1

KAJIAN FISIOLOGI REPRODUKSI IKAN NILA MERAH

(Oreochromis sp.) SETELAH PEMBERIAN HORMON

TIROKSIN DAN DIPELIHARA PADA BEBERAPA

MEDIA SALINITAS

ERNA THALIB

C151090161

SEKOLAH PASCASARJANA

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2012

2

PERNYATAAN MENGENAI TESIS DAN

SUMBER INFORMASI

Dengan ini saya menyatakan bahwa Tesis dengan judul “Kajian Fisiologi

Reproduksi Ikan Nila Merah (Oreochromis sp.) setelah Pemberian Hormon

Tiroksin dan Dipelihara pada Beberapa Media Salinitas” adalah benar karya

saya dengan arahan dari Komisi Pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk

apapun kepada perguruan tinggi manapun. Sumber informasi yang berasal atau

dikutip dari karya yang diterbitkan maupun tidak diterbitkan dari penulis lain telah

disebutkan dalam teks dan dicantumkan dalam Daftar Pustaka di bagian akhir

tesis ini.

Bogor, Maret 2012

Erna Thalib

C151090161

3

ABSTRACT

ERNA THALIB. Study of Reproductive Physiology of Red Tilapia (Oreochromis

sp.) after Tyroxine Treatment and Rearing at various Salinity Media. Under

supervision of M. ZAIRIN JUNIOR and IRZAL EFFENDI.

Tyroxine or tetrayodotyronine (T4) hormone and salinity are the two most

important variables for osmoregulation, metabolism, and reproduction of fish.

The research was conducted to evaluate reproductive physiology of red tilapia

under different media salinity and tyroxine doses. Thyroxine was administrated to

the fish by injection four times every two week. The research consist of nine

treatments and three replications with combination between tyroxine and media

salinity were (A) Thyroxine (T4) 0 ng /g body weigh (BW), salinity 0 ppt; (B) 0,10;

(C) 0,20; (D) 50, 0; (E) 50, 10; (F) 50, 20; (G) 100, 0; (H) 100, 10; and (I) 100,

20. The result showed that tyroxine administration could increase osmotic

gradient, fat and protein retention. Thyroxine administration also have influenced

to gonadal development including gonado somatic index, hepato somatic index

and fecundity. The combination between tyroxine 100 ng/g BW and media

salinity 10 ppt and gave the best for reproduction performance of red tilapia.

Keywords: tyroxine hormone, osmoregulation, metabolism, reproduction, red

tilapia

4

RINGKASAN

ERNA THALIB. Kajian Fisiologi Reproduksi Ikan Nila (Oreochromis sp.)

setelah Pemberian Hormon Tiroksin dan Dipelihara pada beberapa Media

Salinitas. Dibimbing oleh M. ZAIRIN JUNIOR dan IRZAL EFFENDI.

Permintaan akan ikan nila yang semakin tinggi dibarengi kompetisi lahan

air tawar yang semakin meningkat sementara ketersediaan wilayah tambak masih

cukup besar membuat para pembudidaya terus mencari alternatif untuk

meningkatkan produksinya. Salah satu yang dilakukan adalah dengan mencoba

memelihara ikan nila pada media bersalinitas.

Pemindahan pemeliharaan ikan dari media air tawar ke payau atau laut

mengharuskan ikan beradaptasi melalui pengaturan osmoregulasi, upaya

mengontrol keseimbangan air dan ion antara tubuh dan lingkungan ikan. Dalam

proses osmoregulasi tersebut dibutuhkan hormon untuk mengontrol, salah satunya

adalah tiroksin.

Penelitian ini dilakukan dengan tujuan untuk mengkaji sejauh mana

hormon tiroksin berpengaruh terhadap reproduksi ikan nila merah yang dipelihara

pada beberapa media salinitas dan menentukan dosis hormon yang baik untuk

mengurangi beban osmotik ikan yang dipelihara pada media salinitas berbeda.

Ikan yang digunakan dalam penelitian ini adalah induk ikan nila merah dengan

bobot tubuh berkisar antara 200-230 g/ekor, sedangkan bahan yang digunakan

adalah hormon tiroksin atau tetraiodotironin (T4). Penelitian ini terdiri dari

sembilan perlakuan dan tiap-tiap perlakuan diulang sebanyak tiga kali dengan

rancangan penelitian; (A) tiroksin (T4) 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,

10; (C) 0, 20; (D) 50, 0; (E) 50, 10; (F) 50, 20; (G) 100, 0; (H) 100, 10 dan (I)

100, 20.

Hasil penelitian menunjukkan bahwa interaksi perlakuan kombinasi

tiroksin 100 ng/g bobot tubuh dan pemeliharaan pada media salinitas 10 ppt

secara nyata mempengaruhi nilai fekunditas dan retensi protein (P<0,05).

Fekunditas rataan mencapai 1477 butir/ekor dan protein rataan sebesar 19,50%.

Pemeliharaan ikan nila pada media salinitas berbeda mempengaruhi nilai gonad

somatik indeks (GSI), hepato somatik indeks (HSI), tingkat konsumsi oksigen.

Performa reproduksi ikan nila menurun pada salinitas 20 ppt. Pemberian tiroksin

secara signifikan mempengaruhi nilai retensi lemak dengan pola semakin tinggi

konsentrasi tiroksin yang diberikan semakin ikan dapat memanfaatkan energi

pakan.

Hasil pengukuran kualitas air menunjukan kisaran nilai yang masih layak

untuk pemeliharaan ikan nila pada semua perlakuan sehingga dapat disimpulkan

bahwa parameter kualitas air pada penelitian ini bukan merupakan faktor yang

dapat mempengaruhi ikan nila yang dipelihara.

Kata kunci : tiroksin, salinitas, reproduksi, nila merah

5

Hak Cipta milik IPB, tahun 2012

Hak Cipta dilindungi Undang-undang

Dilarang mengutip sebagian atau seluruh karya tulis ini tanpa mencantumkan

atau menyebutkan sumbernya. Pengutipan hanya untuk kepentingan pendidikan,

penelitian, penulisan karya ilmiah, penyusunan laporan, penulisan kritik, atau

tinjauan suatu masalah; dan pengutipan tersebut tidak merugikan kepentingan

yang wajar bagi IPB

Dilarang mengumumkan dan memperbanyak sebagian atau seluruh Karya tulis

ini dalam bentuk apapun tanpa izin IPB

6

KAJIAN FISIOLOGI REPRODUKSI IKAN NILA MERAH

(Oreochromis sp.) SETELAH PEMBERIAN HORMON

TIROKSIN DAN DIPELIHARA PADA BEBERAPA

MEDIA SALINITAS

ERNA THALIB

C151090161

Tesis

Sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar

Magister Sains pada

Program Studi Ilmu Akuakultur

SEKOLAH PASCASARJANA

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2012

7

Judul Tesis : Kajian Fisiologi Reproduksi Ikan Nila Merah (Oreochromis sp.)

setelah Pemberian Hormon Tiroksin dan Dipelihara pada

Beberapa Media Salinitas

Nama : Erna Thalib

NRP : C151090161

Disetujui

Prof. Dr. M. Zairin Junior, M.Sc. Ir. Irzal Effendi, M.Si.

Ketua Anggota

Diketahui

Ketua Program Studi Dekan Sekolah Pascasarjana

Ilmu Akuakultur

Prof. Dr. Ir. Enang Harris, M.S. Dr. Ir. Dahrul Syah, M.Sc. Agr.

Tanggal Ujian : 07 Februari 2012 Tanggal Lulus:

8

PRAKATA

Maha suci Allah pemilik segala puji. Sujud syukur penulis panjatkan atas

segala limpahan kekuatan, kesempatan dan keberkahan sehingga penulisan tesis

dengan judul “Kajian fisiologi reproduksi ikan nila Oreochromis sp setelah

pemberian hormon tiroksin dan dipelihara pada beberapa media salinitas” dapat

terselesaikan.

Pada kesempatan ini, rasa terima kasih tak terhingga Penulis ucapkan

kepada Bapak Prof. Dr. Muhammad Zairin junior, M.Sc., dan Bapak Ir. Irzal

Effendi, M.Si., selaku Dosen Pembimbing atas bantuan tak ternilai dalam

memberikan arahan, nasehat, motivasi serta bimbinganberharga selama proses

penulisan tesis ini. Penulis juga mengucapkan terima kasih kepada Ibu Dr. Ir.

Widanarni, M.Si sebagai dosen penguji yang bersedia menguji dan memberikan

arahan, kritik serta masukan-masukan yang bermanfaat kepada Penulis dalam

penyempurnaan tesis.

Ucapan terima kasih juga ingin penulis sampaikan kepada :

1. Keluarga besar tercinta; Ayahanda H. Thalib Achmad Martapure dan Ibunda

Hj. Dawang Robo, Kakak Mahani Thalib, Nilawati Thalib, Kartini Thalib dan

Adik Erni Thalib atas segala doa dan semangat yang diberikan selama penulis

mengikuti studi di Pascasarjana IPB.

2. Teman-teman Ilmu Akuakultur 2009; Sefti Heza Dwinanti, Wahyuni Fanggi

Tasik, Zuraida, Muliyani, Riri Ezraneti, Iko Imelda Arisa, Novy Mayasari,

Muznah Toatubun, Dian Febriani, Dewi Puspaningsih, Jenni Abidin, Eulis

Marlina, Mariana Beruatjaan, Jacqueline Sahetapi, Jakomina Metungun, Hari

Kretiawan, Reza Samsudin, Tanbiyaskur, Aras Syazili, Safrizal Putra,

Alfabetian H. Condro Haditomo, Rahman, Anwar Hasan, Romeos Kalvari, Ari

S dan Anna Oktavera, Rindy Revsylia.

3. Adik-adik terkasih; Hasliana Diski, Rezki Amelia, Ria Hariati, atas dukungan

dan doa kepada penulis selama Penulis mengikuti studi pascasarjana di IPB.

Semoga karya ini dapat memberikan manfaat bagi kita semua.

Bogor, Maret 2012

9

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan pada 18 oktober 1986 di Maluku Utara, merupakan

putri keempat dari lima bersaudara pasangan Bapak H. Thalib Achmad Martapure

dan Ibu Hj. Dawang Robo. Pada 2004 Penulis lulus dari SMU Negeri 5 Ternate

dan melanjutkan pendidikan strata satu (S1) pada Jurusan Budidaya Perairan

Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Universitas Khairun Ternate dan berhasil

lulus pada 2009. Pada tahun yang sama penulis melanjutkan pendidikan di

program Master (S2) Sekolah Pascasarjana Institut Pertanian Bogor pada Mayor

Ilmu Akuakultur.

10

DAFTAR ISI

DAFTAR TABEL ............................................................................... xii

DAFTAR GAMBAR .......................................................................... xiii

DAFTAR LAMPIRAN ....................................................................... xiv

PENDAHULUAN .............................................................................. 1

Latar Belakang .......................................................................... 1

Perumusan Masalah ................................................................... 2

Tujuan dan Manfaat ................................................................... 4

Hipotesis ................................................................................... 5

TINJAUAN PUSTAKA ...................................................................... 6

Biologi Ikan Nila (Oreochromis si.) ........................................... 6

Reproduksi dan Perkembangan Gonad ...................................... 6

Tiroid dan Mekanisme Kerjanya ................................................ 8

Defisiensi dan Kelebihan Tiroid dalam Tubuh ........................... 10

Salinitas, Tiroksin dan Osmoregulasi Ikan ................................. 12

Peranan Hormon Tiroid dalam Metabolisme Ikan ...................... 12

Peranan Hormon Tiroid dalam Reproduksi Ikan ........................ 13

Oksigen dan Pertumbuhan .......................................................... 14

Glukosa Darah sebagai Indikator Stres ...................................... 16

METODE PENELITIAN .................................................................... 18

Waktu dan Tempat Penelitian .................................................... 18

Alat dan Bahan .......................................................................... 18

Pelaksanaan Penelitian .............................................................. 19

Rancangan Penelitian ................................................................ 21

Parameter Uji yang Diamati ...................................................... 22

HASIL DAN PEMBAHASAN … ......................................................... 27

Hasil .......................................................................................... 27

Pembahasan ............................................................................... 42

DAFTAR PUSTAKA ......................................................................... 46

LAMPIRAN ....................................................................................... 51

11

DAFTAR TABEL

Halaman

1. Tingkat kematangan gonad ovarium ikan nila ............................... 7

2. Perlakuan percobaan kajian reproduksi ikan nila merah

(Oreochromis sp.) setelah pemberian tiroksin dan

dipelihara pada beberapa media salinitas ...................................... 21

3. Nilai rataan hepato somatik indeks (HSI, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 28

4. Nilai rataan diameter telur (DM, mm) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 29

5. Nilai rataan gonad somatik indeks (GSI, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 30

6. Nilai rataan fekunditas (FK, butir/ekor) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 31

7. Nilai rataan tingkat konsumsi oksigen TKO, mgO2/g tubuh/jam)

ikan nila merah (Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan

tiroksin dan salinitas ..................................................................... 36

8. Glukosa darah ikan nila merah (Oreochromis sp.) yang

diberi perlakuan tiroksin dan salinitas selama pemeliharaan .......... 37

9. Nilai rataan retensi protein (RP, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 38

10. Nilai rataan retensi lemak (RL, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 40

11. Nilai rataan pertumbuhan harian (PH, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas ..... 40

12

DAFTAR GAMBAR

Halaman

1. Kerjasama berbagai jenis hormon dalam tubuh ikan ............... 9

2. Proses pengeluaran dan penyerapan ion dan air dalam tubuh

ikan air tawar dan air laut ....................................................... 11

3. Kontrol endokrin terhadap osmoregulasi ikan ......................... 11

4. Faktor eksternal dan internal yang mempengaruhi

metabolisme dan pertumbuhan ikan .......................................... 15

5. Perkembangan persentase nilai HSI ikan nila merah

(Oreochromis sp.) pada masing-masing perlakuan selama

pemeliharaan ............................................................................ 27

6. Perkembangan diameter telur (DM, mm) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) pada masing-masing perlakuan selama

pemeliharaan ............................................................................ 29

7. Perkembangan persentase nilai GSI ikan nila merah

(Oreochromis sp.) pada masing-masing perlakuan selama

pemeliharaan ............................................................................ 30

8. Pengaruh tiroksin terhadap nilai fekunditas ikan nila merah

(Oreochromis sp.) .................................................................... 32

9. Pengaruh salinitas terhadap nilai fekunditas ikan nila merah

(Oreochromis sp.) .................................................................... 32

10. Pengaruh interaksi antara tiroksin dan salinitas terhadap

nilai fekunditas ikan nila merah (Oreochromis sp.) ................... 33

11. Struktur histologi ikan nila merah (Oreochromis sp.) pada

Perlakuan H dan B (control) ................................................... 34

12. Gradien osmotik tubuh dan media pemeliharaan ikan nila

merah (Oreochromis sp.) setelah pemberian hormon

tiroksin dan dipelihara pada beberapa media salinitas .............. 35

13. Glukosa darah ikan nila merah (Oreochromis sp.) setelah

Pemberian hormon tiroksin dan dipelihara pada beberapa

Media salinitas ....................................................................... 37

13

14. Pengaruh pemberian tiroksin terhadap nilai retensi

protein ikan nila merah (Oreochromis sp.) ................................ 38

15. Pengaruh salinitas terhadap nilai retensi protein

ikan nila merah (Oreochromis sp.) .......................................... 39

16. Pengaruh interaksi antara tiroksin dan salinitas terhadap

Nilai retensi protein ikan nila merah (Oreochromis sp.) .......... 39

17. Pertumbuhan harian ikan nila merah (Oreochromis sp.)

setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada beberapa

media salinitas ........................................................................ 41

14

DAFTAR LAMPIRAN

Halaman

1. Tata letak wadah percobaan dan media pemeliharaan

ikan nila merah (Oreochromis sp.) ..................................... 54

2. Dokumentasi wadah penelitian ......................................... 56

3. Prosedur histologi gonad ................................................... 57

4. Prosedur pengukuran gradien osmotik .............................. 59

5. Prosedur pengukuran kadar glukosa darah ........................ 61

6. Diameter telur ikan nila pada perlakuan terbaik

(perlakuan H) dan perlakuan kontrol (perlakuan B) ............ 62

7. Osmolaritas tubuh dan media pemeliharaan ikan nila

Pada masing-masing perlakuan selama pemeliharaan ........ 65

8. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai HSI

ikan nila merah setelah pemberian tiroksin dan dipelihara

pada beberapa media salinitas ........................................... 66

9. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan diameter

telur (mm) ikan nila merah setelah pemberian tiroksin

dan dipelihara pada beberapa media salinitas … .................. 67

10. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai GSI

ikan nila merah setelah pemberian tiroksin dan dipelihara

pada beberapa media salinitas … ......................................... 68

11. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan tingkat

konsumsi oksigen ikan nila merah setelah pemberian

tiroksin dan dipelihara pada beberapa media salinitas … ..... 69

12. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai retensi

protein ikan nila merah setelah pemberian tiroksin

dan dipelihara pada beberapa media salinitas .................... 70

13. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai retensi

kemak ikan nila merah setelah pemberian tiroksin dan

dipelihara pada beberapa media salinitas ............................. 71

15

14. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan pertumbuhan

Ikan nila merah setelah pemberian tiroksin dan

dipelihara pada beberapa media salinitas ........................... 72

16

PENDAHULUAN

Latar belakang

Ikan nila merupakan salah satu komoditas unggulan perikanan yang

memiliki potensi cukup baik untuk dikembangkan. Beberapa kelebihan yang

dimiliki ikan ini adalah mudah dipelihara, bernilai ekonomis tinggi, responsif

terhadap pakan tambahan, kelangsungan hidupnya tinggi, dapat mentolerir

salinitas pada kisaran yang luas, mampu berkembangbiak dengan cepat, serta

memiliki struktur daging putih bersih, tebal dan kenyal (KKP 2010).

Untuk pasar ekspor, Amerika merupakan yang paling potensial, dan

membutuhkan pasokan nila fillet per tahunnya sekitar 90 ton/thn. Masih banyak

yang membutuhkan pasokan ikan nila dalam jumlah yang besar, diantaranya

adalah Hongkong, Singapura, Jepang dan Eropa. Menurut FAO (Food

Agricultural Organization), pasar dunia sampai 2010 masih kekurangan pasokan

ikan nila sebanyak 2 juta ton/tahun. Permintaan pasar akan ikan nila yang

cenderung meningkat dari tahun ke tahun menuntut para pelaku budidaya untuk

meningkatkan produksinya, baik secara kualitas maupun kuantitas. Salah satu

upaya untuk mendapatkan produksi yang tinggi adalah melalui pengelolaan induk

yang baik dengan mengoptimalkan faktor lingkungan yang dapat mendukung

kondisi fisiologi dari ikan yang dibudidayakan.

Ikan nila pada umumnya dibudidayakan di perairan tawar, namun

belakangan ini areal untuk budidaya ikan air tawar semakin sempit seiring

meningkatnya kompetisi penggunaan lahan oleh berbagai jenis ikan air tawar.

Sementara disis lain, ketersediaan lahan tambak masih tersedia luas. Hal ini

mendorong dilakukannya upaya pengembangan budidaya nila di perairan payau

(tambak) dan laut atau yang lebih dikenal dengan nila salin. Budidaya ikan nila

salin telah dikembangkan di berbagai wilayah Indonesia, diantaranya adalah

adalah Aceh, Jawa Tengah, Jawah Barat, Sumatera Utara dan Lampung. Beberapa

penelitian tentang salinitas dan kaitannya dengan kajian fisiologi terhadap ikan

nila juga telah dilakukan. Hasil penelitian Mege (1993), menunjukkan bahwa laju

pertumbuhan ikan nila lebih tinggi bila dipelihara pada salinitas > 5 ppt. Hal yang

sama dilaporkan oleh Darwisito (2006), bahwa pada salinitas 10 ppt ketahanan

tubuh ikan nila menjadi lebih baik serta merupakan kondisi lingkungan terbaik

17

yang mempengaruhi reproduksi pada induk ikan nila seperti fekunditas, nilai GSI

(gonad somatik indeks), perkembangan embrio dan waktu inkubasi telur.

Watanabe dan Kuo (1988), mengemukakan bahwa penampilan dan reproduksi

ikan nila lebih baik pada salinitas 5-15 ppt dari pada di air tawar dan air laut 30

ppt.

Selain faktor lingkungan, keberadaan hormon, seperti tiroksin juga

memegang peranan penting dalam pengaturan fisiologi tubuh ikan nila seperti

osmoregulasi, metabolisme dan reproduksi. Hormon tiroksin berperan dalam

mengontrol adaptasi salinitas, meningkatkan konsumsi oksigen, laju metabolisme

protein dan lemak sehingga secara tidak langsung berpengaruh terhadap

reproduksi ikan nila (Handayani 1997). Hasil penelitian Matty (1985),

menyatakan selama maturasi pada induk ikan mas koki, Carassius auratus

hormon tiroksin turut berperan dalam proses vitelogenesis oosit. Konsentrasi

gonadotropin berbeda nyata antara kontrol (tanpa pemberian salmon gonadotropin

dan tiroksin), tanpa pemberian tiroksin dan pemberian salmon gonadotropin yang

ditambahkan dengan hormon tiroksin. Pentingnya peranan hormon dalam

reproduksi ikan menjadi penting untuk dikaji sehingga penelitian ini perlu untuk

dilakukan.

Perumusan Masalah

Sifat euryhalin yang dimiliki oleh ikan nila membuat para petani budidaya

terus mencari alternatif untuk meningkatkan produksi melalui optimalisasi

lingkungan pemeliharaannya. Salah satu yang dilakukan adalah mencoba

memelihara ikan nila pada media bersalinitas. Pengembangan budidaya ikan di

lingkungan bersalinitas (tambak) tentunya membutuhkan ketersediaan benih yang

sudah beradaptasi di lingkungan bersalinitas sehingga perlu dikembangkan

pembesaran atau pemeliharaan induk pada media bersalinitas pula. Pemeliharaan

ikan pada kondisi isoosmotik akan terjadi penghematan energi untuk

osmoregulasi sehingga proses fisiologi dalam tubuh dapat berjalan dengan

optimal, termasuk pertumbuhan dan reproduksi. Hormon yang berperan dalam

pengaturan salinitas adalah hormon tiroid (tiroksin).

18

Keterlibatan hormon tiroid dalam osmoregulasi berhubungan dengan

aktivitas Na+,K

+-ATPase, sehingga dapat meningkatkan aktivitas transport

natrium pada berbagai jaringan epitel termasuk ginjal. Selain berperan dalam

pengaturan osmoregulasi, pada beberapa penelitian menunjukkan bahwa hormon

tiroid juga mempengaruhi laju metabolisme protein, karbohidrat dan lemak (Matty

1985). Hal serupa didukung oleh Woo et al. (1991), bahwa pemberian hormon

tiroksin dalam pakan dapat meningkatkan laju pertumbuhan, aktivitas enzim

pencernaan pada usus dan aktivitas enzim yang terlibat dalam metabolisme

karbohidrat. Hormon tiroid berintegrasi dengan hormon lain secara sinergistis

dalam mengatur laju metabolisme, memfasilitasi pelepasan growth hormone (GH)

dari sel-sel hipofisis, meningkatkan lipolisis serta pengambilan pakan sehingga

berpengaruh secara tidak langsung terhadap reproduksi ikan (Fujaya 2004).

Energi yang berasal dari lemak digunakan selama pembentukan vitelogenesis,

gonadogenesis dan fekunditas. Sementara energi protein digunakan untuk

gonadogenesis, gametogenesis, vitelogenesis, hormon dan enzim (Finstad et al.

2001). Tiroksin juga secara langsung berpengaruh terhadap reproduksi.

Kelancaran sekresi tiroksin oleh kelenjar tirod merupakan salah satu syarat untuk

kelangsungan reproduksi secara normal pada ternak (Toelihere 1979). Sechman et

al. (2009) mengemukakan bahwa pada ayam tiroid dapat meningkatkan

konsentrasi progesteron yang berperan penting dalam proses ovulasi. Pada

manusia, keadaan hipotiroid menyebabkan kegagalan perkembangan gonad dan

sistem saluran reproduksi, perpanjangan masa kebuntingan dan penurunan jumlah

anak pada babi (Robertson dan Falconer 1961). Pada ikan hormon tiroid dalam

plasma induk akan ditransfer kedalam telur dan kemudian kedalam kantung

kuning telur larva (Ayson dan Lam 1993).

Berbagai respon yang ditimbulkan akibat pengaruh pemberian hormon

terhadap proses osmoregulasi dan reproduksi berbeda untuk setiap spesies hewan

serta dosis yang digunakan. Pada ikan dewasa, tiroid mempengaruhi peningkatan

respon hCG (human chorionic gonadotropin). Pada tikus betina, tiroksin berperan

dalam pematangan folikel. Menurut Choksi et al. (2003), pada manusia hormon

tiroid mempengaruhi beberapa aspek reproduksi, seperti metabolisme estrogen,

kematangan seksual, ovulasi, kesuburan dan kemampuan menghasilkan anak.

19

Pada ikan hormon tiroid memainkan peran dalam fungsi dan perkembangan

sistem reproduks meskipun mekanisme secara detail belum sepenuhnya diketahui.

Strategi pemeliharaan ikan nila di perairan laut atau payau perlu mendapat

perhatian terutama menyangkut osmoregulasi sehingga ikan dapat memperkecil

ketersediaan energi untuk reproduksi. Strategi yang dapat dilakukan adalah

memilih strain yang adaptif terhadap kadar garam dan penggunaan hormon yang

salah satunya adalah hormon tiroid (T4). Pemberian hormon tiroksin dapat

membantu ikan dalam mengatur osmoregulasi melalui pengambilan ion-ion oleh

tubuh agar energi yang digunakan untuk osmoregulasi dapat ditekan sekecil

mungkin dan dapat digunakan secara optimal untuk reproduksi. Keberadaan

tiroksin mempengaruhi perkembangan gonad melalui rangsangan terhadap

hormon gonadotropin (Matty 1985).

Keadaan hipotiroidisme atau kekurangan tiroid dalam tubuh dapat

menghambat saluran reproduksi. Kerusakan gonad juga dapat terjadi bila

mencapai keadaan hipertiroidisme dalam tubuh (Toelihere 1979). Pemberian

tiroksin akan memberi pengaruh-pengaruh stimulasi atau keracunan sehingga

perlu diperhatikan dosis dan spesies yang digunakan. Mengacu pada

permasalahan tersebut diatas, maka perlu dilakukan penelitian terkait dengan

pemberian hormon dengan dosis berbeda pada media bersalinitas sehingga

diharapkan dapat memberikan pengaruh terbaik terhadap berbagai aspek

reproduksi ikan nila, baik secara langsung maupun secara tidak langsung.

Tujuan dan Manfaat

Penelitian ini bertujuan untuk mengkaji sejauh mana hormon tiroksin

mempengaruhi fisiologi reproduksi ikan nila yang dipelihara pada beberapa media

salinitas. Manfaat yang diharapkan dari penelitian ini adalah dapat memberikan

informasi dasar tentang dosis optimum hormon tiroksin (T4) terhadap reproduksi

ikan nila yang dipelihara pada media bersalinitas sehingga diharapkan dapat

dikembangkan pembenihan (hatchery) ikan nila pada lingkungan bersalinitas

(payau-laut)

20

Hipotesis

Hipotesis yang diuji dalam penelitian ini adalah interaksi antara pemberian

hormon tirkosin dengan konsentrasi berbeda dan pemeliharaan pada level salinitas

media berbeda dapat meningkatkan kinerja reproduksi dari ikan nila merah

(Oreochromis sp.).

21

TINJAUAN PUSTAKA

Biologi Ikan Nila (Oreochromis sp.)

Nila merah (Oreochromis sp.) merupakan ikan hasil hibridisasi antara ikan

Oreochromis mossambicus dan Oreochromis niloticus. Tergolong dalam ordo

Percomorphi, sub ordo Percoidea, family Cichlidae dan genus Oreochromis

(Stickney 2006). Sebagai ikan yang tergolong euryhalin, ikan nila merah dapat

dibudidayakan di perairan tawar, payau dan laut. Kondisi lingkungan yang

optimal bagi pertumbuhan ikan nila adalah suhu berkisar antara 27-29oC, oksigen

terlarut 3-8,5 ppm, pH 7-8,3; alkalinitas 90-190 ppm, kesadahan 62-79 mg

CaCO3, Ikan tilapia digolongkan sebagai ikan herbivora (Tengjaroenkul et al.

2000), dapat memakan jenis-jenis pakan tambahan seperti dedak halus, tepung

bungkil kacang, ampas kelapa dan sebagainya. Untuk budidaya ikan nila tumbuh

lebih cepat dengan pakan yang mengandung protein >20-25 %.

Ikan nila umumnya lebih dikenal atau dipelihara di perairan tawar, mulai

dari lingkungan yang sempit seperti kolam pekarangan, kolam tadah hujan dan

sawah sampai dengan lingkungan yang sangat luas seperti tambak, sungai atau

waduk (dengan sistem keramba jaring apung). Toleransi terhadap kadar garam

merupakan suatu karakteristik biologi utama dari ikan nila. Pertumbuhan ikan nila

berbeda pada kondisi air tawar, payau (estuari) dan laut. Ikan nila tumbuh lebih

cepat pada salinitas 6-17 ppt dibandingkan dengan air tawar. Pada salinitas 31-36

ppt dapat mematikan secara total (Mege 1993). Performa reproduksi ikan nila

lebih baik pada salinitas 10 ppt (Darwisto 2006), 5-15 ppt dan menurun pada

salinitas > 30 ppt (Watanabe dan Kuo 1988).

Reproduksi dan Perkembangan Gonad

Reproduksi merupakan suatu proses biologi mulai dari differensiasi

seksual hingga dihasilkannya individu baru (larva) yang melibatkan kinerja dari

beberapa jenis hormon (Bernier et al. 2009). Dalam proses budidaya,

pengembangbiakan ikan merupakan salah satu kegiatan yang harus tumbuh dan

berkembangbiak agar kontinuitas produksi budidaya dapat berkelanjutan.

Kegiatan reproduksi terjadi sesudah ikan mencapai masa dewasa; diatur oleh

22

kelenjar-kelenjar endokrin dan hormon-hormon yang menghasilkannya. Awal

matang gonad ikan nila pada ukuran 20-30 cm (150 g) (Stickney 2006); > 50 g

(El-ssayed et al. 2003), tergantung jenis dan strain. Perkembangan gonad ikan nila

dipengaruhi oleh beberapa faktor seperti hormon, makanan dan faktor lingkungan.

Stickney (2006) mengemukakan bahwa ikan nila pada kondisi budidaya

(terkontrol) lebih cepat matang gonad dibandingkan dengan ikan nila yang hidup

di perairan alami.

Secara alami ikan nila dapat memijah sepanjang tahun di daerah tropis.

Pada umumnya pemijahan ikan nila terjadi 6-7 kali/tahun. Rasio betina : jantan

untuk pemijahan adalah 2:1. Fekunditas berkisar antara 243-847 butir telur/ induk

(Mendoza et al. 2005), 300-1.500 butir/induk (Kusnadi dan Bani), 300-3.000

butir/induk (Kordi 2000; Stickney 2006). Nilai fekunditas dipengaruhi oleh

beberapa faktor, seperti pakan, ukuran ikan, diameter telur, dan lingkungan.

Salinitas untuk pemijahan berkisar antara 0-30 ppt (Koda 2003; Ainun 2008).

Beberapa spesies ikan dapat memijah dua atau beberapa kali dalam setahun

(Rustidja 2005). Pada pemijahan secara alami, ikan yang telah matang gonad dan

siap memijah dapat menghasilkan telur yang matang dalam waktu yang singkat

apabila kondisi lingkungan baik.

Tingkat kematangan gonad ovarium ikan nila diklasifikasikan menjadi 5

tingkat (Dadzie dan Wangila 1980) sebagai berikut :

Tabel 1. Tingkat kematangan gonad ovarium ikan nila

No TKG Histologi

1

2

3

4

5

I

II

III

IV

V

Ovarium masih kecil, transparan, dan oosit muda hanya

terlihat dengan menggunakan mikroskop

Ovarium berwarna kuning terang, dan oosit dapat

terlihat dengan mata

Ovarium besar, berwarna gelap, dan ada oosit yang

mulai mengandung kuning telur

Ovarium besar, berwarna coklat, banyak oosit berukuran

maksimal dan mudah dipisahkan.

Ovarium berwarna kuning terang, ukuranya berkurang

karena telur yang sudah matang telah dilepaskan.

Pada ikan dewasa, ovarium secara umum berjumlah sepasang. Oosit yang

berkembang terletak ditengah dalam lapisan folikel. Lapisan folikel terdiri dari

23

lapisan dalam sel (granulosa) dan lapisan luar (sel theca). Oosit berkembang

akibat adanya akumulasi kuning telur (vitelogenesis) dalam sitoplasma.

Vitelogenesis akan berkembang secara penuh dan kemudian mengalami maturasi

dan ovulasi karena adanya pengaruh lingkungan dan hormon. Setelah terjadi

ovulasi maka selanjutnya akan terjadi proses pembelahan dan oosit telah menjadi

telur secara sempurna dan siap dibuahi (Murua dan Kraus 2003).

Dalam satu tingkat kematangan gonad (TKG), komposisi telur yang

dikandung tidak seragam, tetapi terdiri dari berbagai macam telur. Telur

merupakan cikal bakal bagi suatu makhluk hidup, yang proses pembentukannya

sudah mulai pada fase diferensiasi dan oogenesis yaitu terjadinya akumulasi

vitolegenin kedalam folikel (vitelogenesis). Perkembangan diameter telur

meningkat dengan semakin meningkatnya TKG.

Tiroid dan Mekanisme Kerjanya

Hormon tiroksin mempunyai reseptor didalam inti sel (hipofisa, hati,

jantung dan ginjal). Di dalam sel, tiroksin (T4) mengalami deiodinasi dan

ditransformasi menjadi T3. Transformasi T3 berlangsung di dalam membran

plasma dan retikulum endoplasma, Setelah transformasi berlangsung maka T3

migrasi ke sel inti dan melakukan interaksi dengan reseptor yang terdapat di inti.

Akibatnya produksi nuclear RNA (nRNA) dan mocrosmional RNA (mRNA) akan

meningkat. Efek dari T3 disamping untuk pertumbuhan, metamorfosis juga

mampu bekerja sama dengan hormon lain, seperti hormon gonadotropin. T3 juga

bekerja sama dengan kortisol untuk merangsang pembentukan hormon melalui

mRNA yang terdapat dalam hipofisa. Hormon tiroksin dapat dengan mudah

masuk ke dalam sel target melewati dinding sel (membran plasma) dengan cara

transport aktif. Hormon tiroid (T3 dan T4) yang masuk kedalam tubuh dibawa ke

sel target oleh protein plasma. Ayson dan Lam (1993) menyatakan bahwa hormon

tiroksin dalam sirkulasi induk betina dapat ditransfer ke dalam oosit, telur dan

kemudian ke dalam ovarium (kantung kuning telur) sebelum ovulasi. Hormon

tiroid secara tidak langsung membantu dalam proses penyerapan kuning telur.

Bentuk kerjasama hormon dalam tubuh ikan disajikan pada Gambar 1.

24

Gambar 1. Kerjasama berbagai jenis hormon dalam tubuh ikan (Bernier et al.

2009).

Kelenjar pituitari atau hipofisa terletak pada lekukan tulang di dasar

otak dan sering disebut sebagai master gland , mengandung sel-sel pesekresi

hormon adrenocorticotropic (ACTH), hormon pelepas tiroid (TSH, thyroid

stimulating hormone), hormon pertumbuhan (GH, growth hormone), dan

gonadotropin (FSH; follicle stimulating hormone, LH; luithenizing hormone).

Sistem endokrin dalam mengintegrasikan organisme selalu bekerja sama dengan

sistem syaraf (neuroendokrin). Kedua sistem ini mampu mensintesis dan

melepaskan zat–zat kimia khusus dan hormon–hormon tertentu yang mampu

menyebar ke seluruh tubuh organisme. Beberapa hormon yang dihasilkan (FSH

dan LH) secara langsung mempengaruhi berbagai aspek reproduksi seperti

perkembangan gonad, spermatogenesis, fertilisasi dan ovulasi. Hormon lain

(seperti tiroid) bekerja sama dengan hormon-hormon gonadotropin untuk

mempertahankan keadaan metabolik suatu organisme yang memungkinkan

terjadinya reproduksi.

25

Defisiensi dan Kelebihan Tiroid dalam Tubuh

Pembentukan hormon tumbuh yang berlebihan akan mengakibatkan

terjadinya pertumbuhan raksasa (gigantism). Efek hormon tumbuh terlihat jelas

pada bagian tulang panjang. Pertumbuhan tulang yang berlebihan dapat

mengakibatkan kelainan pada persendian sehingga mekanisme kerja dari

persandian tersebut menjadi tidak normal lagi. Produksi hormon tiroid yang

berlebihan akan mengakibatkan terjadinya gangguan terhadap konversi keratin

menjadi kreatinin. Akibat dihambatnya pembentukan kreatinin tersebut maka

pembentukan fosfokreatin juga terhambat yang berakibat diekskresikannya keratin

kedalam urin. Kehilangan keratin dari otot-otot menyebabkan kerja otot tidak

efisien. Demikian juga, apabila kekurangan produksi hormon tiroid di dalam

tubuh maka akan terjadi kelainan-kelainan dalam pertumbuhan (Affandi dan Tang

2003).

Salnilitas, Tiroksin dan Osmoregulasi Ikan

Osmoregulasi merupakan pengaturan tekanan osmotik cairan tubuh yang

layak bagi kehidupan sehingga proses-proses fisiologis tubuh dapat berfungsi

secara normal. Osmoregulasi erat kaitannya dengan salinitas, yakni upaya untuk

mengontrol keseimbangan air dan konsentrasi total dari ion-ion yang terlarut

dalam air, seperti Na (natrium), K (kalium), Ca (kalsium), Mg (magnesium), Cl

(khlor), SO4 (sulfat), dan HCO3 (asam karbonat) antara tubuh dan lingkungannya

(Effendi 2003). Selama osmoregulasi, hewan air membutuhkan keseimbangan

osmotik antara cairan tubuh dan media yang sangat penting terhadap

kelangsungan hidupnya. Hormon memainkan peran sebagai pengontrol terhadap

proses adaptasi ikan dan transport ion (McCormick dan Bradsaw 2006).

Osmoregulasi pada ikan air laut berbeda dengan ikan air tawar. Ikan air

laut hidup dalam medium yang memiliki konsentrasi osmotik lebih tinggi dari

cairan tubuhnya sehingga ikan cenderung kehilangan air melalui kulit dan insang

serta kemasukan garam-garam melalui proses difusi (hipoosmotik). Ion-ion

natrium dan klorida diserap oleh usus dan dibuang melalui ginjal. Sementara ikan

air tawar memiliki konsentrasi media yang lebih rendah dari konsentrasi cairan

26

tubuhnya (hiperosmotik) sehingga secara alami air bergerak masuk kedalam tubuh

dan ion-ion keluar ke lingkungan secara difusi. Secara rinci proses osmoregulasi

pada ikan dijelaskan pada Gambar 2.

Gambar 2. Proses pengeluaran dan penyerapan ion dan air dalam

tubuh ikan air tawar dan air laut.

Beberapa organ yang berperan dalam proses pengaturan tersebut antara

lain, insang, ginjal dan usus. Organ-organ ini melakukan fungsi adaptasi dibawah

kontrol hormon osmoregulasi, terutama hormon-hormon yang disekresikan oleh

pituitari, ginjal dan urofisis, diantaranya hormon prolaktin (PRL) dan hormon

tiroid (Gambar 3).

Gambar 3. Kontrol endokrin terhadap osmoregulasi ikan (Smith 1982)

27

Pada insang, sel-sel berperan dalam osmoregulasi adalah sel-sel klorida

yang terdapat pada dasar lembaran-lembaran insang, sementara ginjal digunakan

untuk membersihkan dan menjernihkan plasma darah dari zat-zat yang tidak

diinginkan. Usus aktif mengambil ion-ion monovalen (Na+, K

+, Cl

-) dan air.

Proses-proses tersebut berjalan dibawah pengaruh hormon.

Hormon tiroid mempengaruhi aktivitas enzim Na+/K

+ ATP-ase yang

terdapat pada membran, sehingga terjadi peningkatan aktivitas transport natrium

akibat meningkatnya konsumsi oksigen. Na+,K

+-ATPase juga menyediakan energi

sebagai tenaga penggerak untuk transport Na+ dalam berbagai epitel osmoregulasi

termasuk ginjal. Pengaruh tiroid terhadap aktivitas Na+, K

+-ATPase pada adaptasi

ikan air laut telah menjadi subjek dalam banyak penelitian. Hormon tiroid

dilaporkan dapat mempertahankan keseimbangan osmotik Na+ selama melakukan

osmoregulasi (tantangan osmoregulasi), mendorong aktivitas pompa Na+ dan

dinamika morfometrik sel klorida, serta membantu kemampuan

hiperosmoregulator pada tilapia air tawar (Peter et al. 2000).

Peranan Hormon Tiroid dalam Metabolisme Ikan

Hormon tiroid (T3 dan T4) pada organisme, termasuk hewan terlibat dalam

regulasi atau pengaturan homeostatis dan metabolism energi, protein dan lemak.

Pengaruh tiroid terhadap sintesis protein melalui aktivitas RNA. Adanya interaksi

hormon tiroid dan reseptor pada inti maka aktivitas enzim polymerase akan

meningkat dan pembentukan RNA-pun akan meningkat (Djojosoebagyio 1990).

Konsentrasi hormon tiroid tergantung dari beberapa faktor, diantaranya adalah

lingkungan dan gizi (Todini 2007).

Selain protein, hormon tiroid juga dilaporkan dapat mengubah pola

metabolisme karbohidrat melalui peningkatan aktivitas enzim amilase sehingga

kecernaan dan absorpsi karbohidrat menjadi tinggi akibatnya terjadi peningkatan

kadar glukosa serum (Woo et al. 1991). Penjelasan lebih lanjut dikemukakan oleh

Tytler dan Calow (1985), bahwa terjadi peningkatan aktivitas glikogen dan

beberapa enzim metabolisme karbohidrat seperti glukosa 6-fosfat dehidrogenase,

isositrat dehidrogenase, glukosa 6-fosfat dan 1,6-difosfatase. Selain itu, penelitian

28

yang dilakukan pada ikan sidat menunjukkan bahwa pemberian tiroid juga dapat

meningkatkan enzim aldolase (enzim yang terlibat dalam glikolisis). Dengan

adanya peningkatan metabolisme glukosa maka karbohidrat berperan sebagai

sparing action pada penggunaan energi. Jalur katabolisme glukosa ini sangat

penting untuk biosintesis asam lemak, karena meningkatnya glikolisis akan

menurunkan lemak sebagai sumber energi.

Energi dari asupan pakan yang digunakan untuk reproduksi berasal dari

lemak dan protein. Lemak berfungsi pada peran vitelogenesis, fekunditas,

penetasan, dan sumber energi untuk larva. Secara umum protein yang dibutuhkan

pada tahapan reproduksi adalah untuk gonadogenesis, gametogenesis,

vitelogenesis, hormon dan enzim (Finstad et al. 2001). Menurut Sibly dan Calow

(1986), kebutuhan energi tertinggi pada makhluk hidup terjadi pada saat

pematangan dan reproduksi dimana pakan yang diperoleh diubah menjadi zat-zat

yang diperlukan bagi keberhasilan pemijahan. Energi yang dihabiskan untuk

reproduksi ada tiga : (a) untuk produk seksual primer yaitu telur dan sperma

(gamet); (b) untuk karakteristik seksual sekunder; dan (c) untuk tingkah laku

reproduksi (Tytler dan Calow 1985). Aristizabal (2007) mengatakan pada ikan

diperoleh dua jenis bentuk penyimpanan energi yaitu untuk pertumbuhan dan

reproduksi, dimana proses reproduksi merupakan bentuk penyimpanan energi

yang dapat diukur berdasarkan energi yang terdapat pada gonad (ovari) dan testes.

Peranan Hormon Tiroid dalam Reproduksi Ikan

Hormon tiroid termasuk dalam golongan hormon reproduksi sekunder.

Hormon-hormon reproduksi sekunder merupakan zat-zat endokrin yang dengan

aktivitas metabolik yang mempertahankan fungsi fisiologi tubuh dan

memungkinkan berlangsungnya proses-proses reproduksi. Kelancaran sekresi

tiroksin oleh kelenjar tiroid merupakan salah satu syarat untuk kelangsungan

reproduksi secara normal. Hipotiroidisme menyebabkan kekerdilan (cretinismus)

dengan kegagalan perkembangan gonad dan sistem saluran reproduksi. Kadar

tiroksin yang tinggi dapat merusak gonad (Toelihere 1979).

29

Pada hewan dewasa, tiroid mempengaruhi peningkatan respon hCG

(human chorionic gonadotropin) dalam merangsang ovulasi (Frandson 1986),

berperan dalam pematangan folikel pada tikus betina dewasa dan peningkatan

konsentrasi testosterone pada tikus jantan. Pada manusia tiroid mempengaruhi

beberapa aspek reproduksi, seperti metabolisme estrogen, kematangan seksual,

ovulasi, kesuburan dan kemampuan menghasilkan anak (Choksi et al. 2003). Pada

ikan hormon tiroid juga memainkan peran dalam fungsi dan perkembangan sistem

reproduksi.

Oksigen dan Pertumbuhan

Oksigen memberikan pengaruh secara umum pada pertumbuhan melalui

jalur metabolisme dan relokasi dari sumber energi. Oksigen merupakan limiting

factor bagi metabolisme ikan dan secara langsung akan mempengaruhi

pertumbuhan dan aktivitas tubuh lainnya. Oleh karena itu kecukupan oksigen

dalam perairan harus diperhatikan agar fisiologi tubuh ikan dapat berjalan

optimal. Sebagian besar oksigen dimanfaatkan oleh ikan untuk proses respirasi.

Ikan bernafas secara terus menerus sehingga membawa molekul oksigen dengan

permukaan organ pernapasan dalam hal ini adalah insang. Jumlah oksigen yang

terikat per unit volume darah bergantung pada jumlah eritrosit, konsentrasi

hemoglobin dalam eritrosit, tekanan parsial oksigen yang berlaku, dan keberadaan

oxygen-binding property yang ada di molekul hemoglobin. Kemudian oksigen

ditransportasikan kedalam saluran darah dari insang menuju lokasi konsumsi.

Kelarutan oksigen merupakan faktor lingkungan yang penting bagi pertumbuhan

ikan, jika kandungan oksigen rendah dapat menyebabkan ikan kehilangan nafsu

makan sehingga mudah terserang penyakit dan dapat mengakibatkan

pertumbuhannya terhambat (Diaz 2001).

30

Ikan membutuhkan energi untuk memelihara tubuh, aktivitas sehari-hari dan

pertumbuhan. Pertumbuhan akan terjadi apabila masih terdapat kelebihan energi

setelah kebutuhan untuk pemeliharaan tubuh dan aktivitas terpenuhi. Energi yang

diperoleh dari pakan, oleh ikan terlebih dahulu digunakan untuk pemeliharaan dan

aktivitas tubuh. Bentuk energi yang dapat digunakan untuk menyokong aktifitas

hidup yaitu diperoleh dalam bentuk protein, lemak dan karbohidrat dalam pakan.

Semakin tinggi aktivitas fisik atau laju metabolisme yang tinggi, semakin besar

energi yang diperlukan. Faktor internal dan eksternal yang mempengaruhi

metabolisme dan pertumbuhan disajikan pada Gambar 4.

Gambar 4. Faktor eksternal dan internal yang mempengaruhi metabolisme dan

pertumbuhan ikan (Brett 1979).

Kemampuan-kemampuan ikan dalam proses metabolisme dapat

dipengaruhi oleh faktor-faktor lingkungan yaitu abiotik dan biotik. Faktor abiotik

(fisika dan kimia) yaitu cahaya, suhu, oksigen, pH, salinitas dan faktor biotik

(biologi) seperti padat tebar (Brett 1979; Santos et al. 2010).

31

Glukosa Darah sebagai Indikator Stres

Stres merupakan keadaan dimana ikan tidak mampu mengatur kondisi

fisiologis secara normal karena berbagai faktor yang mempengaruhi kondisinya

atau dikenal dengan stresor. Sejumlah keadaan yang dapat berperan sebagai

stresor antara lain; 1) stresor kimiawi yakni stress yang timbul akibat masalah

kualitas air buruk seperti oksigen rendah, pH dan salinitas tidak sesuai, polusi

akibat penggunaan bahan kimiawi, komposisi pakan, senyawa nitrogen dan sisa

metabolisme; 2) stressor fisika yaitu stres yang timbul akibat suhu lebih tinggi

atau lebih rendah dari normal, cahaya berlebih atau kurang, suara, dan gas-gas

terlarut; 3) stresor biologi yaitu stress yang disebabkan oleh densitas populasi

terlalu tinggi dan penyakit akibat mikroba atau parasit (Marcel et al. 2009).

Pendekatan yang dapat dilakukan untuk mengetahui keadan stress pada

ikan adalah perubahan naik turunnya kadar glukosa darah. Mekanisme terjadinya

perubahan glukosa darah selama stres dimulai dari diterimanya informasi

penyebab stres oleh organ reseptor (neuroendokrin). Selanjutnya informasi

tersebut disampaikan ke otak bagian hipothalamus melalui sistem syaraf. Sistem

syaraf kemudian menstimulir medulla adrenal untuk melepaskan ACTH

(adrenocorticotrophic hormone). ACTH selanjutnya akan memicu sintesis

kortisol dan sekresinya dari sel-sel internal di sinyal serta memobilisasi

peningkatan glukosa darah (Bernier 2005). Stres dapat mengakibatkan ikan

menjadi shok, tidak mau makan, memijah, dan meningkatnya kepekaan terhadap

penyakit. Kadar glukosa darah yang tinggi mampu menurunkan bahkan menekan

produksi gonadotropin realizing hormone (GnRH) yang diproduksi oleh

hipotalamus. Pada akhirnya stress akan menurunkan jumlah sperma pada jantan

dan masalah ovulasi pada betina. Selain itu stress juga berpengaruh terhadap

aktivitas seksual ikan (Schreck et al. 2000).

Kestabilan kadar glukosa darah sangat penting bagi kehidupan ikan.

Apabila kadar glukosa darah mengalami penurunan dari tingat normal, hormon-

hormon tersebut dengan segera akan berfungsi untuk meningkatkan glukosa darah

melalui pemecahan glikogen di hati dan otot (Mazeaud dan Mezaeud 1981). Stres

yang diterima akan mempengaruhi kemampuan imunitas sehingga berdampak

buruk pada reproduksi seperti tingkat kematangan gonad, ovulasi, dan kualitas

32

gamet. Proses-proses tersebut diatur oleh hormon melalui pengaturan kecepatan

reaksi enzimatik glukosa dan kecepatan transpor aktifnya. Beberapa hormon yang

berperan penting dalam meregulasi darah adalah insulin, glukagon dan hormon

tiroid (Piliang dan Djojosobagio 2000; Bernier 2005).

33

METODE PENELITIAN

Waktu dan Tempat Penelitian

Pemeliharaan ikan dilakukan di Laboratorium Sistem dan Teknologi

Budidaya, IPB. Histologi gonad dilakukan di Laboratorium Kesehatan Ikan

(LKI), uji glukosa dan osmolaritas darah dilakukan di Laboratorium Embriologi

Fakultas Kedokteran Hewan IPB. Proksimat protein dan lemak pakan dan ikan di

lakukan di Laboratorium Pusat Antar Universitas (PAU), IPB. Pengamatan

diameter oosit dilakukan di Laboratorium Reproduksi dan Genetika organisme

Akuatik, BDP IPB. Pelaksanaan penelitian dilakukan selama + 4 bulan.

Alat dan Bahan

Wadah dan Media Percobaan

Wadah yang digunakan berupa bak terpal berukuran 65x60x50 cm

sebanyak 27 unit (Lampiran 1). Setiap wadah di isi air sebanyak 150 liter,

dilengkapi filter dan aerasi. Media percobaan (Lampiran 2) yang digunakan

adalah bersalinitas 10 ppt, 20 ppt dan media air tawar (0 ppt). Untuk

mempermudah penggunaan atau pergantian air selama pemeliharaan, disiapkan

empat buah bak tandon masing-masing untuk menampung air bersalinitas 10 ppt,

20 ppt, 30 ppt dan air tawar yang sudah diencerkan terlebih dulu dan diareasi.

Ikan Uji

Ikan uji yang digunakan dalam penelitian ini adalah induk betina ikan nila

merah (Oreochromis sp.) hasil budidaya di Kolam Departemen Budidaya

Perairan. Jumlah total induk yang disediakan adalah 200 ekor dan sebanyak 108

ekor dipilih secara selektif dengan bobot yang sama (200-300 g/ekor) untuk

digunakan sebagai ikan uji perlakuan. Lima ekor ikan nila diambil sebagai data

awal untuk dianalisa tingkat kematangan gonad sebelum diberi perlakuan.

Bahan Uji

Untuk bahan perlakuan menggunakan hormon tiroksin berupa tablet

dengan dosis per tablet adalah setara dengan 100 µg tiroksin. Sebelum diberi

perlakuan, sebanyak 10 gr (1000 µg tiroksin) terlebih dahulu digerus dengan

34

menggunakan mortar hingga halus (berbentuk bubuk), kemudian dilarutkan ke

dalam 20 ml larutan dimetilsulfoksida (DMSO). Larutan kemudian didiamkan

selama 24 jam dalam magnetik spiral agar hormon tiroksin benar-benar larut.

Larutan (tiroksin + DMSO) kemudian diambil dengan menggunakan suntikan

syringe 1 ml dan siap diinjeksi ke ikan dengan dosis sesuai masing-masing

perlakuan.

Pelaksanaan Penelitian

Persiapan Induk

Induk nila yang diambil dari kolam diangkut kedalam wadah pemeliharaan

berupa bak beton dan fiber yang telah disiapkan terlebih dulu. Air disiapkan

seminggu sebelum ikan diambil, dilengkapi dengan sistem filter dan aerasi. Ikan

dipelihara selama + seminggu dengan pemberian pakan secara at satiation.

Penyiponan dilakukan dua hari sekali untuk menghindari kotoran mengendap di

dasar bak dan dilakukan pergantian air sebanyak 50 %.

Adaptasi Induk

Induk yang telah dipelihara sebelumnya dipindahkan ke masing-masing

wadah percobaan dengan kepadatan 4 ekor/bak. Peningkatan salinitas dilakukan

setelah tiga hari pemindahan ikan. Untuk menghindari stres, dilakukan

peningkatan salinitas secara bertahap dengan perubahan 2-4 ppt setiap harinya

hingga mencapai delapan hari.

Teknik Penyuntikan

Penyuntikan dilakukan seminggu setelah ikan sudah mampu beradaptasi

dengan media pemeliharaan bersalinitas; dilakukan secara intra muscular (IM),

yaitu pada daerah antara pangkal sirip punggung dengan linea lateralisnya

sebanyak dua minggu sekali, dimulai minggu pertama pemeliharaan hingga

minggu keenam. Penyuntikan menggunakan spuit syringe 1 ml dengan dosis

sesuai pada masing-masing perlakuan. Untuk mengurangi tingkat stres, ikan nila

dipuasakan sehari sebelum penyuntikan dilakukan; bersamaan dengan pembuatan

larutan hormon tiroksin.

35

Pemberian Pakan

Pakan uji yang diberikan adalah pelet komersial dengan kandungan protein

sebesar 30-33% dan lemak sebesar 11,6 %. Pemberian dilakukan dua kali sehari

yaitu pagi (08: 00) dan sore (06: 00) secara at satiation.

Prosedur Pengambilan Sampel Darah

Pengambilan sampel darah untuk pengukuran kandungan kadar glukosa dan

osmolaritas tubuh ikan nila dilakukan dengan mengambil sebanyak 3 ml sampel

darah ikan pada bagian pangkal ekor dengan menggunakan spuit 3 ml yang telah

diberi antikoagulan (cirate-phosphate-sextrosesolution, Sigma C-7165) agar darah

tidak beku. Sampel darah dimasukkan ke dalam tabung polietilen dan disentrifus

pada kecepatan 600 rpm selama 5 menit. Plasma darah hasil sentrifus diambil dan

dipindahkan ke tabung polietilen baru untuk disimpan dalam freezer (-20oC)

sampai dilakukan analisis.

Pengambilan Data dan Pengukuran Kualitas Air

Sampling (pengambilan data) penelitian dilakukan pada awal penelitian

yaitu hari ke-0 pemeliharaan, hari ke-14 dan seterusnya hingga hari ke-56;

diambil secara teratur dengan interval waktu 14 hari sampai hari akhir penelitian.

Sampling ikan meliputi perkembangan gonad, GSI dan HSI, diameter telur,

gradient osmotik, glukosa darah, tingkat konsumsi oksigen, dan pertumbuhan.

Perkembangan gonad diikuti dengan mengamati histologi gonad (Lampiran 3).

Analisis proksimat lemak dan protein daging ikan nila dilakukan pada akhir

penelitian. Kualitas air diukur setiap minggu meliputi suhu, pH dan oksigen.

Untuk mengetahui perubahan yang terjadi pada gonad secara kuantitatif

dilakukan pengukuran gonad somatik indek (GSI), diameter telur dan fekunditas.

Pengukuran GSI dilakukan dengan cara membedah ikan untuk diambil gonadnya

kemudian ditimbang. Penimbangan dilakukan dengan menggunakan timbangan

analitik.; gonad diambil sebanyak tiga ekor per perlakuan. Data fekunditas

diperoleh dengan menghitung jumlah total telur yang terdapat dalam gonad,

sedangkan diameter telur diukur dibawah mikroskop yang dilengkapi mikrometer,

36

dengan pembesaran 40x. Jumlah telur yang diamati adalah 100 butir per gonad

(300 butir/perlakuan).

Rancangan Penelitan

Rancangan percobaan yang digunakan dalam penelitian ini adalah

Rancangan Acak Lengkap (RAL dua faktor) dengan pola faktorial 3 x 3. Dosis

hormon sebagai faktor pertama dengan level konsentrasi 0 ng/g BW , 50 ng/g

BW, 100 ng/g BW dan salinitas sebagai faktor kedua dengan level 0 ppt, 10 ppt

dan 20 ppt. Keseluruhan percobaan terdiri atas sembilan kombinasi perlakuan, dan

masing-masing perlakuan diulang sebanyak tiga kali sehingga jumlah satuan

percobaan sebanyak 27 (Tabel 2).

Tabel 2. Perlakuan percobaan kajian reproduksi ikan nila merah (Oreochromis

sp.) setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada beberapa media

salinitas

Tiroksin

(ng/g BT) Salinitas (ppt)

0 10 20

0 A (T0:S0) B (T0:S10) C (T0:S20)

50 D (T50:S0) E (T50:S10) F (T50:S20)

100 G (T100:S0) H (T100:S10) I (T100:S20) Keterangan : BT = Bobot tubuh

Setiap perlakuan menggunakan tiga wadah dan tiap wadah diisi empat

ekor ikan sehingga setiap perlakuan terdiri dari 12 ekor ikan. Sebanyak 27 ekor

ikan akan diambil setiap 14 hari dengan masing-masing perlakuan sebanyak tiga

ekor untuk dilakukan analisa kematangan gonad, diameter telur dan parameter

penunjang lainnya.

Model rancangan penelitian yang digunakan adalah :

Yij = µ + αi + βj + (αβ)ij + €ijk

Dimana :

Yijk = Nilai pengamatan pada faktor ke 1 taraf ke-I, faktor 2 taraf ke-j, dan

ulangan ke-k

µ = Rata-rata umum

ti = Pengaruh faktor 1 (dosis hormon)

37

βj = Pengaruh faktor 2 (salinitas)

(αβ)ij = Komponen interaksi dari faktor 1 dan faktor 2

€ij = Pengaruh acak yang menyebar normal

Parameter Uji yang Diamati

Parameter uji yang diamati dalam penelitian ini terdiri dari parameter

utama dan parameter pendukung. Parameter utama berupa diameter oosit,

fekunditas, gonad somatik indeks (GSI) dan HSI (hepato somatik indeks).

Parameter pendukung berupa pertumbuhan, kadar glukosa darah, gradient

osmotik, tingkat konsumsi oksigen (TKO), retensi lemak dan retensi protein.

Parameter Utama

Penentuan Diameter Oosit

Diameter oosit diamati dengan mengambil sampel telur secara acak pada

gonad ikan sebanyak 100 butir/ekor. Sampel telur kemudian difiksasi dengan

alkohol 70%. Diameter telur diukur menggunakan mikroskop yang dilengkapi

dengan mikrometer okuler. Sampel telur yang telah diukur dihitung rataannya dan

dibuat distribusi frekuensi panjang total dan diameter telur (mm) dengan

menggunakan rumus (Mattjik dan Sumertajaya 2000):

Menentukan nilai maksimum dan minimum dari keseluruhan data

Menghitung jumlah kelas ukuran dengan rumus : K=1+(3,32 log );

K = jumlah kelas ukuran, n = jumlah data pengamatan.

Menghitung rentang data/wilayah (wilayah = data terbesar-data

terkecil).

Menghitung lebar kelas (lebar kelas = wilayah dibagi dengan

jumlah kelas).

Menentukan limit bawah kelas bagi selang kelas yang pertama dan

limit atas kelasnya. Limit atas kelas diperoleh dengan

menambahkan lebar kelas pada limit bawah.

Mendaftarkan semua limit kelas untuk setiap selang kelas

Menentukan nilai tengah bagi masing-masing selang dengan

merata-ratakan limit atas.

38

Menentukan frekuensi bagi masing-masing kelas

Menjumlahkan frekuensi dan memastikan apakah hasilnya sama

dengan banyaknya total pengamatan serta membuat histogram

(Lampiran 6).

Fekunditas

Fekunditas merupakan jumlah telur yang akan dikeluarkan oleh induk

pada saat memijah. Fekunditas dihitung dengan menggunakan rumus berikut :

F =(G x X)

Q x W

Keterangan :

F : Fekunditas (butir telur/kg bobot tubuh)

G : Bobot telur individu/gonad (g)

X : Jumlah telur sampel (butir)

Q : Bobot telur sampel (g)

W : Bobot tubuh individu (g)

Gonad Somatik Indeks (GSI, %)

GSI (%) =Bobot gonad

Bobot tubuh x 100

Hepato Somatik Indeks (HSI, %)

HSI (%) =Bobot hepato

Bobot tubuh x 100

Parameter Pendukung

Gradien Osmotik

Gradien osmotik dihitung berdasarkan formula yang digunakan oleh

Anggoro (1992). Pengukuran gradien osmotik disajikan dalam Lampiran 4.

Gradien osmotik dinyatakan sebagai tingkat konsumsi oksogen (TKO).

TKO = Osmolaritas darah ikan (mOsm/LH2O) – Osmolaritas media

(mOsm/LH2O).

39

Tingkat Konsumsi Oksigen (TKO’s)

TKO’s diukur dengan menghitung rasio oksigen terlarut pada awal dan

akhir penelitian per satuan waktu. Metode pengukuran dengan menggunakan

akuarium bervolume 30x30x25 cm. Air diaerasi selama 1 hari sehingga jenuh

oksigen. Sebelum ikan dimasukkan kedalam wadah, kandungan oksigen awal

dihitung. Selanjutnya satu ekor ikan yang sebelumnya telah dipuasakan selama

satu hari ditimbang kemudian dimasukkan ke dalam wadah. Setelah satu jam,

dihitung lagi DO akhirnya. TKO’s diperoleh dengan menggunakan persamaan

berikut (Pavlovskii 1964).

TKO’s = {(DO awal – DO akhir)/W x t} x V

Keterangan:

TKO’s : Tingkat konsumsi oksigen (mg O2/gr tubuh/jam)

DO awal : Oksigen terlarut pada awal pengamatan (mg/L)

DO akhir : Oksigen terlarut pada akhir pengamatan (mg/L)

W : Berat ikan uji (gr)

T : Periode pengamatan (jam)

V : Volume air dalam respirometer (L)

Kadar Glukosa Darah

Pemeriksaan kadar glukosa darah digunakan sebagai indikator stress

sekunder akibat perlakuan. Prosedur pengukuran kadar glukosa darah disajikan

dalam Lampiran 5. Pengukuran dihitung dengan menggunakan rumus :

GD =AbsSp

AbsSt x GSt

Keterangan:

[ GD ] : Konsentrasi glukosa darah (mg/ml)

AbsSp : Absorbansi sampel

AbsSt : Absorbansi standar

[ GSt ] : Konsentrasi glukosa standar (mg/ml)

40

Retensi Protein (%)

Retensi protein dihitung berdasarkan persamaan (Takeuchi, 1998)

RL =F − I

P x 100%

Keterangan :

RP = Retensi protein (%)

F = Jumlah lemak tubuh pada awal pemeliharaan

P = Jumlah protein yang dikonsumsi ikan

Retensi Lemak (%)

Retensi lemak dihitung berdasarkan persamaan (Takeuchi, 1998)

RP =F − I

P x 100%

Keterangan :

RL = Retensi lemak (%)

F = Jumlah lemak tubuh pada awal pemeliharaan

P = Jumlah protein yang dikonsumsi ikan

Pertumbuhan ikan

Data laju pertumbuhan ikan uji diperoleh dengan melakukan pengambilan

ikan uji awal dan akhir penelitian, kemudian ditimbang beratnya. Laju

pertumbuhan ikan dianalisa dengan menggunakan rumus berikut :

1t

Wo

Wt x 100

Dimana: α = Laju pertumbuhan bobot rerata harian (%)

Wt = Bobot rata-rata individu pada waktu t (g)

Wo = Bobot rata-rata individu pada waktu t0 (g)

t = Lama percobaan (hari)

41

Analisa Data

Data yang diperoleh dari hasil penelitian dibuat tabulasi kemudian

dilakukan analisis sidik ragam (ANOVA) dengan uji F. Jika pada setiap perlakuan

terdapat pengaruh nyata terhadap respon yang diamati dilakukan uji lanjut

Duncan. Jika tidak terdapat perbedaan nyata (P>0,05) maka semua data akan

dianalisis secara deskriptif dalam bentuk tabel dan grafik. Sebagai alat bantu

untuk pengelolaan data dalam uji statistik digunakan program SPSS 17 (Steel and

Torrie 1993).

42

HASIL

Parameter Utama

Parameter utama hasil pengamatan pemberian hormon tiroksin terhadap

reproduksi ikan nila yang dipelihara pada media bersalinitas terdiri dari hepato

somatik indeks (HSI, %), diameter telur (DM, mm), gonad somatik indeks

(GSI,%), dan fekunditas (FK, butir/ekor).

Hepato Somatik Indeks (HSI, %)

Perubahan nilai HSI terjadi seiring dengan terjadinya proses sintesis

vitelogenin selama perkembangan gonad. Sintesis vitelogenin dalam tubuh ikan

terjadi di hati, merupakan komponen utama dari oosit yang sedang tumbuh. Dari

Gambar 5 dapat dilihat bahwa persentase nilai HSI terus meningkat dari minggu

pertama hingga minggu ke-8 pemeliharaan. Sebagian besar perlakuan mencapai

persentase nilai tertinggi (optimal) pada minggu ke-6, kemudian pada beberapa

perlakuan mulai terlihat menurun pada minggu ke-8 pemeliharaan.

Keterangan: (A) Tiroksin 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,10; (C) 0,20; (D) 50,0; (E)

50,10; (F) 50,20; (G) 100,0; (H) 100,10; (I) 100,20

Gambar 5. Perkembangan persentase nilai hepato somatik indeks ikan nila merah

(Oreochromi sp.) pada masing masing perlakuan selama pemeliharaan

(M0-M8 = Minggu ke-0 sampai ke-8)

43

Nilai HSI ikan nila meningkat seiring dengan peningkatan salinitas media

pemeliharaan hingga 10 ppt, dan menurun apabila dipelihara pada salinitas 20 ppt

(Tabel 3).

Tabel 3. Nilai rataan hepato somatik indeks (HSI, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin (T4)

(ng/g BT)

Salinitas (ppt)

0 10 20 X

0 0,47+0,106 1,54+0,053 1,33+0,093 1,11+0,084a

50 1,54+0,121 1,60+0,145 1,43+0,065 1,52+0,110a

100 1,47+0,109 1,61+0,226 1,38+0,085 1,49+0,140a

X 1,16+0,112b 1,58+0,141a 1,38+0,081b Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh perlakuan

pada P<0,05. (BT= Bobot tubuh).

Persentase nilai HSI meningkat dengan pemberian tiroksin. Pada

perlakuan C (T4 0 ng/g BT, salinitas 0 ppt) mengalami peningkatan dari

1,33+0,093 % menjadi 1,43+0,065 % dengan pemberian T4 50 ng/g BT

(Perlakuan F), namun secara statistik tidak memberikan perbedaan secara nyata

antar perlakuan. Hal yang sama terjadi pada kombinasi atau interaksi antara T4

dengan salinitas (P>0,05). Pada Tabel 3 dapat dilihat bahwa nilai HSI ikan nila

pada perlakuan C adalah 1,33+ 0,093 % meningkat menjadi 1,54+ 0,053 % pada

perlakuan B (T4 0 ng/g BT, salinitas 10 ppt). Secara statistik menunjukkan bahwa

pemeliharaan ikan pada media bersalinitas berpengaruh terhadap nilai HSI

(Lampiran 8). Nilai HSI tertinggi diperoleh pada ikan yang dipelihara pada

salinitas 10 ppt dengan rataan persentase nilai HSI sebesar 1,58+0,141 %. Pada

salinitas 0 ppt dan 20 ppt memberikan pengaruh yang sama terhadap persentase

nilai HSI ikan nila.

Diameter Telur

Diameter telur merupakan garis tengah telur atau ukuran panjang dari

suatu telur yang diukur dengan mikrometer berskala. Dalam satu tingkat

kematangan gonad (TKG), diameter telur yang dikandung tidak homogen.

Berdasarkan hasil statistik, pemberian interaksi hormon tiroksin dengan

pemeliharaan ikan pada beberapa media salinitas tidak memberikan pengaruh

nyata terhadap diameter telur ikan nila (P<0,05) (Tabel 4) namun perkembangan

44

tiap perlakuan dari minggu ke-2 hingga minggu ke-8 terlihat pola yang terus

meningkat. Sebagian besar perlakuan mencapai nilai maksimum pada minggu ke-

6 dan ke-8 (Gambar 6).

Keterangan: (A) tiroksin 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,10; (C) 0,20; (D) 50,0; (E)

50,10; (F) 50,20; (G) 100,0; (H) 100,10; (I) 100,20

Gambar 6. Perkembangan diameter telur (DM, mm) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) pada masing-masing perlakuan selama

pemeliharaan (M0-M8= Minggu ke-0 sampai ke-8).

Tabel 4. Nilai rataan diameter telur (DM, mm) ikan nila merah (Oreochromis

sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin (T4)

(ng/g BT)

Salinitas (ppt)

0 10 20

0 1,51+0,030a 1,51+0,008

a 1,47+0,094

a

50 1,54+0,073a 1,52+0,018

a 1,50+0,047

a

100 1,52+0,014a 1,54+0,080

a 1,48+0,024

a

Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh perlakuan

pada P<0,05

Gonad Somatik Indeks (GSI, %)

Nilai rataan GSI ikan nila dari masing-masing perlakuan selama

pemeliharaan memperlihatkan pola yang terus meningkat hingga minggu ke-6.

Pada minggu ke-8, nilai GSI pada sebagian besar perlakuan terlihat mulai

menurun (Gambar 7).

45

Keterangan: (A) tiroksin 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,10; (C) 0,20; (D) 50,0;

(E) 50,10; (F) 50,20; (G) 100,0; (H) 100,10; (I) 100,20.

Gambar 7. Perkembangan perkembangan nilai GSI ikan nila merah (Oreochromis

sp.) pada masing-masing perlakuan selama pemeliharaan

Nilai GSI tertinggi diperoleh pada perlakuan H (T4 100 ng/g BT, salinitas

10 ppt) dengan nilai rataan optimal mencapai 2,44+0,181 % (Tabel 5). Hal ini

menunjukkan bahwa pemberian tiroksin juga dapat meningkatkan nilai GSI,

namun tidak berbeda secara statistik.

Tabel 5. Nilai rataan gonad somatik indeks (GSI, %) ikan nila merah

(Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin (T4)

(ng/g BT)

Salinitas (ppt)

0 10 20 X

0 3,23+0,856 2,46+0,451 1,59+0,193 2,43+1,500a

50 2,28+0,155 2,04+0,102 1,64+0,135 1,98+0,131a

100 1,81+0,181 2,44+0,181 1,87+0,234 2,04+0,305a

X 2,44+0,500a 1,98+0,131a 1,70+1,986b Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh perlakuan

pada P<0,05. (BT= Bobot tubuh).

Berdasarkan analisis ragam menunjukkan bahwa tidak terlihat interaksi

antara hormon tiroksin dengan salinitas dalam memberikan pengaruh terhadap

nilai GSI ikan nila (P>0,05). Pemeliharaan ikan nila pada media bersalinitas

mempengaruhi nilai GSI. Dari Tabel 5 dapat dilihat bahwa nilai rataan GSI

terendah diperoleh dari ikan yang dipelihara pada salinitas 20 ppt yaitu

1,70+1,986 % dan tertinggi pada ikan yang dipelihara pada salinitas 0 ppt dengan

46

rataan nilai GSI 2,44+0,500%, tidak berbeda secara signifikan dengan nilai GSI

ikan nila yang dipelihara pada salinitas 10 ppt. Pemberian dosis tiroksin meskipun

memberikan pengaruh yang berbeda terhadap nilai GSI antar perlakuan namun

secara statistik tidak menunjukkan perbedaan signifikan (Lampian 10).

Fekunditas (FK, butir/ekor)

Fekunditas merupakan jumlah telur yang akan dikeluarkan ikan pada saat

memijah; dipengaruhi oleh berbagai faktor seperti nutrisi, hormon dan faktor

lingkungan. Berdasarkan hasil statistik menunjukkan bahwa interaksi perlakuan

tiroksin dengan salinitas media pemeliharaan terhadap nilai fekunditas adalah

berbeda nyata antar perlakuan (Tabel 6).

Tabel 6. Nilai rataan fekunditas (FK, butir/ekor) ikan nila merah (Oreochromis

sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin (T4)

(ng/g BT)

Salinitas (ppt)

0 10 20

0 1219+35,8bb 1301+47,1ba 828+20,8bc

50 1295+55,1bb 1420+36,2ba 949+68,1bc

100 1156+33,7ab 1477+24,2aa 1137+61,9ac Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh interaksi

perlakuan pada P<0,05. (BT = Bobot tubuh).

Pada Tabel 6 terlihat bahwa interaksi perlakuan kombinasi T4 100 ng/g BT

dan pemeliharaan pada media salinitas 10 ppt terhadap fekunditas rataan optimal

1477 butir/ekor (Perlakuan H) adalah sangat berbeda nyata (P<0,05). Nilai rataan

tertinggi selanjutnya berada pada perlakuan G (T4 100 ng/g BT, salinitas 10 ppt),

diikuti perlakuan E (50, 10), dan fekunditas terendah diperoleh pada perlakuan C

(0,20).

Pengaruh hormon tiroksin terhadap fekunditas ikan nila mengikuti pola

linier dengan persamaan y= 3,114x+811,9 dan nilai r2= 0,75. Nilai fekunditas

semakin meningkat dengan meningkatnya dosis tiroksin yang diberikan (Gambar

8). Pengaruh salinitas terhadap nilai fekunditas mengikuti pola polynomial dengan

persamaan y=-3,87x2x+2050, artinya nilai fekunditas meningkat seiring dengan

peningkatan salinitas hingga 10 ppt dengan mencapai nilai rataan optimal 1477

47

butir/ekor dengan nilai r2= 0,78 dan penurunan fekunditas terjadi jika peningkatan

salinitas mencapai 20 ppt (Gambar 9). Interaksi antara hormon tiroksin dan

salintas disajikan pada Gambar 10.

Gambar 8. Pengaruh tiroksin terhadap nilai fekunditas ikan nila merah

(Oreochromis sp.)

Gambar 9. Pengaruh salinitas terhadap nilai fekunditas ikan nila merah

(Oreochromis sp.)

48

Gambar 10. Pengaruh interaksi antara tiroksin dan salinitas terhadap fekunditas

ikan nila merah (Oreochromis sp.)

Perkembangan Gonad Secara Histologi

Perkembangan gonad ikan nila terdiri dari beberapa tingkat yang dapat

didasarkan atas pengamatan secara makroskopis dan mikroskopis. Struktur

histologi perkembangan gonad ikan nila selama pemeliharaan disajikan pada

Gambar 11.

11A

49

11B

Keterangan: a. Oosit TKG II, euvitelin (eu) dengan granular kuning telur

b. Oosit TKG III, granular kuning telur (g) dan butir lemak (oi)

c. Oosit TKG IV, inti (n) mulai bergerak ke tepi sel

Gambar 11. Struktur histologi ikan nila merah pada perlakuan H (T4 100 ng/g BT,

salinitas 10 ppt, Gambar 11A) dan kontrol B (T4 0, 10 ppt, Gambar

11B). Klasifikasi berdasarkan Darwisto (2006).

Pada gambar 11Aa dan 11Ba terlihat dimana gonad ikan nila mencapai

TKG II (sampling minggu ke-0 dan ke-2) yang ditandai dengan adanya euvitelin;

terdapat pada bagian bawah khorion atau luar telur yang belum matang. Pada

perlakuan B (Kontrol, T4 0 ng/g BT, salinitas 10 ppt) masih terlihat adanya oosit

kecil (TKG I) yang terdapat dalam lamella. Selanjutnya, pada Gambar 11Ab dan

11Bb tambak oosit mulai membesar dengan butiran lemak yang terlihat jelas serta

granula kuning telur yang sudah terbentuk (TKG III); proses vitelogenesis. Pada

Gambar 11Ac dan 11Bc telur memasuki tahap akhir (TKG IV); inti sel berada di

tepi.

Parameter Pendukung

Parameter pendukung hasil pengamatan pemberian hormon tiroksin

terhadap reproduksi ikan nila yang dipelihara pada media bersalinitas terdiri dari

gradient osmotik (Osmol/kg), tingkat konsumsi oksigen (TKO’s, mgO2/g tubuh

ikan/jam), glukosa darah (mg/dl), retensi protein (RP, %), retensi lemak (RL, %),

dan laju pertumbuhan harian (%).

c d ca

cb

50

Gradien Osmotik

Selisih antara nilai osmolaritas tubuh dan osmolaritas media pemeliharaan

ikan dapat diartikan sebagai nilai gradien osmotik. Osmolaritas tubuh dan media

ikan nila disajikan pada Gambar 12.

Keterangan: (A) tiroksin 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,10; (C) 0,20; (D) 50,0; (E)

50,10; (F) 50,20; (G) 100,0; (H) 100,10; (I) 100,20.

Gambar 12. Gradien osmotik tubuh dan media pemeliharaan ikan nila merah

(Oreochromis sp.) setelah pemberian hormon tiroksin dan

dipelihara pada beberapa media salinitas

Pada gambar 12, dapat dilihat bahwa salinitas 10 ppt merupakan kondisi

yang mendekati isoosmotik, dimana konsentrasi tubuh ikan nila mendekati

konsentrasi media (Perlakuan B), dengan osmolaritas tubuh 0,365 Osmol/kg,

meningkat menjadi 0,401 dengan pemberian tiroksin 100 ng/g bobot tubuh. Pada

salinitas 20 ppt, osmolaritas tubuh lebih rendah dengan osmolaritas media (0,298:

0,505). Peningkatan osmolaritas tubuh hingga mencapai 0,401 dengan pemberian

tiroksin 100 ng/g BT (Lampiran 7) .

Tingkat Konsmumsi Oksigen

Indikator dari respirasi adalah jumlah oksigen yang dikonsumsi oleh ikan.

Tingkat konsumsi oksigen menunjukkan tingkat metabolisme. Tingkat konsumsi

oksigen ikan nila meningkat apabila dipelihara pada salinitas 20 ppt (Tabel 7).

51

Tabel 7. Nilai rataan tingkat konsumsi oksigen (TKO’s, mgO2/g tubuh/jam) ikan

nila merah (Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan

salinitas

Tiroksin

(ng/g BT)

Salinitas (ppt)

0 10 20 X

0 0,300+0,0144 0,304+0,0281 0,280+0,0204 0,884+0,0629a

50 0,269+0,0139 0,312+0,0127 0,298+0,0250 0,879+0,0172a

100 0,288+0,1212 0,317+0,0248 0,300+0,0104 0,453+0,0521a

X 0,286+0,0186b 0,311+0,0218a 0,293+0,0186ab Huruf yang berbeda pada kolom dan bari yang sama menunjukan adanya pengaruh perlakuan pada

P<0,05. (BT= bobot tubuh).

Dari Tabel 7 terlihat bahwa tingkat konsumsi oksigen tidak dipengaruhi

oleh dosis tiroksin yang diberikan pada induk ikan nila. Demikian pula tidak ada

pengaruh terhadap tingkat konsumsi oksigen dari interaksi antar perlakuan

tiroksin dan salinitas. Tingkat konsumsi oksigen ikan nila dipengaruhi oleh

salinitas (P<0,05), dengan rataan tertinggi diperoleh pada ikan yang dipelihara

pada salinitas 10 ppt yaitu 0,311+0,0218 mgO2/g tubuh/jam, diikuti salinitas 20

dan menurun pada salinitas 0 ppt.

Glukosa Darah

Glukosa darah merupakan indikasi umum yang digunakan untuk

mengetahui tingkat stres pada ikan. Semakin tinggi kadar glukosa dalam darah

mengindikasikan semakin tinggi pula tingkat stres pada ikan. Glukosa darah ikan

nila selama pemeliharaan menunjukkan pola naik turun. Pada sebagian besar

perlakuan, kadar glukosa darah menurun seiring dengan lamanya waktu

pemeliharaan. Kadar glukosa darah ikan nila selama penelitian disajikan pada

Tabel 8.

52

Tabel 8. Glukosa darah ikan nila merah (Oreochromis sp.) yang diberi perlakuan

tiroksin dan salinitas selama pemeliharaan

Glukosa darah tertinggi diperoleh pada perlakuan C (T4 0 ng/g bobot

tubuh, salinitas 20 ppt) dengan nilai rataan 109,908 mg/dl, diikuti perlakuan F

(50, 20) yaitu 97,934 dan terendah diperoleh pada perlakuan H (0, 20) dengan

nilai rataan 62,65 (Gambar 13).

Keterangan: (A) tiroksin 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,10; (C) 0,20; (D) 50,0; (E)

50,10; (F) 50,20; (G) 100,0; (H) 100,10; (I) 100,20.

Gambar 13. Glukosa darah ikan nila merah (Oreochromis sp.) setelah pemberian

hormon tiroksin dan dipelihara pada beberapa media salinitas

Perlakuan Pengamatan minggu ke- Rataan

0 2 4 6

A (T4 0,0ppt) 101,225 76,99 52,752 99,42 82,60

B (T4 0,10ppt) 93,578 76,339 52,27 42,251 64,27

C (T4 0,20 ppt) 142,099 127,251 122,409 129,908 130,42

D (T4 50,0ppt) 99,29 95,657 46,039 43,119 71,03

E (T4 50,10ppt) 90,559 86,022 77,642 44,934 84,74

F (T4 50,20ppt) 156,138 111,22 105,921 97,599 117,72

G (T4 100,0ppt) 90,25 159,908 89,15 65 101,08

H (T4 100,10ppt) 90,826 82,95 41,921 34,89 62,65

I (T4 100,20ppt) 143,066 107,798 99,705 64,52 103,77

53

Retensi Protein

Retensi protein menunjukkan kemampuan ikan dalam menyimpan dan

menggunakan protein pakan. Hasil statistik menunjukkan bahwa kombinasi atau

interaksi antar perlakuan tiroksin dengan salinitas memberikan pengaruh secara

signifikan terhadap nilai retensi protein (P<0,05). Kombinasi T4 100 ng/g bobot

tubuh dengan media salinitas 10 ppt (Perlakuan H) merupakan perlakuan yang

memberikan nilai retensi protein terbaik yaitu 19,50+0,558 % (Tabel 9; Gambar

16).

Tabel 9. Nilai rataan retensi protein (RP, %) ikan nila merah (Oreochromis sp.)

yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin

(ng/g bobot tubuh)

Salinitas (ppt)

0 10 20

0 17,16+0,056ca 17,22+0,021ca 16,99+0,099cb

50 18,26+0,558 ba 18,28+0,615 ba 17,19+0,106bb

100 19,01+0,198aa 19,50+0,558aa 17,82+0,184Ab Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh interaksi

perlakuan pada P<0,05

Pengaruh hormon tiroksin terhadap nilai retensi protein ikan nila memberi

kurva respon linier dengan persamaan y = 0,107x+17,07 dengan nilar r2 0,99,

Artinya nilai retensi protein meningkat seiring dengan meningkatnya konsentrasi

tiroksin yang diberikan (Gambar 14).

Gambar 14. Pengaruh pemberian tiroksin terhadap nilai retensi protein ikan nila

merah (Oreochromis sp.)

54

Pengaruh salinitas terhadap nilai retensi protein ikan nila memberi kurva

respon polynomial kuadratik dengan persamaan mengikuti

y=0,001x2+0,019x+17,16. Artinya, nilai retensi protein meningkat seiring dengan

peningkatan media salinitas 10 ppt serta mencapai nilai optimal retensi lemak

sebesar 19,50 %. Penurunan retensi protein menurun dengan meningkatnya

salinitas hingga 20 ppt dengan nilai retensi mencapai 16,99% (Gambar 15).

Gambar 15. Pengaruh media salinitas terhadap nilai retensi protein ikan nila

merah (Oreochromis sp.)

Gambar 16. Interaksi antara tiroksin dan salinitas terhadap nilai retensi protein

ikan nila merah (Oreochromis sp.)

Retensi Lemak

Kemampuan ikan dalam memanfaatkan pakan dapat diartikan sebagai nilai

retensi lemak. Berdasarkan hasil statistik menunjukkan bahwa interaksi antara

tiroksin dan salinitas antar perlakuan tidak memberikan pengaruh terhadap nilai

retensi lemak ikan nila. Retensi lemak ikan nila tidak dipengaruhi oleh faktor

55

lingkungan (salinitas), tetapi berbeda nyata antar perlakuan yang diberi tiroksin

(Tabel 10).

Tabel 10. Nilai rataan retensi lemak (RL, %) ikan nila merah (Oreochromis sp.)

yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin (T4)

(ng/g BT)

Salinitas

0 10 20 X

0 11,66+0,869 11,79+1,301 9,64+0,743 11,67c

50 16,99+1,808 16,85+0,869 14,85+0,502 16,83c

100 22,22+3,359 22,57+2,489 20,06+0,183 21,62a

X 16,96+2,012a 17,07+1,553

a 14,85+0,476

a

Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh perlakuan pada P<0,05. (BT= Bobot tubuh).

Pemberian tiroksin secara signifikan memberikan pengaruh yang nyata

dengan mengikuti pola semakin meningkat retensi lemak ikan dengan semakin

tingginya konsentrasi dosis tiroksin yang diberikan. Retensi lemak tertinggi

diperoleh pada ikan yang diberikan tiroksin 10 ng/g BT dengan persentase nilai

mencapai 21,62 %, diikuti perlakuan dengan pemberian tiroksin 50. Nilai retensi

terendah diperoleh pada ikan yang tanpa diberikan tiroksin dengan nilai rataan

sebesar 11, 67 %.

Pertumbuhan Harian (PH, %)

Selama 56 hari perlakuan pemberian tiroksin dan pemeliharaan pada

beberapa media salinitas tidak memberikan pengaruh terhadap pertumbuhan

harian ikan nila (Oreochromis sp.) (Tabel 11)

Tabel 11. Nilai rataan pertumbuhan harian ( %) ikan nila merah (Oreochromis

sp.) yang diberi perlakuan tiroksin dan salinitas

Tiroksin (T4)

(ng/g BT)

Salinitas

0 10 20

0 0,76+0,142a 0,77+0,117

a 0,54+0,235

a

50 0,77+0,250a 0,77+0,204

a 0,72+0,418

a

100 0,76+0,246a 0,79+0,260

a 0,75+0,530

a

Huruf yang berbeda pada kolom dan baris yang sama menunjukan adanya pengaruh perlakuan

pada P<0,05. (BT= Bobot tubuh).

56

Pertumbuhan harian tertinggi diperoleh pada perlakuan H (pemberian

tiroksin 100 ngT4 dan pemeliharaan pada salinitas 10 ppt) dengan nilai

pertumbuhan 0,79% dan terendah diperoleh pada perlakuan C (pemeliharaan

salinitas 20 ppt tanpa pemberian tiroksin) (Gambar 17).

Keterangan: (A) Tiroksin 0 ng/g bobot tubuh, salinitas 0 ppt; (B) 0,10; (C) 0,20; (D) 50,0; (E) 50,10; (F) 50,20; (G) 100,0; (H) 100,10; (I) 100,20

Gambar 17. Pertumbuhan harian ikan nila merah (Oreochromis sp.) setelah

pemberian hormon tiroksin dan dipelihara pada beberapa media

salinitas

57

PEMBAHASAN

Selama proses reproduksi, sebagian besar aktivitas tertuju pada

perkembangan gonad sehingga menyebabkan terjadinya perubahan pada gonad itu

sendiri. Hasil pengamatan parameter utama menunjukkan bahwa perbedaan

salinitas media dan dosis tiroksin dapat merespon kinerja reproduksi ikan nila

merah (Oreochromis sp.). Kombinasi antara tiroksin 100 ng/g bobot tubuh dengan

pemeliharaan pada salinitas 10 ppt (perlakuan H) memberikan respon terbaik

terhadap nilai fekunditas dengan nilai rataan optimal 1447 butir/ekor, diikuti oleh

perlakuan E (T4 0, salinitas 10). Salinitas terendah diperoleh pada perlakuan C (T4

0, salinitas 20 ppt) (Tabel 6).

Perkembangan gonad dimulai dari proses vitelogenesis atau induksi dan

sintesis vitelogenin. Sintesis vitelogenin dalam tubuh ikan berlangsung di hati.

Vitelogenin adalah bakal kuning telur yang merupakan komponen utama dari

oosit yang sedang tumbuh sehingga menyebabkan nilai HSI terus meningkat.

Persentase nilai HSI pada tiap-tiap perlakuan menunjukkan pola yang terus

meningkat hingga minggu ke-8 pemeliharaan, dengan nilai maksimum dicapai

pada minggu ke-6 (Gambar 5). Hal ini diduga bahwa pada minggu ke-6

merupakan waktu dimana terjadi proses sintesis vitelogenesis tertinggi.

Peningkatan persentase HSI ikan diikuti oleh peningkatan diameter telur dan

persentase nilai GSI. Menurut Tam (1986), pada saat menjelang ovulasi akan

terjadi peningkatan diameter oosit karena diisi oleh masa kuning telur yang

homogen akibat adanya peningkatan kadar estrogen dan vitelogenin sehingga

menyebabkan nilai GSI ikan meningkat. Pada saat proses vitelogenesis

berlangsung, granula kuning telur bertambah dalam jumlah dan ukurannya

sehingga volume oosit membesar. Proses vitelogenesis dibawah pengaruh

hormon-hormon pituitari, sel folikel melepaskan estrogen ke dalam aliran darah

kemudian memasuki sel sasaran (hati). Beberapa hormon yang terlibat dalam

pertumbuhan oosit (perkembangan gonad) adalah gonadotropin (Estrogen, FSH;

follicle stimulating hormone), GH (growth hormon), insulin, tetraiodotironin dan

hormon tiroksin. Ayson dan Lam (1993) menambahkan bahwa hormon T3 dan T4

58

dalam plasma induk akan ditransfer ke dalam telur dan kemudiat ke dalam

kantung kuning telur (yolksac) larva.

Perkembangan gonad terjadi secara makroskopik dan mikroskopik

(histologi). Histologi gonad menunjukkan tingkat kematangan gonad dari ikan

nila. Pada Gambar 11Aa dan 11Ba merupakan histologi awal sebelum dimulai,

yaitu pada TKG II. Pada Gambar tersebut tampak kondisi oosit yang tidak

seragam, karena ikan nila termasuk partial spawner yang mengeluarkan telur

tidak sekaligus melainkan secara bertahap. Selanjutnya pada gambar 11Ab dan

11Bbb, terlihat jelas oosit mulai tumbuh berkembang dan tampak diameter mulai

membesar (TKG III). Pada tahap ini mulai terjadi proses vitelogenesis atau fase

akumulasi kuning telur. Fase pembentukan kuning telur dimulai sejak terjadinya

penumpukan bahan-bahan kuning telur dalam sel telur dan berakhir setelah sel

telur mencapai ukuran tertentu. Pada gambar 11Ac dan 11Bc tampak telur

memasuki tahap akhir yang ditandai dengan posisi inti sel yang berada di tepi

(TKG IV), yang berarti bahwa ikan siap dipijahkan. Induk yang siap dipijahkan

adalah induk yang telah melewati fase pembentukan kuning telur dan masuk ke

tahap dorman. Bila mana kondisi lingkungan tidak cocok dan rangsangan tidak

tersedia maka telur dorman tersebut akan mengalami degradasi (rusak) lalu

diserap kembali oleh lapisan folikel melalui atresia. Matty (1985) menyatakan

bahwa penyerapan vitelogenin oleh oosit dibantu oleh hormon gonadotropin dan

tiroksin.

Perkembangan gonad selain dipengaruhi oleh hormon, juga dipengaruhi

oleh faktor lingkungan seperti salinitas dan tingkat konsumsi oksigen. Salinitas

erat kaitannya dengan tekanan osmotik ikan. Pengaruh tekanan osmotik pada

pertumbuhan dan reproduksi dapat terjadi melalui osmoregulasi, upaya ikan

dalam menyeimbangkan konsentrasi cairan tubuh dengan media lingkungan. Ikan

mempunyai tekanan osmotik yang berbeda dengan lingkungannya, sehingga ikan

harus mencegah kelebihan dan kekurangan air agar proses-proses fisiologi di

dalam tubuh dapat berlangsung normal. Tiroksin merupakan salah satu hormon

yang berperan dalam proses osmoregulasi.

59

Pengaruh tiroksin terhadap pengaturan gradien osmotik tubuh dan media

terjadi melalui mekanisme pertukaran ion dalam sel klorida epitel insang. Tiroksin

mempengaruhi aktivitas enzim NA+/K

+ATP-ase sehingga terjadi peningkatan

aktivitas natrium akibat meningkatnya konsumsi oksigen. Dari hasil penelitian

(Gambar 11) terlihat bahwa ikan yang dipelihara pada media air tawar, pemberian

tiroksin rendah (50 ng/gr bobot tubuh) tidak berpengaruh terhadap pengaturan

osmotik tubuh. Hal yang berbeda terjadi pada ikan yang dipelihara pada salinitas

10 dan 20 ppt. Semakin tinggi dosis yang diberikan, ion atau konsentrasi tubuh

ikan semakin mendekati konsentrasi media. Pemberian hormon tiroid (T3) dan T4

20, 40 dan 80 ng/gr bobot tubuh mampu meningkatkan aktivitas enzim

Na+/K

+ATP-ase tetapi menurun pada dosis >120 ng/gr bobot tubuh (Peter et al.

2000). Aktivitas Na+/K

+ATP-ase lebih berperan pada ikan yang diadaptasikan ke

air laut. Pendapat ini sesuai dengan penelitian Turned and Bagnara (1976), pada

usus ikan yang dipelihara di air tawar sedikit peran Na+K

+ATP-ase untuk aktivitas

transport natrium ke dalam darah dari lumen usus, tetapi aktivitas Na+K

+ATP-ase

berperan pada ikan yang diadaptasikan ke air laut. Pada ikan air laut, air yang

ditelan diangkut secara pasif selanjutnya diikuti dengan pengambilan secara aktif

ion-ion oleh usus. Ion masuk ke dalam sel diperantarai oleh reseptor hormon

tiroid yang terdapat pada inti sel. Hormon tiroid dapat menyebabkan kebocoran

pada membran sel sehingga memudahkan masuknya Na/K+APT-ase yang

menyebabkan meningkatnya transport ion ke dalam tubuh.

Pengaruh salinitas terhadap pertumbuhan dan reproduksi dapat terjadi

secara langsung maupun tidak langsung. Pengaruh langsung salinitas adalah efek

osmotiknya terhadap osmoregulasi, dan kemampuan mencerna serta

mengabsorbsi nutrien pakan. Sedangkan secara tidak langsung, salinitas

mempengaruhi organisme akuatik melalui perubahan kualitas air. Dalam

kaitannya dengan osmoregulasi, Jobling (1994) menjelaskan bahwa pembelanjaan

energi untuk osmoregulasi dapat ditekan apabila ikan dipelihara pada media yang

isosmotik, sehingga pemanfaatan pakan menjadi efisien dan penggunaan untuk

pertumbuhan dan reproduks ikan dapat meningkat

60

Dari Gambar 12 tampak bahwa media pemeliharaan salinitas 10 ppt adalah

media yang cocok untuk pemeliharaan ikan nila. Hal ini menunjukkan bahwa

salinitas 10 ppt merupakan media yang mendekati kondisi isoosmotik untuk

kehidupan ikan nila sehingga proses fisiologis tubuh dapat berjalan dengan

normal. Penambahan tiroksin berpengaruh terhadap pengaturan konsentrasi ion

tubuh oleh ikan. Hal ini terlihat dari kondisi osmolaritas tubuh yang semakin

mendekati kondisi osmolaritas media. Hal yang sama juga terjadi pada ikan

dengan penambahan tiroksin pada media bersalinitas 20 ppt. Pada salinitas 20 ppt

tanpa pemberian hormon tiroksin (Perlakuan C), tingkat kerja osmotik yang

rendah yaitu 0,298 Osmol/L H2O, sedangkan osmolaritas medianya tinggi yaitu

sebesar 0,505 Osmol/L. Pemberian tiroksin 100 ng/gr bobot tubuh mampu

meningkatkan kerja osmotik hingga mencapai 0,401 Osmol/kg atau keadaan

mendekati kisaran isoosmotik. Berdasarkan data hasil pengamatan (Tabel 6),

fekunditas meningkat jika ikan diberikan tiroksin 100 ng/g bobot tubuh

dibandingkan dengan fekunditas ikan yang dipelihara pada media air tawar. Ikan

yang dipelihara dalam kondisi isoosmotik akan diuntungkan karena adanya

penghematan energi sehingga kebutuhan energi tersedia untuk pertumbuhan dan

reproduksi meningkat (Baldisserotto et al. 2007). Saoud et a.l (2007)

mengemukakan bahwa aktivitas tertinggi Na+K

+-ATPase oleh insang diperoleh

pada ikan yang dipelihara pada media salinitas 10 ppt dan secara signifikan

menurun pada pemeliharaan salinitas 35 ppt.

Tekanan tingkat kerja osmotik berpengaruh terhadap tingkat konsumsi

oksigen dan dan kadar glukoda darah (Gambar 13). Ikan yang dipelihara pada

media salinitas 20 ppt terlihat adanya peningkatan konsumsi oksigen

dibandingkan dengan ikan yang dipelihara pada media salinitas 0 ppt. Hal ini

diduga karena adanya pengaruh respon stres (glukosa darah) terhadap perubahan

lingkungan dalam hal ini adalah peningkatan media salinitas sehingga ikan harus

mengkonsumsi oksigen untuk digunakan dalam proses metabolisme atau

pembakaran zat-zat makanan dalam tubuh ikan dan aktivitas fisiologi lainnya

sehingga memungkinan ikan dapat bertahan hidup. Energi yang diperoleh dari

hasil metabolisme diperlukan tubuh untuk proses aktivitas tubuh seperti renang,

pertumbuhan dan reproduksi. Selain berpengaruh terhadap tingkat konsumsi

61

oksigen, gradien osmotik juga turut berpengaruh terhadap kadar glukosa darah.

Okoth et al. (2011) menyatakan bahwa penggunaan gaeram dapur (Nacl) dapat

mengurangi kondisi stress pada ikan. Namun pada tingkat tertentu dapat

meningkatkan kadar glukosa darah. Perubahan kadar glukosa darah selama

penelitian terus terjadi (Tabel 8). Pada minggu kedua setelah perlakuan penurunan

kadar glukosa mulai terlihat pada masing-masing perlakuan. Penurunan tingkat

stres kemungkinan disebabkan oleh beberapa faktor, salah satunya adalah karena

hewan telah mengalami proses adaptasi sehingga tidak lagi merasakan adanya

stres. Adaptasi tersebut terjadi karena ikan telah mengalami suatu proses

tanggapan fisiologi akibat stres yang berulang (Clark et al. 1977). Stres juga

menurunkan kemampuan imunitas yang akan berdampak buruk pada

pertumbuhan dan reproduksi.

Peningkatan salinitas hingga 20 ppt menyebabkan kadar glukosa darah

meningkat. Tingginya kadar glukosa darah mengindikasikan tingginya tingkat

stres akibat meningkatnya salinitas media. Pada umumnya stres dirangsang oleh

sistem neuroendokrin secara bertingkat dengan melibatkan sekresi katekolamin

(Zairin 2003). Pendapat yang sama dikemukakan oleh Porchas et al (2009), stres

melibatkan sistem endokrin dalam pengaturan sistem tubuh oleh hipotalamus.

Pada kondisi stres sel kromafin akan melepaskan hormon katekolamin dan ACTH

yang merupakan hormon stres yang berhubungan dengan mobilisasi kortisol dan

peningkatan glukosa darah. Respon stres sekunder selain meningkatkan kadar

glukosa darah, dapat menghambat sintesis protein, mempengaruhi keseimbangan

hidromineral yang menyebabkan kelebihan air pada ikan yang hidup di air tawar

dan kehilangan air pada ikan yang hidup di air laut, mengganggu sistem imunitas,

berdampak buruk terhadap pertumbuhan dan reproduksi ikan (Mezeaud dan

Mazeaud 1981). Peningkatan kadar glukosa darah yang cepat dan tetap berada

pada tingkat yang tinggi akan diikuti oleh kematian ikan (Brown 1993).

Untuk faktor nutrisi, pakan yang dimakan oleh ikan bergantung pada

kemampuan sensor ikan untuk mendeteksi pakan, kemampuan untuk menangkap

dan memakan pakan, serta kemampuan fisiologis (biokimia) untuk mencerna dan

mengubahnya menjadi nutrien yang bisa diserap, predator, kompetitor, plankton

dan sebagainya (Pengaruh hormon tiroksin secara tidak langsung melalui retensi

62

protein dan lemak) (Kestemont and Baras 2001). Pada Tabel 9 dapat dilihat

bahwa interaksi antara tiroksin dan salinitas memberikan pengaruh terhadap

terhadap nilai retensi protein dengan nilai tertinggi diperoleh pada kombinasi

tiroksin 100 ng/g bobot tubuh dengan pemeliharaan pada media salinitas 10 ppt

dengan nilai retensi rataan adalah 19,05%). Tabel 10 terlihat bahwa salinitas tidak

berpengaruh terhadap nilai retensi lemak, namun pemberian tiroksin dapat

meningkatkan nilai retensi lemak (P<0,05). Retensi lemak tertinggi diperoleh

pada ikan yang diberikan tiroksin 100 ng/g bobot tubuh dengan rataan nilai

mencapai 21,65% dan terendah pada ikan yang tidak diberikan hormon tiroksin

dengan rataan nilai 11,67%. Pengaruh tiroksin terhadap retensi protein dan lemak

melalui peningkatan enzim pencernaan protease dan lipase sehingga ikan dapat

menstimulasi kecernaan protein dan meningkatkan absorbsi asam amino serta

asam lemak melalui usus (Woo et al. 1991; Handayani 1997). Pengaruh tiroksin

terhadap metabolisme karena disebabkan oleh beberapa faktor seperti status

nutrisi, dosis hormon, cara pemberian hormon, temperatur, umur ikan dan

salinitas.

Reproduksi membutuhkan lebih dari sekedar produksi gamet namun juga

membutuhkan pengembangan seksual sekunder. Semua ini membutuhkan energi

tambahan, selain untuk produksi gamet. Peningkatan kebutuhan untuk reproduksi

bisa diperkirakan melalui jumlah progeni yang diproduksi per unit pakan yang

dikonsumsi, namun akan ada pengurangan energi untuk ketahanan dan

pertumbuhan somatik. Apabila pakan mengandung energi yang rendah, maka

ikan mempergunakan sebagian protein untuk memenuhi kebutuhan energinya

sehingga jumlah protein yang dapat dimanfaatkan untuk reproduksi menjadi

berkurang. Energi diperoleh dari pemanfaatan lemak dan protein pakan dan

diperuntukan untuk pertumbuhan, pemeliharaan tubuh dan reproduksi. Protein

merupakan komponen dominan kuning telur. Protein dengan proporsi yang tinggi

diubah menjadi asam amino dan sebagian di konsumsi untuk menghasilkan

energi. Calow (1985); Sibly dan Calow (1986), menyatakan bahwa pada ikan

dewasa, sebagian besar energi yg diperoleh digunakan untuk kegiatan reproduksi.

Nutrien dan asupan pakan yang digunakan untuk reproduksi berasal dari lemak

dan protein. Fungsi keduanya adalah untuk pembentukan vitelogenesis,

63

gonadogenesis, fekunditas, hormon dan enzim (Tylor dan Calow 1985).

Aristizabal (2007) menambahkan bahwa selain protein, lemak merupakan

komponen kedua bahan kering telur ikan. Bagian utama cadangan lemak kuning

telur digunakan untuk memenuhi kebutuhan energi, sisanya disimpan dalam

bentuk embrio. Aristizabal (2007) mengatakan pada ikan diperoleh dua jenis

bentuk penyimpanan energi yaitu untuk pertumbuhan dan reproduksi, dimana

proses reproduksi merupakan bentuk penyimpanan energi yang dapat diukur

berdasarkan energi yang terdapat pada gonad (ovari). Belanja energi pada ikan

untuk reproduksi dipengaruhi oleh jenis, usia dan ukuran ikan. Penyimpanan dan

pembelanjaan energi pada ikan: selama masa recovery seluruh net energi

dipergunakan untuk proses pembentukan gonad (ovaries), Selain gonad, beberapa

tempat yang menjadi deposit energi untuk proses pemijahan adalah hati, otot, serta

lemak di rongga perut.

Alokasi energi yang diperoleh ikan melalui asupan pakan, digunakan

untuk pertumbuhan dan reproduksi. Berdasarkan analisis ragam, pemberian

tiroksin dan pemeliharaan ikan pada media bersalinitas serta interaksi antara

keduanya tidak berpengaruh secara nyata terhadap pertumbuhan ikan nila. Namun

demikian, masih terlihat peningkatan bobot tubuh meskipun dengan nilai yang

sangat kecil (Tabel 11). Hal ini didiuga karena pada ikan-ikan yang matang gonas,

sebagian besar energi digunakan untuk reproduksi. Kestemont et al. (2001)

mengemukakan bahwa pematangan gonad sering dihubungkan dengan penurunan

pertumbuhan somatik dan pengambilan makanan. Meningkatnya proses

reproduksi akan mengakibatkan terjadi usaha untuk meningkatkan produksi

anakan dari tiap makanan yang dikonsumsi. Proses ini akan menyebabkan

terjadinya penurunan biaya energi yang diperuntukan untuk perawatan tubuh dan

untuk pertumbuhan somatik. Hal ini didukung oleh pendapat Jobling (1994)

bahwa ukuran tubuh merupakan faktor penting yang mempengaruhi pertumbuhan

dan kebutuhan energi pada ikan. Banyak studi kasus yang menjelaskan bahwa

rata-rata pertumbuhan relatif menurun dengan peningkatan ukuran tubuh.

64

DAFTAR PUSTAKA

Affandi, Tang M. 2003. Biologi reproduksi ikan. Unri Press. Pekanbaru

Ayson FG, Lam TJ. 1993. Thyroxine injection of female rabbitfish (Siganus

gittatus) Broodstock. Change in thyroid levels ini plasma, eggs, and yolk-

sac-larvae and its effect on larval growth and survival. Aquaculture, 221:

125-140.

Ainun RN. 2008. Pengaruh salinitas berbeda terhadap pertumbuhan dan

kelangsungan hidup ikan nila gift yang dipelihara dalam wadah terkontrol

[Tesis]. Program Studi Budidaya Perairan. Jurusan Peternakan Fakultas

Pertanian. Universitas Tadulako.

Aristizabal EO. 2007. Energy investment in the annual reproduction cycle of

female red porgy, Pagrus pagrus (L.). Marine Biology, 152:713-724.

Baldisserotto B, Miguel J, Kapoor BG. 2007. Fish osmoregulation. Science

Publisher. USA.

Bernier JN. 2005. The corticotrophin realizing faktor system as a mediator of the

appetite suppressing effects of stress in fish. General and comparative

endocrinology, 146: 45-55.

Bernier JN, Kraak GVD, Farerell AP, Brauner CJ. 2009. Fish endocrinology.

Elsevier Academic Press. Amisterdam, Netherlands.

Brett, J.R. 1979. Environmental factors and growth. pp. 675. Dalam WS Hoar, DJ

Randall & JR Brett (Editor) Fish Physiology. Academic Press, New York.

Calow P. 1985. Adaptive aspects of energy allocation. Environmental Biology of

Fishes, 65: 13-31.

Cedra J, Calman BG, Lafleur Jr, Limesand S. 1996. Pattern of vitellogenesis and

follicle maturation competence during the ovarian follicular cycle of

Fundulus heteroclitus. Comparative Endocrinology, 103:24-35.

Choksi YN, Jahnke DG, Hilaire SC, Shelby M. 2003. Role of thyroid in human

and laboratory animal reproduction health. National Institute of

Environmental Healt Science, North Carolina.

Clark JD, Rager DR, Calpin JP. 1997. Animal well-being II: stress and distress.

Lab Animal Science, 47: 571-579

Cooke S. Paul. 2005. Reproductive effect of thyroid hormone signaling

disruption. Department of Veterinary Biosciences, 61 : 217-230.

65

Dadzie S, Wangila BCC. 1980. Reproductive biology, length-weight relationship

and relative condition of pond raised Tilapia zilli. 17 : 295-306.

Darwisto S. 2006. Kinerja reproduksi ikan nila Oreochromis niloticus) yang

mendapat tambahan minyak ikan dan vitamin E dalam pakan yang

dipelihara pada salinitas media berbeda [Disertasi]. Program Studi

Pascasarjana, Institut Pertanian Borgor.

Diaz RJ. 2001. Overview of Hypoxia around the World. Journal of Environmental

Quality, vol 30 no 2.

Djojosoebagio S. 1996. Fisiologi kelenjar endokrin. UI Press, Jakarta.

Effendi H. 2003. Telaah kualitas air. Kanisius. Yogyakarta

Finstad AG, Berg OK, Langeland A and Lohrmann A. 2002. Reproductive

investment and energy allocation in an alpine arctic charr, Salvelinus

alpines, population. Environmental Biology of Fishes, 65: 63-70.

Fujaya Y. 2004. Fisiologi ikan: Dasar pengembangan teknik perikanan. Rineka

Cipta. Jakarta.

Handayani S. 1997. Dosis optimum 3,5,3’-Triiodotironin (T3) dalam pakan untuk

pertumbuhan ikan gurame (Osphronemus gouramy Lacepede). [Tesis].

Program Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor.

Harvey JG. 1976. Atmosphere and Ocean Our Fluid Environments.

Cambridgeshire.

Jannini EA, Ulisse S and D’Armiento M. 1995. Thyroid hormone and male

gonadal function. Endocrinology review 16: 443-459.

Kestemont P, Baras E. 2001. Environmental factors and feed intake; mechanism

and interaction. In Houlihan D, Boujard T, Jobling ME; food intake in

fish. Blackwell, Oxford, pp: 131-158.

Khairuman dan Amri. 2008. Buku pintar budidaya 15 ikan konsumsi. AgroMedia

Pustaka. Jakarta.

KKP, 2010. Konsumsi ikan 2014. Kementrian Kelautan dan Perikanan.

www.dkp.go.id.

Koda MI. 2003. Maskulinisasi benih ikan nila (Oreochromis niloticus) yang

berbeda umur dengan hormon 17-metil testosterone dan aklimatisasinya

pada media salinitas air laut [Tesis]. FPIK Manado.

Kordi GMH. 2000. Budidaya ikan nila di tambak system monosex kultur. Effhar

dan Dahara Prize. Semarang.

66

Kusnadi T, Bani WK. 2007. Budidaya ikan nila. PT Setia Purna Inves, Jakarta.

Lam TJ. 1985. Induced spawning in fish. Oceanic institute and Tungkang Marine

Labboratory.

Mahajan S, Tuteja N. 2005. Cold, salinity and drought stresses; An overview.

Archives of Biochemistry and Biophysics, 444: 139-158.

Marcel MP, Cordova, Enriques. 2009. Cortisol and glucose; reliable indicators of

fish stress. America Journal of Aquatic Sciences,4:158-178.

Mattjik AA, Sumertaja IM. 2002. Perancangan percobaan degan aplikasi SAS dan

minitab. IPB Press, Bogor.

Matty AJ. 1985. Fish endocrinology. Timber Press. Australia.

Mazeaud MM, F Mazeaud. 1981. Adrenegric responses to stress in fish. p: 49-68.

In Pickering AD. Stress and fish. Academic Press, London.

Mege AR. 1993. Kajian fisiologi ikan nila merah (Oreochromis sp.) yang

dipelihara pada beberapa kondisi salinitas. [Tesis]. Program Pascasarjana,

Institut Pertanian Bogor.

Mendozaa CA, McAndrewa BJ, Cowardb, Bromage N. 2004. Reproductive

response of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to photoperiodic

manipulation; effects on spawning periodicity, fecundity and egg size.

Aquaculture, 231: 299–314.

Murua H, Kraus G. 2003. Procedur to estimate fecundity of marine fish spesies in

relation ti their reproductive strategy. Aquaculture, 33:23-32.

Okoth EO, Cherop L, Ngungi CC, Boit CV, Sabwa JA, Lusega DM, Karisa CH.

2011. Survival and physiological response of Labeo victorianus juveniles

to transport stress under a salinity gradient. Aquaculture, 103: 5-13.

Pavloskii EN. 1964. Teqnique for the investigation of fish physiology. Israel:

Program Scientific translation Ltd.

Peter MC, Lock RAC, Bonga EW. 2000. Evidence for an osmoregulatory role

thyroid hormones in the freshwater Mozambique Tilapia Oreochromis

mossambicus. . General and comparative endocrinology, 120: 157-167.

Piliang WG, Djojosoebagio. 2002. Nutrisi vitamin. Vol I. Institut Pertanian

Bogor. Saoud IP, Kreydiyyeh S, Chalfoun A, Fakih M. 2007. Influence of

salinity on survival, growth, plasma osmolality and gill Na+K

+-ATPase

activity in the rabbitfish Siganus rivulatus. Journal of Experimental

Marine Biology and Ecology, 348: 183–190.

67

Santos GA, Schrama JW, Mamauag REP, Rambout JHWM, Verreth JAJ. 2010.

Chronic stress impairs performance, energy metabolism and welfare

indicators in European seabass; The combined effects of fish crowding

and water quality deterioration. Aquaculture 299: 73-80.

Schreck BC, Sanchez C, Fitzaptrick SM. 2000. Effects of stress on fish

reproduction, gamete quality and progeny. Aquaculture 197: 13-24.

Sechman A, Pawlowska K, Rzasa J. 2009. Influence of triiodothyronine (T3) on

secretion of steroids and thyroid hormone receptor expression in chicken

ovarian follicles. Domestic Animal endocrinology, 37: 61-73.

Sibly RM, Colow P. 1986. Physiological ecology of animals. Backwell

ScientiWc, Oxford. Hal 179.

Smith LS. 1982. Introduction to fish physiology. T.F.H Publication. 350 h.

Stell RD G, Torrie JH. 1993. Principles and procedur of statistic. McGraw Hill.

London

Sudarto. 1987. Pertumbuhan ikan nila merah (Oreochromis sp) dalam

pemeliharaan semi intensif, intensif di kolam pekarangan. Bull. Panel.

Perikanan Darat, BALIKNWAR Bogor.

Robertson HA, Falconer IR. 1961. Reproduction and thyroid activity. General

and comparative endocrinology, 22: 133-138.

Rustidja 2005. Breedeng dan reproduksi hewan air pemijahan ikan-ikan tropis.

Universitas Briwijaya. Malang.

Takeuchi T. 1988. Laboratory work chemical evaluation of dietary nutrient. 179-

231 h. In Watanabe. Fish nutrient and mariculture. Kanagawa Fisheries

Training Centre. JICA, Tokyo.

Tengjaroenkul SC, Smith AS. 2000. Distribution of intestinal enzyme activities

along the intestinal tract of cultured Nile tilapia, Oreochromis niloticus L.

Aquaculture 182 : 317–327.

Toelihere RM. 1979. Fisiologi reproduksi pada ternak. PT Angkas. Bandung.

Turner CD, JT Bagnara. 1876. General endocrinology. WB Saunder Company.

Philadelphia.

Tytler P, Calow P. 1985. Fish energetic. Croom Helm, London.

Wardoyo SE. 1990. Effect of different salinity levels and acclimation regimes on

spawning success and fecundity of three straints of Tilapia nilotica and

red T. nilotica hybrid. J. Panel. Budidaya Pantai.

68

Watanabe WO, Kuo CM, 1985. Observation on the reproductive performance on

nile Tilapia (Oreoxhromis niloticus) in laboratory aquaria at various

salinities. Aquaculture, 49:315-323.

Woo NY, SB Chung, TB Ng. 1991. Influence of oral administration of

triiodothyronine on growth, digestion, food conversion and metabolism in

the underyearling red and sea bream (Crysophrys major). Fish Biology, 39:

459-468.

Zairin M Jr. 2003. Endokrinologi dan peranannya bagi masa depan perikanan

Indonesia. Orasi Ilmiah Guru Besar Tetap Ilmu Fisiologi Reproduksi dan

Endokrinologi Hewan Air. Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan IPB.

69

Lampiran 1. Tata letak wadah percobaan dan media pemeliharaan ikan nila merah (Oreochromis sp.)

P1U3

P4U2

P8U3 P9U1 P6U3

P8U1

P4U3

P1U2 P7U3 P8U2 P5U3 P9U3

P7U2 P3U3 P6U1

P2U1

P5U2

P4U1 P6U2 P3U2 P3U1 P2U1

P2U3 P5U1 P7U1 P9U2

P2U3 P9U1 P6U3 P4U3 P8U3

P1U1 P5U1 P9U2 P8U1 P7U1

TANDON

PIPA INLET

FILTER

70

Keterangan :

P1U1 = Perlakuan 1 ulangan ke-1 P6U1 = Perlakuan 6 ulangan ke-1

P1U2 = Perlakuan 1 ulangan ke-2 P6U2 = Perlakuan 6 ulangan ke-2

P1U3 = Perlakuan 1 ulangan ke-3 P6U3 = Perlakuan 6 ulangan ke-3

P2U1 = Perlakuan 2 ulangan ke-1 P7U1 = Perlakuan 7 ulangan ke-1

P2U2 = Perlakuan 2 ulangan ke-2 P7U2 = Perlakuan 7 ulangan ke-2

P2U3 = Perlakuan 2 ulangan ke-3 P7U3 = Perlakuan 7 ulangan ke-3

P3U1 = Perlakuan 3 ulangan ke-1 P8U1 = Perlakuan 8 ulangan ke-1

P3U2 = Perlakuan 3 ulangan ke-2 P8U2 = Perlakuan 8 ulangan ke-2

P3U3 = Perlakuan 3 ulangan ke-3 P8U3 = Perlakuan 8 ulangan ke-3

P4U1 = Perlakuan 4 ulangan ke-1 P9U1 = Perlakuan 9 ulangan ke-1

P4U2 = Perlakuan 4 ulangan ke-2 P9U2 = Perlakuan 9 ulangan ke-2

P4U3 = Perlakuan 4 ulangan ke-3 P9U3 = Perlakuan 9 ulangan ke-3

P5U1 = Perlakuan 5 ulangan ke-1

P5U2 = Perlakuan 5 ulangan ke-2

P5U3 = Perlakuan 5 ulangan ke-3

71

Lampiran 2. Dokumentasi wadah penelitian

B

A

72

Lampiran 3. Prosedur Histologi Gonad

1. Sampel atau jaringan dimasukkan kedalam larutan fiksasi untuk mencegah

terjadinya kerusakan jaringan dan mengawetkan jaringan. Larutan fiksatif.

Fiksatif yang digunakan adalah buuin dan paraformaldehide 4 %. Sebelum

perendaman dilakukan, jaringan gonad disayat-sayat terlebih dahulu

dengan tujuan agar larutan fiksasif tersebut dapat masuk didalam jaringan

secara merata.

2. Dehidrasi; Sampel dipindahkan secara bertahap kedalam alkohol 70%,

80%, 90% dan 95%, masing-masing selama 24 jam. Setelah itu, sampel

dipindahkan kedalam alcohol 100% selama semalam.

3. Clearing; Sampel dipindahkan kedalam alcohol 100% baru selama 1 jam.

Setelah itu dipindahkan dalam alcohol – xyloi : paraffin (1:1) selama tiga

perempat jam (didalam oven) pada suhu 65-70oC.

4. Embedding; Sampel dipindahkan kedalam paraffin I, II dan paraffin III,

masing-masing selama tigaperempat jam.

5. Blocking; Sampel dikeluarkan dari paraffin lalu dicetak dalam cetakan dan

didiamkan selama semalam.

6. Pemotongan jaringan; Sampel dipotong setebal 5-6µm, selanjutnya

potongan sampel diapungkan dalam air agar sampel jaringan terenggang.

Dengan gelas benda yang bersih sampel jaringan diangkat dari air.

7. Pewarnaan jaringan; Setelah disayat maka dilakukan proses hidrasi. Gelas

benda berisi berisi jaringan dimasukkan dalam xylol I, xylol II, alcohol

100%, 95%, 90%, 80% dan 70% masing-masing selama 3 menit. Setelah

itu dicuci 2 kali. Selanjutnya diwarnai dengan hematoxylin selama tujuh

menit, cuci dengan air, kemudian dicuci dengan cosin dan dicuci lagi

dengan air selama beberapa detik. Setelah dicuci kembali dilakukan

dehidrasi. Caranya yaitu memasukkan gelas benda yang berisi jaringan

dalam alcohol 70%, 85%, 90%, 100%, xylol, masing-masing selama 2

menit.

73

8. Selanjutnya ditetesi dengan Canada balsam atau Entellan dan langsung

ditutup dengan gelas tutup. Sampel dibiarkan semalaman agar kering dan

tidak ada udara antara gelas tutup dan gelas benda. Selanjutnya sampel

dapat diamati dibawah mikroskop.

74

Lampiran 4. Prosedur pengukuran gradien osmotik

1. Menyalakan main power (terletak dibelakang dekat kabel main power)

2. Posisi handle sampel di atas

3. Pemanasan alat selama 15-20 menit dengan indikasi lampu spontcryst result

dan no cryst menyala secara bergantian. Tunggu sampai mati hanya lampu

sampel yang menyala.

4. Zero set:

a. Menyiapkan akuades dan masukkan ±50 µm dalam tabung sampel,

masukkan ke sensor.

b. Menekan tombol zero sampai keluar angka 0.000

c. Menurunkan handle sampel tunggu sampai display 0.000 dan lampu

result menyala

d. Mengangkat handle

e. Membilas sensor dengan akuades dan bersihkan dengan tissue

5. Kalibrasi:

a. Menyiapkan cairan standar kalibrasi dan masukkan ± 50 µm dalam

tabung sampel dan masukkan ke sensor.

b. Menekan tombol Cal sampai keluar angka 0.300

c. Menurunkan handle sampel tunggu sampai display 0.300 dan lampu

result menyala

d. Mengangkat handle

e. Membilas sensor dengan menggunakan akuades dan bersihkan dengan

tissue

6. Sampel:

a. Menyiapkan cairan sampel dan masukkan ± 50 µm dalam tabung

sampel dan masukkan ke sensor.

b. Menekan tombol sampel

c. Menurunkan handle sampel tunggu sampai pengukuran selesai dan

lampu resultnya menyala

d. Mengangkat handle

e. Membilas sensor dengan menggunakan akuades

7. Setelah selesai melakukan pengukuran:

75

a. Membersihkan sensor menggunakan tissue yang dibasahi akuades

b. Pada saat tidak digunakan sensor harus ditutup dengan tabung kososng

(handle dalam posisi turun)

c. Mematikan main power : OFF

d. Mencabut aliran listrik dari pusat listrik.

76

Lampiran 5. Prosedur pengukuran kadar glukosa darah

a. Darah ikan diambil dengan menggunakan injeksi yang telah diisi

dengan cairan antikoagulan untuk mencegah terjadinya penggumpalan

darah.

b. Darah diambil dari pembuluh darah dibagian pangkal ekor kemudian

dimasukkan darah tersebut kedalam tabung Ependroft

c. Disentrifuise dengan kecepatan 12000 rpm selama 15 menit

d. Setelah terbentuk lapisan-lapisan yang terdiri dari lapisan plasma yang

jernih dibagian atas, kemudian diambil sebanyak 10 µl lapisan plasma

dan dimasukkan ke dalam tabung reaksi yang telah diisi 1 ml reagen

(glucose liquicolor) kemudian divortex agar homogen.

e. Diinkubasi selama 10 menit pada suhu kamar kemudian baca nilai

absorbannya pada spektrofotometer dengan λ 500 nm.

77

Lampiran 6. Diameter telur ikan nila pada perlakuan terbaik (H=100T4:10 ppt)

dan control (H=0T4:10 ppt) selama pemeliharaan

Diameter telur minggu ke-0

Perlakuan H (100T4:10 ppt Perlakuan G (0T4:10 ppt)

Diameter telur minggu ke-2

78

Diameter telur minggu ke-4

Perlakuan H (100T4:10 ppt) Perlakuan G (0T4:10 ppt)

Diameter telur minggu ke-6

Perlakuan H (100T4:10 ppt) Perlakuan G (0T4:10 ppt)

79

Diameter telur ikan nila minggu ke-8

Perlakuan H (100T4:10 ppt) Perlakuan G (0T4:10 ppt)

80

Lampiran 7. Osmolaritas tubuh dan media pemeliharaan ikan nila pada masing-

masing perlakuan selama penelitian

Perlakuan Osmol tubuh minggu ke- Rataan Osmol media

0 2 4 6

A (T0;S0 0,341 0,331 0,361 0,327 0,340 0,066

B (T0;S10) 0,343 0,37 0,349 0,377 0,365 0,208

C (T0;S20) 0,244 0,259 0,322 0,312 0,298 0,505

D (T50;S0) 0,341 0,223 0,213 0,235 0,224 0,066

E (T50;S10) 0,343 0,38 0,31 0,308 0,333 0,208

F (T50;S20) 0,343 0,244 0,28 0,259 0,261 0,505

G (T100;S0) 0,341 0,334 0,331 0,262 0,309 0,066

H (T100;S10) 0,343 0,275 0,344 0,401 0,340 0,208

I (T100;S20) 0,343 0,335 0,426 0,441 0,401 0,505

81

Lampiran 8. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai HSI (%) ikan

nila setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada beberapa media

salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model 5.786a 8 .723 7.174 1,92 .000

Intercept 51.723 1 51.723 513.048 .000

A (Tiroksin) .359 2 .179 1.779 2,48 .197

B (Salinitas) 1.154 2 .577 5.724* 3,26 .012

A*B) 4.273 4 1.068 10.597* 2,11 .000

Error 1.815 18 .101

Total 59.324 27

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset 1

0 9 1.2744

100 9 1.3344

50

Sig.

9 1.5433

.105

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Salinitas N Subset

1 2

20 9 1.1844

0 9 1.2989

10

Sig

9

.454

1.6689

1.000

82

Lampiran 9. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai diameter telur

(mm) ikan nila setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada

beberapa media salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model .013a 8 .002 .592 1,92 .044

Intercept 61.593 1 61.593 23226.374 .000

A (Tiroksin) .002 2 .001 .362 2,48 .825

B (Salinitas) .009 2 .005 1.715 3,26 .006

A*B) .002 4 .000 .146 2,11 .216

Error .048 18 .003 .592

Total 61.653 27

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset

0 9 1.4989

50 9 1.5133

100

Sig. 9 1.5189

.446

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Salinitas N Subset

20 9 1.4844

0 9 1.5222

10

Sig. 9 1.5244

.135

83

Lampiran 10. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai GSI ikan nila

setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada beberapa media

salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model 2.632a 8 .329 2.601 1,92 .044

Intercept 112.404 1 112.404 888.67 .000

A (Tiroksin) .049 2 .025 .194 2,48 .825

B (Salinitas) 1.771 2 .885 6.999* 3,26 .006

A*B) .813 4 .203 1.606 2,11 .216

Error 2.277 18 .126

Total 117.313 27

*menunjukkan berbeda nyata

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset

0 9 1.9878

50 9 2.0411

100

Sig.

9 2.0922

.564

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Salinitas N Subset

1 2

20 9 1.6989

0 9 2.1067

10

Sig

9

1.000

2.3156

.229

84

Lampiran 11. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai tingkat

konsumsi oksigen (TKO) ikan nila setelah pemberian tiroksin

dan dipelihara pada beberapa media salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model .010a 8 .001 2.507 1,92 .050

Intercept 2.296 1 2.296 4819.274 .000

A (Tiroksin) .002 2 .001 2.169 2,48 .143

B (Salinitas) .007 2 .004 7.442* 3,26 .004

A*B) .000 4 9.882E-5 .207 2,11 .931

Error .009 18 .000

Total 2.314 27

*menunjukkan berbeda nyata

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset

0 9 .2803

50 9 .2929

100

Sig.

9 .3017

.064

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Salinitas N Subset

1 2

0 9 .2713

20 9 .2926 .2926

10

Sig

9

.054

.3110

.090

85

Lampiran 12. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai retensi protein

(RL) ikan nila setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada

beberapa media salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model 12.797a 8 1.600 12.233 1,92 .001

Intercept 5788.163 1 5788.163 44263.288 .000

A (Tiroksin) 8.158 2 4.079 31.192* 2,48 .000

B (Salinitas) 3.405 2 1.702 13.019* 3,26 .002

A*B) 1.235 4 .309 2.361* 2,11 .131

Error 1.177 9 .131

Total 5802.137 18

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset

1 2 3

0 6 17.1217

50 6 17.9050

100

Sig.

6

1.000

1.000

18.7700

1.000

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Salinitas N Subset

1 2

20 9 17.3267

0 9 18.1417

10

Sig

9

1.000

18.3283

.395

86

Lampiran 13. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan nilai Retensi Lemak

(RL) ikan nila setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada

beberapa media salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model 314.338a 8 39.292 6.020 1,92 .007

Intercept 5031.717 1 5031.717 770.926 .000

A (Tiroksin) 298.818 2 149.409 22.891* 2,48 .000

B (Salinitas) 2.727 2 1.364 .209 3,26 .815

A*B) 12.793 4 3.198 .490 2,11 .744

Error 58.742 9 6.527

Total 5404.796 18

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset

1 2 3

0 6 11.6733

50 6 16.8333

100

Sig.

6

1.000

1.000

21.6517

1.000

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Tiroksin N Subset

0 6 16.2467

50 6 16.7117

100

Sig.

6 17.2000

.552

87

Lampiran 14. Sidik ragam (ANOVA) dan uji lanjut Duncan pertumbuhan ikan

nila setelah pemberian tiroksin dan dipelihara pada beberapa media

salinitas.

ANOVA

SK Type III

Sum of

Squares

Db JK Fhit F0,05 Sig.

Corrected Model .154a 8 .019 .231 1,92 .980

Intercept 14.564 1 14.564 174.543 .000

A (Tiroksin) .034 2 .017 .203 2,48 .818

B (Salinitas) .067 2 .033 .400 3,26 .676

A*B) .053 4 .013 .159 2,11 .956

Error 1.502 18 .083

Total 16.220 27

Uji Lanjut

Faktor A (Tiroksin)

Tiroksin N Subset

0 9 .6844

50 9 .7567

100

Sig.

9 .7622

.596

Uji Lanjut

Faktor B (Salinitas)

Salinitas N Subset

0 9 .6644

20 9 .7633

10

Sig.

9 .7756

.451