Pertumbuhan Tanaman yang Menjanjikan Meningkatkan Rhizobakteri Azospirillum spp. Diisolasi dari Tanah Pasir Besi, Pantai Purworejo, Jawa Tengah, Indonesia

AbstrakTanah pasir besi pantai Purworejo, Jawa Tengah, Indonesia isdominated oleh bahan pasir memiliki rendah organik hal dan mengandung 12,51% besi. Tujuan dari penelitian ini adalah toobserve kejadian Azospirillum pasir besi spp.on dan rizosfir tanah dan untuk menilai theirabilityin memperbaiki nitrogen atmosfer, menghasilkan indole asam asetat, dan pelarut fosfat anorganik in vitro. Hasil penelitian menunjukkan bahwa seratus delapan belas strain Azospirillum spp. berhasil diisolasi dari pasir besi dan tanah rhizosfer. Populasi bakteri pada pasir besi dan rizosfir tanah yang berkisar 0,01-6,0 x 10 5 CFU g -1 dan 0,04-8,0 x 10 7 CFU g -1 , Respectivelly. Sebagian besar isolat bakteri yang mampu memperbaiki nitrogen mulai 5,73-99,539 ppm, dan kemampuan yang lebih tinggi yang ditunjukkan oleh enam isolat HR11, HP51, KP11, KR13, KP35, dan KR66. Enam ini di seleksi isolatesalso diproduksi IAA dan fosfat terlarut. Strain HR11 menunjukkan tertinggi produksi IAA yang about58.84g mL -1 ; dan solubilisasi fosfat tinggi dari Ca3 (PO4) 2 ditunjukkan oleh HR11 dan KP35 isolat dengan nilai-nilai E dari 140,74 dan 133,13, sementara kelarutan yang lebih tinggi untuk FePO4 menunjukkan byKP11 dan KR66 strain dengan nilai-nilai E dari 140,60 dan 127,22. Di antara semua zat fosfor, AlPO4 tampaknya menjadi zat yang paling sulit untuk dilarutkan oleh enam bakteri yang diuji.

PendahuluanIndonesia dikenal memiliki tambang pasir besi yang sebagian besar berlokasi di sepanjang pantai Jawa selatan, barat Sumatera, Kalimantan, Nusa Tenggara, Sulawesi, Papua, dan Maluku pulau. Pasir besi mengandung 14,6 untuk 56,75% dari besi (Fe) ; Selain itu sifat fisik dan kimianya didominasi oleh tekstur pasir, memiliki rendah kapasitas tukar cathion dan bahan organik. Wilayah pasir besi merupakan habitat marginal diduduki oleh sejumlah kecil jenis tumbuhan saja. Habitatmight juga membatasi pertumbuhan dan perkembangan mikroorganisme tanah, karena ini organisme yang sangat penting bagi pertumbuhan tanaman. Bakteri menjajah rhizosfer dan rizoplan yang dikenal sebagai rhizobakteri. Rhizobakteri yang memberi efek menguntungkan pada pengembangan pabrik mata sebagai tanaman pertumbuhan-mempromosikan rhizobakteri (PGPR). Mereka agresif menjajah rizosfer. Mekanisme yang mungkin tanaman langsung promosi pertumbuhan oleh bakteri arebased pada kemampuan memperbaiki dinitrogen, memproduksi hormon tanaman (indoleacetic asam, asam giberelat, sitokinin), pelarut fosfat anorganik, menurunkan tingkat etilena,3h antagonis tanaman patogen, memproduksi siderophore, dan memproduksi -1,3, glukanase [6-7]. Beberapa terkenal genera bakteri PGPR adalah Azospirillum, Azotobacter, Bacillus, Burkholderia, Enterobacter, Klebsiella, dan Pseudomonas .Azospirillumis dianggap genus rhizobakteri yang paling penting bagi peningkatan pertumbuhan tanaman dan tanaman hasil. Spesies Azospirillum adalah bakteri pengikat nitrogen yang hidup bebas umumnya ditemukan di tanah dan di asosiasi dengan akar tanaman. Asosiasi Azospirillum-tanaman mengarah untuk meningkatkan pembangunan dan hasil berbagai tanaman inang termasuk tanaman serealia, tanaman sayuran, dan mangrove.Azospirillum umumnya mendorong pertumbuhan plantsafter yang didirikan dalam rhizosfer. Meskipun dimiliki nitrogen memperbaiki kemampuan, peningkatan hasil terutama disebabkan peningkatan perkembangan akar karena produksi pertumbuhan tanaman mempromosikan zat dan akibatnya meningkatkan tingkat penyerapan air dan mineral. Fosfor (P) adalah salah satu nutrisi penting yang membatasi pertumbuhan tanaman yang sebagian besar tetap bentuk larut dalam tanah. Solubilisasi anorganik fosfat tidak larut olehmikroorganisme dilakukan dengan produksi organik asam. Bakteri pelarut fosfat berpotensi untuk meningkatkan ketersediaan P untuk tanaman, terutama di tanah dengan jumlah besar diendapkan fosfat. Benih atau tanah diinokulasi dengan bakteri pelarut fosfat memiliki beenreported untuk meningkatkan kelarutan fosfat tanah tetap dan penggunaan fosfat menghasilkan tanaman yang lebih tinggi hasil. Tujuan dari penelitian ini adalah untuk observeAzospirillumspp. dari pasir besi dan tanah rizosfir dan untuk menilai mereka kemampuan memperbaiki nitrogen atmosfer, menghasilkan asam asetat indole, dan pelarut fosfat anorganik in vitro

Bahan dan ProsedurStrain bakteri referensi areAzospirillumbrasilense DSM 1690T, A. lipoferumDSM 1840T (ATCC 29708T) dan A. halopraeferensDSM 3675Tobtained dari Leibniz-Institut DSMZ Jerman. Situs pengambilan contoh tanah Pantai Munggangsari adalah salah satu daerah pertambangan pasir besi yang terletak di Kabupaten Purworejo, Jawa Tengah provinsi, Indonesia (7o50'37 "S bujur; 109o52'34" E lintang). Beberapa plantsgrowing di daerah ini adalah Digitaria Ischaemum, Spinifex littorius Merr, Calotropis gigantean (L.) R.Br., Calopogonium mucunoides. Desv., Premna serratifolia L. (Malbau), Sebastianachamaelea, Pandanus sp., Crotalaria pumila Ortega, Tilia cordifolia, Heliotropium ovalifolium, Microstachy schamaelea, Richardia scabra L., Althernanther amaritima (Mart.) A.St.- Hill, Alysicarpus monilifer (L.) DC., Dan Ipomoea pres-caprae (L.) R.Br .. Isolasi dan identifikasi Azospirillum spp. Sepuluh tanah pasir besi gramsof atau tanah rizosfer dihentikan pada 90 mL air suling steril dalam Erlenmeyer dan dicampur secara menyeluruh pada pengaduk magnetik. Salah satu mililiter alikuot kemudian dipindahkan ke 9 mL steril suling air dalam tabung reaksi dan seri pengenceran yang madeup ke 10-5. Pengenceran serial dibuat dengan menyebarkan 0,1 mL aliquot ke Kongo merah (RC) media. Setelah dua hari inkubasi pada suhu 30oC, koloni muncul merah muda atau merah warna dipindahkan ke media segar. Medium untuk isolasi Azospirillum adalah semiselective menengah, yang menengah pada dasarnya nitrogen bebas Biru bromotimol (NFB) dilengkapi dengan Congo red. Populasi Azospirillum diperkirakan dengan metode total plate count. Jumlah isolat bakteri adalah dinyatakan sebagai koloni forming unit (CFU) per gram tanah pasir besi atau rhizosphericsoil. Isolat tumbuh secara terpisah pada RCmedium diidentifikasi sebagai anggota Azospirillum. Identifikasi berdasarkan morfologi (bentuk sel, koloni warna, pewarnaan Gram, motilitas, pembentukan pelikel, pleomorfisme), biokimia (katalase, oksidase, reduksi nitrat), dan nutrisi (sumber karbon sebagai energi tunggal) karakteristik dirujuk ke Manual Bergey murah dari yang menentukan Bakteriologi 9 Edition.Efisiensi N2 fiksasi dengan analisis Kjeldahl Dinitrogen analisis efisiensi fiksasi Azospirillumisolates dilakukan dalam medium NFB semipadat. Tabung yang diinkubasi selama 10 hari pada 33oC. Jumlah N2 fiksasi ditentukan oleh analisis Kjeldahl. Setelah inkubasi, media tumbuh isolat dituang ke Kjeldahltubes dengan campuran garam (40: 2,5: 1,5 rasio K2SO4, CuSO4 dan logam selenium) dan 3 ml asam sulfat pekat ditambahkan ke dalam tabung. Tabung dicerna dalam Digester DK6 / 48 (Velp Scientifica) di 420oC selama 20 menit. Setelah pencernaan dan tabung tersebut didinginkan, suling air ditambahkan hingga volume akhir 50 mL.Twentymililitres sampel dicerna dituangkan ke dalam distilasi tabung dan diletakkan di bawah alat distilasi. Dalam 250 mL labu erlenmeyer, 20 ml 4% asam borat dan 6 tetes Conway reagen (1000mg metil merah, 150mg bromcresol hijau, etanol 200ml 96%) ditambahkan. Termos itu ditempatkan di bawah kondensor dari alat distilasi dan ujung outlet kondensor adalah di bawah dari solusi. Distilasi dilakukan dengan menggunakan UDK 132 unit distilasi semi-otomatis (Velp Scientifica) dan pengiriman 30 mL 40% NaOH dan 100 mL air suling adalah otomatis dituangkan melalui distilasi aparat. Larutan yang mengandung suling NH3, asam borat dan indikator campuran dititrasi terhadap 0,05N HCL menggunakan autotitrator (BOECO DCB5000). Perhitungan konsentrasi N2 dalam sampel didasarkan pada relasi:N2 dalam sampel (ppm) = Contoh titer - Kosong titer x Normalitas HClx 14 x 1000000 Berat sampel (g) x 1000Assay untuk asam indoleacetic (IAA) produksi Produksi IAA dideteksi dengan metode modifikasi dari Brick et al. dan Ahmad et al. dankuantitatif analisis IAA dilakukan dengan menggunakan metode Loper dan Schroth. Kultur bakteri ditumbuhkan di NB medium yang mengandung 200 mg / mL L-Tryptophan (disterilkan secara terpisah menggunakan filter membran 0.2mm Millipore) dan diinkubasi dalam shaker inkubator (150 rpm) pada 33oC untuk 72 jam. Kultur bakteri dewasa yang disentrifugasi pada 6000 rpm selama 20 menit. The supernatan (2 mL) dicampur dengan 2 mL reagen Salkowski (1 mL dari 135 mg / mL FeCl3, 50 mL dari 35% perchloricacid). Pengembangan warna pink menunjukkan produksi IAA. Densitas optik diukur pada spektrofotometer (mini Shimadzu UV 1240) pada 530 nm. Konsentrasi IAA yang dihasilkan oleh isolat bakteri dilakukan dengan membandingkan nilai densitas optik dari sampel dan standar IAA pada konsentrasi mulai 1-20 mg / mL. Solubilisasi dari fosfat anorganik Uji kelarutan fosfat dilakukan dalam medium Pikovskaya. Sebuah loopfull 24 jam kultur bakteri pada media nutrien agar diinokulasi ke media Pikovskaya (Ca3 (PO4) 2 5 g, glukosa 10 g, (NH4) 2SO4 0,5 g, KCl 0,2 g, MgSO4.7H2O 0,1 g, ekstrak ragi 0,5 g, MnSO4.7H2O 0,025 g, FeSO4.7H2O 0,025 g, agar 15 g, suling air 1000 ml, pH 7.0), dan lempeng diinkubasi pada 33oCfor sembilan hari. Pembentukan zona bening di sekitar koloni diukur. Analisis solubilisasi fosfor dibuat dengan mengukur solubilisasi yang efisiensi (E) berdasarkan formula Nguyen et al.E = Solubilization diameter (S) x 100Growth diameter (G)

HASIL DAN PEMBAHASANIsolasi dan identifikasi Azospirillum spp. Sifat fisik tanah pasir besi dari Munggangsari pantai menunjukkan bahwa suhu udara dan tanah yang 31- 33oC dan 29-39oC, dan watercontent adalah dari 2.20% menjadi 6.14%. Sifat kimia menunjukkan bahwa pH tanah berkisar 5,75-6,37, karbon dan nitrogen yang 0,39% dan 0,07%, masing-masing. Tanah pasir besi mengandung 12,51% Fe. Berdasarkan C / N ratio menunjukkan kesuburan tanah pasir Munggangsari pantai sangat rendah (5.57). Sebagian besar wilayah pesisir ditandai oleh hal-hal yang rendah organik dan kesuburan [26], dan pertukaran cathion rendah kapasitas menyebabkan kandungan nutrisi mikro dan makro untuk mengurangi. Azospirillumis diketahui mampu tumbuh di lingkungan marjinal karena fisiologis yang efisien mekanisme melalui pembentukan kista atau flok, produksi melanin, synthezis poli-b-hidroksibutirat dan polisakarida. Ratus delapan belas isolat Azospirillumwere berhasil diisolasi. Mereka terdiri dari 31 isolat dari tanah pasir besi dan 87 isolat dari tanah rizosfer berbagai tanaman (Table1) .suatu koloni bakteri warna pada media RC menunjukkan bahwa 9 isolat merah and109 isolat pink. Kepadatan penduduk mereka berkisar antara 1,0 x 103-6,0 x 105 CFU g-1 tanah pasir dan 4,0 x 105-8,0 x 107 CFU g-1rhizosphericsoil. hasil ini menunjukkan jumlah yang sama dengan penelitian lainnya. Terjadinya pertumbuhan tanaman mempromosikan rhizobacteriaof gundukan pasir di Chennai pantai, India berkisar antara 4,4 x 106-7,5 x 107 CFU g-1 soilwas dilaporkan. Angka yang lebih tinggi dari Azospirillum spp. di tanah rizosfer daripada yang ditemukan dalam tanah pasir besi juga mirip dengan hasil yang dilaporkan, yang menyatakan bahwa Azospirillum spp. diisolasi dari tanah massal biasanya dalam jumlah proporsional lebih rendah dari dari tanah rizosfer. Dalam tanah massal, bakteri dapat bertahan hidup di vegetatif atau kista bentuk sampai tanaman inang tersedia. itu rizosfer dikenal kaya nutrisi karena akumulasi dari berbagai senyawa organik dilepaskan dari akar oleh eksudasi, sekresi dan deposisi.Populasi bakteri didominasi oleh koloni merah muda, howevernine isolat memiliki koloni merah ditanam di RC media setelah dua hari inkubasi. Koloni merah muda menjadi merah atau merah setelah 3-5 hari inkubasi (Gambar 1), dan isolat diasumsikan sebagai Azospirillum.Species OFA. lipoferum, A. brasilense, A. largimobile, dan A. doebereinerae adalah merah di Kongo media merah. Menurut Caceres, Azospirillumhas cahaya pinkand koloni berwarna setelah 48 jam inkubasi dan mereka menjadi merah berikut 72 h.Further tes konfirmatif menghasilkan bahwa 44 strain memiliki sel berbentuk batang, dan 56 isolat sel vibroid. Semua isolat revealedas Gram negatif, motilityusing flagela polar tunggal, membentuk pelikel di semipadat NFB, dan menunjukkan sel-sel pleomorfik. Uji biokimia menunjukkan bahwa semua strain yang positif dalam oksidase, katalase, dan pengurangan nitrat. Demikian pula, tes gizi menunjukkan bahwa semua isolat dapat memanfaatkan malat, suksinat, piruvat, atau laktat sebagai sumber karbon tunggal.Menurut Pedoman Bergey murah dari yang menentukan Bakteriologi 9 edisi, isolat tersebut milik Azospirillum.The bentuk dominan Azospirillum pada media malat padat melengkung batang dengan berbagai ukuran dan mengungkapkan polimorfisme.

Efisiensi fiksasi N2 Kemampuan fiksasi nitrogen dari 118 Azospirillumisolates diukur dengan metode Kjeldahl nitrogen bebas bromothymol media semipadat biru. Di antara 118 isolat yang diuji, 110 isolat mampu memperbaiki nitrogen (Tabel 2) jumlah .suatu nitrogen ditetapkan oleh isolat berkisar 5,73-94,54 ppm dan ketegangan KR66 diisolasi dari rhizosfer S. chamaeleashowed hasil tertinggi. Kemampuan memperbaiki nitrogen dari beberapa isolat (KR66, KP11, KR13, HP51) lebih tinggi dari strain referensi A. brasilenseDSM 1690T, A. lipoferumDSM 1840T dan A. halopraeferensDSM 3675T. Sebagian besar isolat berasal dari tanah rizosfer tampaknya lebih tinggi dalam memperbaiki nitrogen dibandingkan dengan tanah pasir besi isolat. Kemampuan tinggi dari memperbaiki nitrogen adalah seleksi awal dari isolat sebagai calon PGPR dan selanjutnya mereka diuji untuk produksi IAA dan fosfat solubilization.The isolat terpilih adalah KR66, KP11, KR13, HP51, KP35, dan HR11. Kemampuan Azospirillum dalam memperbaiki nitrogen juga disebutkan oleh banyak peneliti. Fiksasi nitrogen adalah yang pertama Mekanisme yang diusulkan untuk menjelaskan peningkatan pertumbuhan tanaman berikut Azospirilluminoculations. Azospirillum bisa mengubah nitrogen atmosfer menjadi amonium dalam kondisi mikroaerofilik di nitrogen rendah tingkat melalui aksi nitrogenase. Sejumlah 10 galur Azospirillumspp. diisolasi dari padi rizosfer tanah mampu memperbaiki nitrogen mulai 11,0-15,06 mg 'N "kg-1 diukur dengan metode mikro Kjeldahl. Kemampuan mengikat nitrogen dari Azospirillumspp. diisolasi dari rizosfer Taro (Colocasiaesculenta L. Schott) adalah antara 2,0-6,16 mg N g-1 substrat. Variability aktivitas nitrogenase dari Azospirillumhas juga telah diamati in vitro dengan metode ARA bervariasi 5,70-14 nmol C2H4 jam-1. Jumlah tetap nitrogen oleh A. zeaeand A. brasilensewere 6-7,6 dan 7,1-44,3 nmol C2H4 jam-1 mg-1 protein.

Tabel 2.Nitrogen fiksasi Azospirillumisolates dan referensi strain

Tabel 3. Produksi IAA oleh isolat yang dipilih dan referensi strain

Produksi IAA Produksi zat pertumbuhan-mempromosikan tanaman seperti IAA merupakan salah satu mekanisme utama PGPR kandidat. Hasil penelitian menunjukkan bahwa IAA yang dihasilkan oleh enam isolat terpilih lebih tinggi dibanding tiga referensi strain, dan mengisolasi dari HR11 menunjukkan tertinggi IAA produksi 58.84mg / mL (Tabel 3). keenam karena Azospirillum spp juga menunjukkan produksi IAA yang lebih tinggi dibandingkan dengan A. brasilensestrains Cd dan Az39 yang diproduksi IAA dalam jumlah 10,8 dan 0,75 mgmL-1. Sebaliknya, konsentrasi IAA yang dihasilkan oleh HR11 lebih rendah dibandingkan dengan beberapa strain Azospirillum dilaporkan yang menghasilkan IAAin kisaran 29 to761 ppm dalam medium LBT mengandung DL-Tryptophan. Solubilisasi fosfat Pembentukan zona yang jelas di sekitar koloni pada media Pikovskaya menunjukkan bahwa isolat bakteri mampu melarutkan fosfat anorganik. Solubilisasi fosfat tinggi Ca3 (PO4) 2 ditemukan di HR11, KP35 dan DSM 1690T isolat, sedangkan arah FePO4 adalah dengan KP11, KR66, dan strain DSM 3675T (Tabel 4). Di antara semua fosfor zat, AlPO4 tampaknya menjadi yang paling sulit untuk dilarutkan oleh bakteri yang diuji. fosfor efisiensi solubilisasi paling isolat cenderung menurun berdasarkan tingkat kelarutan fosfat anorganik diuji inwhich AlPO4 dikenal sebagai yang paling tidak larut diikuti oleh FePO4 dan Ca3 (PO4) 2. solubilisasi dari fosfat anorganik adalah karena aksi dari asam organik, terutama asam glukonat, disintesis oleh bakteri.Tabel 4.Phosphatesolubilization terpilih Azospirillumisolates dan referensi strain

Fosfor adalah yang paling membatasi hara dalam tanah tropis, hanya ada 0,1% dari total P tersedia bagi tanaman karena ikatan kimia dan kelarutan yang rendah. Theability dari solubilisasi fosfat yang dipilih Azospirillum isolat HR11, HP51, KP11, KR13, KP35, dan KR66 yang mirip dengan 6 strain bakteri diisolasi dari bukit pasir pesisir pantai Chennai, India. Alunan Azospirillumspp. terisolasi dari lingkungan yang berbeda, wilayah pesisir termasuk juga mampu melarutkan fosfat dengan nilai-nilai E berkisar 100-160 .Regarding Produksi IAA dan aktivitas solubilisasi fosfat, isolat dari rhizosfer tampaknya lebih efisien produsen auksin daripada isolat dari tanah massal, dan konsentrasi jauh lebih tinggi dari fosfat bakteri pelarut biasanya diisolasi dari rizosfir.KesimpulanDisimpulkan bahwa enam selectedAzospirillum sppof HR11, HP51, KP11, KR13, KP35, dan KR66 mungkin memainkan peran dalam pertumbuhan tanaman di habitat pasir besi. Berdasarkan hasil fiksasi nitrogen, produksi IAA, dan solubilisasi fosfat, mereka muncul untuk menjadi menjanjikan sebagai calon PGPR, terutama untuk tanaman yang tumbuh di Studi practices.Further pertanian marjinal tentang karakterisasi dan identifikasi isolat yang dipilih oleh polyphasicapproach sistematis sedang berlangsung.

REFERENSIB.N.Widi, Penyelidikan endapan pasir besi di daerah pesisir selatan Ende-Flores Propinsi Nusa Tenggara Timur.Laporan Hasil Penyelidikan PT. Ever Mining, 2004.I.Z. Yasir,Eksplorasi pasir besi pantai Adipala Cilacap Jawa Tengah.http://tri-online.biz/eksplorasi-pasir-besi-pantai-adipala-cilacap-jawa-tengah/,2011, (Accessed on25th June 2012).G.Djajakirana, D.Tjahyandari, Supijatno, Reklamasi lahan bekas tambang pasir besi melalui teknik ameliorasi in situ Bahan organik,Laporan Penelitian, IPB Bogor, 2009.J.W. Klopper,M.N.Schroth, Plant growth-promoting rhizobacteria in radish.In: Angers (Ed.), Proceedings of the 4th International Conference on Plant Pathogenic Bacteria, Gilbert-Clarey, Tours, France,1978, 879-882.N.S. SubbaRao, Biofertilizer in agriculture, Oxford and IBH Publishing Co., New Delhi, Bombay, Calcuta, 1982.S. Mahalakshmi,D. Reetha,Recent Research in Science and Technology, 2009,1(1), 26-29.K.V.B.R. Tilak, K.K. Pal, R. Dey,Microbes for sustainable agriculture, I.K. International Publishing House Pvt.Ltd., New Delhi, India, 2010.L.E. Fuentes-Ramirez, J.Caballero-Mellado, In:Z.A. Siddiqui (Ed.), PGPR: Biocontrol and biofertilization(Springer, Netherlands,2010) 143-172.Y.Bashan,G. Holguin, L. de-Bashan,Can. J. Microbiol., 2004, 50, 521-577.R.O. Pedraza, J. Motok, M.L. Tortora, S.M. Salazar, J.C. Diaz-Ricci, Plant and Soil, 2007,295, 169-178.B.S. Saharan, V. Nehra,Life Sciences and Medicine Research,2011, 2011, 1-30.C.A.Barassi, R.J.Sueldo,C.M.Creus,L.E.Carrozzi,E.M. Casanovas, M.A.Pereyra, Dynamic Soil, Dynamic Plant, 2007,1(2), 68-82.K. Sahoo, N.K. Dhal, Indian Journal of Marine Sciences, 2009,38(2), 249-256.C.S. Nautiyal,FEMS Microbiology Letters, 1999,170, 265-270.C.Leyval,J. Barthelin, Plant and Soil, 1989, 17, 103-110.E.Husen, Indonesian Journal of Agricultural Science, 2003,4(1), 27-31.A.H.Goldstein, Am. J. Altern. Agric. 1986, 1, 51-57.E.A.R.Caceres, Journal of Applied and Environmental Microbiology,1982,44(4), 990-991.Y.Bashan, G. Holguin, R.Lifshitz,In:Bashan et al. (Eds.), Methods in Plant Molecular Biology and Biotechnology (CRC Press, Inc., 1993) 331-345.J.D.Holt, N.R.Krieg,P.H.A.Sneath, J.T.Staley,S.T.Williams, Bergeys Manual of Determinative Bacteriology 9th Edition, Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, 1994.K. Kanimozhi,A. Panneerselvam,Der ChemicaSinica, 2010,1(3), 138-145.J.M Brick, R.M.Bostock, S.E. Silverstone, Journal ofApplied and Environmental Microbiology, 1991,57, 535-538.F.Ahmad, I.Ahmad, M.S.Khan, Turk. J. Biol.,2005,29, 29-34. J.E. Loper, M.N. Schroth, Phytopathology, 1986,76, 386-389.C. Nguyen, W. Yan, F. Le Tacon, F.Lapeyrie,Plant and Soil, 1992,143, 193-199.H.J.W. Verplancke,In:H.J.W. Verplancke, E.B.A. De Strooper, M.F.L. De Boodt (Eds.),Water saving techniques for plant growth (Kluwer Academic Publisher. Dordrecht, Netherlands, 1992).F.I. Massoud,In:Sandy soil, Report of FAO/UNDP Seminar on Reclamation and Management of Sandy Soils in the Near East and North Africa,1975, FAO-UNO, Rome,47-72.Y.Bashan, Biol. Fertil. Soils, 1999,29, 246-256.R. Muthezhilan, B.S.Sindhuja, A.J. Hussain, M.Jayaprakashvel,Pakistan Journal of Biological Sciences,2012,15(16), 795-799.R. Pinton, Z. Varantini, P. Nannipieri, The Rhizosphere: Biochemistry and organic substances at the soil-plantinterface, Marcel Dekker Inc., New York, 2001.J.E.Baldani, N.R.Krieg, V.L.D.Baldani,A. Hartmann, J.Dobereiner, In: Brenner et al. (Eds.),Bergeys Manual of Systematic Bacteriology, Second edition, Vol. 2, Part C(Springer, East Lansing, 2005) 7.I.H.Attitalla, A.M.Alhasin, M.A.Nasib, A.H.Ghazali,L.Zakaria, H.M.Jais, I.A.A.Balal, B.Salleh, American-Eurasian J. Agric. & Environ. Sci.,2010,8(6), 617-625.S.N. Jolly, N.A.Shanta, Z.U.M. Khan. International Journal of Botany, 2010,6(2), 117-121.I. Rusmana, D.D.Hadijaya, Hayati, 1994,1(2), 51-54.A. Venieraki, M.Dimou, E. Vezyri, I. Kefalogianni, N.Argyris, G. Liara, P. Pergalis, I. Chatzipavlidis,P.Katinakis,The Journal of Microbiology, 2011,49(4), 525-534.D. Perrig, M.L.Boiero, O.A. Masciarelli, C. Penna, O.A. Ruiz, F.D. Cassan, M.V. Luna,Appl. Microbiol.Biotechnol.,2007,75(5), 1143-1150.Gh.A. Akbari, S.M. Arab, H.A. Alikhani, I. Allahdadi, M.H. Arzanesh, World Journal of Agricultural Sciences,2007, 3 (4), 523-529.H. Rodriguez,R. Fraga,Biotechnology Advances, 1999,17, 319-339.K.V.B.R. Tilak, N.Ranganayaki,K.K.Pal,R.Dey, A.K.Saxena, C.S.Nautiyal, S.Mittal,A.K.Triphati,B.N.Johri, Current Science, 2005,89, 136-150.S. Widawati, A.Muharam,JurnalHortikultur, 2012, 22(3), 258-267.