BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

Fotosintesis pada Kondisi Intensitas Cahaya Rendah

Photosynthetically Active Radiation (PAR) dan Fotosintesis

Cahaya matahari merupakan sumber energi bagi kehidupan di atas bumi ini,

karena semua mahluk hidup seperti tumbuhan, hewan, bakteri, ganggang,

langsung atau tidak langsung tergantung dari fotosintesis. Organisme fotosintetik

menggunakan energi cahaya untuk mensintesis makromolekul (karbohidrat, asam

amino, dan asam lemak) yang pada gilirannya digunakan oleh organisme lain

sebagai material dasar untuk proses metabolisme.

Spektrum cahaya yang dibutuhkan tanaman berkisar antara panjang

gelombang 400-700 nm, yang biasa disebut photosynthetically active radiation

(PAR). Energi cahaya dikonversi ke molekul berenergi tinggi (ATP) dan NADPH,

terjadi di dalam pigmen atau kompleks protein yang menempel pada membran

tilakoid yang terletak pada kloroplas. Pigmen tanaman yang meliputi klorofil a,

klorofil b, dan karotenoid termasuk xantofil menyerap PAR terbaik pada panjang

gelombang tertentu (Gambar 2). Klorofil a menyerap cahaya tertinggi pada

kisaran panjang gelombang 420 nm dan 660 nm. Klorofil b menyerap cahaya

paling efektif pada panjang gelombang 440 nm dan 640 nm, sedangkan

karotenoid termasuk xantofil mengabsorpsi cahaya pada panjang gelombang 425

dan 470 nm. Menurut Salisbury dan Ross (1992); Grant (1997), cahaya dengan

panjang gelombang lebih pendek akan menghasilkan energi foton yang lebih

besar dari pada cahaya dengan panjang gelombang lebih panjang. Dengan

demikian klorofil a menyerap energi foton lebih besar dari pada klorofil b.

Photosynthetically Active Radiation (PAR) dikelompokkan menjadi dua

bagian berdasarkan kisaran panjang gelombang yang diserap pigmen tanaman

yaitu panjang gelombang aktifitas tinggi (400-500 nm) kelompok cahaya biru, dan

panjang gelombang aktif rendah (600-700 nm) kelompok cahaya merah (respon

fitokrom). Kelompok radiasi tersebut aktif untuk proses fotosintesis,

fotomorfogenesis, dan biosintesis klorofil. Cahaya biru aktif untuk fototropisme,

pembukaan stomata, dan biosintesis klorofil. Cahaya merah (respon fitokrom)

9

aktif untuk induksi fotoperiodisitas pembungaan, perkembangan kloroplas (tidak

termasuk sintesis klorofil), penuaan (senescence) daun dan absisi daun. Kelompok

cahaya hijau dengan panjang gelombang 500-600 nm tergolong tidak aktif untuk

fotosintesis. Cahaya merah jauh (far-red) dengan panjang gelombang 700-800 nm

juga tidak aktif untuk fotosintesis akan tetapi banyak mempengaruhi

fotomorfogenesis (Grant 1997).

Gambar 2 Spektrum cahaya yang dapat diserap oleh pigmen tanaman, biasa disebut photosynthetically active radiation (PAR) (Salisbury dan Ross 1992)

Fotosintesis dapat dibagi ke dalam tiga kelompok yang terpisah: (i) reaksi

terang, dimana energi radiasi (hv) diserap dan digunakan untuk menghasilkan

senyawa berenergi tinggi ATP dan NADPH; (ii) reaksi gelap, meliputi reduksi

biokimia CO2 menjadi gula menggunakan senyawa berenergi tinggi yang

dihasilkan pada reaksi terang; dan (iii) suplai CO2 dari udara ke tempat reduksi di

kloroplas (Jones 1992).

Secara umum proses fotosintesis dipengaruhi oleh umur daun, genotipe

tanaman, besarnya kebutuhan hasil asimilat oleh sink, dan pengaruh lingkungan

seperti kandungan hara, kelembaban, suhu, dan cahaya. Dalam kondisi tanpa stres,

intensitas radiasi merupakan faktor lingkungan terpenting yang menyebabkan

perbedaan laju fotosintesis (Sinclair dan Torie 1989).

Klorofil a Klorofil b Karotenoid

Ungu Biru Hijau Kuning Jingga Merah

400 450 500 550 600 650 700 Panjang gelombang (nm)

Sera

pan

10

Tanaman yang memiliki efisiensi fotokimia yang lebih besar pada cahaya

rendah akan mempunyai kecepatan pertumbuhan yang lebih besar dan akan

berhasil dalam berkompetisi pada vegetasi yang rapat atau pada kondisi yang

ternaungi (Lawlor 1987).

Aklimatisasi fotosintetik pada kondisi cahaya rendah memiliki karakteristik

tertentu. Sebagai contoh daun yang terbentuk pada kondisi intensitas cahaya

rendah menunjukkan peningkatan jumlah klorofil (Evans 1987) dan akumulasi

karbohidrat yang rendah (Makino et al. 1985). Tanaman naungan mengandung

klorofil a dan b per unit volume kloroplas 4 sampai lima kali lebih banyak dan

mempunyai nisbah a/b lebih rendah pada tanaman cahaya penuh karena

mempunyai kompleks pemanen cahaya yang meningkat (Lawlor 1987). Daun

yang ternaungi memperlihatkan perkembangan grana yang lebih intensif tetapi

kapasitas transpor eletron cenderung berkurang. Sebagai contoh, transpor elektron

melalui kedua fotosistem 14 kali lebih tinggi pada kloroplas yang diekstrak dari

daun cahaya penuh dibandingkan tanaman naungan. Cyt b6f yang merupakan

bagian transpor elektron juga berkurang pada tanaman ternaungi (Jones 1992).

Pembentukan Klorofil

Klorofil dihasilkan di dalam kloroplas pada jaringan fotosintesis daun.

Prekursor dalam pembentukan senyawa pigmen klorofil adalah senyawa

intermidiate, glutamat, yang mengalami deaminasi menghasilkan α-ketoglutarat,

kemudian direduksi menjadi γ,δ-dioxovalerate dan mengalami transaminasi

menjadi asam δ–amino-laevulinat (ALA); sintesis ini memerlukan ATP dan

NADPH (Malkin dan Niyogi 2000).

Pelepasan air dari asam amino-laevulinat menghasilkan porphobilinogen

yang mengandung struktur cincin pyrrole. Selanjutnya terjadi reaksi pelepasan

NH3 dan CO2 kemudian membentuk protoporphyrinogen. Penambahan Mg2+ dan

adenosylmethionine pada protoporphyrin menghasilkan Mg-protoporphyrin

monomethylester. Mg pada klorofil berfungsi sebagai pengatur penyerapan

spektrum. Mg-protoporphyrin monomethylester mengalami dehidrasi dan reduksi

menghasilkan protochlorophylide. Penambahan H+ menghasilkan chlorophyllide a

menjadi klorofil a, proses ini sangat dipengaruhi oleh cahaya (Lawlor 1987).

11

A

B

Gambar 3 Lintasan reaksi pembentukan klorofil a dan klorofil b yang melibatkan

gen-gen fotosintesis (A) dan struktur kimia klorofil a dan klorofil b (B) (Malkin dan Niyogi 2000; Nagata et al. 2005)

Protoporfirin IX

Mg-protoporfirin monometilester

Protoklorofilide a

Klorofilide a

Mg-adenosylmethionine

H2O -4H

CHL D, CHL I, CHL H

-6H

Klorofil a

Klorofil b

Geranyl-geranyl pyrophosphate

CAO

DVR

POR

CDR

Glutamat

cahaya

12

Klorofil b merupakan bentuk khusus dari klorofil a. Pembentukan klorofil b

membutuhkan O2 dan NADPH2 dengan bantuan enzim chlorophyll a oxygenase

(CAO). Pigmen klorofil menyusun sekitar 4% bobot kering kloroplas, dan klorofil

b berjumlah sekitar 1/3 dari klorofil a (Hall dan Rao 1999). Klorofil a berperan

sentral untuk menyerap dan menyalurkan energi cahaya ke pusat reaksi untuk

mengeksitasi elektron.

Klorofil b berfungsi sebagai pigmen antena. Cahaya ditangkap oleh klorofil

b yang tergabung dalam kompleks pemanen cahaya (LHC) kemudian segera

ditransfer ke klorofil a dan pigmen antena lain yang berdekatan dengan pusat

reaksi.

Dalam pembentukan klorofil terdapat paling kurang 3 lintasan reaksi yang

dikendalikan oleh gen-gen inti yaitu: lintasan reaksi antara protoporfirin 9 dan

protoklorofilide yang melibatkan gen-gen CHLD, CHLI, CHLH, CDR, perubahan

protoklorofilide menjadi klorofilide yang melibatkan gen-gen seperti VDR, POR,

dan lintasan sintesis klorofil b yang melibatkan gen CAO (Malkin dan Niyogi

2000; Masuda et al. 2002; Nagata et al. 2005; Heyes et al. 2006). Reaksi-reaksi

yang terlibat dalam lintasan pembentukan klorofil dan kendali gen-gen inti serta

struktur kimia klorofil a dan b disajikan pada Gambar 3.

Klorofil a (C55H72O5N4Mg) dan klorofil b (C55H72O6N4Mg) dapat dibedakan

dengan adanya gugus metil (CH3) pada klorofil a dan gugus aldehid (CHO) pada

klorofil b. Klorofil biasanya mengalami degradasi atau terurai seiring dengan

penuaan daun, dan sebagian besar nitrogennya diabsorpsi kembali oleh tanaman.

Klorofil terdapat pada membran tilakoid pada kloroplas. Kloroplas terdapat

di dalam sitoplasma dan mengandung DNA, RNA, ribosom dan ensim sendiri

(Salisbury dan Ross 1992). Pigmen yang menyerap cahaya pada membran tilakoid

tersusun di dalam suatu rangkaian fungsional yang disebut fotosistem. Fotosistem

ini mengandung 200-300 molekul klorofil dan sekitar 40 molekul karotenoid.

Kelompok pigmen ini menyerap cahaya dengan panjang gelombang 400-700 nm,

dan semua molekul pigmen pada fotosistem disebut pigmen tetap cahaya atau

‘antena’. Besaran kuantitas pigmen pada fotosistem ini menentukan ukuran antena

(antena size) ( Taiz dan Zeiger 2002).

13

Klorofil a berfungsi meneruskan cahaya ke pusat reaksi yang merubah

energi cahaya menjadi energi kimia. Sedangkan klorofil b berfungsi sebagai

pemanen cahaya dan meneruskan energi dari karotenoid ke klorofil a (Salisbury

dan Ross 1992).

Pengaruh Intensitas Cahaya Rendah terhadap Pertumbuhan dan Hasil Tanaman

Bagi tanaman, cahaya sangat besar peranannya dalam proses fisiologi,

seperti fotosintesis, respirasi, pertumbuhan dan perkembangan, penutupan dan

pembukaan stomata, berbagai pergerakan tanaman dan perkecambahan (Taiz dan

Zeiger 2002; Salisbury dan Ross 1992). Kedelai termasuk tanaman C3, yang

mempunyai tingkat fotorespirasi yang lebih tinggi yang mengakibatkan hasil

bersih fotosintesisnya jauh lebih rendah bila dibandingkan dengan tanaman C4.

Baharsyah et al. (1993) menyatakan bahwa radiasi matahari akan mencapai titik

jenuh antara 0.1-0,6 kal/cm2/menit. Hasil bersih dari proses fotosintesis pada

radiasi penuh (1,4-1,7 kal/cm2/menit) adalah sebesar 15-35 mg CO2/dm2 luas

daun/jam. Pada kedelai, radiasi matahari optimum untuk fotosistesis maksimal

pada kondisi laboratorium berkisar 0,3-0,8 kal/cm2/menit (432-1152 kal/cm2/hari)

(Kassam 1978; Salisbury dan Ross 1992). Nilai tersebut jauh lebih besar

dibandingkan intensitas cahaya di bawah tegakan karet (Chozin et al. 1999).

Studi yang telah dilakukan untuk tanaman padi gogo sebagai tanaman sela

pada perkebunan karet menunjukkan, rata-rata nilai intensitas cahaya pada areal

terbuka sebesar 398,4 kal/cm2/hari. Nilai rata-rata intensitas cahaya dibawah

tegakan karet umur 1, 2, 3 dan 4 tahun berturut-turut sebesar 326.7; 237.6; 109.2

dan 38.2 kal/cm2/hari. Nilai intensitas cahaya di bawah tegakan karet umur 2

tahun setara dengan naungan paranet 25%, nilai di bawah tegakan karet umur 3

tahun setara dengan naungan paranet 50 %, dan untuk umur 4 tahun sudah

melebihi naungan paranet 75 % (Chozin et al. 1999; Haris 1999). Penurunan

intensitas cahaya akan mempengaruhi pertumbuhan dan hasil kedelai.

Studi tentang pengaruh cekaman intensitas cahaya rendah terhadap

penurunan pertumbuhan dan produksi tanaman serta terganggunya berbagai

proses metabolisme tanaman telah terdokumentasikan cukup baik pada tanaman

14

padi gogo (Watanabe et al. 1993; Jiao et al. 1993; Chozin et al. 1999; Sulistyono

et al. 1999; Lautt et al. 2000; Sopandie at al. 2003b dan 2003c). Akan tetapi

informasi serupa pada tanaman kedelai belum banyak diperoleh. Penelitian

Baharsyah (1980) pada kedelai menunjukkan bahwa penurunan cahaya menjadi

40 % sejak perkecambahan mengakibatkan penurunan jumlah buku, cabang,

diameter batang, jumlah polong dan hasil biji. Naungan 60 % pada saat awal

pengisian polong menyebabkan penurunan jumlah polong, hasil biji dan kadar

protein biji. Asadi et al. (1997) menunjukkan bahwa penurunan hasil biji kedelai

(28 galur) yang diuji di bawah naungan 33 % berkisar 2-45 % dibandingkan

dengan tanpa naungan

Mekanisme Adaptasi Tanaman terhadap Intensitas Cahaya Rendah

Pada kebanyakan tanaman, kemampuan tanaman dalam mengatasi cekaman

intensitas cahaya rendah tergantung kepada kemampuannya melanjutkan

fotosintesis dalam kondisi defisit cahaya. Hale dan Orchut (1987) menjelaskan

bahwa adaptasi terhadap naungan pada dasarnya dapat melalui dua cara, yaitu

melalui: (a) peningkatan luas daun sebagai cara mengurangi penggunaan

metabolit, dan (b) pengurangan jumlah cahaya yang ditransmisikan dan yang

direfleksikan. Levitt (1980) membuat hipotesis bahwa adaptasi terhadap naungan

dicapai melalui: (a) mekanisme penghindaran (avoidance) yang berkaitan dengan

respon perubahan anatomi dan morfologi daun untuk peningkatan penangkapan

cahaya dan fotosintesis yang efisien (Gambar 4A), serta (b) mekanisme toleransi

(tolerance) yang berkaitan penurunan titik konpensasi cahaya serta respirasi yang

efisien (Gambar 4B). Penghindaran defisit cahaya dilakukan dengan mengurangi

kutikula, lilin, dan bulu daun serta meniadakan pigmen antosianin (Levitt 1980).

Pada mekanisme toleransi, asimilasi bersih CO2 nol terjadi pada titik

kompensasi cahaya (LCP) yaitu cahaya pada permukaan daun yang menginduksi

kecepatan asimilasi CO2 aktual sama dengan kecepatan evolusi O2 respirasi.

Tanaman naungan ditandai dengan rendahnya LCP sehingga dapat

mengakumulasi produk fotosintat pada tingkat cahaya yang rendah dibanding

tanaman cahaya penuh. Selain itu tanaman naungan juga memperlihatkan

kejenuhan cahaya pada level intensitas cahaya rendah.

15

(A)

(B)

Gambar 4 Model mekanisme penghindaran (avoidance) (A) dan mekanisme

toleransi (tolerance) (B) untuk adaptasi tanaman terhadap intensitas cahaya rendah (Levitt 1980)

Peningkatan efisiensi penangkapan cahaya

Peningkatan area penangkapan cahaya

Peningkatan proporsi area fotosintetik (daun)

Peningkatan penangkapan cahaya per unit area fotosintetik

Refleksi avoidance

Transmisi avoidance

”waste” absorbsi

Avoidance

Hilangnya kutikula, lilin dan rambut pada permukaan

daun

Hilangnya pigmen non- kloroplas (Antosianin)

Peningkatan kandungan kloroplas

Peningkatan kandungan pigmen

per kloroplas

Peningkatan kandungan kloroplas per sel

mesofil

Kloroplas kandungan kloroplas dalam sel

epidermis

Toleransi defisit cahaya

Penurunan LCP

Penurunan kecepatan respirasi di bawah LCP

Penghindaran kerusakan sistem fotosintetik

Penurunan kecepatan respirasi mendekati LCP

Menghindari penurunan

akivitas enzim

Menghindari kerusakan

pigmen

Menurunkan substrat respirasi

Menurunkan sistem respiratory:

mitokondria & enzim

16

Perubahan anatomi dan morfologi. Dari sudut anatomi dan morfologi,

karakter yang mengalami perubahan terhadap intensitas cahaya rendah telah

dijelaskan oleh Bjorkman (1981), Anderson (1986), Evans (1988) dan Anderson

et al. (1995). Intensitas cahaya akan mempengaruhi bentuk dan anatomi daun

termasuk sel epidermis dan tipe sel mesofil (Vogelmann dan Martin 1993).

Perubahan tersebut sebagai mekanisme untuk pengendalian kualitas dan jumlah

cahaya yang dapat dimanfaatkan oleh kloroplas daun. Daun tanaman yang

ternaungi akan lebih tipis dan lebar dari pada daun yang ditanam pada areal

terbuka, yang disebabkan oleh pengurangan lapisan palisade dan sel-sel mesofil

(Taiz dan Zeiger 2002). Pada genotipe padi gogo dan kedelai toleran naungan,

terjadi pengurangan lapisan palisade yang lebih besar akibat cekaman naungan

dibanding genotipe peka, menyebabkan daun menjadi lebih tipis (Khumaida 2002;

Sopandie et al. 2003a, 2003b). Lapisan palisade dapat berubah sesuai kondisi

cahaya, yang menyebabkan tanaman menjadi efisien dalam menyimpan energi

cahaya (Taiz dan Zeiger 2002). Tanaman dikotil termasuk kedelai mempunyai

kapasitas yang lebih besar untuk menggunakan cara menghindari naungan (shade

avoidance) (Morelli dan Ruberti 2002).

Perubahan kandungan klorofil daun. Pada keadaan normal, aparatus

fotosintetik termasuk klorofil mengalami proses kerusakan, degradasi dan

perbaikan. Proses perbaikan ini tergantung pada cahaya, sehingga apabila tanaman

dinaungi kemampuan ini akan menjadi terbatas (Richter et al. 1990). Kekuatan

melawan degradasi ini sangat penting bagi daya adaptasi terhadap naungan, yaitu

dengan meningkatkan jumlah kloroplas per luas daun (Hale dan Orchut 1987) dan

dengan peningkatan jumlah klorofil pada kloroplas (Okada et al. 1992). Hal ini

ditunjukkan juga oleh genotipe toleran padi gogo yang memiliki kadar klorofil a

dan b lebih tinggi dibanding yang peka (Chowdury et al. 1994; Sulistyono et al.

1999; Sopandie et al. 2003b). Hal yang senada juga dijumpai pada kedelai toleran

naungan (Khumaida 2002; Sopandie et al. 2003a). Hidema et al. (1992)

melaporkan bahwa intensitas cahaya rendah menurunkan nisbah klorofil a/b,

karena adanya peningkatan klorofil b pada tanaman yang dinaungi, yang berkaitan

dengan peningkatan protein klorofil a/b pada LHC II. Membesarnya antena untuk

fotosistem II ini akan mempertinggi efisiensi pemanenan cahaya. Walaupun

17

kandungan klorofil tinggi, rendahnya laju fotosintesis sering dihubungkan dengan

tingginya resistensi stomata dan rendahnya aktivitas Ribulose bifosfat (RuBP)

(Murty dan Sahu 1987). Selain itu, walaupun kandungan klorofil meningkat

namun terjadi penurunan klorofil per luas area karena daun menjadi lebih tipis

(Nilsen dan Orcutt 1996).

Perubahan fisiologi dan biokimia. Hubungan antara enzim rubisco dan

fotosintesis telah diketahui dengan sangat baik (Makino et al. 1984; Evans 1987);

jumlahnya pada daun secara relatif merefleksikan 20-30 % dari total N daun.

Naungan menyebabkan perubahan fisiologi dan biokimia, salah satu di antaranya

adalah perubahan kandungan N daun, kandungan rubisco dan aktivitasnya.

Rubisco adalah enzim yang memegang peranan penting dalam fotosintesis, yaitu

yang mengikat CO2 dan RuBP dalam siklus Calvin yang menghasilkan 3-PGA.

Intensitas cahaya rendah (naungan) menyebabkan rendahnya aktivitas rubisco

(Portis 1992, Bruggeman dan Danborn 1993). Diperkirakan genotipe kedelai

toleran naungan akan memiliki aktivitas rubisco yang lebih tinggi dan kandungan

N terlarut yang lebih rendah dibandingkan dengan yang peka pada kondisi

naungan, seperti dilaporkan pada padi gogo (Sopandie et al. 2003b).

Hubungan antara cekaman intensitas cahaya rendah dengan penurunan

karbohidrat dapat dijelaskan dalam beberapa hal. Pengurangan fotosintat pada

intensitas cahaya rendah dapat dihubungkan dengan tingginya resistensi stomata

dan sel-sel mesofil terhadap pertukaran CO2. Pada kondisi cahaya rendah aktivitas

karboksilase dan RuBP menurun (Thorne dan Koller 1974). Reaksi pembentukan

pati dikatalisis oleh enzim ADP-glukosa pyrofosforilase yang mengatur aliran

karbon, dimana enzim ini diatur secara alosterik oleh produk dari siklus PCR.

Intensitas cahaya yang rendah menyebabkan rendahnya pembentukan 3-PGA,

yang menyebabkan hambatan kerja enzim ADP-glukosa pyrofosfatase karena

adanya Pi yang berinteraksi dengan 3-PGA. Soverda (2002) menunjukkan bahwa

cekaman intensitas cahaya rendah menurunkan aktivitas PGA kinase, penurunan

yang lebih kecil dijumpai pada genotipe padi gogo yang toleran naungan

dibandingkan genotipe yang peka.

Thorne dan Koller (1974) menunjukkan bahwa pemberian naungan

menyebabkan penurunan kandungan pati pada daun kedelai, sementara sukrosa

18

mengalami kenaikan, selanjutnya perimbangan antara pati dan sukrosa tersebut

berubah kembali seperti semula setelah perlakuan naungan dihentikan. Pada

intensitas cahaya rendah terjadi gangguan translokasi karbohidrat. Pada kondisi

ini gula total (sebagian besar gula non reduksi dan pati) secara nyata menurun

pada seluruh bagian tanaman. Murty dan Sahu (1987) melaporkan peningkatan

kandungan total amino-N dan N terlarut pada varietas padi yang peka, yang

menyebabkan sintesis protein terganggu dan ketersediaan karbohidrat menjadi

rendah dan tingkat kehampaan menjadi tinggi. Penelitian Lautt et al. (2000) pada

padi gogo menunjukkan bahwa galur toleran padi gogo memperlihatkan

kandungan pati pada daun dan batang yang lebih tinggi daripada yang peka saat

dinaungi 50 % saat vegetatif aktif. Kenaikan sukrosa pada saat vegetatif aktif

hanya terjadi pada galur yang toleran, sejalan dengan peningkatan aktivitas enzim

SPS (sukrosa fosfat sintase).

Perubahan struktur kloroplas. Intensitas cahaya tinggi maupun intensitas

cahaya rendah merupakan faktor stres yang dapat merusak dan mempengaruhi

struktur dan fungsi kloroplas (Mostowska 1997). Menurut Biswal (1997b) dan

Mostowska (1997), perubahan struktur dan fungsi kloroplas akibat stres cahaya

terjadi pada level komposisi pigmen, struktur organisasi tilakoid, reaksi fotokimia,

dan efisiensi fiksasi CO2. Selain itu juga penurunan bahkan kehilangan pigmen

fotosintesis, perbedaan respon Chla dan Chlb, dan perubahan dalam komposisi

karotinoid, terutama perubahan komposisi komponen siklus xanthophyll. Stress

tersebut menyebabkan perubahan struktur kloroplas (secara umum) dan kompleks

transport elektron (secara khusus). Perubahan pigmen dan struktur membran

tilakoid diikuti oleh perubahan laju reaksi fotokimia yang terkait dengan PSI dan

PSII dan juga aktivitas enzim dalam siklus Calvin (Biswal 1997b).

Bagian kloroplas yang paling peka terhadap stres cahaya adalah PSII dan

diidentifikasi sebagai sasaran utama kerusakan akibat stres cahaya. Kerusakan

fotosintetik karena kelebihan cahaya merupakan sindrom stres cahaya tinggi

(fotoinhibisi). Tanaman atau kloroplas yang menerima cahaya tinggi dalam waktu

lama menyebabkan foto-oksidasi pigmen atau foto-destruksi kloroplas. Fotosistem

ini diketahui terkait dengan berbagai mekanisme adaptasi sehingga telah

19

dilaporkan sebagai suatu komponen kunci selama pengiriman signal stres untuk

adaptasi kloroplas (Biswal 1997b; Mostowska 1997).

Pengaruh stres cahaya rendah terhadap perubahan kloroplas juga sudah

dilaporkan. Intensitas cahaya rendah terbukti mempengaruhi orientasi kloroplas

tanaman. Pada intensitas cahaya rendah kloroplas akan mengumpul pada dua

bagian, yaitu pada kedua sisi dinding sel terdekat dan terjauh dari cahaya

(Salisbury dan Ross, 1992). Hal ini sering menyebabkan warna daun lebih hijau,

karena posisi kloroplas yang terkonsentrasi pada permukaan daun. Intensitas

cahaya rendah menyebabkan terjadi peningkatan jumlah kloroplas per sel, volume

kloroplas dan membran tilakoid serta grana (stack granum), seperti pada

Gusmania monostachia (Maxwell et al. 1999).

Respon kloroplas terhadap perubahan intensitas cahaya matahari tergantung

pada skala waktu perubahan tersebut. Respon jangka pendek terjadi dalam

beberapa detik sampai menit yang melibatkan penyusunan kembali struktur dan

fungsi komponen kloroplas. Regulasi jangka pendek ini termasuk pada saat

transisi dan penyesuaian fotosistem stoikiometrik pada fosforilasi protein tilakoid

(Allen 1995), regulasi untuk efisiensi PS II (Horton et al. 1996), serta perubahan

aktivitas rubisco (Salvucci dan Ogren 1996). Perubahan jangka panjang terhadap

cahaya melibatkan sintesis yang selektif dan degradasi komponen kloroplas untuk

menyusun komposisi dan fungsi organ fotosintesis. Sangat menarik untuk

dipelajari perubahan struktur kloroplas pada genotipe kedelai toleran dan peka

dalam kondisi intensitas cahaya rendah dalam periode pendek dan panjang.

Hipotesis yang dapat diajukan adalah genotipe toleran akan memiliki struktur

kloroplas dan komponen (grana, jumlah tilakoid pada grana, stroma, stack

membrane, ukuran kloroplas) yang normal dibandingkan dengan yang peka.

Struktur Kloroplas dan Mekanisme Transport Elektron

Struktur Kloroplas

Kloroplas terdiri atas dua komponen utama (Gambar 5), (a) lamellar

network, disebut tilakoid, dan (b) stroma matrix dengan berbagai enzim yang

terkait dengan siklus Calvin seperti Rubisco (ribulose bisphosphat

carboxylase/oxygenase). Terdapat juga beberapa kopy DNA sirkular dan semua

20

komponen transkripsi dan translasi, dan enzim-enzim untuk sintesis lipid,

porphyrin, terpenoid, quinoid dan senyawa aromatik lain. Struktur membran

tilakoid beragam dari yang sederhana pada bakteri sampai yang paling kompleks

pada kloroplas tanaman tingkat tinggi. Membran tilakoid, yang diklasifikasikan ke

dalam grana dan lamella stroma, terdiri atas pigmen-pigmen fotosintesis seperti

klorofil a, klorofil b, karoten, dan xantofil. Pigmen-pigmen tersebut berasosiasi

dengan protein spesifik yang terikat membran (specific membrane-bound protein)

dan membentuk gabungan pigmen guna mengoptimalkan penyerapan energi

cahaya (foton) (Biswal dan Biswal 1999).

Gambar 5 Skema bangun kloroplas. Kloroplas merupakan organel semi-otonom

pada sel tanaman. Energi cahaya dirubah menjadi energi kimia di membran tilakoid. Fiksasi CO2 berlangsung di stroma. Tumpukan grana lebih besar pada daun yang ternaungi dari pada daun penuh cahaya (Biswal dan Biswal 1999).

Kompleks protein membran yang terlibat dalam reaksi cahaya tidak tersebar

merata di seluruh membran tilakoid. Menurut Critchley (1997), fotosistem II

(PSII) dan kompleks pemanen cahaya II (light harvesting complex II)

terkonsentrasi di grana, sedangan fotosistem I (PSI) dan ATP-sintase sebagian

besar di stroma. Kompleks cytochrome b6 f hampir sama jumlahnya di kedua

daerah tilakoid tersebut.

21

Mekanisme Transport Elektron

Menurut Critchley (1997) dan Biswal dan Biswal (1999), reaksi cahaya

yang terjadi pada membran tilakoid dikendalikan oleh dua fotosistem (PSII dan

PSI) yang dihubungkan oleh suatu intersistem rantai transport elektron (Gambar

6). Reaksi cahaya merupakan reaksi fotokimia yang menghasilkan NADPH dan

ATP serta membebaskan O2 dari molekul air. Produk reaksi cahaya selanjutnya

digunakan reaksi gelap melalui siklus Calvin untuk pembentukan gula.

Gambar 6 Skema rantai transport elektron fotosintetik pada PS II dan PS I (Surpin

et al. 2002; Andersson et al. 2003).

Secara skematis lintasan elektron yang terjadi pada pusat reaksi membentuk

formasi huruf Z sehingga disebut skema Z. Dalam rangkain proses transport

elektron dilibatkan sekurangnya 4 kompleks protein utama, yaitu: sistem cahaya II

(PSII), kompleks sitokrom b6f, sistem cahaya I (PSI) dan kompleks ATP sintase.

Keempat kompleks protein ini terletak di dalam membran tilakoid. PSII berfungsi

mengoksidasi air menjadi oksigen dengan melepaskan proton ke lumen (bagian

dalam tilakoid). Kompleks sitokrom b6f menerima elektron dari PSII kemudian

mengirim elektron tersebut ke PSI dengan disertai pemompaan proton dari stroma

ke lumen. PSI mereduksi NADP+ menjadi NADPH di dalam stroma dengan

bantuan feredoksin dan enzim Flavoprotein-NADP reduktase (FNR). Kompleks

22

ATP sintase memproduksi ATP dengan memanfaatkan energi yang diperoleh dari

proton (H+) yang kembali berdifusi dari lumen ke stroma (Critchley 1997).

Secara detail, rangkaian transport elektron dapat dijelaskan sebagai berikut:

Cahaya (hv) yang diterima fotosistem II (PSII) menyebabkan terjadinya

pemisahan muatan pada pusat reaksi sehingga terbentuk pasangan radikal

(P680+Pheo-). P680+ melepas satu elektron dari residu tyrosin di dalam protein D1

kemudian direduksi kembali oleh elektron dari kelompok manganese yang

mengoksidasi air dan melepaskan proton (H+) dan O2 ke lumen. Pheo- mereduksi

quinone yang masih terikat (QA) dan menggerakkan elektron ke quinone kedua

(QB) untuk membentuk semi quinone (QB-). Selanjutnya, QB direduksi menjadi

quinol dan membutuhkan dua H+ dari stroma dan mendifusikan ke tempat

ikatannya menjadi plastoquinol (PQH2). PQH2 dioksidasi di dalam siklus Q oleh

sitokrom kompleks b6f yang mereduksi plastosianin (PC) dan melepaskan proton

ke lumen (Biswal dan Biswal 1999; Surpin et al. 2002; Andersson et al. 2003).

Pada fotosistem I (PSI) penyerapan cahaya menyebabkan pemisahan muatan

antara P700 dan penerima elektron A0 (klorofil). Elektron tersebut bergerak

melalui filoquinon (A1) dan sejumlah pusat Fe-S (Fx, FA dan FB) ke Fe-S protein

ferredoksin terlarut (Fdx). Fdx-NADP+ reduktase (FNR) NADP+ mereduksi

menjadi NADPH dengan elektron dari Fdx dan dari H+ stroma. P700+ direduksi

kembali dengan elektron yang berasal dari plastosianin (PC). Translokasi H+ dari

lumen ke stroma menghasilkan proton motif force yang menyebabkan fosforilasi

ADP menjadi ATP oleh ATP sintase (CF0 CF1) (Surpin et al. 2002; Andersson et

al. 2003).

Secara ringkas, energi matahari digunakan untuk mengoksidasi air untuk

menghasilkan proton, elektron dan oksigen. Elektron dikonversi ke NADPH. H+

dari oksidasi air dan siklus Q digunakan untuk mensintesis ATP. Selanjutnya

NADPH dan ATP yang terbentuk digunakan untuk asimilasi CO2 menjadi

karbohidrat pada siklus Calvin-Benson (Surpin et al. 2002; Andersson et al.

2003).

Fotosistem II (PSII). Fotosistem II (PSII) merupakan kompleks

multiprotein yang terdapat pada membran tilakoid kloroplas selain PSI, Cyt b6f,

dan ATPase. Semua proses fotokimia termasuk transport elektron dari air sampai

23

plastoquinon (PQ) dimediasi oleh PSII (Trebst 1995; Kulandaivelu dan

Lingakumar 2000). Biswal dan Biswal (1999) menyebut PSII sebagai kompleks

multi-subunit yang terdiri atas lebih dari 25 jenis protein berbeda. Beberapa di

antara protein tersebut terletak intrinsik dan protein yang lainnya ekstrinsik serta

dikode oleh genom plastida dan genom inti. Protein intrinsik seperti D1 dan D2

serta komponen nonprotein seperti Chl a dimer (P680), 2 Chl a monomer, 2

pheophytin (pheo), quinon A (QA), dan quinon B (QB), dan Fe nonheme,

menyusun kompleks inti (core complex) PSII. Kompleks inti tersebut

berhubungan dengan kluster Mn (4 Mn) dan antena pemanen cahaya (light-

harvesting antenna) seperti CP47 dan CP43 (Whitelegge 1997; Biswal dan Biswal

1999). Beberapa protein ekstrinsik, seperti protein 33-kDa penstabil Mn (Mn-

stabilizing protein) bergabung dengan fotosistem pada sisi lumen. P680 bertindak

sebagai donor elektron dan pheo sebagai akseptor elektron.

Fotokimia atau reaksi cahaya PSII dimulai dengan pemisahan muatan yang

menghasilkan pasangan radikal P680+ Pheo-. Menurut Whitelegge (1997), aktifitas

PSII dapat dibagi menjadi 3 domain fungsional. Fungsi pemanen cahaya dengan

sejumlah protein intrinsik (CP43 dan CP47) adalah mentransfer energi dari

kompleks antena ke pusat reaksi fotosintesis. Pusat reaksi mengandung residu

tyrosin (Yz) yang merupakan donor sekunder, kemudian menerima elektron dari

domain ketiga, oxygen-evolving complex (OEC), dengan empat elektron. Inti dari

OEC adalah kluster Mn tetranuclear yang terkait erat dengan pusat reaksi dan

distabilkan oleh sejumlah protein ekstrinsik termasuk ion Ca2+.

Komponen transport elektron sisi donor (donor-side) PSII terdiri atas

oxygen-evolving complex (OEC) dengan kluster Mn. Fungsi Mn adalah

mengakumulasi muatan positif dari evolusi O2. Kluster Mn terkait erat dengan

protein D1 dan D2. Sejumlah asam amino pada protein tersebut merupakan ligan

untuk mengikat logam. Ion seperti Ca2+ dilaporkan memodulasi struktur OEC

yang berperan dalam penguraian molekul H2O (Biswal dan Biswal 1999).

Protein yang mengikat Chl a/b, seperti LHCII, terkait dengan PSII. Secara

fungsional LHCII dibentuk pada saat unit monomer bergabung pada PSII dalam

bentuk trimer. Susunan komponen struktural PSII ditunjukkan seperti pada

Gambar 7.

24

Gambar 7 Diagram skematik pusat reaksi PSII (PSII RC). PSII RC terdiri atas

core heterodimer yang tersusun dari protein D1 dan D2. Lhcb1-6 merupakan protein antena pemanen cahaya. CP43 dan CP47 adalah protein yang terikat PSII RC, berperan sangat penting dalam mempertahankan struktur dan fungsi PSII. QA dan QB adalah molekul quinon yang terikat berturut-turut dengan protein D1 dan D2. H, I, W merupakan protein minor terkait dengan kompleks PSII (Kulandaivelu dan Lingakumar 2000; Luciński dan Jackowski 2006).

Sistem pemanen cahaya PSII (LHCII) terdiri atas protein produk 6 gen Lhcb

(Lhcb1-6) yang dirangkai menjadi 4 jenis kompleks: LHCIIa, LHCIIb, LHCIIc,

dan LHCIId (Luciński dan Jackowski 2006). LHCIIb merupakan kompleks

trimerik yang mengikat sekitar 60% klorofil PSII. LHCIIa, LHCIIc dan LHCIId

merupakan kompleks monomerik yang diketahui berturut-turut sebagai CP29,

CP26, dan CP24 (Janson 1999). Data terkini menunjukkan bahwa CP29 dan CP26

berperan dalam sistem pemanen cahaya dan dissipasi energi dalam proses

fotosintesis (Andersson et al. 2001).

Dalam percobaannya menggunakan alga hijau, Nishigaki et al. (2000)

melaporkan, sel yang ditumbuhkan pada intensitas cahaya rendah memiliki bentuk

pemanen cahaya LHC II dan LHC I, sedangkan pada intensitas cahaya tinggi

memiliki bentuk LHCII, LHC H1 dan LHC H2. LHCI dan LHC HI menjaga

efisiensi transfer energi dari Chlb dan lutein ke Chla. LHC H2 menunjukkan rasio

25

Chla/b tinggi. Chlb dan lutein tidak dapat mentransfer secara lengkap energi

eksitasi ke Chla pada LHC H2.

Peranan PSII dalam transport elektron dalam proses fotosintesis agak

khusus karena membawa fungsi evolusi oksigen (oxygen-evolving complex, OEC)

yang merepresentasikan permulaan rantai elektron fotosintetik yang efektif.

Lintasan transfer eletron pada PSII adalah sebagai berikut: H2O merupakan

sumber elektron untuk PSII; Oksidasi H2O di dalam kluster Mn (M) terjadi

sebagai ekstraksi 4 elektron dari 2 molekul air, diistilahkan ‘oxygen clock’ yang

dikontrol oleh satu elektron dari P680. Transport elektron dari M-Z-P-I- sampai

QA meliputi satu elektron saja. Akan tetapi, transfer elektron terakhir dalam PSII

terjadi 2 reduksi elekrton dari QB menjadi anion semiquinon (QB-) kemudian

menjadi quinol tereduksi penuh (QB--). Plastoquinol menjadi protonasi dan

meninggalkan PSII-binding site. Plastoquinon kemudian berikatan dengan QB-

binding site, dan proses transfer elektron diulangi seperti semula (Critchley 1997).

Menurut Critchley (1999), terdapat dua fungsi PSII dalam fotosintesis. Yang

pertama adalah dalam pemanenan energi cahaya untuk mengontrol transport

elektron. Air merupakan donor untuk transport elektron yang mereduksi NADP

melalui PSI. Yang kedua, PSII berperan menjaga gradien pH di dalam membran

tilakoid, yang diperlukan untuk sintesis ATP.

Fotosistem I (PSI). Fotosistem I merupakan kompleks pigmen protein yang

mengandung multisubunit yang terletak pada membran tilakoid, yang dapat

memfotoreduksikan ferredoxin dengan elektron yang berasal dari fotosistem II

(PSII) melalui pembawa elektron, plastosianin (PC). Secara singkat PSI

merupakan oksidoreduktase plastosianin:ferredoxin yang dikendalikan cahaya

(Hiyama 1997). PSI berfungsi pada separo kedua dari rantai transfer elektron dan

menggunakan cahaya matahari untuk mentransfer elektron dari plastosianin ke

NADP+ (Webber et al. 1997). Pada tanaman, PSI terdiri atas dua moietie: pusat

reaksi dan kompleks pemanenan cahaya I (LHCI). Pusat reaksi terdiri atas 11

subunit, dengan nomenklatur (PsaA to PsaF and PsaI to PsaM) yang berasal dari

gen psaA to psaF and psaI to psaM. Sebagian besar dari subunit tersebut

merupakan membrane-integral.

26

Subunit besar PsaA dan PsaB heterodimer merupakan inti (core) dari PSI,

mengatur hampir seluruh kofaktor sistem tranfer elektron dan sistem antena.

PsaA-PsaB heterodimer mengikat pasangan klorofil spesifik P700 (dua molekul

filloquinon, satu kluster Fe-S, dan sejumlah molekul klorofil a pemanen cahaya).

Pada subunit tersebut terjadi pemisahan muatan yang dikendalikan oleh cahaya,

dan juga meliputi akspetor elektron yang penting A0 (klorofil a), A1 (filloquinon)

dan FX (suatu kluster Fe4-S4). Selain itu, heterodimer mengkoordinasikan sekitar

80 klorofil yang berfungsi sebagai antena pemanen cahaya intrinsik (Nelson dan

Ben-Shem 2002; Jordan et al. 2001).

Komponen terminal dari rantai transfer elektron pada PSI yaitu dua kluster

Fe4-S4 (FA dan FB) yang terikat pada PsaC. Sisanya adalah subunit yang

berperan serta di dalam penempatan (docking) ferredoxin yaitu (PsaC, PsaE dan

PsaD) dan plastosianin (yaitu PsaF), asosiasi dengan LHCI (PsaK, PsaG, PsaJ dan

PsaF), docking LHCII (PsaI, PsaH dan PsaL), dan menjaga integritas dan

kestabilan kompleks, dan mungkin beberapa fungsi lainnya (Scheller et al. 2001).

Kompleks pemanen cahaya (LHCI) pada PSI merupakan antena membran

pemanen cahaya periferal ekstrinsik, dan antena ini dibentuk dari susunan

modular dari empat macam protein yang mengandung klorofil pemanen cahaya

(Lhca1–Lhca4). Keempat protein tersebut bergabung menjadi dua dimer yang

docking pada sisi PsaF dari pusat reaksi (Ben-Shem et al. 2003). Pada PSI

terdapat juga donor elektron (plastosianin) dan penerima elektron (ferredoxin)

yang memberikan struktur yang lebih lengkap tentang mekanisme transfer

elektron pada fotosistem I. Plastosianin menerima elektron dari sitokrom b6f,

kemudian secara langsung memberikan elektron ke P700. Ferredoxin merupakan

protein Fe-S, menerima elektron dari PSI, dan membentuk kompleks dengan

enzim flavoprotein (ferredoxin : NADP oxidoreductase, FNR) yang mereduksi

NADP menjadi NADPH. Pada kondisi tertentu ferredoxin terreduksi dan

memberikan elektron secara langsung kepada kompleks cytochrome b6f dan

memfasilitasi pembentukan ATP melalui fosforilasi siklik (Nelson dan Ben-Shem

2004).

Pada S. elongatus, PSI memiliki 3 subunit stroma kecil: PsaC, PsaD, dan

PsaE dengan BM masing-masing 8.7, 15.2, and 8.3 kDa (Tabel 1). Ketiga subunit

27

tersebut merupakan subunit ekstrinsik, non-membrane-integral, menutupi

permukaan stroma, melebar melebih daerah membran integral (Gambar 8). PsaD

dan PsaE dikode gen fotosintetik inti, sedangkan PsaC dikode gen kloroplas

(Klukas et al. 1999; Kraub dan Saenger 2001).

Tabel 1 Diskripsi subunit protein pada fotosistem 1 (PSI) (Hiyama 1997; Webber

et al. 1997; Kraub dan Saenger 2001) Nama Subunit protein

Berat Molekul (kDa)

Nama Gen

Lokasi Asal gen Keterangan

PsaA 83 psaA Intrinsik Kloroplas

Mengikat rantai transfer elektron intrinsik membran dan mayoritas kofaktor antena core bersama-sama dengan PsaB

PsaB 83 psaB Intrinsik Kloroplas

Mengikat rantai transfer elektron intrinsik membran dan mayoritas kofaktor antena core bersama-sama dengan PsaA

PsaC 9 psaC Stromal Ekstrinsik

Kloroplas

Terletak pada permukaan stroma, mengikat kluster Fe-S, FA dan FB

PsaD 15 psaD Stromal Ekstrinsik

Inti Terletak pada permukaan stroma, diperlukan untuk stabilitas PSI, docking ferredoxin / flavodoxin.

PsaE 8 psaE Stromal Ekstrinsik

Inti Terletak pada permukaan stroma, terlibat pada docking ferredoxin / flavodoxin dan aliran elektron siklik.

PsaF 15 psaF Intrinsik Inti Terlibat dalam docking plastocyanin / cytochrome c6

PsaI 4 psaI Intrinsik Kloroplas Menstabilkan PsaL pada kompleks PS I

PsaJ 5 psaJ Intrinsik Kloroplas Menstabilkan PsaF pada kompleks PS I

PsaK 8 psaK Intrinsik Inti Terkait erat dengan PsaA pada pusat reaksi PSI

PsaL 16 psaL Intrinsik Inti Bertanggung jawab untuk trimerisasi PSI

PsaM 3 psaM Intrinsik Kloroplas Fungsi belum diketahui

28

PsaD mengandung satu -helix pendek, Da, yang berdekatan dengan PsaC

yang dikeliling oleh -sheet, yang terdiri atas paling kurang tiga -strands (gugus)

yang relatif panjang. Satu gugus PsaD menutup dan membungkus PsaC, yang lain

terletak di permukaan stroma, tidak berhubungan dengan subunit yang lain,

berfungsi menjaga stabilitas peran PsaD terhadp PsaC. Pada tanaman, PsaD

mempunyai gugus N yang terlibat dalam pengikatan subunit stroma lain, dan ini

menunjukkan pentingnya PsaD dalam menjaga kestabilan stroma pada tanaman

(Klukas et al. 1999). Kruip et al. (1997) juga melaporkan, PsaD diperlukan untuk

menstabilkan PsaC, dan subunit yang mengarah ke sitoplasma dari PSI. PsaD

merupakan ‘master’ subunit yang menstabilkan keseluruhan gabungan PsaC/D/E

pada fotosistem I. Dengan demikian, subunit PsaD berperan penting dalam

kelangsungan transfer elektron yang berlangsung pada PSI (Klukas et al. 1999). A B

Gambar 8 Struktur keseluruhan PSI. A. Simulasi permukaan gundukan stroma

PSI. PsaC diberi warna kuning, PsaD warna merah, PsaE warna biru, dan subunit membran-integral warna putih. PsaC terletak di pusat monomer, diapit oleh PsaD dan PsaE. PsaD terletak lebih dekat dengan trimer, sedangkan PsaE terletak dekat dengan periferal. B. gambaran samping, sejajar dengan membran, terhadap susunan PSI, termasuk subunit ekstrinsik PsaE, PsaC dan PsaD stroma (Kruip et al. 1997; Klukas et al. 1999; Kraub dan Saenger 2001)

29

Gen-gen Fotosintesis yang Terkait Adaptasi Tanaman terhadap Intensitas Cahaya Rendah

Fotosintesis terjadi pada kloroplas yang di dalamnya terdapat sistem

membran tilakoid yang terorganisir dengan baik dan melibatkan semua komponen

aparatus fotosintetik yang dikode gen inti dan gen kloroplas untuk penangkapan

cahaya dan pembentukan struktur pemanenan fotosintetik yang optimal (Allen dan

Forsberg 2001; Pfannschmidt 2003). Gen kloroplas terdapat pada genom kecil

yang disebut plastome, yang mengandung 100-120 kelompok gen yang relatif

stabil (Race 1999). Kloroplas juga mengandung komponen yang lengkap untuk

mengekspresikan informasi genetik (Stern 1997), meskipun sebagian besar protein

kloroplas dikode di inti (Abdallah 2000) dan harus diimpor secara post-

translasional ke kloroplas melalui komponen import yang terletak di amplop

kloroplas (Jarvis dan Soll 2001).

Stern (1997) melaporkan bahwa protein yang terletak pada dan/atau dekat

dengan pusat reaksi fotosintesis dikode di plastome, sementara protein periferal

dikode di inti. Gen-gen inti mengatur jumlah ion dan asam amino tertentu pada

sitoplasma, yang dapat mempengaruhi kemampuan plastida untuk tumbuh dan

berkembang. Pada tahapan berikut, perkembangan dan diferensiasi plastida

memerlukan enzim, enzim subunit, yang dikendalikan gen inti. Gen-gen inti ini

mempengaruhi taraf transkrip gen kloroplas, transkripsi dan translasi gen

kloroplas, dan stabilitas protein produk gen plastida. Semua gen inti tersebut dapat

membantu memadukan aktivitas genom inti dan genom kloroplas (Hatchel 1997).

Gen-gen Fotosintetik Inti

Gen-gen inti yang mengkode protein komponen PSI antara lain psaD, psaE,

psaF, psaK, psaL, psaN, psaO, psaX, psaY, dan petF yang mengkode ferredoxin

(Fd), petE mengkode plastosianin (PC), petH mengkode ferredoxin:NADP

oksidoreduktase (FNR) (Hiyama 1997). Gen-gen lain yang terkait cahaya yang

terlibat dalam fotosintesis antara lain rbcS yang mengkode mRNA dan protein sub

unit kecil ribosom, lhcb, chlorophyll a/b binding protein (CAB), chalcone

synthase (CHS) (Peters et al. 1998), chlorophyll a oxygenase (CAO), gen yang

mengkode enzim biosintesis klorofil seperti CHLD, DVR (Masuda et al. 2002),

30

dan gen-gen yang terkait dengan kualitas cahaya seperti gen fitokrom (phy), DET-

2 (de-etiolated-2) (Ziemienowicz dan Gabrys 2003), por, Apx (Pfannschmidt

2003). Menurut Steindler et al. (1999), gen ATHB-2 mengkode protein

homeodomain-leucine zipper yang diinduksi dengan cepat dan kuat oleh adanya

perubahan rasio cahaya merah (R) : merah jauh (FR) yang terjadi selama siang

hari di bawah naungan kanopi dan menginduksi respon shade avoidance tanaman.

Gen-gen Fotosintesis Kloroplas

Gen fotosintesis kloroplas merupakan kelompok gen kloroplas yang terlibat

dalam fotosintesis. Gen kloroplas (plastida) berbentuk sirkuler, disebut plastome,

dengan ukuran 120-217 kb. Genom kloroplas terdiri atas 2 kelompok, daerah

large single copy (LSC) dan small single copy (SSC) dengan 2 inverted repeats

(IR) yang dapat menyandi sekitar 140 protein selain 30 protein dalam proses

fotosintesis (Hachtel 1997; Joshi 1997; Tyagi et al. 2000).

Gen kloroplas terutama menyandi komponen protein dari empat kelompok

kompleks protein yang terdapat pada membran tilakoid yaitu: 6 gen untuk protein

PSI (psaA-C,I,J,M; produk P700 Chla apoprotein A1, P700 apoprotein Chla A2,

protein 9kDa), 12 gen untuk protein PSII (psbA-F,H-N; produk pusat reaksi

protein D1, D2, apoprotein Chla 47kDa CP47, apoprotein Chla 43kDa CP43, cyt

b559 8kDa, cyt b559 4kDa), 6 gen untuk cyt b6/f (petA-B,D,G; produk

cytochrome f, cytochrome b6), dan 6 gen untuk ATPase (atpA-B, atpE-I; produk

subunit CF1 alpha, CF1 beta), dan gen yang mengkode subunit besar Rubisco

(rbcL) (Hachtel 1997; Joshi 1997; Tyagi et al. 2000).

Prinsip Kontrol Redoks pada Ekspresi Gen Fotosintetik

Proses transduksi tanaman terhadap adanya cekaman faktor luar mencakup

tiga proses pokok, yaitu: stress perception, transduction of stress signal, dan

final response. Terhadap stres lingkungan, tanaman dapat merasakan, mengenali

signal stres, dan menggunakan signal tersebut sebagai isyarat (cue) untuk

membentuk perubahan-perubahan spesifik pada berbagai tingkatan sebagai bentuk

adaptasinya, seperti perubahan struktur morfologi, fisiologi (physiological

31

behavior), modifikasi lintasan biokimia, dan ekspresi gen-gen spesifik (stress-

specific gene expression) (Biswal dan Biswal 1999).

Mekanisme tanaman untuk dapat mengenali dan merasakan suatu signal

stres kemudian merubah signal tersebut menjadi respon biokimia (biochemical

response) masih belum begitu jelas. Akan tetapi, penerimaan (perception)

tanaman terhadap signal stres dan interaksi awal dengan sel dapat diketahui

dengan adanya berbagai perubahan fisik seperti perubahan volume sel, struktur

biomembran, keseimbangan ion, total kandungan dan komposisi solut, atau

perubahan terhadap interaksi protein-ligan (Biswal dan Biswal 1999).

Membran sel yang terdiri atas protein dan lipid bilayer merupakan tempat

terjadinya proses persepsi signal stres. Seperti membran plasma, membran

kloroplas tidak hanya tersusun oleh lipid dan protein tetapi juga ion-ion dan

berbagai macam reseptor yang dapat mengenali signal intrinsik maupun signal

dari lingkungan. Perubahan struktur lipid dan/atau kompleks lipoprotein akibat

stres (stress-induced changes) tersebut selanjutnya dikirim (transmitted) ke

berbagai jenis respon seluler melalui perubahan biokimia yang sesuai untuk

mengembangkan mekanisme adaptasi guna mengimbangi pengaruh cekaman

tersebut. Signal stres dapat menyebabkan terjadinya perubahan di dalam fluiditas

membran dan memicu serangkaian perubahan-perubahan, termasuk ekspresi gen-

gen yang berperan terhadap adaptasi stres (Murata dan Loss 1997).

Stres cahaya rendah misalnya, sebagaimana yang dilaporkan pada padi

gogo, menyebabkan proses metabolisme terganggu, yang berimplikasi pada

menurunnya laju fotosintesis dan sintetis karbohidrat (Chaturvedi dan Ingram

1989; Vijayalaksmi et al. 1991; Murty et al. 1992; Jiao et al. 1993; Watanabe et

al. 1993; Yeo et al. 1994). Pengaruh tercepat dari cekaman intensitas cahaya

rendah adalah penurunan kandungan karbohidrat, terutama fruktosa dan sukrosa

(Kephart et al. 1992; Chaturvedi et al. 1994) yang diikuti dengan berbagai

perubahan dari proses metabolisme pada tanaman.

Terhadap ekspresi gen, cahaya merupakan salah satu faktor lingkungan yang

paling penting pada organisme fotosintetik. Fotosintesis memberikan signal yang

penting terhadap ekspresi gen dengan kontrol cahaya melalui perubahan pada

status reduksi/oksidasi (redoks) dari molekul signaling. Perubahan pada status

32

redoks seperti itu diinduksi oleh perubahan kualitas dan kuantitas cahaya yang

diterima. Mekanisme signal redoks memungkinkan fotosintesis mengadakan

perubahan pada struktur aparatus fotosintesis melalui kontrol umpan balik

ekspresi gen fotosintesis, dan mekanisme signal ini disebut ’kontrol redoks’

(Pfannschmidt et al. 2001; Surpin et al. 2002; Pfannschmidt 2003).

Reaksi redoks merupakan reaksi kimia yang meliputi transfer elektron atau

atom hidrogen antar molekul. Reduksi merupakan perolehan satu atau lebih

elektron atau atom hidrogen oleh akseptor elektron. Oksidasi merupakan

kehilangan satu atau lebih elektron atau atom hidrogen pada suatu donor elektron.

Status redoks artinya status oksidasi atau reduksi dari suatu molekul tertentu.

Kontrol redoks dari setiap fenomena biologi dapat diuraikan sebagai

ketergantungan suatu respon molekuler terhadap status redoks dari satu atau lebih

molekul penyusunnya. Banyak proses metabolisme di dalam sel melakukan reaksi

redoks sehingga terjadi berbagai respon biologi dan ini dilaporkan sebagai kontrol

redoks (Pfannschmidt et al. 2001; Surpin et al. 2002).

Secara sederhana, untuk mengklasifikasi perbedaan tipe kontrol redoks

adalah dengan menentukan posisi parameter controlling pertama di dalam rantai

transduksi signal antara stimulus lingkungan dengan respon molekuler. Pada sel

hidup, rantai transduksi signal ini meliputi persepsi rangsangan lingkungan baik

melalui satu atau beberapa reseptor, proses transduksi signal melalui rantai

molekul transduksi yang sesuai, yang pada akhirnya respon molekuer yang

menyebabkan sel-sel mampu melakukan aklimatisasi terhadap perubahan

lingkungan (Gambar 9). Berdasarkan posisi parameter kontrol di dalam rantai

transduksi signal, kontrol redoks dibedakan menjadi kontrol redoks persepsional

dan kontrol redoks transduksional. Kontrol redoks persepsional, terjadi apabila

faktor lingkungan (misal, cahaya) itu sendiri menginduksi signal redoks di dalam

sistem sensor persepsi. Kontrol redoks transduksional, terjadi apabila persepsi dari

faktor lingkungan (misal cahaya) menghasilkan perubahan status redoks dari

molekul-molekul terkait yang ada di sistem sensor (phytochrome family, dan blue

light photoreceptor, PSII, PSI). Pada organisme fotoautotropik, aparatus

fotosintetik dapat berfungsi sebagai sistem sensor dan berfungsi sebagai

fotoreseptor (Pfannschmidt et al. 2001; Pfannschmidt 2003).

33

Gambar 9 Model kontrol redoks (redox control) terhadap ekspresi gen fotosintesis

pada tanaman tingkat tinggi. (A) Skema tahapan proses signaling di dalam sel tanaman. (B) Skema tahapan kontrol redoks terhadap ekspresi gen fotosintesis. Kotak dengan huruf P menunjukkan sistem sensor dari perceptional redox control; kotak dengan huruf T menggambarkan komponen transductional redox control. Garis panah tebal menunjukkan lintasan signaling yang dikontrol redoks. Rantai tranport elektron dari kloroplas digambarkan secara sistematik sesuai dengan skema Hill–Bendall Z dan aliran elektron ditampilkan dengan panah yang menghubungkan antar komponen (Pfannschmidt et al. 2001; Surpin et al. 2002).

Regulasi redoks oleh faktor lingkungan ‘cahaya’ sangat umum di antara

organisme fotosintetik pada tanaman tingkat tinggi. Hasil penelitian dilaporkan

bahwa perubahan pencahayaan (kualitas atau kuantitas cahaya) digunakan untuk

mempengaruhi transport elektron pada membran tilakoid in vivo, yang pada

gilirannya menyebabkan perubahan status redoks komponen fotosintetik.

Penelitian dengan perubahan kualitas cahaya umumnya melibatkan kondisi

cahaya rendah. Pada kloroplas tanaman yang mengalami kondisi tersebut, gen-gen

fotosintetik plastid saja yang terpengaruh. Sebaliknya, perubahan kuantitas cahaya

B

P

34

secara predominan menunjukkan adanya pengaruh redoks persepsional terhadap

gen fotosintetik inti. Dari kedua kasus tersebut, terindikasi bahwa sensor redoks

yang paling memungkinkan adalah PQ-pool dan/atau kompleks cyt b6f. Pada

tanaman tingkat tinggi, Sinapsis alba, pencahayaan yang lama dengan perubahan

kualitas cahaya menyebabkan penyesuaian jumlah molekul (stoikiometri)

fotosistem melalui variasi densitas PSI dan PSII secara simultan. Kuantitas cahaya

juga berpengaruh terhadap ekspresi gen-gen fotosintetik inti. Ekspresi gen Lhcb

(yang mengkode chlorophyll-binding protein dari kompleks pemanen cahaya

PSII, LHCII) pada alga bersel satu, D. tertiolecta, dapat dirangsang oleh PQ-pool

teroksidasi (melalui switch dari intensitas cahaya tinggi ke rendah) (Pfannschmidt

et al. 2001; Surpin et al. 2002; Pfannschmidt 2003).

Pengetahuan terkini menunjukkan bahwa komponen redoks menginisiasi

lintasan signaling yang cukup penting, yang akhirnya meregulasi ekspresi gen-gen

fotosintesis. Akan tetapi pada level molekuler, ada dua pertanyaan mendasar yang

masih krusial, bagaimana signal redoks itu ditransduksi ke gen target, dan apakah

berbagai pengaruh redoks yang diamati pada sistem in vivo dan in vitro

menunjukkan network signaling redoks yang terintegrasi. Pfannschmidt et al.

(2001) meringkas berbagai hasil penelitian sebelumnya dan menyatakan bahwa

signal redoks ditransfer keluar dari membran tilakoid melalui dua cara yaitu:

signal redoks utama dari PQ-pool dimediasi melalui kompleks cyt b6f, dan

transduksi signal redoks PQ/cyt b6f melalui kinase yang terkait dengan tilakoid.

Kedua, status redoks dari PQ diterima oleh membran yang terikat, dua komponen

sensor kinase, yang mentransfer signal tersebut sampai adanya respon molekuler,

yang pada gilirannya mempengaruhi ekspresi gen.

Metabolisme kloroplas dan fotosintesis berkontribusi terhadap signal

kloroplas yang menentukan ekspresi gen. Perbedaan kontrol redoks gen

fotosintesis kloroplas dan inti adalah signal redoks yang menuju inti terdiri atas

80-120 signal (tergantung jumlah kloroplas pada sel yang bersangkutan),

sedangkan kontrol redoks di dalam kloroplas merupakan spesifik kloroplas,

sehingga ekspresi gen fotosintesis inti menggambarkan respon terhadap rata-rata

dari seluruh signal tersebut. Signal redoks kloroplas yang ke inti mengandung

informasi yang sifatnya lebih umum tentang kapasitas fotosintesis sel, sedangkan

35

signal redoks di dalam kloroplas menghasilkan kontrol ekspresi gen tergantung

situasi spesifik di dalam masing-masing kloroplas (Pfannschmidt et al. 2001;

Pfannschmidt 2003).

Pada kondisi intensitas cahaya rendah, status redoks PQ-pool tergantung

secara langsung pada transport elektron. Peran fisiologi yang utama adalah untuk

meredistribusikan ketidakseimbangan energi eksitasi antara kedua fotosistem (PSI

dan PSII) untuk menghasilkan flux elektron yang efisien, meskipun pada hasil

foton yang terbatas, dengan cara aktifasi keragaman fisiologi atau mekanisme

ekspresi gen (Pfannschmidt et al. 2001; Pfannschmidt 2003).

Ekspresi Gen-gen Terkait Adaptasi Tanaman terhadap Intensitas Cahaya Rendah

Fotosintesis merupakan reseptor untuk informasi lingkungan yang

mengontrol ekspresi gen-gen yang dikode inti dan plastida yang mengkode

komponen-komponen yang diperlukan untuk proses fotosintesis yang efisien.

Beberapa data mengenai kontrol redoks terhadap ekspresi gen fotosintesis

konsisten dan mengindikasikan fotosintesis berperan penting sebagai regulator

metabolisme tanaman dan juga ekspresi gen (Pfannschmidt et al. 2001;

Pfannschmidt 2003).

Sebagaimana diketahui bahwa gen-gen inti diregulasi pada level transkripsi

dan gen-gen kloroplas diregulasi pada level post-transkripsi. Akan tetapi, banyak

penelitian menunjukkan bahwa ekspresi gen pada organisme hidup cukup

kompleks dan banyak dipengaruhi berbagai faktor dalam dan luar tanaman.

Ekspresi gen meliputi beberapa tahapan, dimulai dengan transkripsi gen atau

operon menjadi pre-mRNA (hnRNA) yang kemudian diproses menjadi molekul

mRNA matang oleh mekanisme yang meliputi splicing dan editing. Ukuran pool

molekul mRNA selanjutnya tergantung pada stabilitas mRNA. Terakhir, untuk

memperoleh polipeptida fungsional, mRNA dikirim ke poliribosom untuk

translasi menjadi protein. Sebagian besar tahapan ekspresi gen ini diregulasi oleh

inti dan kloroplas.

Cahaya mengaktifkan ekspresi gen inti maupun kloroplas dan juga

prosesing subunit protein untuk pembentukan protein kompleks. Cahaya bekerja

36

pada level post-transkripsi di dalam kloroplas, sementara secara langsung

mengontrol laju transkripsi selama ekspresi gen inti. Sensor tanaman menerima

cahaya putih (400-700 nm), UV dan merah jauh (far-red). Terdapat paling kurang

3 fotoreseptor yang terlibat dalam penerimaan cahaya, yaitu a) reseptor fitokrom,

reseptor cahaya merah/merah-jauh, b) reseptor cahaya biru/UV-A dan/atau UV-B,

dan c) protochlorophyllide, dengan kapasitas penerimaan cahaya merah. Signal

cahaya diterima oleh fotoreseptor dan ditransmisi secara bertahap (cascade) untuk

mengontrol perubahan transkripsi atau post-transkripsi. Transduksi signal yang

menghubungkan penerimaan cahaya oleh fotoreseptor dan ekspresi gen masih

belum jelas, kecuali elemen regulatory cahaya pada daerah promoter yang

menerima signal yang diproses fotoreseptor untuk aktivitas gen (Biswal 1997a,

Tyagi et al. 2000). Misalnya promoter rbcS pada kacang kapri (Pisum sativum)

dengan sekuens -35 bp sampai -2 bp yang mencakup TATA box dijumpai

menginduksi ekspresi gen light-regulated dan positif regulatory elemen (PRE)

yang dijumpai pada daerah upstream promoternya.

Gambar 10 Model sintesis, prosesing, transport, dan protein PSII intrinsik dan

ekstrinsik (Biswal 1997a).

37

Intensitas dan kualitas cahaya juga mempengaruhi tingkat transkripsi dan

mRNA. Di antara panjang gelombang, cahaya merah/merah-jauh yang bekerja

melalui fitokrom dan cahaya biru melalui kriptokrom tampaknya paling penting

yang mengkode beberapa gen kloroplas (Tyagi et al. 2000).

Empat subunit protein intrinsik yang penting dari kompleks PSII, seperti

D1, D2, cyt b556, CP43, dan CP47 dikode oleh gen kloroplas, disintesis di

kloroplas, diproses di membran, dan ditransfer di dalam tilakoid dari lamela

stroma ke daerah tumpukan grana, dimana protein tersebut diinsersi dengan

protein lain dan komponen nonprotein untuk membentuk hasil akhir. Sebaliknya,

protein ekstrensik dengan berat molekul 33, 23, dan 18 kDa dikode oleh gen inti,

disintesis di sitoplasma sebagai prekursor dengan berat molekul tinggi, diproses,

dan ditransfer melalui membran kloroplas dan membran tilakoid. Terakhir, protein

mencapai lumen dan bergabung dengan protein intrinsik (Gambar 10) (Biswal

1997a; Rochaix 2001).

Analisis Genetik Adaptasi Tanaman

Pendugaan Jumlah Gen Pengendali

Adaptasi tanaman terhadap intensitas cahaya rendah dapat berupa sifat

kualitatif atau kuantitatif. Sifat kualitatif dikendalikan oleh gen mayor dan

memiliki ragam diskret (diskontinu) yang dapat dipisahkan secara jelas menjadi

kelas-kelas tertentu. Sifat kualitatif dikendalikan satu atau beberapa gen yang

ekspresinya tidak banyak dipengaruhi oleh faktor lingkungan. Sifat kuantitatif

memiliki ragam terusan (kontinu), dikendalikan oleh banyak gen minor yang

ekspresinya sangat dipengaruhi oleh faktor lingkungan (Allard 1960; Fehr 1987).

Untuk menduga apakah suatu karakter dikendalikan oleh gen sederhana

(gen mayor), poligenik (gen minor) atau keduanya sekaligus dapat dilakukan

melalui pengamatan sebaran frekuensi karakter yang diamati pada populasi

bersegregasi (F2). Sebaran frekuensi F2 yang diskret menunjukkan bahwa karakter

yang diamati dikendalikan oleh gen mayor (gen sederhana). Sebaran terusan

(kontinu) satu puncak dan menyebar normal menunjukkan gen pengendali adalah

gen minor. Apabila membentuk sebaran terusan dengan dua puncak atau lebih,

38

karakter yang diamati dikendalikan oleh beberapa gen mayor dan gen minor

sekaligus (Fehr 1987).

Analisis genetik untuk karakter yang dikendalikan oleh gen mayor

dilakukan dengan analisis genetika Mendel, yaitu dengan membandingkan nisbah

fenotipe hasil pengamatan pada populasi F2 terhadap nisbah Mendel atau nisbah

fenotipe tertentu sebagai simpangan nisbah Mendel dengan uji Chi-Kuadrat (Fehr

1987; Crowder 1993). Untuk keperluan tersebut fenotipe pada populasi F2

dikelompokkan ke dalam kelas-kelas tertentu sesuai dengan jumlah kelas dalam

nisbah pembanding. Melalui cara pendekatan ini diperoleh dugaan jumlah gen dan

aksi gen yang bersegregasi untuk karakter yang diamati.

Menurut Allard (1960); Burns (1976), karakter kualitatif dicirikan oleh

adanya ragam diskret (diskontinu) pada kurva sebaran frekuensi dengan

munculnya kembali ragam kedua tetua di dalam generasi bersegregasi (F2) dan

salah satu tetua mempunyai pengaruh dominansi penuh dalam generasi F1. Karakter kuantitatif secara umum dicirikan oleh adanya varian kontinu pada kurva

sebaran frekuensi di dalam generasi bersegregasi (F2) dengan varian F2 yang lebih

besar dari varian F1.

Untuk mengetahui sebaran frekuensi dari populasi yang diuji, terlebih

dahulu dilakukan uji normalitas sebaran frekuensi F2 menggunakan metode

Shapiro dan Wilk (1965). Apabila sebaran frekuensi F2 menunjukkan sebaran

dengan satu puncak dan menyebar normal, maka karakter yang diuji dikendalikan

oleh banyak gen minor (poligenik). Pendugaan jumlah gen yang bersegregasi

dilakukan dengan menggunakan beberapa rumus, salah satunya adalah rumus

Castle (1921) dalam Roy (2000), sebagai berikut.

)(8)(

12

22

221

FFppnσσ −

−=

dimana, n = jumlah gen pengendali; 1p = rata-rata tetua 1; 2p = rata-rata tetua 2; σ2F1 = varians populasi F1; σ2F2 = varians populasi F2.

Apabila sebaran frekuensi F2 menunjukkan tidak mengikuti sebaran normal,

maka kemungkinan karakter tersebut dikendalikan oleh gen minor dan gen mayor.

39

Jumlah gen mayor dihitung dengan membandingkan sebaran frekuensi fenotipik

hasil pengamatan (observation) dengan nisbah harapan (expectation)

menggunakan uji Chi-Kuadrat (χ2) (Fehr 1987; Crowder 1993).

Untuk pendugaan jumlah dan aksi gen, fenotipe pada populasi F2 terlebih

dahulu dikelompokkan ke dalam kelas-kelas tertentu sesuai dengan jumlah kelas

dalam nisbah pembanding (Fehr 1987; Crowder 1993). Pengelompokan fenotipe

berdasarkan kelas-kelas pembanding dalam analisis genetika Mendel adalah

sebagai berikut: 2 kelas: peka (1,2), toleran (3,4,5,6,7,8,9); 3 kelas: peka (1,2),

moderat (3,4,5), toleran (6,7,8,9); 4 kelas: peka (1,2), agak peka (3,4), agak

toleran (5,6), toleran (7,8,9).

Untuk menguji kesesuaian nilai pengamatan dengan nilai harapan digunakan

Uji Chi-square (χ2):

EiEiOiX

22 )( −

∑=

dimana χ2 merupakan nilai chi-square hitung; i = 1,2,3,….n; Oi = nilai pengamatan; Ei = nilai yang diharapkan dalam kelas ke i. Apabila nilai χ2 hitung lebih kecil dari χ2 tabel, maka tidak ada beda nyata, berarti

sebaran fenotipik pada populasi F2 mengikuti nisbah Mendel atau nisbah fenotipik

tertentu.

Aksi Gen

Konsep umum cara kerja gen atau aksi gen adalah salah satu dari dominansi

atau resesif. Alel dapat menunjukkan karakternya secara lengkap atau sama sekali

tidak terlihat dalam fenotipe. Konsep ini merupakan konsep atau teori Mendel,

dengan asumsi: setiap sifat hanya ditentukan oleh satu lokus, alel dalam setiap

lokus bersegregasi bebas (independent assortment) dari lokus lain, dan gen-gen

tersebut merupakan gen inti. Akan tetapi, beberapa hasil penelitian

mengungkapkan terdapat banyak aksi dan interaksi gen yang berbeda-beda

membuat pola segregasi yang berbeda dengan yang didapatkan Mendel. Tipe aksi

gen dikelompokkan menjadi dua kategori interaksi umum yaitu intralokus dan

interlokus (Welsh 1991; Yusuf 2001).

40

Interaksi intralokus atau alelik. Interaksi intralokus atau yang dikenal

dengan alelik yaitu interaksi antar alel pada lokus yang sama, misalnya alel

dominan menutup pengaruh dari alel resesif (Crowder 1988). Ada tiga macam

interaksi intralokus yaitu, dominansi, tidak ada dominansi (aditif), dan dominansi

berlebih (overdominan). Dominansi, sama dengan yang dimaksud Mendel bahwa

dari persilangan dua tetua homozigot dihasilkan perbandingan segregasi fenotipe

pada generasi F2 yaitu 3:1. Tidak ada dominansi (aditif), fenotipe heterozigot

terletak tepat di antara dua tetua homozigot, dihasilkan perbandingan segregasi

fenotipe pada generasi F2 yaitu 1:2:1. Variasi interaksi ini dapat terjadi bilamana

fenotipe heterozigot mendekati salah satu nilai tetuanya. Keadaan ini disebut

dominansi tidak sempurna atau dominansi sebagian atau dominansi parsial.

Dominansi berlebih (overdominan), fenotipe heterozigot terletak di luar kedua

tetuanya, dihasilkan perbandingan segregasi fenotipe pada generasi F2 yaitu 1:1:2

(Welsh 1991; Crowder 1993).

Aksi gen intralokus ini dapat didekati dengan menghitung derajat dominansi

melalui rumus nisbah potensi (hp) seperti yang diajukan Petr dan Frey (1966),

sebagai berikut.

MPHPMPFhp

−−

=

dimana hp = nilai nisbah potensi atau derajat dominansi gen, F = rata-rata nilai F1, HP = rata-rata nilai tetua tertinggi, MP = nilai tengah kedua tetua

Selanjutnya berdasarkan nilai potensi rasio, derajat dominansi atau aksi gen

diklasifikasikan sebagai berikut:

Tabel 2 Klasifikasi derajat dominansi berdasarkan nilai potensi rasio (Petr dan Frey 1966)

Kisaran nilai hp Derajat dominansi 0,00 < hp ≤ 0,25 Linier aditif, tidak ada dominansi

0,25 < hp ≤ 0,75 Dominan parsial, tidak sempurna

0,75 < hp ≤ 1,25 Dominan lengkap, sempurna

Hp >1,25 Dominan berlebih, overdominan

41

Interaksi interlokus atau non-alelik. Interaksi interlokus atau disebut juga

non alelik yaitu interaksi antar alel pada lokus yang berbeda. Sama halnya dengan

sistem intralokus, pada interlokus juga terdapat bermacam-macam interaksi alel

antar lokus sehingga merubah pola distribusi F2. Untuk dua pasang gen yang

memisah secara bebas tanpa adanya interaksi, nisbah fenotipik F2 yang diharapkan

adalah 9:3:3:1. Ekspresi sifat satu alel dapat berubah karena kehadiran atau

ketidakhadiran salah satu alel atau lebih pada lokus yang berbeda. Proses ini

disebut epistasis yang dapat berlangsung apabila paling sedikit terdapat dua lokus

yang mengendalikan satu karakter (Welsh 1991; Crowder 1993). Yusuf (2001)

membagi interaksi interlokus (epistasis) menjadi tiga macam yaitu epistasis

komplementasi, modifikasi, dan duplikasi.

Epistasis komplementasi terjadi karena munculnya hasil ekspresi suatu gen

yang memerlukan kehadiran alel tertentu pada lokus yang lain. Terdapat dua

kasus nisbah yang termasuk epistasis komplementasi yaitu epistasis duplikasi

resesif dan epistasis resesif. Epistasis duplikasi resesif atau aksi gen pelengkap

yaitu bentuk epistasis dimana munculnya suatu produk memerlukan kehadiran alel

dominan pada dua lokus. Distribusi frekuensi pada generasi bersegregasi F2

adalah 9:7. Epistasis resesif atau modifikasi aksi gen yaitu bentuk epistasis

dimana faktor resesif homozigot pada suatu lokus bersifat epistasis terhadap

faktor dominan pada lokus lain. Distribusi frekuensi fenotipik pada generasi F2

adalah 9:3:4 (Welsh 1991; Crowder 1993; Yusuf 2001).

Epistasis modifikasi merupakan bentuk epistasis dimana kegiatan satu gen

pada suatu lokus menekan atau merubah hasil kerja gen pada lokus yang lain.

Terdapat tiga bentuk epistasis modifikasi yaitu epistasis dominan dan resesif,

epistasis dominan, dan kasus segregasi F2 nisbah 7:6:3. Epistasis dominan dan

resesif disebut juga epistasis penghambat (inhibitor) yaitu kehadiran suatu alel

dominan pada lokus akan menghambat pengaruh alel dominan lain. Pada generasi

F2 distribusi fenotipik adalah 13:3. Epistasis dominan (aksi gen menyelubung)

yaitu bentuk epistasis dimana kedua lokus menghasilkan produk yang berbeda,

produk dari salah satu lokus tersebut menutupi pemunculan dari produk yang lain.

Distribusi frekuensi pada generasi bersegregasi F2 adalah 12:3:1. Kasus nisbah

7:6:3 muncul karena adanya satu gen yang mencegah ekspresi gen yang lain,

42

dimana terdapat perbedaan derajat penekanan antara homozigot dominan dengan

homozigot resesif (Welsh 1991; Crowder 1993; Yusuf 2001).

Epistasis duplikasi yaitu bentuk epistasis yang berlangsung karena dua gen

memproduksi bahan yang sama dan menghasilkan fenotipe yang sama. Bentuk

interaksi ini disebut juga duplikasi epistasis dominan (isoepistasis) yaitu bentuk

epistasis dimana alel dominan pada satu lokus dapat bersifat lebih dominan

terhadap alel yang resesif homozigot pada lokus yang lain. Distribusi frekuensi

fenotipik pada F2 adalah 15:1 (Welsh 1991; Crowder 1993; Yusuf 2001).

Pendugaan Nilai Heritabilitas

Salah satu parameter genetik dalam pemuliaan tanaman yang berfungsi

untuk mengetahui hubungan genetik antara tetua dengan turunan serta efisiensi

seleksi relatif untuk beberapa karakter adalah heritabilitas (Allard 1960).

Heritabilitas terdiri atas dua tipe yaitu: heritabilitas arti luas (broad sense

heritability) yang dihitung sebagai nisbah varians total genetik, yang meliputi

varians dominan, aditif dan epistasis, terhadap varians fenotipik. Heritabilitas arti

sempit (narrow sense hetitability) sebagai nisbah varians genetik aditif terhadap

varians fenotipik yang menggambarkan seberapa besar suatu karakter mewaris

kepada generasi berikutnya. Nilai heritabilitas arti sempit biasanya lebih kecil dari

pada nilai heritabilitas arti luas, dan lebih menggambarkan pada kemajuan genetik

suatu karakter yang diperoleh dari hasil seleksi (Fehr 1987).

Pendugaan nilai heritabilitas arti luas dapat dilakukan melalui komponen

varians, regresi tetua - keturunan, pendugaan varians lingkungan secara tidak

langsung, dan melalui besarnya perbaikan genetik atau respon seleksi (Fehr 1987).

Pendugaan nilai heritabilitas melalui pendugaan varians lingkungan secara tidak

langsung dengan melibatkan ragam kedua tetua, generasi F1 dan generasi F2

dengan rumus seperti yang dikemukakan Warner (1952) dalam Fehr (1987).

Pendugaan nilai heritabilitas arti sempit dapat dihitung dengan melibatkan varians

F2 dari persilangan antar tetua dan F2 dari populasi yang dikembangkan dari

backcross (Fehr 1987; Roy 2000).

McWhirter (1979) menggolongkan nilai heritabilitas rendah apabila h2 <

20%, nilai heritabilitas sedang apabila 20% < h2 < 50%, dan nilai heritabilitas

43

tinggi apabila h2 > 50%. Terdapat beberapa asumsi-asumsi yang harus dipenuhi

sehingga diperoleh nilai duga heritabilitas yang tidak bias, yaitu: tidak ada

interaksi non alelik, tidak ada interaksi antara genetik dengan lingkungan, tidak

ada pautan antar gen, dan varians lingkungan populasi F2 dan backcross adalah

sama.