sensitivitas metode mcmaster dan selofan … · masa prepaten cacing . s. obvelata. adalah 11-15...
TRANSCRIPT
SENSITIVITAS METODE McMASTER DAN SELOFAN–
PERIANAL DALAM DIAGNOSIS CACING KREMI
(Fam. Oxyuridae) PADA MENCIT (Mus musculus)
EVA CHAROLINA LIENG KOBUN
FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2017
PERNYATAAN MENGENAI SKRIPSI DAN
SUMBER INFORMASI SERTA PELIMPAHAN HAK CIPTA
Dengan ini Saya menyatakan bahwa skripsi berjudul Sensitivitas Metode
McMaster dan Selofan–Perianal dalam Diagnosis Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae)
pada Mencit (Mus musculus) adalah benar karya Saya dengan arahan dari Komisi
Pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk apa pun kepada perguruan tinggi
mana pun. Sumber informasi yang berasal atau dikutip dari karya yang diterbitkan
maupun tidak diterbitkan dari Penulis lain telah disebutkan dalam teks dan
dicantumkan dalam Daftar Pustaka di bagian akhir skripsi ini.
Dengan ini Saya melimpahkan hak cipta dari karya tulis Saya kepada Institut
Pertanian Bogor.
Bogor, Oktober 2017
Eva Charolina Lieng Kobun
NIM B04130191
ABSTRAK
EVA CHAROLINA LIENG KOBUN. Sensitivitas Metode McMaster dan Selofan–
Perianal dalam Diagnosis Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae) pada Mencit
(Mus musculus). Dibimbing oleh ELOK BUDI RETNANI dan FADJAR SATRIJA.
Metode McMaster dan Metode Selofan–Perianal merupakan metode yang
umum digunakan untuk mendiagnosis telur cacing kremi pada mencit (Mus
musculus) melalui pemeriksaan mikroskopik telur cacing. Penelitian ini bertujuan
untuk menghitung sensitivitas Metode McMaster dan Selofan-Perianal dalam
mendeteksi telur cacing Syphacia obvelata dan Aspicularis tetraptera pada mencit.
Sebanyak 49 mencit yang digunakan dalam penelitian ini diinfeksi buatan dengan
telur infektif S. obvelata dan A. tetraptera. Pengumpulan sampel feses mencit
dilakukan pada malam hari selama empat hari berturut-turut. Analisis koprologik
dilakukan secara kuantitatif menggunakan metode McMaster dan semi-kuantitatif
menggunakan metode selofan–perianal. Sensitivitas Metode McMaster dan
Selofan–Perianal dihitung berdasarkan jumlah telur dari masing-masing metode
dan jumlah cacing dewasa hasil nekropsi. Hasil penelitian menunjukkan bahwa
sensitivitas metode McMaster dan metode Selofan–Perianal untuk mendiagnosis
cacing S. obvelata masing-masing sebesar 0% dan 86.36%, sedangkan sensitivitas
A. tetraptera sebesar 4.55% dan 9.09%.
Kata kunci: Aspiculuris tetraptera, McMaster, Selofan–Perianal, Syphacia obvelata
ABSTRACT
EVA CHAROLINA LIENG KOBUN. Sensitivity of McMaster and Selofan-
Perianal Methods to Diagnose Pinworms (Fam. Oxyuridae) on Mice
(Mus musculus). Supervised by ELOK BUDI RETNANI and FADJAR SATRIJA.
The McMaster and Selofan-Perianal methods are common microscopic
examination methods used to diagnose pinworm eggs in mice (Mus musculus). This
study was aimed to calculate the sensitivity of McMaster and Selofan-Perianal
methods in detecting eggs of Syphacia obvelata and Aspicularis tetraptera in mice.
A total of 49 mice were used in this research experimentally infected with S.
obvelata and A. tetraptera infective eggs. Individual fecal sampling of mice was
performed at night for four consecutive days. Coprological examination with
quantitative McMaster method and semi-quantitative Selofan-Perianal method
were performed. Sensitivity of McMaster and Selofan-Perianal methods were
calculated based on the number of eggs of each method and the number of post-
mortem adult worms counts. The results showed that the sensitivity of the McMaster
method and Selofan-Perianal method to diagnose S. obvelata were 0% and 86.36%,
respectively. Whereas sensitivity of the two methods to diagnose A. tetraptera
infection were 4.55% for the McMaster method and 9.09% for the Selofan-Perianal
method.
Keywords: Aspiculuris tetraptera, McMaster, Selofan-Perianal, Syphacia obvelata
Skripsi
sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar
Sarjana Kedokteran Hewan
pada
Fakultas Kedokteran Hewan
SENSITIVITAS METODE McMASTER DAN SELOFAN–
PERIANAL DALAM DIAGNOSIS CACING KREMI
(Fam. Oxyuridae) PADA MENCIT (Mus musculus)
EVA CHAROLINA LIENG KOBUN
FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN
INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR
2017
PRAKATA
Puji dan syukur Penulis panjatkan kepada Tuhan Yang Maha Esa atas segala
karunia-Nya sehingga karya ilmiah ini berhasil diselesaikan. Tema yang dipilih
adalah cacing kremi pada mencit. Penelitian ini dilaksanakan sejak bulan Januari
sampai dengan April 2017 dengan judul Sensitivitas Metode McMaster dan
Selofan–Perianal dalam Diagnosis Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae) pada mencit
(Mus musculus). Terima kasih Penulis ucapkan kepada Dr Drh Elok Budi Retnani,
MS selaku dosen pembimbing I dan pembimbing akademik, serta Drh Fadjar
Satrija, MSc, PhD selaku dosen pembimbing II atas segala bimbingan, nasihat, serta
dukungannya. Ucapan terima kasih juga Penulis sampaikan kepada Ibu Sri
Wahyuni yang sudah menerima Penulis bergabung dalam penelitian ini.
Terima kasih Penulis ucapkan kepada ayah dan ibu, serta seluruh keluarga,
atas segala doa dan kasih sayangnya. Terima kasih tidak lupa Penulis ucapkan
kepada Pemerintah Provinsi NTT selaku penyandang dana beasiswa selama
perkuliahan. Terima kasih juga Penulis ucapkan kepada Helena Amadea Bhena
yang telah menjadi rekan penelitian, serta teman-teman yang turut membantu
selama penelitian dan penyusunan skripsi.
Penulis menyadari bahwa dalam penulisan skripsi ini masih adanya
kesalahan, untuk itu kritik dan saran yang membangun sangat diharapkan Penulis.
Semoga karya ilmiah ini bermanfaat.
Bogor, Oktober 2017
Eva Charolina Lieng Kobun
DAFTAR ISI
DAFTAR TABEL ix
DAFTAR GAMBAR ix
PENDAHULUAN 1
Latar Belakang 1
Tujuan Penelitian 1
Manfaat Penelitian 2
TINJAUAN PUSTAKA 2
Mencit (Mus musculus) 2
Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae) 2
METODE 4
Tempat dan Waktu 4
Alat dan Bahan 4
Prosedur Penelitian 4
HASIL DAN PEMBAHASAN 7
Sensitivitas Metode McMaster dan Metode Selofan-Perianal 7
Hubungan antara Jumlah Telur dan Jumlah Cacing Dewasa Syphacia obvelata 8
Hubungan antara Jumlah telur dan Jumlah Cacing Dewasa Aspiculuris
tetraptera 9
SIMPULAN DAN SARAN 10
Simpulan 10
Saran 11
DAFTAR PUSTAKA 11
RIWAYAT HIDUP 13
DAFTAR TABEL
1 Sensitivitas metode McMaster dan metode Selofan-Perianal 7
DAFTAR GAMBAR
1 Telur cacing Syphacia obvelata dan telur cacing Aspiculuris tetraptera 3 2 Bagian anterior Cacing Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera 4 3 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Syphacia obvelata
menggunakan metode McMaster dan Selofan-Perianal 9 4 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Aspiculuris tetraptera
menggunakan metode McMaster dan Selofan-Perianal 10
PENDAHULUAN
Latar Belakang
Ilmu kedokteran semakin berkembang dewasa ini. Hal ini mengakibatkan
pemanfaatan hewan sebagai obyek penelitian juga terus meningkat di antaranya
mencit (Mus musculus). Mencit memiliki beberapa keunggulan untuk dijadikan
sebagai hewan laboratorium. Berdasarkan aspek pemeliharaanya mencit mudah
ditangani karena tidak temperamental, mudah beradaptasi serta memiliki siklus
reproduksi pendek (Akbar 2010). Secara ekonomis hewan laboratorium ini relatif
murah. Jumlah anak mencit relatif banyak per kelahiran yaitu 6-15 ekor (Nugroho
dan Rahayu 2017). Menurut National Human Genome Research Institute (2000),
mencit memiliki keseragaman genetik dan mirip manusia.
Standar biosekuriti yang baik dalam pengelolaan hewan laboratorium mutlak
diperlukan untuk menghindari respon biologik yang menyimpang dari perlakuan
penelitian. Oleh karena itu, status kesehatan hewan laboratorium sebagai obyek
penelitian harus terjaga. Agen penyakit yang dapat menginfeksi mencit di antaranya
parasit, bakteri, virus maupun fungi (Baker 1998). Agen parasit yang sering
ditemukan menginfeksi mencit adalah cacing kremi (Fam. Oxyuridae) yaitu
Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera (Baker 2007).
Habitat dari masing-masing cacing kremi berbeda. Cacing dewasa S. obvelata
hidupnya di sekum sampai mencapai tahap perkembangbiakan, kemudian cacing
betina akan bermigrasi menuju anus untuk meletakkan telurnya di daerah perianal.
Habitat cacing A. tetraptera di kolon. Telur cacing A. tetaptera didepositkan di
dalam kolon dan keluar bersama feses (Anderson 2000). Jenis cacing ini juga dapat
digunakan sebagai cacing model dalam penelitian untuk menguji efektivitas
antelmintika (Zenner 1998). Berkaitan dengan itu, maka diperlukan protokol
diagnosis cacing kremi yang akurat untuk pengelolaan hewan laboratorium.
Gold standard dalam diagnosis cacing kremi adalah menemukan cacing
dewasa di dalam sekum maupun kolon inang definitif (Gerwin et al. 2017).
Perbedaan biologik cacing S. obvelata dan A. tetraptera menyebabkan perbedaan
pula pada teknik diagnosisnya. Diagnosis yang umum digunakan untuk
pemeriksaan antermortem adalah Selofan-Perianal (kualitatif) untuk S. ovbelata
dan flotasi sederhana atau McMaster (kuantitatif) untuk A. tetraptera.
Tujuan Penelitian
Penelitian ini bertujuan untuk menghitung sensitivitas metode McMaster dan
Selofan–Perianal dalam mendiagnosis infeksi cacing kremi (Syphacia obvelata dan
Aspiculuris tetraptera) pada mencit (Mus musculus). Disamping itu, penelitian ini
mencoba metode pemeriksaan semi–kuantitatif menggunakan teknik Selofan–
Perianal untuk mendiagnosis S. obvelata.
2
Manfaat Penelitian
Penelitian ini diharapkan dapat memberikan informasi mengenai tingkat
sensitivitas metode McMaster dan metode Selofan–Perianal untuk mendeteksi telur
cacing kremi (Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera) pada mencit (Mus
musculus).
TINJAUAN PUSTAKA
Mencit (Mus musculus)
Klasifikasi taksonomi Mus musculus menurut Besselsen (2004) sebagai
berikut:
Kingdom : Animalia
Filum : Chordata
Subfilum : Vertebrata
Kelas : Mamalia
Subkelas : Theria
Ordo : Rodensia
Subordo : Sciurognathi
Family : Muridae
Fubfamily : Murinae
Genus : Mus
Spesies : Mus musculus
Mencit (Mus musculus) adalah hewan pengerat (rodensia) yang mudah
berkembangbiak, mudah dipelihara dalam jumlah banyak, memiliki genetik yang
seragam dan mirip dengan manusia. Mencit adalah hewan laboratorium yang
digunakan untuk berbagai penelitian. Galur mencit yang sering digunakan dalam
penelitian adalah mencit albino Swiss (Swiss albino Mice) yang dibagi berdasarkan
sifat genetik dan sifat lingkungan hidupnya (Malole dan Pramono 1989). Mencit
dimasukkan dalam ordo rodensia karena memiliki sepasang gigi seri yang
berbentuk pahat dan sangat tajam yang senantiasa tumbuh terus (Sigit 2004).
Cacing Kremi (Fam. Oxyuridae)
Syphacia obvelata
Spesies Syphacia obvelata merupakan parasit kosmopolitan yang sering
menginfeksi mencit liar dan mencit laboratorium (Mus musculus). Infeksi
campuran sering terjadi antara Syphacia obvelata dengan Aspiculuris tetraptera
untuk menginfeksi inangnya (Wescott 1982).
Ukuran cacing S. obvelata betina lebih panjang yaitu 3.4-5.8 mm daripada
ukuran jantan yaitu 1.1-1.5 mm, keduanya memiliki servikal alae yang kecil, rongga
mulut yang sederhana dengan tiga bibir. Cacing jantan memiliki spikula yang
panjang dan sangat jelas. Posisi vulva cacing betina terletak di dekat ujung anterior
tubuh. Vulva betina berada di dekat ujung anterior tubuh. Telur S. obvelata
3
memiliki morfologi yang unik yaitu flat di salah satu sisi dan cembung di sisi
lainnya dengan ukuran telur S. obvelata sekitar 134×36 μm (Wescott 1982).
Inang definitif terinfeksi dengan menelan telur infektif. Telur menetas di
bagian usus halus kemudian migrasi ke dalam sekum dalam waktu 24 jam.
Selanjutnya larva menetap di dalam sekum hingga mencapai tahap dewasa. Cacing
betina yang telah gravid bermigrasi ke anus dan meletakkan telurnya di daerah
perianal dan menjadi infektif 5-20 jam setelah dideposit. Masa prepaten cacing S.
obvelata adalah 11-15 hari. Hewan yang usianya lebih muda (3-4 minggu) lebih
cenderung terinfeksi cacing S. obvelata dibandingkan A. tetraptera yang pertama
kali muncul ada mencit pada usia 5-6 minggu (Pritchett dan Johnston 2002).
Aspiculuris tetraptera
Aspiculuris tetraptera merupakan parasit Oxyurid yang bersifat kosmopolitan,
baik pada mencit liar maupun mencit laboratorium (Mehlhorn 2008). Ukuran
cacing betina lebih besar daripada cacing jantan, yakni 2.6-4.4 mm untuk cacing
betina dan 2.0-2.6 mm untuk cacing jantan. Cacing jantan maupun betina memiliki
servikal alae yang luas pada bagian tubuh anterior, rongga mulut yang sederhana,
dan tiga bibir, esofagus panjang berbentuk oval, dan ekor berbentuk kerucut.
Spikula cacing jantan lebih pendek dibandingkan spikula S. obvelata dan vulva
pada cacing betina terletak di bagian tengah tubuh cacing. Telur cacing berbentuk
lonjong di kedua sisinya dengan ukuran telur 90×41 𝜇m (Wescott 1982).
Infeksi telur A. tetraptera pada mencit terjadi secara oral, karena telur infektif
ikut tertelan bersama-sama dengan pakan. Telur yang tertelan kemudian menetas di
dalam usus bagian belakang dan larva bermigrasi ke kripta colon. Larva tersebut
menjadi cacing dewasa, jantan 20 hari dan betina 23 hari setelah infeksi. Masa
prepaten A. tetraptera adalah 21-25 hari (Anderson 2000).
Gambar 1 Telur cacing Syphacia obvelata 100× (A) dan (B) sumber gambar (B):
DORA (2013), telur cacing Aspiculuris tetraptera 100× (C) dan (D) sumber
gambar (D): DORA 2013
A
B
C D
4
Gambar 2 Bagian anterior Cacing Syphacia obvelata (A) DORA (2013) dan
Aspiculuris tetraptera (B) (perbesaran 100×)
A.Servikal alae kurang berkembang
B.Servikal alae lebar dan berkembang
METODE PENELITIAN
Tempat dan Waktu
Pengumpulan sampel feses mencit dilakukan di kandang mencit Unit
Pengelolaan Hewan Laboratorium (UPHL) dan pemeriksaan feses dilakukan di
Laboratorium Helmintologi Divisi Parasitologi dan Entomologi Kesehatan,
Departemen Ilmu Penyakit Hewan dan Kesehatan Masyarakat Veteriner (IPHK),
Fakultas Kedokteran Hewan Institut Pertanian Bogor. Penelitian ini dilaksanakan
pada Januari hingga April 2017.
Alat dan Bahan
Alat yang digunakan adalah botol kaca ukuran sedang, pinset, sarung tangan,
mikroskop cahaya, kamar hitung McMaster, saringan teh, senduk teh, gelas ukur,
gelas obyek dan gelas penutup, timbangan, cawan petri, tabung reaksi, selotip
bening, lemari pendingin, pipet plastik, satu set peralatan bedah, dan kamera digital.
Bahan yang digunakan adalah 49 mencit putih (Mus musculus) jantan strain
ddY berumur 4 minggu dengan berat badan 22-30 g yang diperoleh dari Badan
Pengawas Obat dan Makanan (BPOM) Jakarta, telur infektif Syphacia sp. dan
Aspiculuris sp., sekam, pakan mencit, aquades, air, dan larutan pengapung (larutan
gula-garam jenuh 50%) serta ketamine 10% dan xylazin 2%.
Prosedur Penelitian
Penyediaan dan Aklimatisasi Hewan Coba
Sebanyak 49 mencit putih (Mus musculus) jantan strain ddY diperoleh dari
Badan Pengawas Obat dan Makanan (BPOM) Jakarta dan selama penelitian
dipelihara di Unit Pengelolaan Hewan Laboratorium (UPHL) FKH IPB. Hewan
A B
5
coba terlebih dahulu dibagi menjadi 3 kelompok berdasarkan rataan berat badan
dimasukan ke dalam bak plastik yang telah diberi label. Sebelum perlakuan hewan
coba diaklimatisasi selama 2 minggu. Selama tahap aklimatisasi hewan coba
diberikan pakan dan minum ad libitum dan penggantian sekam 2 kali seminggu.
Penyediaan Telur Infektif Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera Telur infektif Aspiculuris sp. dan Syphacia sp. diperoleh dari cacing betina
dewasa yang dikumpulkan dari mencit donor yang terinfeksi secara alami. Mencit
donor dieutanasia dengan menyuntik kombinasi ketamin dan xylazin dengan dosis
berturut-turut yakni 100 mg/kg BB dan 10-15 mg/kg BB secara intramuskular atau
intraperitoneal (Plumb dan Pharm 2004). Seluruh saluran pencernaannya
dikeluarkan, bagian sekum dan kolon dipisahkan kemudiaan dibuka lumennya
secara longitudinal. Cacing betina dewasa S. obvelata dan A. tetraptera
dikumpulkan di dalam cawan petri berisi NaCl fisiologis. Cacing betina digerus
menggunakan penggerus hipofise. Suspensi gerusan cacing ditetesi sedikit demi
sedikit dengan NaCl fisiologis, selanjutnya ditampung dalam tabung reaksi
(Bazzano et al. 2002).
Infeksi Telur Infektif Cacing Syphacia obvelata. dan Aspiculuris tetraptera
pada Mencit
Mencit diinfeksi per oral dengan dosis sejumlah 100 telur infektif setiap
mencit. Infeksi dilakukan menggunakan sonde lambung, selanjutnya mencit di
kandangkan individual sampai pemeriksaan telur cacing dalam feses.
Pengumpulan Sampel Feses
Penampungan feses mencit dilakukan pada malam hari selama empat hari
berturut-turut setelah pengobatan. Sampel feses diperoleh dengan pengambilan
feses secara sistematis mengikuti jalur penomoran atau label yang telah ditentukan.
Feses disimpan dalam kantung plastik kecil dan diberi keterangan pada label berupa
nomor mencit yang diamati dan waktu pengambilan (hari, tanggal), kemudian
disimpan dalam lemari pendingin sampai dilakukan pemeriksaan koprologik.
Pemeriksaan Tinja Metode McMaster
Penghitungan jumlah telur tiap gram tinja (TTGT) dilakukan menggunakan metode
McMaster yang diperkenalkan oleh Gordon (1973) dan Whitlock (1948), yaitu
dengan menggunakan kamar hitung McMaster (Whitlock 1948; Candra et al. 2008).
Sebanyak 1 gram feses dilarutkan ke 29 ml larutan gula-garam jenuh dengan total
volume larutan campuran 30 ml, selanjutnya dihomogenkan dan disaring
menggunakan saringan teh dan segera dimasukkan ke dalam kamar hitung
McMaster menggunakan pipet plastik kemudian dibiarkan selama 5 menit sebelum
dilakukan pengamatan dan perhitungan telur dengan mikroskop dengan perbesaran
100×. Telur yang teramati dalam kamar hitung kemudian dihitung untuk
mengetahui jumlah telur tiap gram (TTGT). Nilai TTGT diperoleh dengan rumus:
6
TTGT = 𝑛𝑥𝑉𝑡
𝑉𝑘𝑥𝐵𝑡
Pemeriksaan Tinja Metode Selofan–Perianal
Selofan transparan dengan ukuran panjang dan lebar 1.8×1.7 cm yang telah
diberi tanda berupa lingkaran dengan diameter 30 mm disiapkan untuk pemeriksaan
metode Selofan–Perianal. Pengumpulan spesimen telur cacing dilakukan dengan
cara merekatkan selofan transparan tepat di bagian yang bertanda persegi di bagian
perianal. Selofan hasil penempelan perianal ditempelkan pada gelas obyek
kemudiaan diamati secara mikroskopik dengan perbesaran 100× untuk mengetahui
ada tidaknya telur cacing. Akurasi pemeriksaan ini mencapai 90% apabila
dilakukan tiga hari berturut-turut (CDC 2012).
Pengumpulan dan Penghitungan Cacing Hasil Nekropsi
Mencit dieutanasia menggunakan kombinasi anestetikum ketamin-xylazin
100 mg/kg BB dan 10-15 mg/kg BB dengan rute intramuskular (Plum dan Pharm
2004), selanjutnya mencit dinekropsi untuk mengeluarkan dan memisahkan bagian
saluran pencernaan (sekum dan kolon). Cacing kremi dikeluarkan dan dikumpulkan
kemudian diidentifikasi secara mikroskopik menurut Bazzano et al. (2002) dan
dihitung berdasarkan jenisnya.
Analisis Data
Pengitungan sensitivitas Metode McMaster dan Selofan–Perianal dilakukan
terhadap gold standard diagnosis cacing kremi yaitu cacing yang ditemukan dalam
sekum atau kolon. Oleh karena itu, data jumlah telur tiap gram tinja pada metode
McMaster dan Selofan–Perianal hanya menggunakan data mencit yang
mengandung cacing Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera dewasa yaitu
sebanyak 22 ekor. Data korelasi dianalisis menggunakan software SPSS.
Keterangan:
Vt = Volume sampel total
Vk= Volume kamar hitung (0.3 ml)
Bt = Berat tinja
n = Jumlah telur dalam kamar hitung
7
HASIL DAN PEMBAHASAN
Sensitivitas Metode McMaster dan Selofan–Perianal dalam Diagnosis Cacing
Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera
Beberapa jenis cacing kremi (Fam. Oxyuridae) pada hewan rodensia memiliki
biologi yang berbeda terutama cara dan tempat cacing betina meletakkan telur. Oleh
karena itu, diagnosis cacing kremi tidak seperti lazimnya nematoda saluran
pencernaan yang lain. Teknik pemeriksaan tinja secara kuantitatif tidak dapat
dilakukan pada semua jenis cacing kremi. Penghitungan sensitivitas teknik
diagnosis perlu dilakukan sebelum menetapkan rancangan protokol terutama dalam
penggunaan teknik koprologik. Tingkat sensitivitas metode McMaster dan metode
Selofan–Perianal dalam mendeteksi adanya telur S. obvelata dan A. tetraptera pada
penelitian ini disajikan pada Tabel 1.
Tabel 1 Sensitivitas metode McMaster dan Selofan–Perianal dalam menghitung
telur Syphacia obvelata dan Aspiculuris tetraptera
Metode
Jenis Cacing
Syphacia obvelata
(%)
Aspiculuris tetraptera
(%)
McMaster 0 4.55
Selofan–Perianal 86.36 9.09
Hasil penelitian menunjukkan bahwa tingkat sensitivitas metode Selofan–
Perianal sangat tinggi (86.36%) dibandingkan dengan metode McMaster yang sama
sekali tidak sensitif (0%). Uji sensitivitas menunjukkan kemampuan kedua metode
untuk memperlihatkan hasil positif deteksi telur S. obvelata pada mencit. Semakin
sensitif suatu metode maka semakin baik digunakan untuk mendeteksi telur cacing
S. obvelata. Menurut penelitian Hill et al. (2009) diperoleh nilai sensitivitas metode
Selofan–Perianal sebesar 85.5%. Tingginya nilai sensitivitas metode Selofan–
Perianal disebabkan banyaknya jumlah nilai positif sejati adanya telur cacing dan
adanya cacing S. obvelata. pada saat mencit dinekropsi. Sensitivitas metode
Selofan–Perianal juga dipengaruhi oleh cara bertelur cacing S. obvelata. Cacing S.
obvelata. betina mendeposit telurnya di perianal mencit, dengan demikian telur
mudah dideteksi menggunakan metode Selofan–Perianal (Danneman et al. 2013).
Menurut CDC (2012), Selofan–Perianal harus direkatkan dengan tekanan yang
sama sehingga telur cacing dapat terisolasi. Waktu untuk melakukan Selofan–
Perianal lebih tepat pada malam hari, karena telur akan diletakkan di perianal oleh
cacing betina pada malam hari.
Nilai sensitivitas 0% pada metode McMaster menunjukkan metode tersebut
tidak sensitif dalam mendeteksi telur cacing S. obvelata Penggunaan metode
McMaster sangat jarang atau bahkan tidak dianjurkan untuk digunakan dalam
mendeteksi telur cacing S. obvelata (Gerwin 2017). Metode McMaster merupakan
salah satu metode kuantitatif untuk menduga derajat infeksi. Pemeriksaan
8
menggunakan metode McMaster sesuai dengan jenis cacing yang mengeluarkan
telur bersama feses (Whary et al. 2015).
Cacing Aspiculuris tetraptera merupakan cacing kremi yang umum pada
pencernaan mencit selain Syphacia obvelata (Lorcheim 2013). Telur cacing A.
tetraptera juga dapat dideteksi menggunakan metode McMaster dan metode
Selofan–Perianal seperti halnya cacing S. obvelata. Hasil Perhitungan nilai
sensitivitas masing-masing metode disajikan pada Tabel 1. Hasil penghitungan
menunjukkan bahwa tingkat sensitivitas baik metode McMaster maupun metode
Selofan–Perianal untuk mendeteksi telur cacing A. tetraptera. yang diperoleh
secara berturut-turut sebesar 4.55% dan 9.09%. Nilai sensitivitas dari masing-
masing metode menunjukkan jumlah nilai negatif palsu yang tinggi. Hal ini
dikarenakan bahwa pada saat pemeriksaan telur dengan menggunakan kedua
metode hasilnya negatif tetapi setelah dinekropsi ditemukan cacing dewasa dalam
sekum dan kolon.
Cacing A. tetraptera betina meletakan telurnya di kolon pada lapisan mukosa
usus dan akan diekskresikan bersama dengan feses ke lingkungan (Danneman et al.
2013), sehingga metode McMaster lebih akurat digunakan untuk mendeteksi telur
A. tetraptera. Namun, hasil yang diperoleh pada Tabel 1 menunjukan tingkat
sensitivitas dari metode McMaster lebih rendah dibandingkan metode Selofan–
Perianal. Hal ini disebabkan cacing A. tetraptera. memiliki masa prepaten yang
panjang dan juga telur cacing A. tetraptera tidak sekaligus dikeluarkan bersama
feses tetapi secara bertahap sehingga sulit untuk mendeteksi telurnya (Danneman
et al. 2013). Metode McMaster kurang sensitif terutama pada jumlah telur yang
rendah (Mes 2003). Deposit telur oleh cacing A. tetraptera betina tidak selalu pada
waktu yang sama namun jumlah telur paling banyak dikeluarkan bersama feses
pada pagi hari (Danneman et al. 2013). Nilai sensitivitas cacing A. tetraptera
dengan metode Selofan–Perianal pada Tabel 1 sangat rendah dibandingkan dengan
penelitian yang dilakukan oleh Effler et al. (2008) diperoleh nilai sensitivitas
metode Selofan–Perianal sebesar 20%, hal ini menunjukan bahwa metode Selofan–
Perianal tidak sensitif untuk mendeteksi telur A. tetraptera. Penggunaan metode
Selofan–Perianal lebih akurat digunakan untuk mendiagnosa telur cacing yang
diletakan di daerah perianal (CRL 2015). Menurut Pritchet dan Johnston (2002), A.
tetraptera tidak meletakkan telurnya di daerah perianal tetapi di kolon pada mukosa
usus sehingga sulit untuk dideteksi menggunakan metode Selofan-Perianal. Cacing
A. tetraptera mempunyai siklus hidup yang relatif lebih lama dari cacing S. obvelata
yakni 23-25 hari dan 11-15 hari. Selain itu, jumlah telur yang dihasilkan oleh cacing
A. tetraptera lebih sedikit dibandingkan cacing S. obvelata. Cacing A. tetraptera
menghasilkan sebanyak 17 telur per betina per hari sedangkan S. obvelata sebanyak
350 telur per betina per hari (Pritchet dan Johnston 2002). Hal ini mempengaruhi
sensitivitas suatu metode dalam mendeteksi telur A. tetraptera.
Hubungan antara Jumlah Telur dan Cacing Dewasa Syphacia obvelata
Menggunakan Metode McMaster dan Selofan–Perianal
Jumlah telur S. obvelata hasil pemeriksaan menggunakan metode McMaster
dan jumlah cacing S. obvelata dewasa menunjukkan hubungan yang negatif
(koefisien korelasi = -0.10) disajikan pada Gambar 3a.
9
Gambar 3 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Syphacia obvelata
menggunakan metode (A) McMaster dan (B) Selofan-Perianal
Hal ini menunjukkan bahwa korelasi antara variabel jumlah cacing dewasa
dan jumlah telur cacing S. obvelata sangat lemah. Hubungan yang lemah antara
jumlah telur cacing dan jumlah cacing S. obvelata dewasa hasil pemeriksaan tinja
dengan metode McMaster dipengaruhi cara bertelur cacing S. obvelata. Telur
cacing S. obvelata tidak dikeluarkan bersama feses tetapi telurnya diletakkan di
perianal oleh cacing betina, sehingga telur sulit dideteksi menggunakan metode
McMaster (Danneman et al. 2013). Penggunaan metode Selofan–Perianal lebih
akurat digunakan dalam mendeteksi telur cacing yang diletakkan di daerah perianal
(CRL 2015).
Hasil korelasi yang sama juga ditunjukkan antara jumlah telur cacing hasil
pemeriksaan menggunakan metode Selofan–Perianal dengan cacing dewasa S.
obvelata menunjukkan hubungan yang negatif (koefisien korelasi = –0.02) disajikan
pada Gambar 3b.
Hasil analisis ini menunjukkan bahwa jumlah telur yang terdeteksi dengan
metode Selofan–Perianal tidak dapat digunakan sebagai penduga jumlah cacing
dewasa dalam saluran pencernaan. Penggunaan metode Selofan–Perianal lebih
akurat digunakan untuk mendeteksi telur cacing yang diletakkan di daerah perianal
(CRL 2015). Sebaiknya hanya jumlah cacing betina yang digunakan sebagai
peubah, sedangkan pada penelitian menghitung total jumlah cacing dewasa S.
obvelata pada hasil nekropsi.
Hubungan antara Jumlah Telur dan Cacing Dewasa Aspiculuris tetraptera
Menggunakan Metode McMaster dan Selofan–Perianal
Jumlah telur cacing menggunakan metode McMaster dan jumlah cacing
dewasa A. tetraptera menggunakan metode Selofan–Perianal hasil nekropsi
menunjukkan hubungan yang positif (koefisien korelasi = 0.79) disajikan pada
Gambar 4. Hasil korelasi ini menunjukkan bahwa jumlah telur hasil pemeriksaan
berbanding lurus dengan jumlah cacing dewasa.
0
5
10
15
0 5 1 0
JUM
LA
H C
AC
ING
JUMLAH TELUR
A
0
5
10
15
0 5 1 0JUM
LA
H C
AC
ING
JUMLAH TELUR
B
10
Gambar 4 Hubungan antara jumlah telur dan cacing dewasa Aspiculuris tetraptera
menggunakan metode (A) McMaster dan (B) Selofan-Perianal
Hal ini menunjukkan bahwa semakin banyak jumlah cacing A. tetraptera
dewasa, maka semakin banyak juga jumlah telur cacing A. tetraptera yang
dikeluarkan. Metode McMaster merupakan salah satu metode koprologik yang
menggunakan sampel feses untuk pemeriksaan telur cacing. Menurut Danneman et
al. (2013), cacing A. tetraptera betina meletakkan telurnya di kolon pada lapisan
mukosa usus dan diekskresikan bersama dengan feses ke lingkungan, sehingga
metode McMaster sangat akurat digunakan untuk pemeriksaan kuantitatif dalam
diagnosis infeksi A. tetraptera.
Hasil korelasi yang sama juga ditunjukkan antara jumlah telur cacing dengan
jumlah cacing dewasa A. tetraptera menggunakan metode Selofan–Perianal
(koefisien korelasi = 0.79) disajikan pada Gambar 4. Hal ini menunjukkan bahwa
jumlah telur hasil Selofan–Perianal berbanding lurus dengan jumlah cacing dewasa
hasil nekropsi. Hasil penghitungan ini masih perlu banyak dipelajari lebih lanjut
karena cacing A. tetraptera betina meletakkan telurnya di kolon pada lapisan
mukosa usus dan akan dikeluarkan bersama dengan feses ke lingkungan
(Danneman et al. 2013). Oleh karena itu, diagnosis infeksi A. tetraptera dengan
pemeriksaan feses secara kuantitatif lebih akurat menggunakan metode McMaster.
SIMPULAN DAN SARAN
Simpulan
Sensitivitas Metode McMaster dan Metode Selofan–Perianal dalam
mendeteksi telur cacing Syphacia obvelata berturut-turut sebesar 0% dan 86.36%.
Adapun sensitivitas metode yang sama dalam mendeteksi telur cacing Aspiculuris
tetraptera berturut-turut sebesar 4.55% dan 9.09%. Tidak ada hubungan antara
jumlah telur cacing hasil pemeriksaan feses dengan jumlah cacing S. obvelata
dewasa, sedangkan jumlah telur dengan jumlah cacing A. tetraptera dewasa
berbanding lurus.
0
50
100
150
0 5 0 0 1 0 0 0 1 5 0 0
JUM
LA
H C
AC
ING
JUMLAH TELUR
A
0
50
100
150
0 5 1 0
JUM
LA
H C
AC
ING
JUMLAH TELUR
B
11
Saran
Perlu dilakukan penelitian menggunakan infeksi tunggal Syphacia obvelata
atau Aspiculuris tetraptera serta menggunakan data cacing betina.
DAFTAR PUSTAKA
Akbar B. 2010. Tumbuhan dengan Kandungan Senyawa Aktif yang Berpotensi
sebagai Bahan Antifertilitas. Jakarta (ID): Adabia Press.
Anderson RC. 2000. Nematode Parasites of Vertebrates: Their Development and
Transmission. Ed ke-2. New York (US): CABI Publishing.
Baker DG. 1998. Natural pathogens of laboratory mice, rats, and rabbits and their
effects on research. Clin Microbiol Rev. 11(2): 231-266.
Baker DG. 2007. Flynn’s Parasites of Laboratory Animals. Ed ke-2. Ames (US):
Blackwell Publishing.
Bazzano T, Restel TI, Pinto RM, Gomes DC. 2002. Patterns of infection with the
Nematodes Syphacia obvelata and Aspiculuris tetraptera in conventionally
maintained laboratory mice. Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro. 97(6):
847-853.
Besselen DG. 2004. Biology of Laboratory Rodent [Internet]. [diunduh 2017 Mei
2].Tersedia pada:
http://www.ahsc.Arizona.edu/uac/notes/Home/MIC443Index.shtml.
Candra AA, Ridwan Y, Retnani EB. 2008. Potensi anthelmintik akar tanaman putri
malu (Mimosa pudica) terhadap Hymenolepis nana pada mencit. Media
Peternakan. 31(1):29-35.
[CRL] Charles Rivers Laboratories. 2015. Pinworm: Syphacia obvelata, S. muris,
Aspiculuris tetraptera. Charles Laboratories International Inc.
[CDC] Centers for Disease Control. 2012. The Yellow Book. New York (US):
Oxford University Pr.
Danneman PJ, Suckow MA, Brayton CF. 2013. The Laboratory Mouse. Ed ke-2.
Boca Raton (US): CRC Pr.
[DORA] Diseases of Research Animals. 2013. Pinworms. University of Missouri.
Effler JC, Davis JMH, Erwin JG, Cartner SC, Schoeb TR. 2008. Comparison of
methods for detection of pinworms in mice and rats. Lab Anim. 37.
Gerwin MG, Rodolfo JRA, Elyn RR, Michelle LL, Ken SH, Neil SL. 2017.
Evaluations of traditional and contemporary methods for detecting Syphacia
ovbelata and Aspiculuris tetraptera in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim
Sci. 56(1):32-41.
Gordon H. 1973. Epidemiology and control of gastrointestinal nematodes of
ruminants. In: Brandly CA & Cornelius CE (eds). Advances in Veterinary
Science and Comparative Medicine. 17:395-437. New York (US) & London
(UK): Academic Pr.
Hill WA, Randolph MM, Mandrell TD. 2009. Sensitivity of perianal tape
impressions to diagnose pinworm (Syphacia spp.) infections in rats (Rattus
norvegicus) and mice (Mus musculus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 48(4): 378–
380.
12
Lorcheim K. 2013. The clinical and environmental treatment of pinworm and their
eggs. Lab Anim Scie Prof. 58-61.
Malole M dan Pramono CS. 1989. Penggunaan hewan Percobaan di Laboratorium.
Departemen Pendidikan dan Kebudayaan. Bogor (ID): IPB.
Mehlhorn H. 2008. Encyclopedia of Parasitology. Ed ke-3. New York (US):
Springer-Verlag.
Mes THM. 2003. Technical variability and required sample size of helminth egg
isolation prosedurs. Veterinary Parasitology. 115: 311-320.
[NHGRI] National Human Genome Research Institute. 2000. Mouse Sequencing
Consortium. Bethesda, Marylend (US): National Human Genome Research
Institute.
Nugroho ED, Rahayu DA. 2017. Pengantar Teori dan Aplikasi Bioteknologi.
Yogyakarta (ID): Deepublish.
Plum DC, Pharm D. 2004. Plum’s Veterinary Drug Handbook. Ed ke-5. USA (US):
Blackwell Publishing Ltd. p 631-634; 975-977.
Pritchett KR, Johnston NA. 2002. A review of treatment for the eradication of
pinworm infection from laboratory rodent colonies. Contemporary Topics.
41(2): 36-46.
Sigit K. 2004. Klasifikasi dan Filogeni dalam Bahan Kuliah Biologi Hewan.
Bagian Anatomi Departemen Anatomi. Bogor (ID): FKH IPB.
Wescott RB. 1982. The Mouse in Biomedical Research. Foster HL, J David S,
James GF, editor. New York (US): Academic Pr.
Whary MT, Baumgarth N, Fox JG, Barthold SW. 2015. Laboratory Animal
Medicine. Ed ke-3. California (US): Elsevier Inc.
Whitlock HV. 1948. Some modification of the Mcmaster helminth egg-counting
technique and apparatus. J Counc Scien Indust Resear. 21: 117-180
Zenner L. 1998. Efective eradication of Pinworms (Syphacia muris, Syphacia
obvelata and Aspiculuris tetraptera) from a rodent breeding colony by oral
anthelmintic therapy. Lab Anim Ltd. 32(10): 337-342
13
RIWAYAT HIDUP
Penulis dilahirkan di Atawai Kab. Lembata, Nusa Tenggara Timur pada
tanggal 28 Mei 1994 dari ayah Hendrikus Nepa Kobun dan ibu Luhung Ncau.
Penulis merupakan anak ketiga dari empat bersaudara. Pendidikan formal Penulis
sampai tingkat menengah akhir di SMA Negeri 2 Nubatukan Lewoleba pada tahun
2012. Pada tahun 2013 Penulis diterima di Fakultas Kedokteran Hewan Institut
Pertanian Bogor (FKH IPB) melalui jalur Beasiswa Utusan Daerah (BUD). Selama
menjadi mahasiswa, penulis mengikuti organisasi mahasiswa di antaranya anggota
Himpunan Minat dan Profesi Ruminansia FKH IPB, Gita Klinika FKH IPB, UKM
voli IPB, Koorma Keluarga Mahasiswa Katolik IPB (KEMAKI), dan Organisasi
Mahasiswa Daerah Nusa Tenggara Timur (NTT).