BAB I PENDAHULUAN Penelitian mengenai keragaman bakteri pada suatu perairan diperlukan dalam rangka mengetahui potensinya pada kehidupan manusia. Perairan sendiri secara umum dibedakan sebagai perairan bawah tanah dan perairan permukaan (Rheinheimer, 1991). Eksplorasi bakteri perairan pantai memiliki potensi besar untuk berbagai kepentingan, seperti degradasi polutan (Swannell dan Head, 1994), produksi senyawa bioaktif misalnya antivirus, dan antitumor (Toranzo et al., 1982; Irianto, 1994). Sejumlah bakteri perairan pantai dapat bersimbiosis dengan beragam makroorganisma, seperti moluska dan polychaeta (Neumann, 1979), serta berperan pada siklus unsure di perairan (Nealson dan Tebo, 1980). Bakteri perairan pantai sangat dipengaruhi organi kimia-fisika air dan masukan organic dari darat (Rheinheimer, 1991). Penelitian terhadap populasi bakteri heterotrofik perairan pantai di Indonesia, menunjukkan jumlah populasi berkisar 102 -108 sel/ml (Thayib, 1991). Selain perairan pantai bakteri pada perairan yang tenang seperti danau juga perlu dieksplorasi. Pada perairan danau terdapat banyak bakteri yang bermacam macam sesuai dengan tempat ditemukannya. Seperti yang kita ketahui perairan danau di bagi menjadi daerah litorial, pofundal dan bentik, dimana pada daerah tersebut memiliki karakteristik lingkungann yang berbeda selain itu di sekeliling danau juga sering ditumbuhi tanaman. Keadaan tersebut merupakan habitat dari berbagai macam bakteri. Untuk mengetahui bakteri apa saja yang ada di danau tersebut maka perlu dilakukan eksplorasi dan isolasi bakteri. Isolasi dilakukan dengan menumbuhkan bakteri pada media yang sesuai dengan bakteri tersebut. Medium adalah suatu bahan yang terdiri dari campuran nutrisi yang dipakai untuk menumbuhkan mikroorganisme. Selain itu juga medium digunakan untuk isolasi, memperbanyak, pengujian sifat-sifat fisiologi dan juga digunakan untuk perhitungan jumlah mikroba. Di dalam medium harus ada nutrisi yang merupakan kebutuhan dasar dari mikroorganisme yang meliputi air, karbon, mineral, organi,. Air sangat pentin artinya karena merupakan komponen dasar protoplasma, jalan masuknya mineral organik ke

dalam sel, jalan keluarnya hasil eksresi dan sekresi dari dalam sel, dan juga untuk reaksireaksi enzimatik. Air yang baik digunakan dalam pembuatan medium pembiakan mikroorganisme adalah air suling, karena bila air yang digunakan adalah air sadah untuk pembuatan medium yang terbentuk dari ekstrak daging dan pepton maka akan terbentuk endapan fosfat dan magnesium fosfat. Dengan adanya endapan-endapan tersebut maka akan menghambat bagi pertumbuhan biakan yang ditanam dalam medium yang telah dibuat. Berdasarkan sumber karbon maka mikrobia dapat dibedakan atas mikrobia yang dapat mensintensis semua komponen sel dari karbondioksida yang disebut dengan autotrof. Sedangkan mikrobia yang memerlukan satu atau lebih senyawa 2rganic sebagai sumber karbon disebut heterotrof (Widjajanti, 1993).

BAB II ISOLASI BAKTERI DANAU Bakteri adalah organisme uniseluler yang dapat ditemukan dimana saja. Di air, tanah , udara bahkan tubuh organisme lainnya. Jika kita pergi ke suatu danau dan ingin mengetahui bakteri apa saja yang terdapat di danau tersebut maka kita harus melakukan eksplorasi dan isolasi bakteri tersebut. Hal yang pertama kali harus dilakukan adalah mengambil sampel air danau tersebut. Pengambilan air dilakukan dengan menggunakan alat yang bernama water sample. Dengan menggunakan alat tersebut maka kita akan mendapatkan sampel yang sesuai dengan keinginan kita tanpa terkontaminasi dengan bakteri dari luar. Sampel dibawa ke laboratorium dan dilakukan proses isolasi. Isolasi dilakukan dengan cara menumbuhkan bakteri tersebut pada media tertentu. Hal yang perlu diperhatikan unuk mengisolasi baktei tertentu adalah kita harus mengetahui kebutuhan nutrisi bakteri yang akan kita isolasi. Misalkan saja pada sebuah danau terdapat empat zona utama yaitu zona litoral, zona limnetik, zona profundal, dan zona bentik. Berdasarkan ansumsi pada zona tersebut akan ditemukan bakteri yang bebeda. Pada zona litoral sering ditumbuhi berbagai jenis tanaman air sehingga sedimen disana subu dan banyak sampah seresah daun sehingga bakteri yang ada di zona tersebut adalah bakteri pendegradasi seresah seperti cytophaga. Sedangkan pada zona limnetik banyak sekali terpapar cahaya matahari sehingga bayak organisme yang dapat melakukan fotosintesis sehingga tempat ini juga kaya akan oksigen , tempat ini sangat cocok untuk pertumbuhan bakteri fototoprik seperti cyanobacteria dan mikroorganisme seperti alga. Pada zona limnetik juga ditemukan bakteri aerob seperti Pseudomonas dan Caulobacter. Paada zona profundal hanya sedikit sekali cahaya yang maksuk sehingga pada zona ini dapat ditumbuhi bakteri purple and grenn sulful bacteria. Sedangkan pada zona bentik cahaya matahari sukar menembus zona ini sehingga bakteri yang tumbuh adalah bakteri jenis desulvovibrio, baktei metana, dan clostridium. Bakteri bakteri tersebut memiliki karakteristik yang berbeda dan memiliki kebutuhan yang berbeda pula. Oleh karena itu isolasi dilakukan dengan berbagai metode. Media yang digunkan juga harus sesuai dengan kebutuhan nutrisi bakteri tersebut. Unsur

unsur makro juga harus ditambahkan pada media isolasi bakteri. Unsur mikro, vitamin, dan mineral juga snagat pentng untuk memaksimalkan hasil pertumbuhan dari bakteri yang akan diidolasi Gambar 1. Pembagian zona perairan lentik dan beberapa mikroorganisme yang ada didalamnya Berikut ini metode isolasi untu bakteri bakteri yang telah disebutkan diatas : 1. Isolasi Cyanobacteria Untuk mengisolasi cyanobacteria yang bersifat fototopik maka sampel tersebut dapat di saringdan bakteri yang tertangkapa di tumbuhkan rangkap tiga pada media BG13 agar dan BG-13 saturated glass fiber mediaum. Kemudian setelah 14 hari inkubasi , dilakuakn perhitungan CFU pada koloni yang timbul. Media BG-13 (per litterer) buat dari NaNO3 (1.5 g), Asam sitrat (6 mg), ferric ammonium citrate (6 mg), disodium magnesium EDTA (1 mg), H3BO3 (2.86 mg), Mn2Cl2 4H20 (1.81 mg), ZnS04 7H20 (220 ,ug), Na2MoO4- 2H20 (390 ,g), CUSO4. 5H20 (80 ,ug), dan CoCl2 6H20 (40 ,g). pH media BG 13 ini adalah 7,5 hinga 7,6 dan diinkubasi pada atmosfer dengan kondisi gas CO2 5% (vol/vol) di udara. Sedangkan media BG-12 terdiri

dari bahan yang sama dengan media BG-13 namun tidak diberi sodium bicarbonate dan mengandung 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazine-ethanesulfonic acid (HEPES) buffer (1.2 g/liter), pH 7.5. Pada bebeapa eksperimen media tersebut di tambahkan dengan cycloheximide dan nystatin, masing- masing pada konsentrasi 100 ,ug/ml. Semua agar ditambahkan 1.5% Nobel agar (wt/vol). Media disterilkan dari bakteri lain dengan menggunakan autoclave selama 20 menit pada 15 lb/in2 . 2. Isolasi alga Alga merupakan mikroorganisme yang banyak hidup dipermukaan air. Kebanyakan alga bersifat fototropik. Alga dapat dimurnikan dengan serial dilusi yang diikuti dengan penyepuhan (plating). Coloni individu diisolasi dan diinokulasikan pada media cair yang dimodifikasi menjadi media Chu 13. (Largeau et al. 1980).Alga tersebut diinkubasi pada temperature 25 1C dengan intensitas cahaya 1.2 0.2 Klux dan 16:8 jam sinar photoperiod. Pemurnian dapat dilakukan dengan plating ulang dan pengamatan dibawah mikroskop (Dayananda, 2006).3. Isolasi genus Pseudomonas

Menurut pada buku Bergeys Manual Determinative Bacteriology, Pseudomonas mempunyai ciri-ciri morfologi yaitu: warna koloni agak kekuningan, termasuk bersifat Gram -, dan dalam kelompok sel berbentuk batang dan lurus dengan ukuran 0,5-1,0 x 1,55,0 m. Banyak spesies dapat menguraikan poli -hidroksibutirat sambil menyerap karbon yang ada dalam material, bersifat fakultatif, uji katalase positif dan oksidase negatif, motil, metil red positif, suhu optimum pertumbuhan pada 30-370 C dan tumbuh baik pada NaCl 3-7%. Bakteri Pseudomonas sp. ada yang bersifat patogen dan ada yang bersifat menguntungkan bagi organisme lain. Effendi (2002) mengemukakan bahwa bakteri dari genus Pseudomonas sp dari spesies Pseudomonas bromoutilis ini memproduksi antibiotic 2, 3, 4 tribromo-5 (I, hidroksi-2, 4,-dibromophenil)-pyrole. Zat ini bersifat menghambat perkembangan bakteri patogen seperti: Staphylococcus aureus,Streptococcus pneumonia, Streptococcus pyogenes,dan Microbacterium tubercolosis. Sampel air yang diperoleh diencerkan dalam satu seri pengenceran hingga 10-7 . Dari tabung pengenceran 10-5 hingga 10-7 masing-masing diambil sejumlah 0,1 ml dan

dituangkan ke dalam cawan petri berisi medium Nutrient Agar (NA, Oxoid) dengan penambahan 0,5% NaCl dan tanpa NaCl. Masing- masing pengenceran dilakukan secara duplo, yaitu 2 cawan tiap pengenceran sebagai ulangan. Suspensi pada cawan petri selanjutnya diratakan dengan batang gelas drgalsky steril supaya merata di seluruh permukaan medium. Selanjutnya cawan petri diinkubasi dalam inkubator pada suhu 25 1C selama 1-2 hari. Koloni bakteri yang tumbuh dihitung sebagai CFU(= coloni forming unit) dikalikan factor pengencernya. Koloni yang tumbuh, diisolasi berdasarkan karakter morfologi koloninya (Irianto,2003). Koloni-koloni terpilih dimurnikan dengan cara goresan berulang pada medium NA+0,5% NaCl hingga diperoleh isolat murni. Isolat murni diidentifikasi dengan mengenali karakternya, yaitu dengan mencatat karakter koloni, pengamatan morfologi sel dengan pewarnaan Gram (Hucker dan Conn, 1923). 4. Isolasi Bakteri caulobacter Bakteri caulobacter dapat hidup pada media peptone water agar. Sebelum dilakukan isolasi bakteri ini dapat diperkaya pada media 0.01% peptone water dan diinkubasi pada suhu kamar. Kemudian bakteri dapat diisolasi dengan mengambil satu ose dan men streak pada media 0.01 % peptone water agar dan diinkubasi selama 4 7 hari pada temperature ruangan. Selain itu dapat dietahui toleransinya terhadap garam dengan menambahkan 1% atau 2.5% NaCl pada media peptone water agar (Feton et al., 1999).5. Isolasi baktei cytophaga

Bakteri cytophaga dapat di temukan pada insang ikan. Sampel dari air atau insang ikan di ambil dengan cara aseptic dan diencerken menggunakan 100 ml air destilasi steril. Kemudian diisolasi pada skim milk medium dan CP medium. Isolasi dari plate dilakukan dengan mengambil bagian tepi dari koloni dan menempatkannya pada Plate and Ordal Medium yang mengandung 0.9 atau 1.5% agar. Coloni yang menyebar dari media tersebut dapat terdeteksi dengan adanya gliding motility (bergerak meluncur). Motilitas luncur ini dapat diamati dengan menggunakan preparat basah dan diamati di bawah mikroskop cahaya. Medium denga 2% casitone dan garam Chu no 10 basal (20) digunakan sebagai media dasar dan meremajakan bakteri cytophaga. Temperatur optimal

untuk tumbuh pada media basal cair sangat berfariasi mulai dari 0 37oC perbandingan optikal relative berakhir selama 2 minggu (Strohlt dan Taittt, 1978). 6. Isolasi baketri desulfovibrio Isolasi ditumbuhkan pada 160 ml serum botol dengan penambahan 50 atau 100 ml media air laut syntetik anaerob atau 30 ml anaerobic culture tubes dengan 20 ml media . Media dimodifikasi dari air laut pada biasanya dengan tujuan untuk menghilangkan sulfat dan untuk menjga agar konsentrasi NaCl berada pada 0,46 M. pada media juga perlu ditambahkan gberbagai garam mineral (gr/L) seperti NaCl, 25; MgCl 2, 1.4; KH2PO4, 0.2; NH4Cl, 0.3; KCl, 0.5; dan CaCl2, 0.1. Unsur mikro diberikan dengan konsentrai (mg/liter), yaitu: MnCl2 z 6H2O, 5; H3BO3, 0.5; ZnCl2, 0.5; CoCl2 z 6H2O, 0.5; NiSO4 z 6H2O, 0.5; CuCl2 z 2H2O, 0.3; and NaMoO4 z 2H2O, 0.1 Media juga mengandung 0.003 mg NaSeO3 dan 0.008 mg Na2WO4 per liter dan10 mg resazurin per liter. Kemudian medium didihkan dengan keadaan bebas oksigen N2 dan didinginkan pada suhu ruangan hingga perbandinga N2-CO2 (95:5). Na2S (sebagai reductant) dan NaHCO3 ditampahkan hingga konsentrasi final berturut turut 1 dan 30 mM, , and pH media adalah 7.3 to 7.5. mediun disterilkan denganautoklaf dan ditambahkan dengan anaerobic sterile Wolin vitamin solution dan thiamine, 1,4-naphthoquinone, nicotinamide, hemin, dan asam lipoic dengan konsentrasi bearturut - turut 0.05, 0.2, 0.5, 0.05, dan 0.05 mg/liter. MgCl2 and CaCl2 ditambahkan pada anaerobic stock solutions menghindari presipitasi. Sampel diambil dengan menggunaakn headspacefree, air tight jars. Kemudian sampel diisolasi pada media tersebut dan diinkubsi pada keadaan gelap pada suhu 25C (Boyle, et.al. 1999) 7. Isolasi bakteri Purple Non-Sulfur Photosynthetic Bakteri ini dapat hidup dengan berbagai kondisi, dimana biasa hidup sebgai photoheterotrophs, photoautotrophs atau chemoheterotrophs. Perubahan suatu mode tersebut ke mode yang lain dikarenakan adanya perubahan kondisi pada lingkungan, khususnya mebgikuti keadaan aerobibiosis , tersedianya sumber karbon (CO2 untuk pertumbuhan secara autotrof, senyawa organic untuk petumbuhan heterotrof ), dan tersedianya sumber cahaya yang dibutuhkan sebgai organisme fotoautotrof. Isolasi bakteri ini sangat mudah hanya dengan menambahkan sumber material pada media cair diperkaya pada stoppered bottle. Volume terakhir kira- kia mencapai 5-25%

inoculum (lebih rendah jika yang digunakan adalah sampel solid) dan pastikan tidak ada gelembung udara yang terperang pada medium. Inokulasi ditempatkan pada cahaya tungsten l (biasanya lmpu duduk) pada tempeatur kamar hingga 30C (Lindquist, 2001). Media dasar untuk mengisolasi Purple Non-Sulfur Photosynthetic terdiri dari komposisi berikut : Media dasar KH2PO4 MgSO4.7H2O NaCl NH4Cl CaCl2.2H2O Sodium succinate Yeast extract Distilled H2O pH 6.8-7.2 0.33 g 0.33 g 0.33 g 0.5 g 0.05 g 1.0 g 0.02 g 1.0 L

Sedangkan komposisi garam mineral yang ditambahkan adalah : TRACE SALTS SOLUTION: ZnSO4.7H2O MnCl2.4H2O H3BO3 CoCl2.6H2O CuCl2.2H2O NiCl2.6H2O 10 mg 3 mg 30 mg 20 mg 1 mg 2 mg

1. Isolasi Bakteri Media. CFA and CCFA were prepared from an egg yolk-fructose agar base which consisted of 40 g of proteose peptone no. 2 (Difco Laboratories, Detroit, Mich.), 5 g of Na2HPO4, 1 g of KH2PO4, 2 g of NaCl, 0.1 g of anhydrous MgSO4, 6 g of fructose (ICN Pharmaceuticals, Inc., Cleveland, Ohio), 20 g of agar (Bal-

timore Biological Laboratory, Cockeysville, Md. [BBL]), and 3 ml of a 1% solution of neutral red in ethanol in 1,000 ml of distilled water. The base was dispensed in 100-ml portions, sterilized at 121C and 15 lb/in2 for 15 min, and stored aerobically at 4C. Plates were prepared in the following manner. The above basal medium was melted and then cooled to 50C, cycloserine base (500 tg/ml, final concentration; Eli Lilly & Co., Indianapolis, Ind.) and cefoxitin base (16,ug/ml, final concentration; Merck Sharp & Dohme Research Laboratory, West Point, Pa.) or cycloserine alone (500,ug/ml, final concentration) was added, and 5 ml of a 50% egg yolk suspension in saline (prepared in the laboratory) was added to yield CCFA and CFA, respectively. The container was swirled vigorously to ensure mixing, and portions of approximately 17 to 20 ml were poured into plastic petri dishes (15 by 100 mm). Clostrisel agar (BBL) was prepared according to the directions of the manufacturer (without the addition of supplements). Egg yolk-neomycin agar was prepared by adding neomycin base (100 ,ug/ml, final concentration) to egg yolk agar before autoclaving (11). Reinforced clostridial agar with cresol was prepared by adding p-cresol (Baker grade; J. T. Baker Chemical Co., Phillipsburg, N.J.) at a final concentration of 0.2% (vol/vol) to melted reinforced clostridial agar (BBL) just before the plates were poured. Brucella agar supplemented with hemin, vitamin

K,, and 5% sheep blood (11) was included for comparison with the selective media. All selective media, blood agar plates, and diluent were stored overnight in an anaerobic chamber before use. (iii) Inoculation. An overnight growth of C. difficile in 10 ml of thioglycolate 135C broth (BBL), supplemented with 0.5 ml of peptic digest of blood (BBL), vitamin KI, and hemin, was passed into the anaerobic chamber, blended in a Vortex mixer, and then diluted in a 10-fold series (10' to 107) in 0.05% yeast extract solution. CFA, CCFA, Clostrisel agar, reinforced clostridial agar with p-cresol, and blood agar plates were inoculated with 0.1 ml of each of the dilutions from 103 to 107 by a rotator-pipette method (H. R. Attebery and W. T. Carter, Abstr. Annu. Meet. Am. Soc. Microbiol. 1972, E40, p. 11). The plates were placed in GasPak jars inside the anaerobic chamber, and the jars were sealed and then removed from the chamber for incubation. The 10', 103, 105, 106, and 107 dilutions were then placed in a water bath at 80C for 10 min; egg yolk-neomycin agar plates were inoculated as described above, but under aerobic conditions, with 0.1 ml of the heated dilutions and placed in GasPak jars charged with GasPak generators. All plates were incubated at 37C for 48 h. JOURNAL OF CLINICAL MICROBIOLOGY, Feb. 1979, p. 214-219 Vol. 9, No. 2 0095-1137/79/02-0214/06$02.00/0 Selective and Differential Medium for Isolation of Clostridium difficile W. LANCE GEORGE,' 2, 3* VERA L. SUTTER,2'3 DIANE CITRON,'

AND SYDNEY M. FINEGOLD' 2'3 Medical Service' and Research Service,2 Veterans Administration Wadsworth Hospital Center, Los Angeles, California 90073, and Department ofMedicine, UCLA Center for the Health Sciences, Los Angeles, California 900243 Received for publication 8 November 1978 2. Isolasi bakteri Hyphomicrobium MATERIALS AND METHODS Enrichment and isolation. The basal medium 337 of Hirsch and Conti (3) was used, except that 10 ml of the trace-metal solution "SL4" of Pfennig and Lippert (9) was included together with KNO, (5 g/liter) and methanol (0.5%, v/v). This medium was used for enrichment, maintenance, and growth. Soil and mud samples were inoculated into 20-ml screw-capped tubes incubated in the dark at 25 C. Vigorous gas production ensued after 4 to 7 days, at which time 1.0-ml samples were transferred to tubes of fresh medium. The cultures were examined after successive transfers and were found to contain mainly motile ovoid cells and filamen- tous budding bacteria typical of the genus Hyphomicrobium. These cultures were streaked on plates of the same medium in 1.5% agar and incubated in a dessicator with wet oats to remove oxygen. Isolated colonies were examined and reinoculated into fresh screwcapped tubes of medium to check for denitrifying activity. Pure cultures were isolated by successive plating from denitrifying cultures. A number of pure cultures

were obtained, of which Hyphomicrobium strain WC was selected for study. Hyphomicrobium strain B522, isolated by aerobic enrichment by P. Hirsch, was adapted to anaerobic growth and denitrification. The same basal medium was used. Cultures grew and denitrified 21 days after inoculation, but subsequent transfers grew quite vigorously, and gas production was evident within 48 hr of transfer. Hyphomicrobium strains B522 and WC were maintained on slants of the basal medium with nitrate and methanol, and 1.5% (w/v) agar. Anaerobic stock cultures were kept in liquid medium in full screw-capped tubes. Cells were grown on a larger scale at 25 C on the same medium in 2-liter Erlenmeyer flasks fitted with Bunsen valves. A 10% inoculum was used, and cells were harvested after 3 days of growth. Cells were centrifuged for 15 min at 15,000 x g, washed three times in 50 mm potassium phosphate buffer (pH 7.0), and suspended in the same buffer to a turbidity reading of 600 to 700 on a Klett colorimeter with a red filter. JOURNAL OF BACTERIOLOGY, Nov. 1971, p. 733-736 Copyright 0 1971 American Society for Microbiology Vol. 108, No. 2 Printed in U.S.A. Denitrification with Methanol: a Selective Enrichment for Hyphomicrobium Species GEORGE T. SPERL AND DEREK S. HOARE1

Department of Microbiology, The University of Texas at Austin, Austin, Texas 78712

3. Isolasi bakteri methane Almost all methane-utilizing bacteria isolated in pure culture exhibit pameran obligate growth requirement for methane, methanol, or dimethylether as a source of carbon and energy (5, 9, 11, 19, 32, 35). Organic compounds were unable to serve as a carbon and energy source. Recently, Patt et al. (25) reported the isolation and characterization of bacteria in pure culture that utilize methane as well as the complex organic compounds as sources of carbon and energy. 5. Brown, L. R., R. J. Strawinsky, and C. S. McCleskey. 1964. The isolation and characterization of Methanomonas methanooxidans. Can. J. Microbiol. 10:791-799. 25. Patt, T. E., G. C. Cole, J. Bland, and R. S. Hanson. 1974. Isolation and characterization of bacteria that grow on methane and organic compounds as sole source of carbon and energy. J. Bacteriol. 120:955-964. MATERIALS AND METHODS Bacterial strain. Methylobacterium organophilum strain xx (ATCC 27886) (27) was obtained from the American Type Culture Collection, Rockvile, Md. Media and growth condition. The salt medium of Foster and Davis (11) was used for isolation and growth of organisms. When agar (Difco, purified) was

present, it was added to a 1.5% (wt/vol) concentration. Methane as a carbon and energy source was supplied by filtering (through glass-wool filter) a mixture of methane and air (1:1, vol/vol) into closed flasks containing salt medium. Methanol, ethanol, or propanol (0.1%, vol/vol) was added directly to the media and was also provided via continuous release of vapors. All other carbon sources were sterilized separately in water and were added directly to the growth medium at a final concentration of 10 mM. Agar cultures were maintained and grown on mineral salt agar plates in a desiccator jar under an atmosphere of methane and air (1:1, vol/vol) at 30C. Liquid cultures were grownat 30C on a rotary shaker. JOURNAL OF BACTERIOLOGY, Oct. 1978, p. 352-358 0021-9193/78/0136-0352$02.00/0 Copyright X) 1978 American Society for Microbiology Vol. 136, No. 1 Printed in U.S.A. Microbial Oxidation of Methane and Methanol: Isolation of Methane-Utilizing Bacteria and Characterization of a Facultative Methane-Utilizing Isolate RAMESH N. PATEL,* CHING T. HOU, AND A. FELIX Corporate Research Laboratory, Exxon Research and Engineering Company, Linden, New Jersey 07036

BAB III PENUTUP Isolasi bakteri merupakan cara untuk memisahkan suatu bakteri dengan bakteri yang lainnya. Pada tahap isolasi yang perlu diperhatikan adalah medium pertmbuhan bakteri.

Menumbuhkan bakteri pada suatu media harus memperhatikan nutrisi dan kebutuhan bakteri yang akan diisolasi, Isolasi bakteri danau cukup umit dilakukan karena banyak sekali zona didalamnya dan bekteri yang terkandung didalmmya juga berbeda di setiap zona. Dengan memperhatikan kebutuhan bakteri maka isolasi bakteri tersebut dapat dilakukan. Adapun bakteri yang terdapat pada suatu danau adala bakteri cytophaga, Pseudomonas, bakteri disulvovibrio, cyanobakteria, dan bakteri ungu sulfur non fotosintetik. DAFTAR PUSTAKA Boyle, Alfred W., Phelps, Craig D., Young, L. Y. 1999. Isolation From Estuarine Sediments Of A Desulfovibrio Strain Which Can Grow On Lactate Coupled To The Reductive Dehalogenation Of 2,4,6-Tribromophenol. Applied And Environmental Microbiology. American Society For Microbiology. Vol. 65, No. 3 .Page 11331140 Cowan, S.T., K.J. Steel, G.J. Barrow, and R.K.A. Feltham. 1974.Cowan and Steels Manual for the Identification of Medical Bacteria. Cambridge: Cambridge University Press. Dayananda, Indian Chandrappa., Ravi Sarada., Vinod Kumar. 2007. Isolation And Bodies. Electronic Journal of Biotechnology Characterization Of Hydrocarbon Producing Green Alga Botryococcus braunii From Freshwater Vol.10 No.1. Page : 76-91 Effendi, I. 2002. Probiotics for Marine Organism Disease Protection. Pekanbaru: Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Universitas Riau. Ferris, Michael J., Hirsch, C. F. 1991. Method For Isolation And Purification Of Cyanobacteria . Applied And Environmental Microbiology. Vol. 57, No. 5, P. 1448-1452 Feton M., Fenton, C.D., Stewart, K. 1999. The Isolation And Characterisation Of New Zealand Caulobacter Species. Sumber : http://www.nexusresearchgroup.com/microbiology/microbiology.htm. Diakses pada tanggal 30 April 2011

Holtj. G., Kreig, N.R., Sneath, P.H.A., Stanley, J.T. & Williams, S.T. 1994. Bergeys Manual Determinative Bacteriology. Baltimore: Williamn and Wilkins Baltimore. Irianto, A. 1994. Antagonism of fish pathogens by marine bacteria.[M.Sc. Thesis]. Edinburgh: Heriot-Watt University. Irianto, Agus., Hendrati, Pancrasia Maria. 2003. Biodiversity of aerobic heterotrophic bacteria from Baron beach, Gunung Kidul. Biodiversitas. Vol 4. Page 80-82 Yogyakarta Largeau, C. Casadevall, E. Berkaloff, C., Dhamelincourt, P. 1980. Sites of accumulation and composition of hydrocarbons in Botryococcus braunii. Phytochemistry vol. 19, no. 6, p. 1043-1051. Lindquist, John. 2001. Enrichment and Isolation of Purple Non-Sulfur Photosynthetic Bacteria. University of Wisconsin Madison. Sumber : www.splammo.net Nealson, K.B. and B. Tebo. 1980. Structural features of mangaanese precipitating bacteria. Origin of Life 10: 117-126. Neumann, R. 1979. Bacterial induction of settlement and metamorphosis in the Planula larvae of Cassiopea andromeda (Cnidaria: Scyphozoa, Rhizostomea). Marine Ecology Progress Series 1: 21-28. Rheinheimer, G. 1991. Aquatic Microbiology. 4th Ed. Chichester:John Willey and Sons. Strohlt, William R., Taittt, Larry R. 1978. Cytophaga Aquatilis Sp. Nov., A Facultative Anaerobe Isolated from the Gills of Freshwater Fish. International Journal Of Systematic Bacteriology. Vol 28, No. 2. Page 293-303 Swannell, R.P.J. and I.M. Head. 1994. Oil spills, bioremediation comes of age. Nature . 368: 396-397. Thayib, S.S. 1991. Mikrobiologi laut. Dalam Kunarso, D.H. danRuyitno (ed.). Status Pencemaran di Indonesia dan Teknik Pemantauannya. Jakarta: Proyek Penelitian dan Pengembangan Sumberdaya Laut dan Air Tawar, Pusat Penelitian dan Pengembangan Oseanologi LIPI. Toranzo, A.E., J.L. Barja, and F.M. Hetrick. 1982. Antiviral activity of antibioticproducing marine bacteria. Canadian Journal of Microbiology. Vol 28: 231-238

TUGAS TERSTUKTUR MATA KULIAH BAKTERIOLOGI

ISOLASI BAKTERI DANAU

Disusun Oleh Nurul Insani Shullia NIM : 080914064

Dosen Pembimbing Mata Kuliah

: Dr. Nimatuzzahroh : Bakteriologi

JURUSAN BIOLOGI FAKULTAS SAINS DAN TEKNOLOGI UNIVERSITAS AIRLANGGA 2011