uji toksisitas akuatik

Universitas Gadjah Mada

III. UJI TOKSISITAS AKUATIK

A. Uji Toksisitas

Toksisitas adalah kemampuan suatu bahan atau senyawa kimia untuk

menimbulkan kerusakan pada saat mengenai bagian dalam atau permukaan tubuh

yang peka. Uji toksisitas digunakan untuk mempelajari pengaruh suatu bahan kimia

toksik atau bahan pencemar terhadap organisme tertentu. Dalam toksikologi dan uji

tokisitas sering digunakan istilah-istilah berikut:

1. Akut : tanggapan berat dan cepat terhadap rangsang,

biasanya dalam waktu 4 hari untuk ikan dan

biota akuatik lainnya.

2. Subakut : tanggapan terhadap rangsang yang tidak se-

berat tanggapan akut, timbul dalam waktu lebih

lama dan dapat menjadi akut.

3. Kronik : tanggapan terhadap rangsang yang berlang-

sung dalam waktu lama, paling tidak mencapai >

0,1 masa hidup.

4. Letal : rangsang pada konsentrasi yang dapat me-

nyebabkan kematian secara langsung.

5. Subletal : rangsang pada konsentrasi di bawah kon-

sentrasi yang dapat menyebabkan kematian

secara langsung.

6. Bioassay Aquatic : uji toksisitas dengan menggunakan biota air

guns mengetahui pengaruh bahan toksik atau

faktor-faktor lingkungan.

7. Uji Toksisitas Dinamik : uji toksisitas pada organisme uji yang diper-

(Flow-through Toxicity Test) lakukan dengan serangkaian konsentrasi bahan

toksik yang toksikan dan air ujinya selalu diganti.

Biasanya organisme uji diperlakukan dalam air uji

yang mengalir selama > 4 hari.

8. Uji Toksisitas Statik : uji toksisitas pada organisme uji yang diper-

(Static Toxicity Test) lakukan dengan serangkaian konsentrasi bahan

toksik tanpa penggantian air uji.

9. Dosis Letal-50 : dosis bahan toksik yang dapat menyebabkan

(Lethal Dose-50 atau LD50) kematian 50% populasi organisme uji dalam

periode waktu tertentu.


10 Konsentrasi Letal-50 : konsentrasi atau kadar bahan toksik yang

(Lethal Concentration-50 dapat menyebabkan kematian 50% populasi atau

LC50)organisme uji dalam periode waktu tertentu.

11 Dosis Efektif-50 : dosis bahan toksik yang menyebabkan peru-

(Effective Dose-50 bahan tingkah laku dan tanggapan fisiologik

atau ED50) tertentu pada 50% populasi organisme uji dalam

periode waktu tertentu.

12 Konsentrasi Efektif-50 : konsentrasi bahan toksik yang menyebabkan

(Effective Concentration-50 efek tertentu pada 50% populasi organisme

atau EC50) uji dalam periode waktu tertentu.

13 Konsentrasi Aman : konsentrasi maksimum bahan toksik yang

(Safe Concentration tidak membahayakan organisme setelah ber-

atau SC) sentuhan dengan bahan tersebut dalam periode

waktu lama, setidak-tidaknya satu generasi.

14 Konsentrasi Toksikan Mak- : konsentrasi bahan toksik yang mungkin ter-

simal yang Diperbolehkan dapat dalam air tanpa menyebabkan gang-

(Maximum Alloable guan berarti bagi organisme air.

Toxicant Concentration

atau MATC)

Penentuan toksisitas akut umumnya digunakan untuk menentukan tingkat

konsentrasi bahan toksik yang menimbulkan efek merugikan terhadap persentase

spesifik organisme uji dalam periode waktu yang pendek. Penentuan toksisitas akut

yang paling umum yaitu penentuan mortalitas atau letalitas akut.

Pada umumnya toksisitas diekspresikan sebagai [C50 atau LD50 yaitu konsentrasi

atau dosis yang dalam kondisi spesifik menyebabkan mortalitas separoh populasi

organisme dalam jangka waktu tertentu. Secara eksperimental efek 50% populasi

merupakan ukuran toksisitas yang paling reproduksibel suatu bahan toksik terhadap

suatu kelompok organisme uji. Waktu 96 jam merupakan lama (durasi) persentuhan

yang mullah dan umum digunakan, oleh karena itu pengukuran toksisitas akut yang

paling banyak dilakukan yaitu penentuan LC50-96 jam.


B. Bahan, Alat dan Organisme Uji

Peaksanaan uji toksisitas yang banyak digunakan yaitu uji toksisitas statik. Dalam

uji toksisitas statik, organisme uji dan larutan uji ditempatkan dalam bejana-bejana uji

selama durasi waktu pengujian.

1. Bahan dan alat

Bahan yang digunakan dalam uji toksisitas dapat berupa berbagai senyawa kimia

baik organik maupun anorganik, misalnya: air limbah, satu atau lebih senyawa kimia

murni, pestida, dan lain-lain. Bahan uji lainnya yang mutlak diperlukan dalam uji

toksisitas akuatik yaitu air. Guna memperoleh hasil uji toksisitas yang baik dan akurat,

air uji harus memenuhi beberapa persyaratan berikut:

a. suhu berkisar antara 25-27C dengan amplitudo harian kurang dari 5C

b. derajat keasaman (pH) sebaiknya antara 6,0-7,5 atau setidak-tidaknya antara 5,0-

9,0

c. kandungan oksigen (O2) telarut antara 4,0-8,0 ppm atau setidak-tidaknya tidak

kurang dari 3 ppm

d. kandungan karbon dioksida (CO2) bebas antara 3,0-15,0 ppm atau setidaktidaknya

kurang dari 50,0 ppm

e. kandungan ammonia, nitrit atau nitrat tidak lebih dari 10,0 ppm

f. kandungan HCO3 antara 60,0-70,0 ppm

g. volume air sekitar satu liter per 0,8 g berat ikan.

Alat yang diperlukan dalam uji toksisitas antara lain bejana uji, aerator, dan

berbagai alat pendukung lainnya. Bejana uji yang baik yaitu yang terbuat dari bahan

gelas.

2. Organisme Uji

Dalam uji toksisitas dapat digunakan berbagai jenis organisme, misalnya anggota

kelompok crustacea, mollusca atau pisces (ikan); walaupun demikian, terdapat jenis-

jenis organisme uji yang direkomendasikan sejumlah besar referensi digunakan dalam

uji toksisitas baku, misalnya: Daphnia magna, Daphnia pulex, Chironomus plumosus,

Carrassius auratus, Cyprinus carpio dan


Clarias batrachus (Johnson dan Finley 1980). Guna menjaga homogenitas, hewan uji

yang digunakan sebaiknya berasal dari satu tempat yang sama. Jika menggunakan

ikan sebagai hewan uji, maka sebaiknya ikan yang digunakan mempunyai berat 0,2-

1,5 g (fingerling fish). Guna meningkatkan akurasi hasil, sebaiknya hewan uji yang

digunakan umurnya relatif sama. Jika menggunakan ikan, maka umur yang relatif

sama tersebut dapat didekati dengan menggunakan ikan yang mempunyai

perbandingan ukuran panjang baku ikan yang terkecil dengan ikan yang terbesar tidak

lebih dari 1 : 1,5; misalnya jika panjang baku ikan terkecil yang digunakan = 3 cm,

maka panjang baku ikan uji terbesar yang boleh digunakan maksimal = 4,5 cm.

3. Tatalaksana uji toksisitas

Pelaksanaan uji toksisitas diawali dengan tahap pemeliharaan (holding),

kemudian dilanjutkan dengan aklimasi (acclimation), uji pendahuluan (exploratory test)

dan uji sesungguhnya (full-scale test).

a. Pemeliharaan (holding)

1) Hewan uji dipindahkan dari lingkungan asal (misalnya kolam) ke air

pemeliharaan yang ditempatkan dalam laboratorium.

2) Lama pemeliharaan sejak diperoleh dari daerah asal kemudian diangkut ke

tempat pemeliharaan lebih kurang 14 hari.

3) Hewan uji diberi pakan satu kali per hari.

4) Hewan uji yang mati atau abnormal segera dibuang (Anonymous 1975).

b. Aklimasi (acclimation)

1) Hewan uji diadaptasikan dengan keadaan fisik laboratorium (lingkungan

pengujian) dengan cara berangsur-angsur dipindahkan dari 100% air

pemeliharaan ke 100% air uji.

2) Aklimasi dianjurkan selama minimal 10 hari. Apabila dalam waktu 48 jam lebih

dari 3% populasi hewan uji mati, maka populasi hewan uji dianggap tidak

memenuhi syarat untuk pengujian.

3) Dua hari sebelum diperlakukan, hewan uji tidak diberi pakan.


c. Uji pendahuluan (exploratory test)

1) Masing-masing bejana uji diisi dengan 10 liter air jika hewan uji yang

digunakan sebanyak 10 ekor ikan dengan panjang 4-6 cm atau 1 liter air

untuk tiap 0,96 gram berat ikan.

2) Ke dalam tiap-tiap bejana uji yang telah diisi air dimasukkan 10 ekor hewan

uji.

3) Ke dalam masing-masing bejana uji dimasukkan bahan pencemar

dengan beberapa variasi konsentrasi.

4) Dilakukan pengamatan pola aktivitas hewan uji setiap 24 jam, mulai dari

0 jam sampai dengan 96 jam.

5) Penentuan LC50-96 jam dilakukan dengan pendekatan analisis regresi linier

sederhana atau dengan cara mengekstrapolasi titik ordinat 50% (sumbu Y)

ke garis regresi linier yang digambar di atas kertas grafik kemudian ditarik

garis tegak lurus absis (sumbu X).

d. Uji sesungguhnya (full-scale test)

1) Berdasarkan nilai LC50-96 jam uji pendahuluan, dilakukan uji toksisitas

dengan cara yang sama tetapi dengan variasi konsentrasi yang lebih sempit

di sekitar LC50-96 jam uji pendahuluan dengan mengacu pada skala

logaritmik Rand (Rand 1980).

2) Dilakukan pengamatan pola aktivitas hewan uji (meliputi frekuensi

pernafasan, pola gerak, dan escape reflex) pada 0 jam, 24 jam, 48 jam, 72

jam dan 96 jam serta pengukuran kualitas air uji pada 0 jam, 48 jam dan 96

jam.

3) Penentuan LC50-96 jam dilakukan dengan pendekatan analisis regresi linier

sederhana atau dengan cara menginterpolasi titik ordinat 50% (sumbu Y) ke

garis regresi linier yang digambar di atas kertas grafik (milimeter blok)

kemudian ditarik garis tegak lurus absis (sumbu X).

Dalam uji toksisitas sebaiknya dilakukan aerasi pada setiap bejana uji, walaupun

sebagai pembanding dapat juga dilakukan pengujian tanpa pemberian aerasi.

Pemberian aerasi bertujuan agar diperoleh hasil yang lebih akurat karena efek yang

terjadi betul-betul disebabkan oleh bahan uji (senyawa kimia, air limbah, dan lain-lain),

bukan karena kekurangan oksiaen selama masa pengujian.


Berikut ini merupakan variasi konsentrasi progresif bahan pencemar pada skala

logaritmik yang banyak digunakan sebagai acuan dalam uji toksisitas:

Kolom 1 Kolom 2 Kolom 3 Kolom 4 Kolom 5

10,0

8,7

7,5

6,5

5,6

4,2

3,7

3,2

2,8

2,4

2,1

1,8

1,55

1,35

1,15

1,0

(Sumber: Rand, 1980)

Catatan: angka-angka dalam kolom-kolom tabel di atas dapat dikalikan atau dibagi

dengan angka basis 10, misalnya 10-3, 10-2, 10-1, 102, 103, dan seterusnya.

Umumnya penggunaan konsentrasi pada kolom-kolom 2, 3 dan 4 sudah

memadai untuk suatu pengujian pestisida. Guna memperoleh data yang

lebih akurat dapat digunakan angka-angka pada kolom 5.

C. Tolokukur subletal

Dalam uji toksisitas disamping tolokukur kematian atau letalitas, jugs sering

digunakan tolokukur subletal. Menurut Mitrovic (1972) beberapa tolokukur subletal

tersebut antara lain:

1. perubahan sifat biologik penting seperti laju pertumbuhan, cars makan, pematangan

(maturation) sel kelamin, kemampuan fertilisasi, perkembangan telur, kelulus

hidupan (survival rate) anak ikan, dan lain-lain.


2. gangguan fungsi (patofisiologik), dapat diamati dengan pengukuran hematologik

dan derajat metabolik, mempelajari aktivitas imunobiologik dan enzimatik atau

pengamatan tingkah laku.

3. perubahan patomorfologik, meliputi perubahan morfologik eksternal hingga

kerusakan histologik dan sitologik.

Menurut Tandjung (1982) perubahan patomorfologik berupa perubahan morfologik

hingga kerusakan histologik branchia ikan dapat dihubungkan dengan tingkat

pencemaran air tempat ikan tersebut hidup dan/atau ditemukan. Metoda Tandjung

yang berupa pengamatan terhadap perubahan atau kerusakan struktur mikroanatomi

branchia dapat digunakan untuk menentukan tingkat pencemaran air.

Kerusakan Branchia Patomorfologik Branchia

Tingkat 1 : terjadi edema pada lamellae secundariae

branchiales (menunjukkan telah terjadi pengotoran

air tetapi belum merupakan pencemaran)

Tingkat 2 : terjadi hyperplasia pada pangkal lamellae

secundariae branchiales (menunjukkan gejala terjadi

pencemaran) Tingkat 3 : terjadi penyatuan dua lamellae secundariae

branchiales (menunjukkan telah terjadi pencemaran

ringan) Tingkat 4 : terjadi hyperplasia pada hampir seluruh lamellae se-

cundariae branchiales (menunjukkan telah terjadi pen-

cemaran sedang)

Tingkat 5 : terjadi kerusakan dan hilangnya struktur lamellae se-

cundariae branchiales serta hilangnya bentuk

filamentum branchiale (menunjukkan telah terjadi

pencemaran berat).

Pada banyak uji toksisitas dan kajian tentang pencemaran air sering ditemukan

terjadinya perubahan sitologik berupa terjadinya degenerasi (perubahan struktur) dan

kematian sel. Fase-fase degenerasi dan kematian sel yang sering terlihat pada organ

atau jaringan tubuh organisme yang telah terpapar


bahan kimia toksik atau bahan pencemar lainnya meliputi perubahan-perubahan

berikut (Price dan Wilson 1984):

1. Pembengkakan sel. Pada fase pembengkakan sel, sitoplasma sel yang

mengalami pembengkakan (cloudy swelling) terlihat granuler. Hal ini disebabkan

sewaktu air tertimbun dalam sitoplasma, organella sitoplasmatik juga menyerap

air sehingga dapat terjadi pembengkakan mitokondria, pembesaran retikulum

endoplasma dan lain-lain. Jika terjadi masukan air yang besar, sebagian

organella seperti retikulum endoplasma dapat berubah menjadi kantong-kantong

berisi air sehingga sitoplasma terlihat bervakuola. Perubahan semacam itu

disebut perubahan hidropik atau perubahan vakuoler.

2. Degenerasi lemak (fatty degeneration). Fase kedua degenerasi sel ini merupakan

akibat lebih lanjut dari pembengkakan sel dan sering disebut sebagai infiltrasi

lemak. Akibat adanya penimbunan intraseluler, sitoplasma tampak bervakuola

dengan mekanisme sangat mirip dengan yang terjadi pada perubahan hidropik

tetapi vakuola tersebut berisi lemak.

3. Kematian sel (necrosis). Setelah terjadi pembengkakan sel dan degenerasi

lemak, fase berikutnya yaitu kematian sel atau nekrosis. Walaupun perubahan

yang terjadi dalam jaringan nekrotik dapat melibatkan sitoplasma tetapi yang

paling jelas terlihat mengalami perubahan yaitu inti sel (nukleus).

a. Piknosis ditandai dengan nukleus mengkerut, batas nukleus tidak

beraturan sehingga bentuk nukleus juga menjadi tidak

beraturan dan terjadi kondensasi butir-butir kromatin menjadi

satu globulus;

b. Karyorrhexis : ditandai dengan nukleus pecah dan butir-butir kromatin

hancur menjadi pecahan-pecahan yang tersebar dalam sel;

c. Karyolysis : ditandai dengan butir-butir kromatin yang larut dan ber-

difusi melalui membran nukleus,


4. Pengapuran (calcification), hanya dapat terjadi pada jaringan yang mampu mengikat

garam dapur (NaCI) atau kalsium (Ca) seperti matriks cartilaginous pada ujung

tulang yang sedang tumbuh dan jaringan osteoid yang baru dibentuk oleh

osteoblast. Faktor-faktor yang dapat mempengaruhi pengendapan kalsium yaitu

keadaan patologik jaringan serta kadar garam kalsium dalam darah.

Gambar berikut menunjukkan kronologi kematian sel atau necrosis yang dapat terlihat

dengan jelas pada terjadinya perubahan pada inti sel (nukleus):

uji toksisitas akuatik

Documents