potongan organ secara perlahan dan kemudian
tuangkan kembali paraffin hingga merendam organ.
3.4.5. Pemotongan Jaringan1,2
Pemotongan jaringan dilakukan dengan menggunakan mikrotom.
Pertama, rekatkan blok paraffin diatas blok kayu dengan cara memanaskan salah
satu sisi blok paraffin hingga sedikit mencair kemudian langsung tempelkan.
Letakan blok paraffin dan balok kayu tersebut pada holder (pemegang) di
mikrotom dan kencangkan. Lakukan pemotongan jaringan ini dengan ketebalan
6 µm. Jika diperlukan sudut kemiringan pisau mikrotom diatur pada sudut 20-
30o.
Hasil potongan blok paraffin kemudian di rendam dalam waterbath
dengan suhu air 37-40o C hingga potongan organ terlihat merengang. Kemudian
oleskan putih telur yang dicampur dengan gliserin pada kaca objek secara tipis
dan merata. Lalu ambil potongan tersebut menggunakan kaca objek ke dalam
waterbath. Letakan kaca objek tersebut pada hotplate dengan suhu 40-45oC
hingga kering. Setelah kering dan potongan melekat dengan kuat pada kaca
objek, angkat dari hotplate dan potongan siap untuk diwarnai.
3.4.6. Tahapan Pewarnaan HE1,2
Sebelum memulai proses pewarnaan masukkan xylol, alkohol dengan
konsentrasi 70%, 80%, 90%, alkohol absolut, alkohol asam, hematoksilin, eosin
dan aquades ke dalam staining jar dengan volume ¾ bagian.
Masukkan dan rendam cawan yang berisi preparat kedalam staining
jar yang berisi xylol selama 10 menit sebanyak 2 kali. Lalu pindahkan dan
rendam cawan ke dalam staining jar berisi alkohol absolut selama 5 menit
28
sebanyak 2 kali. Pindahkan dan rendam cawan ke dalam staining jar berisi
alkohol konsentrasi 90% selama 1 menit.
Pindahkan dan rendam cawan ke dalam staining jar berisi alkohol
konsentrasi 80% selama 1 menit. Pindahkan dan rendam cawan ke dalam
staining jar berisi alkohol konsentrasi 70% selama 1 menit. Pindahkan dan
rendam cawan ke dalam staining jar berisi aquades selama 4 menit. Pindahkan
cawan tersebut dan rendam ke dalam staining jar yang berisi Hematoksilin
dengan durasi hepar 4 menit; ginjal 2 menit; pankreas 1 menit. Selama durasi
itu dilakukan pengamatan dibawah mikroskop untuk menghindari terjadinya
overstainning hematoksilin. Lakukan perendaman cawan di dalam staining jar
berisi aquades sebanyak 3 kali dengan durasi 1 menit. Pindahkan dan rendam
cawan ke dalam staining jar berisi alkohol asam selama 30 detik.
Kemudian pindahkan dan rendam cawan kedalam staining jar yang
sudah dialiri air mengalir selama 1 menit. Pindahkan dan rendam cawan ke
dalam staining jar berisi Eosin selama 1 menit. Selama durasi itu dilakukan
pengamatan dibawah mikroskop untuk menghindari terjadinya overstainning
eosin.
Lakukan pemindahan dan perendaman cawan di dalam staining jar
berisi aquades sebanyak 3 kali dengan durasi 1 menit. Pindahkan secara
berurutan dan rendam cawan ke dalam staining jar yang berisi alkohol dengan
konsetrasi meningkat dari 70% sampai alkohol absolut selama 1 menit dan xylol
sebanyak 2 kali 3 menit.
Teteskan dan ratakan canada balsam secukupnya di atas preparat dan
ditutup dengan cover glass. Amati di bawah mikroskop dan jangan biarkan ada
gelembung udara pada preparat. Berikan nama organ/kode organ serta tanggal
pembuatan. Tunggu hingga kering. Preparat siap disimpan.
29
3.4.7. Foto Jaringan1,2
Preparat diamati dan difoto dengan menggunakan mikroskop Olympus BX41 dan software Olympus DP2-BSW yang dimulai dari
perbesaran 4x, 10x, 20x, dan 40x.
3.5. Alur Penelitian
30
BAB 4
HASIL DAN PEMBAHASAN
4.1. Teknik Perfusi
Alat dan bahan yang digunakan di laboratorium Animal House untuk
metode perfusi adalah set infus dengan ukuran jarum 23G, penyangga set infus
dengan ketinggian 72,5 cm, PBS (Phosphate Buffer Saline) dan Formalin
(Gambar 4.1.a). Alat yang seharusnya digunakan berdasarkan teori adalah alat
perfusi yang dilengkapi dengan pengukur tekanan dan kecepatan. Kecepatan
normalnya biasanya 20-25 ml/menit, sedangkan tekanan yang dibutuhkan diawal
adalah 80 mmHg, nantinya akan bertahap meningkat hingga maksimal 130
mmHg. Tujuan dari pengaturan tekanan dan kecepatan tersebut adalah agar hasil
organ tikus yang diperfusi dapat maksimal dan keseragaman hasil dapat tercapai.
Pada penelitian kali ini menggunakan peralatan yang berbeda dengan teori.
Karena faktor dari keterbatasan penyediaan alat tetapi tetap dengan fungsi yang
sama. Kecepatan dan tekanan aliran larutan perfusi pada set infus tidak dapat
diatur agar tetap konstan, sehingga hasil yang didapat pada beberapa organ tidak
maksimal dan kurang memuaskan.4,9,19
Persiapan pertama yang dilakukan yaitu mempersiapkan alat yang
dibutuhkan untuk melakukan perfusi. Sebelum melakukan perfusi, tikus terlebih
dulu dianastesi. Setelah itu persiapan infus set dengan jarum yang sudah
terpasang. Sebelum jarum ditusukkan ke pembuluh darah, selang infus dipastikan
sudah diisi dengan larutan PBS-Formalin dan juga dipastikan tidak ada
gelembung udara didalam selang untuk keberhasilan perfusi. Pada penelitian ini
saat pengerjaan pertama, menggunakan jarum ukuran besar dan disuntikkan
melalui ventrikel kiri, namun hal tersebut merusak dan merobek pembuluh darah
dijantung dan proses perfusi gagal berjalan. Kemudian jarum diganti dengan
ukuran yang lebih kecil yaitu ukuran 23G dan dimasukkan melalui vena kava
inferior pada jantung (Gambar 4.1.b). Selain itu, keterampilan teknik penusukkan
jarum dan pengaliran cairan perfusi juga harus terlatih dan cepat. Karena
berpengaruh pada keberhasilan perfusi. 4,9,19
31
Gambar 4.1.a Alat perfusi Gambar 4.1.b Pengaturan sudut pada perfusi
Gambar 4.1.c Tanda perfusi sudah optimal Gambar 4.1.d Perfusi selesai
Selanjutnya setelah jarum ditusukkan dan dalam posisi yang benar, buka
infus set dengan kecepatan tetes maksimal dan biarkan cairan PBS-Formalin
mengalir ke pembuluh darah tikus. Lamanya perfusi pada tikus dewasa berkisar
antara 30-60 menit. Selain itu dapat juga dilihat berdasarkan penampakan organ
hepar yang mulai terlihat bersih dan semakin pucat (Gambar 4.1.c). Selain itu
dapat dilihat juga dari pembuluh darah intercostalis tikus yang semakin lama
semakin pucat. Ini merupakan indikator perfusi yang baik. Setelah perfusi selesai
32
dikerjakan, maka proses pengambilan organ dapat segera dilakukan (Gambar
4.1.d). 4,9,19
Berikut hasil yang didapatkan pada penelitian ini yaitu daftar preparat
jaringan yang diperfusi PBS-Formalin. (Lampiran 3)
Tabel 4.1. Daftar preparat jaringan yang diperfusi dengan PBS-Formalin
No. Kode
Organ
Gambaran
khas organ
Ukuran
Sel
Bentuk
Sel Nukleus Sitoplasma
1. Hepar A SS N N BU MM
2. Hepar B SS N N BU MM
3. Ginjal A SS N N BU MM
4. Ginjal B SS N N BU MM
5. Ginjal C SS N N BU MM
6. Pankreas A SS N N BU MM
7. Pankreas B (-) (-) (-) BU MM
8. Pankreas C (-) (-) (-) BU MM
9. Pankreas D (-) N N BU MM
10. Pankreas E SS N N BU MM
11. Pankreas F SS (-) (-) BU MM
12. Pankreas G (-) (-) (-) BU MM
13. Pankreas H SS N N BU MM
Keterangan :14,15,16,17
SS : dapat diidentifikasi gambaran khas organ
N : normal dan dapat diidentifikasi
BU : bulat dan berwarna ungu
MM : berwarna merah muda
(-) : tidak sesuai teori
4.2. Hepar
Pada hepar perfusi PBS-Formalin (Gambar 4.2.a) terlihat hubungan atau
taut antar sel renggang, bentuk sel polihedral, batas antar sel jelas, sitoplasma
berwarna dominan berwarna merah muda tetapi terdapat sebaran warna ungu pada
sitoplasma, nukleus berbentuk bulat dan berwarna ungu.
33
(a) (b)
Gambar 4.2. Hepar tikus (a) Perfusi PBS-Formalin A perbesaran 20x; (b) Perfusi PBS-
Formalin A perbesaran 40x (insert: hepatosit).
Hasil penelitian ini tidak sesuai dengan penelitian Suprianto (2014)
dimana didapatkan hasil yang baik pada hepar yang diperfusi PBS-Formalin.20
Hal tersebut dapat diakibatkan oleh faktor teknik perfusi. Pada penelitian ini
teknik perfusi dilakukan dengan kecepatan 20 ml/menit dan dengan tekanan
yang tidak dapat dibuat konstan. Kecepatan diperoleh dengan ketinggian
permukaan larutan terhadap vena kava inferior sekitar 72,5 cm. Kemungkinan
cairan perfusi dengan kecepatan dan tekanan tinggi merusak tautan antar sel
sehingga hasil pada preparat jaringan tampak renggang. 4,9,19,21
4.3. Ginjal
Pada ginjal perfusi PBS-Formalin (Gambar 4.3.a) gambaran glomerulus
dapat dikenali namun tubulus ginjal dominan sulit dikenali, tubulus ginjal pada
perfusi PBS-Formalin tidak begitu jelas dan terlihat renggang.
(a)
34
(b) (c)
Gambar 4.3. Ginjal tikus (a.) Perfusi PBS-Formalin C perbesaran 20x; (b.) Perfusi
PBS-Formalin C perbesaran 40x (insert: glomerulus); (c.) Perfusi PBS-Formalin C
perbesaran 40x (insert: tubulus)
Bentuk glomerulus pada preparat tampak baik. Sel endotel glomerulus
dapat dikenali dan ruang kapsula Bowman masih dalam kondisi baik (Gambar
4.3.b insert). Gambaran pada sel epitel tubulus ginjal yang diperfusi PBS-
Formalin tersusun tidak teratur (Gambar 4.3.c insert). Kondisi tersebut disebabkan
oleh teknik perfusi. Yaitu pengaruh kecepatan dan tekanan perfusi yang tinggi
dapat merusak jaringan dengan mekanisme jejas sel. Ketika sel mendapatkan
tekanan tinggi pada perfusi, akan muncul respon adaptasi yang menghasilkan
perubahan pada gambaran, jumlah, maupun ukuran pada sel. Sehingga didapatkan
gambaran sel epitel tubulus yang tidak tersusun teratur pada ginjal perfusi PBS-
Formalin (Gambar 4.3.c). 4,9,19,21
4.4. Pankreas
Pada pankreas perfusi PBS-Formalin sulit dibedakan gambaran pulau
Langerhans dan bagian eksokrinnya (Gambar 4.4.a). Kondisi tersebut disebabkan
karena faktor teknik perfusi. Kemungkinan cairan perfusi dengan kecepatan dan
tekanan tinggi merusak tautan antar sel sehingga hasil pada preparat jaringan
pankreas PBS-Formalin lebih renggang.22
Selain itu, pada pankreas PBS-Formalin
didapatkan jaringan yang bertumpuk-tumpuk sehingga terlihat sebagai keadaan
overstain hematoksilin. Keadaan tersebut disebabkan karena pada proses
35
pembuatan blok kemungkinan ada tahapan yang dikerjakan kurang maksimal. Hal
tersebut dikarenakan konsistensi organ pankreas lebih lunak dibandingkan organ
hepar dan ginjal sehingga pada tahapan dehidrasi atau clearing organ pankreas
menjadi keras dan sulit untuk dipotong dan menghasilkan gambaran preparat yang
bertumpuk-tumpuk. 4,9,19,21
(a)
(b) (c)
Gambar 4.4. Pankreas tikus (a.) Perfusi PBS-Formalin A perbesaran 20x; (b.)
Perfusi PBS-Formalin A perbesaran 40x (insert: pulau Langerhans); (c.) Perfusi PBS-
Formalin A perbesaran 40x (insert: asinus)
Pada pankreas yang diperfusi PBS-Formalin (Gambar 4.4.b insert) sel-sel
pada pulau Langerhans terlihat jelas, sitoplasma berwarna merah muda dan
nukleus tampak berwarna ungu dan berbentuk bulat, tetapi hubungan antar sel
pada pulau Langerhans terlihat renggang. Pada pankreas perfusi PBS-Formalin
(Gambar 4.4.c insert) bagian eksokrin tidak terlihat inti sel pada asinus tetapi
batas antar asinus tegas sehingga sitoplasma dan nukleus tidak dapat
36
dideskripsikan. Keadaan tersebut dapat diakibatkan oleh faktor teknik perfusi.
Pada penelitian ini teknik perfusi dilakukan dengan kecepatan 20 ml/menit dan
dengan tekanan yang tidak dapat diukur. Kemungkinan cairan perfusi dengan
kecepatan dan tekanan tinggi merusak tautan antar sel sehingga hasil pada
preparat jaringan tampak renggang.22
Hasil penelitian ini sesuai dengan yang
dilakukan oleh Fu Tian Du dkk (2012), yaitu gambaran ruang antara lobus
interstisial bagian eksokrin pankreas tampak melebar, terlepas, dan membengkak
(edema). 4,9,19,21
Pada organ pankreas yang di perfusi dengan PBS-Formalin dilakukan
pengulangan pembuatan preparat sebanyak 8x. hal tersebut dikarenakan tidak
didapatkannya gambaran sel yang jelas serta potongan organ yang tidak tersebar
dengan baik. Dan hasil yang didapat dari ke-8 pengulangan tersebut menghasilkan
hasil yang sama, sehingga dapat disimpulkan bahwa organ pankreas telah
mengalami perubahan akibat proses perfusi PBS-Formalin yang telah dijelaskan
prosesnya diatas.
37
BAB 5
SIMPULAN DAN SARAN
5.1. Simpulan
Berdasarkan penelitian ini, dapat disimpulkan :
1. Perfusi PBS-Formalin tidak memberikan gambaran yang baik pada organ
hepar, pankreas, dan ginjal dikarenakan pengaturan tekanan dan kecepatan
yang tidak optimal untuk melakukan perfusi sehingga data yang digunakan
pada penelitian ini tidak dapat digunakan sebagai data dalam pembuatan SOP
baku histoteknik di laboratorium Animal House dan laboratorium Histologi
kampus FKIK UIN Syarif Hidyatullah
2. Organ hepar, ginjal dan pankreas yang diperfusi PBS-Formalin menunjukkan
gambaran histologi yang kurang baik. Walaupun gambaran khas masing-
masing organ, nukleus dan sitoplasma dapat diidentifikasi dengan baik. Akan
tetapi, hubungan atau taut antar sel terlihat renggang akibat dari kurang
optimalnya pengaturan kecepatan dan tekanan pada proses perfusi
berlangsung.
5.2. Saran
Untuk penelitian ini :
1. Pengadaan alat perfusi yang sesuai dengan standar penelitian harus segera
dlakukan.
2. Setelah pengadaan alat terpenuhi, dilakukan uji coba sehingga dapat
menghasilkan SOP yang dapat diaplikasikan pada laboratorium Animal House
dan laboratorium Histologi FKIK UIN Syarif Hidayatullah Jakarta.
3. Untuk penelitian selanjutnya agar dapat selalu mendokumentasikan setiap
tahapan dan perlakuan, supaya penyusunan pembahasan sesuai dengan apa
yang telah dilakukan.
38
4. Untuk penelitian selanjutnya harus mempunyai hewan kontrol yang sesuai
dengan rumus yang berlaku.
5. Dalam pengukuran melihat beberapa lapang pandang untuk menilai preparat.
39
DAFTAR PUSTAKA
1. Jusuf, Ahmad Aulia. Histoteknik Dasar. Bagian Histologi Fakultas
Kedokteran Universitas Indonesia. 2009
2. Suntoro, Handari. Metode Pewarnaan : Histologi dan Histokimia. Bagian
Anatomi dan Mikroteknik Hewan Fakultas Biologi UGM. Jakarta : Penerbit
Bhiratara Karya Aksara. 1983
3. Hedrich, Hans. The Laboratory Mouse. Amsterdam, Netherlands : Elsevier.
2004
4. Gage, Gregory J. Klipke, Daryl R. et al. Whole Animal Perfusion Fixations
for Rodents. Pubmed. 2012 (65)
5. Medicago, AB. Smartbuffers Phosphate Buffered Saline (PBS) pH 7,4 and
7,2. 2011
6. Buchwalow, Igor B. Bocker, Werner. Immuno-histochemistry. Basic and
Methods. Springer Heidelberg Dordrecht London New York. 2010
7. Kardono. Persyaratan Laboratorium Lingkungan dan Kondisinya di
Indonesia. Vol 2 hal 109-120. Peneliti di Pusat Teknologi Lingkungan Badan
Pengkajian dan Penerapan Teknologi. 2008
8. Harvey, Lee. Analytic Quality Glossary. Quality Research International.
Updated 12 July, 2014. Available from URL :
http://www.qualityresearchinternational.com/glossary/preliminarystudy.htm
Accessed September 5, 2015
9. Cunningham, Miles. Scouten, Charles W. et al. Sacrifice Perfusion in Animal
Research. Leica Biosystems, Wetzlar, Germany. McLEan Hospital of Harvard
University, Belmont, MA, USA. 2012
10. Tremblay, Marie-Eve et al. Preparation of Mouse Brain Tissue for
Immunoelectron Microscopy. Journal of Visualized Experiments : JoVE.
2010.
40
11. Rolls, Geoffrey. Fixation and Fixatives : Popular Fixative Solutions. Leica
Biosystems, Wetzlar, Germany. 2012
12. Steven, Leary et al. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2013
Edition. Schaumburg : American Veterinary Medical Association. 2013
13. Waheed, Usman. Histotechniques Laboratory Techniques in Histopathology :
a Handbook for Medical Technologist. LAP LAMBERT Academic
Publishing. 2012
14. Mescher, Anthony L. Histologi Dasar Junqueira Teks dan Atlas. Edisi 12.
Penerbit Buku Kedokteran : EGC. Jakarta. 2012
15. Johnson, Kurt E. Quick Review Histologi dan Biologi Sel. Binarupa Aksara
Publisher. 2011
16. Gartner, Leslie P. Hiatt, James L. Strum, Judy M.. Biologi Sel dan Histologi.
Ed. 6. Binarupa Aksara Publisher. 2012
17. Conti, Claudio J; et al. Atlas of Laboratory Mouse Histology. Texas : The
University of Texas M. D. Anderson Cancer Center. 2004
18. Askary, Fadel. Efek Pemberian Ekstrak Nigella sativa Terhadap Kadar
Glukosa Darah dan Trigliserida Pada Tikus Diabetes Mellitus yang Diinduksi
Streptozotocin. Laporan Penelitian FKIK UIN Syarif Hidayatullah Jakarta.
2014
19. Anonim. Perfusion Systems : Harvard Apparatus Isolated Heart Perfusion
Apparatus. 2012 BS4: 50-2864
20. Suprianto, Abang. Perbandingan Efek Fiksasi Formalin Metode Intravital
dengan Metode Konvensional pada Kualitas Gambaran Histologis Hepar
Tikus. Universitas Tanjungpura Pontianak. 2014
21. Kumar V, Cotran RS, Robbin SL. Buku Ajar Patologi Edisi ke-7. Vol 1.
Jakarta: Penerbit Buku Kedokteran EGC. 2007.
41
22. Tian Du, Fu et al. A Modified Perfusion Method to Improve the Quality of
Procured Donor Pancreas in Rats. Gastroenterology Research. 2012. 5(6):
227-231
42
LAMPIRAN
Lampiran 1
Surat Keterangan Tikus Sehat
Gambar 6.1 Surat Keterangan Tikus Sehat
43
Lampiran 2
Gambar proses penelitian
Gambar 6.2 Sampel
Penelitian
Gambar 6.3 Anastesi
Hewan Coba
Gambar 6.4 Proses
Nekropsi
Gambar 6.5 Proses
Perfusi
44
Gambar 6.6 Proses
Dehidrasi
Gambar 6.7 Proses
clearing
Gambar 6.8 Proses
Embedding
Gambar 6.9 Proses
Blocking
Gambar 6.10 Blok
PBS-Formalin
Gambar 6.11
Pemotongan Jaringan
45
Gambar 6.12 Set
Pewarnaan Hematoksilin
Eosin
46
Lampiran 3
Gambar hasil preparat
(a) (b)
(c) (d)
Gambar 6.13 a. Hepar PBS-F A 20x; b. Hepar PBS-F B 20x; c. Hepar PBS-F A 40x;
d. Hepar PBS-F B 40x
47
(a) (b)
(c) (d)
(e) (f)
48
(g) (h)
(i)
Gambar 6.14 a. Ginjal PBS-F A 20x; b. Ginjal PBS-F B20x; c. Ginjal PBS-F C
20x; d. Ginjal PBS-F A 40x (insert: glomerulus); e. Ginjal PBS-F B 40x (insert:
glomerulus); f. Ginjal PBS-F C 40x (insert: glomerulus); g. Ginjal PBS-F A 40x (insert:
tubulus); h. Ginjal PBS-F B 40x (insert: tubulus); i. Ginjal PBS-F C 40x (insert: tubulus)
49
(a) (b)
(c) (d)
(e) (f)
(g) (h)
50
(i) (j)
(k) (l)
(m) (n)
51
(o) (p)
(q) (r)
(s) (t)
52
(u) (v)
Gambar 6.15 a. Pankreas PBS-F A 20x; b. Pankreas PBS-F B 20x; c. Pankreas PBS-
F C 20x; d. Pankreas PBS-F D 20x; e. Pankreas PBS-F E 20x; f. Pankreas PBS-F F
20x; g. Pankreas PBS-F G 20x; h. Pankreas PBS-F H 20x; i. Pankreas PBS-F A 40x
(insert: Langerhans); j. Pankreas PBS-F B 40x (insert: Langerhans dan asinus); k.
Pankreas PBS-F C 40x (insert: Langerhans); l. Pankreas PBS-F D 40x (insert:
Langerhans); m. Pankreas PBS-F E 40x (insert: Langerhans); n. Pankreas PBS-F F 40x
(insert: Langerhans); o. Pankreas PBS-F G 40x (insert: Langerhans dan asinus); p.
Pankreas PBS-F H 40x (insert: Langerhans); q. Pankreas PBS-F A 40x (insert: asinus);
r. Pankreas PBS-F C 40x (insert: asinus); s. Pankreas PBS-F D 40x (insert: asinus); t.
Pankreas PBS-F E 40x (insert: asinus); u. Pankreas PBS-F F 40x (insert: asinus); v.
Pankreas PBS-F H 40x (insert: asinus)
53
Lampiran 4
Riwayat Penulis
Identitas
Nama : Putri Junita Sari
Jenis Kelamin : Perempuan
Tempat, Tanggal Lahir : Jakarta, 14 Juni 1993
Agama : Islam
Alamat : Komp. Paspampres Jl. Kemuning No.9 Kotabatu
Bogor 16610
e-Mail : [email protected]
Riwayat Pendidikan
1999-2000 : RA Insan Takwa Bogor
2000-2005 : MI Insan Takwa Bogor
2005-2008 : SMPN 7 Bogor
2008-2011 : SMAN 4 Bogor
2012 - sekarang : UIN Syarif Hidayatullah Jakarta