BAB 9. PENGENALAN ALAT PENGUKUR KADAR GULA (REFRAKTOMETER)PRODUK PERTANIAN

Pendahuluan

Buah berdasarkan pola pemasakannya dibedakan menjadi buah klimaterik dan non-klimaterik. Buah non klimaterik saat dipanen dari pohon tidak mengalami proses pemasakanlebih lanjut. Buah-buah non-klimaterik menghasilkan etilen (C2H4) dalam jumlah rendah dantidak merespon pemberian etilen, serta tidak menunjukkan tanda berbeda pada saatmeningkatnya laju respirasi atau produksi karbon dioksida pada saat tahap pemasakan buah.Pada buah klimaterik, saat proses pemasakan buah etilen diproduksi lebih besardibandingkan buah-buah non-klimaterik. Contoh buah non-klimaterik antara lain jeruk, nenas,anggur, strawbeery, semangka, dan cery.

Gula dan asam, bersamaan dengan sebagian kecil vitamin, fructan, protein, pigmen,fenol, dan mineral umumnya disebut dengan padatan terlarut (solids soluble). Kandunganpadatan terlarut dan total padatan terlarut merupakan parameter paling penting yangdigunakan untuk mengindikasikan tingkat kemanisan suatu produk hortikultura. Terkadangtidak cukup mendeteksi tingkat kematangan buah dan sayur hanya dengan perasaan,penampakan buah, aroma, serta teksturnya saja. Oleh karena itu pengukuran kandungangula di dalam buah menjadi penting. Total padatan terlarut merupakan parameter kualitaspaling penting yang mengindikasikan tingkat kemanisan suatu produk hortikultura.

Total padatan terlarut dapat diukur baik menggunakan brix scale hydrometer ataurefraktometer dengan data berupa “derajat brix” yang setara dengan data berupa persentase(%). Pada prinsipnya brix umum digunakan dalam industri sudah sejak lama, dan merupakanrepresentasi dari kandungan bahan kering larutan yang kandungan utamanya merupakansukrosa. Sebagai contoh, suatu jus yang memiliki nilai 25 brix setara dengan 25g gula per100 g larutan. Karena padatan terlarut tidak hanya mengandung sukrosa, asumsi tersebuttidak serta merta merupakan representasi dari kandungan gula dalam buah dan sayur.Meskipun demikian brix sendiri secara teknis merupakan representasi kandungan gula,karena gula (sukrosa, glukosa, dan fruktosa) dan gula alcohol (sorbitol, manitol, dan lainsebagainya) sendiri merupakan komponen paling besar diantara padatan terlarut (sekitar85%), sehingga satuan brix dapat dijadikan ukuran kandungan gula. Semakin tinggi nilai brixmaka tingkat kemanisan suatu buah akan semakin tinggi.

RefraktometerRefraktometer merupakan instrument untuk mengukur indeks refraktif yang

digunakan secara luas untuk menghitung kandungan konsentrasi gula untuk tebu, buah,sirup, selai dan sebagainya. Penggunan refraktometer sangat mudah dan hanyamembutuhkan sampel yang cukup sedikit, yaitu dengan hanya meneteskan sampel padamain prism maka nilai persentase akan muncul. Pengukuran ini memanfaatkan prinsip indeksbias. Semakin tinggi indek biasnya, maka semakin tinggi kandungan gulanya sehingga skalayang tertera pada refraktrometer semakin tinggi.

Gambar 1. a) Hand refraktometer; b) skala brix untuk pengukuran kandungan gula

Bagian-bagian hand refraktometer antara lain: 1) Main prism (prisma): bagian yang

berfungsi untuk membaca skala atau indeks bias zat terlarut serta mengubah cahaya

polikromatis menjadi monkromatis. Main prism sangat sensitif terhadap goresan sehingga

perlu kehati-hatian dalam menggunakan alat ini terutama saat membersihkan sisa sampel. 2)

Daylight plate: Bagian yang berfungsi untuk melindungi main prism dari debu atau goresan,

serta mencegah sampel tidak jatuh atau tumpah. Daylight plate terbuat dari kaca, ukuran

daylight plate yang besar menghasilkan gambaran yang lebih baik. 3) Pegangan dilengkapi

dengan permukaan kasar (grip): area genggaman tangan saat memegang refraktometer dan

menjaga suhu tetap stabil. Bagian ini terbuat dari karet, sehingga tahan terhadap panas dan

mampu menjaga kestabilan suhu. 4) Knop pengatur suhu: berfungsi untuk kalibrasi alat

dengan menggunakan akuades. Cara kalibrasi adalah dengan menggunakan obeng minus

dan diletakkan pada knob pengatir skala untuk kemudian diputar sehingga rapatan jenisnya

menunjukkan angka 1000. 5) Lensa: lensa pada refraktometer berfungsi memfokuskan

cahaya serta berada pada bagian dalam pegangan. 6) Biometral skip: berfungsi sebagai

stabilisator suhu. 7) Skala: berfungsi sebagai pembacaan spesifik gravity atau kerapan jenis.

Skala berada di dalam pegangan. 8) Eyepiece: tempat untuk melihat pembacaan skala.

Tujuan

1.Diharapkan mahasiswa mampu mengetahui bagian-bagian dari alat rekfraktometer yang digunakan untuk pengukuran kandungan gula

2.Diharapkan mahasiswa mampu menggunakan refraktometer dengan baik dan benar

Alat dan Bahan

Alat yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah hand refraktometer. Bahan yang digunakan dalam acara praktikum kali ini adalah buah jeruk, papaya,nenas, dan melon.

Cara KerjaRefraktometer digunakan untuk pengukuran kandungan gula yang memiliki rentang 0-

18% brix dengan minimal deviasi sebesar 0.1% brix dan dengan akurasi kurang lebih 0.10%.Tahapan prosedur untuk pengukuran brix bahan praktikum kali ini (Boshale, 2017):

1. Ekstrak jus dari buah; Pembuatan jus dapat dilakukan dengan memerasbuah sampai keluar sarinya.

2. Buka daylight plate dengan hati-hati, kemudian teteskan 2-3 tetes perasanbuah pada prism.

3. Tutup daylight plate sehingga perasan buah menyebar sepanjang permukaanprism tanpa adanya gelembung atau bagian yang masih kering (pastikanperasan rata di permukaan prisma).

4. Pegang hand refraktometer dengan arah datangnya cahaya (hindari cahayamatahari secara langsung) dan lihat eyepiece.

5. Sample dapat dibaca.6. Bandingkan hasil pengukuran antara satu bahan dengan bahan lain,

kemudian analisis dan bahas7. Kegiatan ini dilakukan per individu mahasiswa.

BAB. 10 PENGENALAN LABORATORIUM MIKROPROPAGASI

A.Pendahuluan

Ruang lingkup dari kultur jaringan berdasar pada premis bahwa tanaman dapat dipisah

menjadi bagian organ, jaringan, atau sel yang kemudian dapat dimanipulasi secara in-vitro

untuk ditumbuhkan menjadi tanaman utuh. Keberhasilan pertama dalam teknik kultur jaringan

ditandai dengan keberhasilan Gottlieb Haberlant awal abad ke-20 saat dia melaporkan

penelitiannya mengenai kultur jaringan mesofil. Sayangnya sel yang diinokulasi Haberlant tidak

mampu membelah sehingga ide mengenai perkembangan tanaman dan totipotensi belum bisa

terbukti. Hal ini disebabkan karena zat pengatur tumbuh dibutuhkan untuk pembelahan sel,

proliferasi, dan induksi embryo tidak tersedia di dalam media. Hal tersebut dikarenakan saat itu

zat pengatur tumbuh belum ditemukan.

Setelah tahun 1950, perkembangan teknik kultur jaringan menjadi sangat pesat. Banyak

pengetahuan mengenai perkembangan tanaman diketahui saat itu, khususnya peranan dari zat

pengatur tumbuh tanaman, seperti sitoinin yang muncul melalui investigasi Skoog dan

berasosiasi dengan kebutuhan nutrisi untuk mengkaluskan tembakau. Inisiasi awal ini

mendorong penemuan sitokinin, kinetin, promotor pembelahan sel oleh Skoog dan juga Carlos

Miller.

Awal tahun 1950an prediksi awal mengenai sel somatik tanaman dapat mengarah pada

embryogenesis divalidasi oleh Stewart et al. dan Reninert. Pada awal tahun 1960an Murashige

dan Skoog berhasil membuat media (media MS) yang kemudian dipakai sampai saat ini. Pada

tahun 1960an tanaman haploid hasil kultur antera dilaporkan berhasil pada tanaman Datura,

serta mendapat perhatian besar pemulia, karena tanaman yang dihasilkan homosigot penuh

sehingga membuat teknik kultur jaringan menjadi teknik ideal untuk menghasilkan galur murni

secara cepat. Protoplast dan isolasinya mulai dikembangkan untuk dikulturkan di tahun 1960an,

sehingga hibridisasi somatik dapat dilakukan. Tidak hanya untuk pemuliaan keberhasilan

kegiatan mikropropagasi telah membuka jalan untuk teknik rekayasa genetika, hal tersebut

dikarenakan satu sel transforman mampu ditumbuhkan dalam media kultur jaringan untuk

menjadi satu tanaman utuh.

Laboratorium kultur jaringan memiliki beberapa area fungsional, baik untuk laboratorium

pendidikan maupun untuk kegiatan penelitian. Laboratorium kultur jaringan juga memiliki

beberapa elemen yang serupa dengan dapur atau elemen yang mirip dengan ruang operasi.

Terdapat area untuk handling bahan tanam untuk dikulturkan, ruang pembuatan media,

sterilisasi alat dan bahan, serta ruang untuk melakukan inokulasi yang di dalamnya berisi

laminar air flow (ruangan steril), ruang inkubasi (ruangan steril) untuk menumbuhkan sel,

jaringan, eksplan, serta area untuk membersikan alat dan bahan gelas.

Perlengkapan dan peralatan labortaorium kultur jaringan untuk kegiatan pendidikan

idealnya harus memiliki area yang cukup untuk persiapan dan pembuatan media dan ruang

untuk menyimpan bahan kimia serta peralatan gelas. Pengetahuan dasar mengenai

perlengkapan dan standar operational procedure di lab mikropropagasi tanaman menjadi

penting untuk dipelajari dan dipahami oleh mahasiswa. Hal tersebut agar kegiatan

mikropropagasi menuntut kondisi steril, sehingga pengetahuan dasar yang baik akan mencegah

terjadinya kontaminasi.

B. Tujuan

1. Mahasiswa mampu mengetahui spesifikasi bagian-bagian ruang kultur jaringan2. Mahasiswa mampu mengetahui peralatan gelas dan peralatan pendukung dalam

kegiatan kultur jaringan3. Mahasiswa mampu membuat larutan stock untuk keperluan pembuatan media4. Mahasiswa mampu menjelaskan bahan-bahan sterilan dalam kegiatan mikropropagasi

C. Bagian-bagian ruangan kultur jaringan1. Peralatan dan perlengkapan umum dalam laboratorium kultur jaringan

a. Peralatan gelas: Peralatan gelas yang umum dibutuhkan dalam kegiatan kultur

jaringan antara lain Erlenmeyer, labu ukur, beaker glass, gelas ukur, botol media,

botol selai, petridish, tube, pipet dengan berbagai ukuran. Umumnya peralatan gelas

yang digunakan adalah tipe gelas yang tahan dalam autoclave.b. Peralatan pendukung: Rak tube, metal trays, meja dorong (untuk memindahkan

beberapa perlengkapan), aluminium foil, plastik wrap. pH meter, bunsen, hot plate,

magnetic stirrer, microwave, mikroskop, hemocytometer, autoclave, lemari

pendingin, pengocok (shaker), baki plastik.c. Peralatan yang digunakan dalam laminar air flow antara lain botol spray, spatula,

pinset, scalpel, ujung scalpel (sekali pakai), gunting, rack untuk meletakkan

peralatan steril, tissue steril, botol steril untuk tempat alcohol atau bahan sterilan lain2. Ruang persiapan bahan dan media

Ruangan ini harus dilengkapi dengan peralatan dan fasilitas yang menunjang untuk

kepentingan media maupun bahan yang akan dikulturkan. Pada ruangan ini tersedia ruang

untuk mencuci beberapa peralatan setelah ataupun sebelum digunakan, sehingga dibutuhkan

wastafel dengan air mengalir. Dalam area persiapan bahan tidak disarankan untuk mencuci sisa

botol atau media, terutama yang telah terkontaminasi. Sebaiknya ruangan untuk mencuci botol

yang berisi media dan media terkontaminasi berada di ruangan terpisah. Dalam ruangan

persiapan ini juga terdapat area untuk meletakkan bahan kimia (nutrisi, ZPT, bahan sterilan),

serta lemari pendingin untuk menyimpan berbagai larutan stok, meja permanen untuk peracikan

bahan, autoclave, serta rak-rak untuk penyimpanan peralatan gelas.

3. Ruang Inokulasi

Ruangan ini harus dalam keadaan steril, sehingga segala bentuk alas kaki harus dilepas

dalam ruangan ini. Di dalam ruangan berisi rak dorong untuk mempermudah pemindahan alat

dan bahan, serta laminar air flow cabinet tempat dilakukannya berbagai kegiatan (steriliasisi,

pembilasan, penuangan media (khusus media dalam petridish), seleksi bahan, inokulasi atau

kegiatan sub kultur berlangsung. Kegiatan dalam laminar air flow, sebelum dan sesudah

pengerjaan dilakukan sterilisasi menggunakan alcohol 70% serta menghidupkan lampu UV

sebelum dan setelah kegiatan selesai. Blower dan lampu harus dalam keaadaan menyala saat

melakukan kegiatan inokulasi. Selesai digunakan ruangan harus kembali dalam keadaan

bersih, lantai dibersihkan menggunakan pembersih beranti septic.

4. Ruang Inkubasi

Ruang inkubasi merupakan ruangan tempat meletakkan (menumbuhkan) berbagai

macam eksplan yang sebelumnya telah diinokulasi di dalam laminar air flow. Ruangan ini harus

terkontrol baik suhu maupun pencahayaannya. Pada kondisi induksi kalus, umumnya

dibutuhkan kondisi gelap, sedangkan untuk regenerasi dan perakaran membutuhkan kondisi

terang sehingga dibutuhkan minimal dua ruang inkubasi. Jika terdapat keterbatasan ruangan

yang tersedia, penggunaan kain hitam sebagai penutup untuk memberikan kondisi gelap pada

ekplan dapat dilakukan. Ruangan ini juga harus dalam keadaan steril sehingga perawatan

secara regular ataupun setelah diakses harus segera dibersihan. Ruangan ini berisi rak-rak besi

dengan dasar berupa kaca untuk memudahkan dalam membersikan debu dan dalam proses

sterilisasi. Khusus untuk kultur sel (dengan media cair), di ruangan inkubasi terdapat mesin

pengocok (shaker) untuk aerasi botol kultur yang berisi sel-sel yang ditumbuhkan.

D. Tipe media dan pembuatan larutan stok

Jenis media yang digunakan dalam kegiatan kultur jaringan sangat spesifik bergantung

spesies yang dikulturkan. Beberapa spesies sangat sensitif terhadap garam organic yang terlalu

tinggi atau membutuhkan zat pengatur tumbuh yang berbeda. Pengembangan formulasi media

dilakukan berdasarkan berbagai tahapan percobaan sehingga diperoleh media yang sesuai.

Gambar 1. menunjukkan beberapa media yang umum digunakan untuk kegiatan kultur jaringan,

di mana media MS merupakan media paling umum digunakan sebagai media dasar.

Untuk mempermudah dan mempercepat kegiatan pembuatan media, pembuatan larutan

stok dianjurkan. Beberapa bahan seperti zat pengatur tumbuh atau vitamin dibutuhkan dalam

rentang konsntrasi yang kecil sehingga menyulitkan dalam penimbangan. Untuk garam mineral

dapat dibuat larutan 10 sampai 1000 kali kebutuhan masing-masing media. Garam mineral juga

terkadang dibuat menjadi stok makro dan stok mikro.

Gambar 1. Beberapa media yang sering digunakan dalam kultur jaringan

Langkah-langkah pembuatan larutan stok adalah sebagai berikut:

Untuk membuat larutan stok nicotinic acid, lihat kebutuhan untuk satu liter media. Misal

pada media MS dibutuhkan 0.5 mg nicotinic acid. Asumsikan kita akan melarutkan 0.5

mg nicotinic acid ke dalam tiap 1 ml aquadest. Untuk membuat larutan stock 100 kali,

maka timbang 50 mg larutkan ke dalam 100 ml aquadest. Setiap kali membuat 1 liter

media MS maka cukup mengambil 1 ml dari larutan stok yang dibuat

Untuk larutan stok ZPT (misal stok IBA), jika dibutuhkan 1 mg/L media untuk perakaran,

dan stok yang dibuat harus mengandung 1 mg/L untuk setiap 1 ml larutan. Maka

timbang 100 mg IBA dan dilarutkan ke dalam 100 ml larutan stok. IBA sangat sulit untuk

larut dalam air, sehingga membutuhkan sejumlah kecil etanol 95%, propanol, atau 1 N

KOH. Banyak zat pengatur tumbuh yang sulit larut dalam air, seperti IAA, IBAM NAA,

2,4-D, BA, 2-iP, dan zeatin dapat dilarutkan menggunakan sedikit alcohol 95%, 100%

propanol, atau 1 N KOH. 1 N KOH merupakan pelarut terbaik untuk kinetin dan ABA,

khusus untuk thidiazuron tidak dapat dilarutkan dalam alcohol ataupun larutan basa

tetapi harus menggunakan dimethylsulfoxide. Semakin sedikit larutan pelarut yang

digunakan, toksisitasnya semakin rendah karena hanya digunakan 1 ml stock per ml

media. Untuk membuat larutan stok IBA namun dengan konsentrasi 5µM per liter media. Cara

pertama adalah lihat bobot molekul IBA (BM IBA adalah 20.3). Menggunakan cara

sebelumnya, jika kita ingin membuat larutan stok berisi 5 µmol dalam 100 ml stok, maka

dibutuhkan 500 µmol atau 0.5 µmol (mM). Jika 1 mol adalah 203.2 g, 1 mmol adalah

203.2 mg, maka….0.5 mmol IBA x 203.2 mg/1 mmol = 101.6 mg IBA yang dibutuhkan.

E. Sterilisasi media dan peralatan

Prinsip dasar kultur jaringan adalah bekerja dalam lingkungan aseptic, sehingga harus

dipastikan ruangan ataupun peralatan yang digunmak dalam keadaan steril. Semua peralatan

dicuci bersih, kemudian dibungkus dengan aluminium foil untuk kemudian di sterilisasi dalam

autoclave. Media untuk botol selai atau dalam tube (untuk perakaran) dapat secara langsung

dibagi per-botol/tube sebelum di sterilisasi, sedangkan media untuk petridish dibagi setelah

disterilisasi dan dilakukan di dalam LAF.

F. Sterilisasi Eksplan

Kegiatan sterilisasi eksplan dapat menggunakan berbagai macam bahan, bahan sterilan

yang umum digunakan adalah 1% sodium hypochlorite (Bayclin dengan kandungan 5%

hypochlorite), alcohol 70%, 10% hydrogen peoksida. Permasalahan kontaminasi, terutama

dengan sumber eksplan berasal dari lapang umumnya lebih sering terjadi sehingga

membutuhkan rentang konsentrasi dan lama paparan yang berbeda-beda. Konsentrasi bahan

sterilan yang semakin tinggi akan membuat waktu paparannya semakin singkat. Hal ini

dikarenakan jaringan tanaman (terutama bagian jaringan muda) rentan mengalami kerusakan

atau keracunan. Sehingga dibutuhkan studi awal konsentrasi dan lama perendaman bahan

sterilan terhadap keberhasilan sterilisasi.

BAB 11. Teknik Pengukuran Kandungan Klorofil Menggunakan Metode Destruktif

Dan Non-destruktif (SPAD dan Spertrofotometer)

Pendahuluan

Selama fotosintesis, antena pigmen dalam kloroplas daun akan menyerap cahaya

matahari, dan melalui transfer resonansi menghasilkan eksitasi yang diarahkan pada reaksi

pigmen bagian tengah, kemudian melepas electron untuk menginisasi proses fitokimia.

Molekul klorofil (klorofil a dan klorofil b) yang dibutuhkan untuk transformasi energi matahari

menjadi ikatan kimia. Dalam perspektif praktis, kandungan klorofil merupakan parameter

paling penting untuk peneliti (fisiologis, ekofisiologis, dan biologis), manajer kebun, dan

petani. Besaran radiasi sinar matahari yang diserap oleh daun sebagian besar merupakan

peranan dari pigmen fotosintesis dalam daun. Reduksi konsentrasi klorofil bisa saja

membatasi proses fotosintesis dan menyebabkan penurunan hasil.

Konsentrasi klorofil daun merupakan parameter penting yang secara berkala

digunakan sebagai indikator perkembangan kloroplast, kapasitas fotosintesis, kandungan

nitrogen daun, atau kesehatan tanaman. Kandungan nitrogen juga berasosiasi dengan

klorofil, sehingga pengukuran kandungan nitrogen secara tidak langsung juga dapat

dilakukan. Kandungan klorofil juga terkait dengan stress fisiologi dan faktor abiotik seperti

cahaya dan ketersediaan air. Kuantifikasi klorofil mampu menghasilkan informasi penting

terkait dengan hubungan antara tanaman dan lingkugannya.

Terdapat beberapa metode untuk mengukur jumlah klorofil dalam daun. Secara

umum metode tersebut dibagi menjadi dua yaitu metode destructif dan non-destructif. Dalam

kegiatan laboratorium, penentuan kandungan klorofil ditentukan secara fotometerrik yang

diikuti dengan ekstraksi pigmen menggunakan pelarut an organic seperti aseton atau

dimethyl formamida. Metode tersebut dikategorikan sebagai metode destructive. Metode

destruktif membutuhkan ekstraksi dari pelarut tertentu, kemudian diikuti dengan pengukuran

menggunakan alat spektrofotometer.

Berdasarkan absorbansi larutan klorofil. Penggunaan teknik non-destruktif dapat dilakukan menggunakan SPAD.

Metode pengukuran Klorofil non-destruktif

Pengukuran kandungan klorofil secara non-destruktif dapat menggunakan SPAD

meter. SPAD meter dapat digunakan sebagai metode alternatif untuk pengukuran klorofil

relatif. Penggunaan alat ini relatif lebih murah, mudah digunakan, bekerja berdasarkan dua

lampu diode dan reseptor berupa photodiode silicon yang mengukur panjang transmisi

cahaya merah (650 nm; referensi panjang gelombang untuk pengaturan perbedaan non

spesifik antar sampel) daerah dari spectrum electromagnetik. Penggunaan alat ini telah

digunakan secara ekstensif baik untuk kegiatan penelitian maupun dalam dunia pertanian,

serta terdapat banyak literature ilmiah yang mendeskripsikan penggunaannya.

Gambar 1. Bagian-bagian SPAD-502

Nilai transmitansi kemudian yang digunakan alat ini untuk mengeluarkan nilai relatif

dari SPAD (0.0-50.0). Dalam rangka untuk mengkonversi nilai relatif SPAD meter ke dalam

unit konsentrasi klorofil absolute, maka dibutuhkan curva kalibrasi. Pada praktikum kali ini

dilakukan pengukuran SPAD KWF.

Metode pengukuran Klorofil destruktif

Spektrofotomer merupakan salah satu alat yang digunakan untuk mengkuantifikasi

kandungan klorofil tanaman. Jika menggunakan SPAD maka nilai yang muncul adalah nilai

relatif yang tidak menampilkan data kuantifikasi, maka untuk mengkuantifikasinya dilakukan

menggunakan alat ini. Metode ini merupakan metode destruktif, serta membutuhkan

penangan lab yang baik.

Spektrofotometer sendiri merupakan alat yang digunakan untuk mengukur absorbansi

dengan cara melewatkan cahaya panjang gelombang tertentu pada suatu objek kaca atau

kuvet. Sebagian cahaya akan diserap sedangkan sebagian lain kaan diteruskan, Nilai

absorbansi dari cahaya yang diserap akan sebanding dengan konsentrasi dalam larutan.

Karena prinsip tersebut maka konsentrasi klorofil dalam daun dapat diduga.

Alat dan BahanDaun tanaman yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah daun tanaman cabai

(Capsicum annum dan Capsicum Frustescens), dimethyl formamida/aseton. Alat yang

digunakan dalam praktikum kali ini adalah SPAD KWF, spektofotometer.

Cara KerjaMetode non-destruktif (SPAD Meter) (Konika Minolta 2013)

1. Pilih daun yang akan dijadikan sampel percobaan

2. Hidupkan alat dengan memutar bagian power

3. Masukkan daun pada bagian heading measure

4. Tutup bagian heading measure

5. Nilai relatif setiap sampel daun akan muncul di layar

6. Tekan tombol average button untuk merata-rata nilai relatif dari sampel

7. Bandingkan nilai relatif antara C. annum dan C. frustescens, serta lakukan

Pembahasan1. Potong daun tanaman sampel menjadi bulat dengan diameter 0.5 cm

2. Timbang berat masing-masing daun (agar data hanya dipengaruhi luasan

area tidak karena perbedaan bobot daun

3. Esktrak daun menggunakan pelarut

4. hitung nilai absorbansi masing-masing ekstrak yang dibuat.

5. Bahas hasil pengerjaan saudara

BAB 12 . PENGUKURAN PH TANAH

Pendahuluan Tanah memiliki peran penting dalam budidaya karena merupakan media bagi

pertumbuhan dan produksi tanaman, untuk memenuhi kebutuhan tanaman makatanah harus mampu memenuhi kebutuhan unsur hara tanaman. Salah satu indikatorkesuburan tanah adalah kemampuan tanaman menyerap dan menyediakan unsurhara. Faktor penting yang mempengaruhi penyerapan unsur hara adalah derajadkeasaman tanah atau pH tanah. Ada beberapa alat yang dapat digunakan untukmengukur pH salah satunya pH meter untuk mengukur pH berbagai zat, pH tancapuntuk mengukur pH tanah dan indikator universal.

pH meter adalah alat elektronik yang digunakan untuk mengukur pH(keasaman atau alkalinitas) dari cairan (meskipun probe khusus terkadangdigunakan untuk mengukur pH zat semi-padat). Sebuah pH meter khas terdiri dariprobe pengukuran khusus atau elektroda yang terhubung ke meteran elektronikyang mengukur dan menampilkan pembacaan pH. Probe atau Elektroda merupakanbagian penting dari pH meter, Elektroda adalah batang seperti struktur biasanyaterbuat dari kaca. Pada bagian bawah elektroda ada bohlam, bohlam merupakanbagian sensitif dari probe yang berisi sensor. Jangan pernah menyentuh boladengan tangan dan bersihkan dengan bantuan kertas tisu dengan tangan sangatlembut. Untuk mengukur pH larutan, probe dicelupkan ke dalam larutan. Probedipasang di lengan dikenal sebagai probe lengan.

PH meter ini tidak boleh digunakan untuk mengukur cairan seperti air panasmelebihi suhu kamar karena pengukuran menjadi tidak presisi, air es / air dingindibawah suhu kamar karena pengukuran menjadi tidak presisidan jenis air / cairan lainnya yg tidak masuk dalam range pengukuran dari spesifikasialat ini TujuanSetelah mengikuti praktikum ini praktikan diharapkan mampu melakukanpengukuran pH dengan alat pengukur pH yang tersedia

Bahan dan Alat :Tanah, aquades, botol film, pH meter, pH tancap, botol semprot, botol film, beakerglass

Prosedur KerjaPengukuran pH dengan pH meter1. Siapkan tanah kering angin sebanyak 5 g (ditimbang dengan timbangan digital).2. Masukkan kelima contoh kedalam botol film yang telah disediakan.3. Tambahkan 12,5 ml air suling (pH 7) kedalam vial.4. Kocok tanah selama 5 menit.5. Bilas elektroda pH meter yang tersedia dengan aquades lalu keringkan.6. Masukkan kedalam suspensi tanah yang ada didalam botol film7. Lakukan pembacaan pH meter, ulangi prosedur ini sebanyak 5 kali.8. Bersihkan elektroda lalu keringkan dengan tisu

Pengukuran pH dengan pH tancap1. Basahi permukaan tanah dengan tetesan air agar lembab3. Tancapkan pH tancap pada permukaan tanah yang lembab4. Baca jarum penunjuk pada PH stik yang menunjukkan besarnya pH tanah tersebut

lakukan pengamatan pada 5 titik yang berbeda pada suatu areal penanaman

Pengukuran pH dengan pH universal1. Siapkan tanah kering udara sebanyak 5 g (ditimbang dengan timbangan digital).2. Masukkan kelima contoh kedalam botol film yang telah disediakan.3. Tambahkan 12,5 ml air suling (pH 7) kedalam vial.4. Kocok tanah selama 5 menit.5. Celupkan indikator universal (jangan melebihi tanda). 6. Cocokkan warna yang dihasilkan dengan kemasan indikator universal untuk

mengetahui pHnya