estudio para la prolongación de la vida útil de variedades
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TESIS DOCTORAL
“ESTUDIO PARA LA PROLONGACIÓN DE LA VIDA ÚTIL DE VARIEDADES DE HIGOS Y BREVAS
INTERESANTES PARA SU CONSUMO EN FRESCO Y ESTUDIO DE TÉCNICAS ALTERNATIVAS PARA EL
SECADO DE HIGOS”
María del Carmen Villalobos Rivera
Departamento de Producción Animal y Ciencia de los Alimentos
Conformidad de los directores:
Fdo. Mª Guía Córdoba Ramos, Alberto Martín González y Manuel J. Serradilla Sánchez
María de Guía Córdoba Ramos, Profesora Titular del Área de Nutrición y Bromatología
del Departamento de Producción Animal y Ciencia de los Alimentos de la Universidad
de Extremadura
INFORMA:
Que el trabajo titulado “ESTUDIO PARA LA PROLONGACIÓN DE LA VIDA ÚTIL
DE VARIEDADES DE HIGOS Y BREVAS INTERESANTES PARA SU CONSUMO
EN FRESCO Y ESTUDIO DE TÉCNICAS ALTERNATIVAS PARA EL SECADO
DE HIGOS” presentada por la Lda. Dña. Mª del Carmen Villalobos Rivera ha sido
realizada bajo mi dirección en el Departamento de Producción Animal y Ciencia de los
Alimentos de la Universidad de Extremadura y cumple las condiciones exigidas para
optar al Título de Doctor.
Lo que firma en Badajoz a miércoles, 05 de Mayo de 2015.
Fdo: María de Guía Córdoba Ramos
Escuela de Ingenierías Agrarias Ciencia y Tecnología de los Alimentos DEPARTAMENTO DE PRODUCCIÓN ANIMAL Y CIENCIA DE LOS ALIMENTOS Ctra Cáceres s/n 06071- BADAJOZ Teléfono: 924286200 Fax: 924286201
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Alberto Martín González, Profesor Titular del Área de Nutrición y Bromatología del
Departamento de Producción Animal y Ciencia de los Alimentos de la Universidad de
Extremadura
INFORMA:
Que el trabajo titulado “ESTUDIO PARA LA PROLONGACIÓN DE LA VIDA ÚTIL
DE VARIEDADES DE HIGOS Y BREVAS INTERESANTES PARA SU CONSUMO
EN FRESCO Y ESTUDIO DE TÉCNICAS ALTERNATIVAS PARA EL SECADO
DE HIGOS” presentada por la Lda. Dña. Mª del Carmen Villalobos Rivera ha sido
realizada bajo mi dirección en el Departamento de Producción Animal y Ciencia de los
Alimentos de la Universidad de Extremadura y cumple las condiciones exigidas para
optar al Título de Doctor.
Lo que firma en Badajoz a miércoles, 05 de Mayo de 2015.
Fdo: Alberto Martín González
Escuela de Ingenierías Agrarias Ciencia y Tecnología de los Alimentos DEPARTAMENTO DE PRODUCCIÓN ANIMAL Y CIENCIA DE LOS ALIMENTOS Ctra Cáceres s/n 06071- BADAJOZ Teléfono: 924286200 Fax: 924286201
Autovía A-5, km 372 06187 Guadajira (BADAJOZ) Correo Electrónico: TEL: (+34) 924 014 000 [email protected] FAX: (+34) 924 014 001
Consejería de Economía, Competitividad e Innovación
Manuel Joaquín Serradilla Sánchez, Dr. en Ciencia y Tecnología de los Alimentos del Área de
Vegetales del Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura.
INFORMA:
Que el trabajo titulado “ESTUDIO PARA LA PROLONGACIÓN DE LA VIDA ÚTIL DE
VARIEDADES DE HIGOS Y BREVAS INTERESANTES PARA SU CONSUMO EN FRESCO Y
ESTUDIO DE TÉCNICAS ALTERNATIVAS PARA EL SECADO DE HIGOS” presentada por la
Lda. Dña. Mª del Carmen Villalobos Rivera ha sido realizada bajo mi dirección en el Área de
Vegetales del Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura. y cumple las
condiciones exigidas para optar al Título de Doctor.
Lo que firma en Badajoz a miércoles, 05 de Mayo de 2015.
Fdo: Manuel Joaquín Serradilla Sánchez
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Agradecimientos
Me gustaría dar las gracias a todas las personas que han formado parte de tanto tiempo
de trabajo y aprendizaje por todo lo que me han aportado, tanto desde el punto de vista
profesional como personal.
Para empezar, agradecer al Gobierno de Extremadura la beca pre-doctoral concedida
para la realización de esta tesis, así como al Instituto Nacional de Investigación y
Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA) por la financiación del proyecto RTA2010-
00123-C02-02, al Ministerio de Educación y Ciencia y fondos FEDER.
A la Universidad de Extremadura, Escuela de Ingenierías Agrarias, en especial al
Departamento de Producción Animal y Ciencia de los Alimentos por todo los medios
que me han permitido desarrollar este trabajo.
Al Centro de Investigación Agraria Finca La Orden-Valdesequera, en especial al
Departamento de Hortofructicultura por el suministro de las muestras para este trabajo.
Agradecer la ayuda y colaboración a la Dra. Margarita López Corrales y a Fernando
Pérez Gragera.
Mi especial agradecimiento a mis directoras de Tesis, la Dra. Mª de Guía Córdoba
Ramos, el Dr. Alberto Martín González y el Dr. Manuel Joaquín Serradilla Sánchez, por
toda su ayuda y dedicación a lo largo de estos años. A Guía por todo su interés, esfuerzo
y por ser siempre capaz de sacar tiempo para mí y para este trabajo. A Alberto por su
ayuda, paciencia y por todo lo que me ha enseñado. A Manolo por su increíble
dedicación, esfuerzo y apoyo, por todo lo que ha aportado a este trabajo, así como a mi
formación, gracias por haber estado siempre ahí.
Agradecer al Dr. Giancarlo Colelli y a la Dra. Mª Luisa Amodio, por permitirme
realizar mi estancia en su Dipartimento di Scienze Agrarie,degli Alimenti e
dell'Ambiente – SAFE, en la Università degli Studi di Foggia (Italia), así como a mis
compañeros de laboratorio por hacer que fuese tan agradable y fructífera
A los miembros del grupo de investigación CAMIALI: al Prof. Emilio Aranda Medina,
por su simpatía y colaboración, a la Prof. Dra. María José Benito Bernáldez por toda su
ayuda y colaboración siempre que se lo he pedido, al Prof. Dr. Francisco Pérez Nevado,
por su amabilidad y apoyo; al Prof. Dr. Alejandro Hernández León por toda su ayuda y
colaboración, así como por los buenos momentos compartidos.
A todos mis compañeros por haber compartido tantos momentos a lo largo de todos
estos años de trabajo: al Dr. Santiago Ruiz-Moyano por su enorme ayuda en este
trabajo, por estar siempre dispuesto a colaborar y a ayudar a los demás, ha sido un
placer compartir estos años de trabajo contigo; a la Dra. Rocío Casquete Palencia, por
tantas horas de laboratorio así como de conversación compartidas; a Gustavo Gallardo
Broncano, por su gran simpatía y por hacer mucho más divertidas las horas de trabajo,
así como las comidas; a Ezulmara de Paiva por su apoyo y su amabilidad; a Margarita
Fernández por su compañía y su apoyo; a Alejandro Matamoros por su ayuda, sus
consejos y lo bien que te has portado siempre conmigo; a Cristina Pereira Jiménez, mi
compañera de trabajo, de charlas, de congresos, de métodos y de muchas de las cosas
que han implicado compartir tema de trabajo, ha sido un placer haberlo compartido
contigo.
Agradecer también su participación e inestimable ayuda en este trabajo a Esther Martín,
Alejandro Calle, Laura Prieto y Alberto Ortiz.
Al PAS de la escuela, y en especial a Mariano Cabrero, por tu gran ayuda y tu alegría
por las mañanas y a Juan Barneto por tu apoyo, por tu capacidad de encontrarme el
material de laboratorio cuando lo necesitaba aunque no hubiese y por los buenos ratos
en el laboratorio.
A mi familia, en especial a mis padres, Carmela y Avelino por su infinita paciencia,
cariño, consejos, ayuda y por estar siempre a mi lado apoyándome en todo, muchísimas
gracias
A todos los amigos y personas que han estado cerca de mí, que me han ayudado,
animado y que, sobre todo me han aportado tanto en tantísimos aspectos, gracias a todos
por haber formado parte de esta etapa.
A todos, muchísimas gracias
A mis padres
11
12
INDICE
INDICE
II
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 13
I.1. LA HIGUERA ............................................................................................................... 15
I.1.1. Fisiología y tipos de frutos .............................................................................. 16
I.1.2. Principales variedades ..................................................................................... 18
I.2. Producción e importancia económica ......................................................................... 22
I.3. Salidas comerciales ....................................................................................................... 24
I.3.1. Comercia interior ............................................................................................ 26
I.3.2. Comercio exterior ........................................................................................... 26
I.4. Parámetros de calidad en brevas e higos .................................................................... 27
I.4.1. Parámetros de calidad físico-química ............................................................. 27
I.4.2. Calidad nutricional .......................................................................................... 29
I.4.2.1. Agua ................................................................................................ 29
I.4.2.2. Hidratos de carbono ....................................................................... 30
I.4.2.3. Lípidos ............................................................................................. 30
I.4.2.4. Vitaminas, minerales y aminoácidos ............................................... 30
I.4.2.5. Ácidos orgánicos ............................................................................. 31
I.4.3. Calidad y composición fitoquímica ................................................................ 31
I.4.3.1. Compuestos fenólicos ..................................................................... 31
I.4.3.1.1. Ácidos fenólicos ............................................................... 34
I.4.3.1.2. Antocianinas .................................................................... 35
I.4.3.1.3. Flavonoles ....................................................................... 36
I.4.3.1.4. Flavanoles (Flavan-3-oles) ............................................. 37
I.4.3.2. Carotenoides .................................................................................... 38
I.4.3.3. Clorofilas ......................................................................................... 39
I.4.4. Parámetros de calidad sensorial ...................................................................... 40
I.5. Factores involucrados en el deterioro del material vegetal ....................................... 41
I.5.1. Respiración...................................................................................................... 41
I.5.2. Producción y sensibilidad al etileno ................................................................ 42
I.5.3.Transpiración y pérdida de agua ...................................................................... 43
I.5.4. Cambios en la composición ............................................................................ 44
I.5.5. Deterioro fisiológico y daños físicos ............................................................... 45
I.5.6. Deterioro microbiológico ................................................................................ 47
I.5.7. Condiciones de almacenamiento ..................................................................... 51
I.6. Tecnologías postcosecha ............................................................................................... 51
I.6.1. Control de la temperatura y humedad relativa ................................................ 52
INDICE
III
I.6.2. Tratamientos para el control del deterioro y rotura de la piel ......................... 53
I.6.3. Recubrimientos comestibles............................................................................ 54
I.6.4. Tratamientos para el control del crecimiento microbiológico ........................ 54
I.6.4.1. Sustancias naturales antimicrobianas .............................................. 56
I.6.5. Aplicación de 1-Metilciclopropeno (1-MCP) ................................................. 58
I.6.6. Atmósferas modificadas y controladas ........................................................... 58
I.7. EL HIGO SECO ........................................................................................................... 65
I.7.1. Características de calidad ............................................................................... 67
I.8. Producción del higo seco .............................................................................................. 69
I.9.- Proceso de secado ........................................................................................................ 70
I.9.1. Fases del proceso de secado al sol ......................................................................... 72
I.9.2. Problemática del secado al sol ............................................................................... 73
I.9.2.1. Presencia de microorganismos y micotoxinas ................................................... 74
I.10. Alternativas al secado al sol ....................................................................................... 79
I.10.1. Tratamientos térmicos en secaderos .................................................................... 80
I.10.2 Pre-tratamientos para el aumento de la permeabilidad ......................................... 81
I.10.2.1. Aplicación de tratamientos químicos ............................................................... 81
I.10.2.2. Aplicación de ultrasonidos ............................................................................... 83
I.10.3. Deshidratación osmótica ..................................................................................... 84
I.10.4. Otras tecnologías de secado ................................................................................. 86
II. OBJETIVOS/OBJECTIVES ........................................................................................ 87
III. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................... 91
III.1. Material y diseño experimental .......................................................................... 93
III.1.1. Reactivos químicos ............................................................................................. 93
III.1.2. Medios de cultivo ................................................................................................ 93
III.1.3. Instrumental ........................................................................................................ 93
III.1.3.1. Para la determinación de parámetros fisicoquímicos, nutricionales, funcionales
y volátiles ......................................................................................................................... 93
III.1.3.2. Para el análisis microbiológico .................................................................. 95
III.1.4. Material biológico ............................................................................................. 96
III.1.5. Material vegetal ................................................................................................... 97
III.1.6. Diseño experimental ........................................................................................... 98
III.1.6.1. Obtención de extractos fenólicos ........................................................ 98
III.1.6.2. Estudios in vitro .................................................................................. 99
INDICE
IV
III.1.6.2.1. Estudio del efecto inhibitorio de los extractos fenólicos sobre el
crecimiento de bacterias patógenas y levaduras alterantes de frutas ...................... 99
III.1.6.2.2. Estudio del efecto inhibitorio de los extractos fenólicos sobre el
crecimiento radial del micelio de mohos causantes de deterioro en frutas ............. 100
III.1.6.3. Aplicación de técnicas postcosecha en higos y brevas ........................ 101
III.1.6.4. Ensayos de secado ............................................................................... 105
III.1.6.4.1. Estudios preliminares de secado ...................................................... 105
III.1.6.4.2. Aplicación de secado y almacenamiento de higos secos .................. 108
III.2. Métodos ...................................................................................................................... 111
III.2.1. Determinación de la composición de gases ....................................................... 111
III.2.2. Determinación de la tasa respiratoria ................................................................ 111
III.2.3. Determinación de las pérdidas de peso .............................................................. 111
III.2.4. Determinación del porcentaje de daños ............................................................. 111
III.2.5. Determinaciones físico-químicas ...................................................................... 112
III.2.5.1. Determinación de la firmeza ................................................................ 112
III.2.5.2. Determinación del contenido en sólidos solubles totales..................... 112
III.2.5.3. Determinación de la acidez titulable y el Ph ....................................... 112
III.2.6. Determinación de azúcares y ácidos orgánicos ................................................. 113
III.2.7. Determinaciones microbiológicas ..................................................................... 113
III.2.7.1. Recuentos microbiológicos............................................................................. 133
III.2.7.2. Aislamiento de microorganismos ................................................................... 114
III.2.7.3. Caracterización de bacterias ........................................................................... 114
III.2.7.3.1. Extracción de ADN ............................................................................ 114
III.2.7.3.2. Identificación mediante técnicas de PCR-RFLP .............................. 115
III.2.7.4. Caracterización de mohos y levaduras ........................................................... 117
III.2.7.4.1. Extracción de ADN ............................................................................ 117
III.2.7.4.2. Identificación mediante técnicas de PCR-RFLP .............................. 118
III.2.7.5. Identificación de los aislamientos mediante secuenciación ............................ 120
III.2.8. Determinación de micotoxinas .......................................................................... 121
III.2.8.1. Determinación de micotoxinas en higo seco ........................................ 121
III.2.8.2. Determinación de la capacidad micotoxigénica de mohos................... 122
III.2.9. Determinación del color en piel y pulpa ............................................................ 123
III.2.10. Determinación de fenoles totales ..................................................................... 123
III.2.11. Determinación de la actividad antioxidante .................................................... 123
III.2.11.1. Determinación mediante DPPH ......................................................... 123
III.2.11.2. Determinación mediante ABTS ......................................................... 124
III.2.12. Determinación e identificación de polifenoles ................................................ 124
INDICE
V
III.2.13. Determinación de clorofilas............................................................................. 125
III.2.14. Determinación de compuestos volátiles .......................................................... 126
III.2.15. Análisis sensorial ............................................................................................. 127
III.2.16. Análisis estadístico .......................................................................................... 128
IV. RESULTADOS ............................................................................................................. 129
IV.1. ESTUDIOS IN VITRO ...................................................................................... 131
IV.1.1. Aqueous phenolic extract from defatted soybean flour byproduct displays a
remarkable antimicrobial activity (Artículo 1) ......................................................... 133
IV.2. ESTUDIOS DE PROLONGACIÓN DE LA VIDA ÚTIL ............................. 157
IV.2.1.Use of equilibrium modified atmosphere packaging for preservation of ‘San
Antonio’ and ‘Banane’ breba crops (Ficus carica L.) (Artículo 2) .......................... 159
IV.2.2. Preservation of Different Fig Cultivars (Ficus carica L.) under Modified
Atmosphere Packaging during Cold Storage. (Artículo 3) ....................................... 185
IV.2.3. Combination of defatted soybean flour extract and modified atmosphere
packaging to preserve the quality of figs (Ficus carica L.) (Artículo 4)................... 215
IV.2.4. Nutritional characteristics and health-promoting properties of three fig cultivars
(Ficus carica L.) stored in passive modified atmosphere (Artículo 5) ..................... 245
IV.2.5. Influence of postharvest technologies in the microbial population of breba and
fig during storage (Artículo 7) .................................................................................. 279
IV.3. TÉCNICAS DE SECADO ALTERNATIVAS EN HIGO .............................. 313
IV.3.1. Búsqueda de sistemas alternativos al secado al sol para higos (Ficus carica L.)
(Artículo 8) ............................................................................................................... 315
IV.3.2. Evaluación de la calidad microbiológica, funcional y sensorial durante la vida
útil de higos secos de los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’ obtenidos
mediante secado artificial (Artículo 9) ..................................................................... 347
V. DISCUSIÓN .................................................................................................................... 389
V.1. ESTUDIOS IN VITRO ........................................................................................ 391
V.1.1. Contenido fenólico, capacidad antioxidante y composición ......................... 391
V1.2. Capacidad antimicrobiana de los extractos fenólicos frente a microorganismos
patógenos y alterantes .............................................................................................. 3926
V.2. PROLONGACIÓN DE LA VIDA ÚTIL .......................................................... 394
V.2.1. Concentración de gases y tasas respiratorias ................................................. 394
V.2.2. Características físico-químicas de los frutos ................................................. 396
V.2.3. Contenido en azúcares y ácidos orgánicos .................................................... 400
V.2.4. Población microbiana y daños postcosecha ................................................... 401
INDICE
VI
V.2.5. Evolución del color en piel y pulpa ............................................................... 408
V.2.6. Contenido en fenoles y actividad antioxidante .............................................. 409
V.2.7. Compuestos fenólicos y pigmentos ............................................................... 410
V.2.8.Características sensoriales .............................................................................. 415
V.3. HIGOS SECOS .................................................................................................... 416
V.3.1. Técnicas de secado de higos ............................................................................. 416
V.3.1.1. Humedad y actividad de agua ..................................................................... 416
V.3.1.2. Firmeza ....................................................................................................... 417
V.3.1.3. Crecimiento de mohos ................................................................................ 419
V.3.1.4. Características sensoriales .......................................................................... 420
V.3.2. Estudios de vida útil en higos secos ................................................................. 421
V.3.2.1. Características físico-químicas ................................................................... 421
V.3.2.2. Población microbiana y producción de micotoxinas .................................. 423
V.3.2.3. Contenido en fenoles y actividad antioxidante ........................................... 425
V.3.2. 4. Características sensoriales ......................................................................... 427
VI. CONCLUSIONES/CONCLUSIONS .......................................................................... 431
V11. BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................ 439
VIII. RESUMEN/SUMMARY ........................................................................................... 491
IX. ANEXOS ........................................................................................................................ 503
IX.1. Uso de atmósferas modificadas para prolongar la vida útil de higos de la variedad
‘Albacor’ para consumo en fresco .............................................................................. 505
IX.2. Ensayo con atmósferas modificadas para la prolongación de la vida útil de brevas
del cultivar ‘San Antonio’ para su consumo en fresco. .............................................. 511
IX.3. Empleo de sustancias naturales antimicrobianas junto con atmósferas modificadas
para la prolongación de la vida útil de higos del cultivar ‘Albacor’ ........................... 515
IX.4. Effect of Modified Atmosphere Packaging on the Antioxidant Activity and Total
Phenolic Content in ‘Albacor’ Figs ............................................................................ 519
IX.5. Efectos del empleo de atmósferas modificadas pasivas sobre el color y contenido en
clorofilas en brevas del cultivar ‘San Antonio’........................................................... 529
IX.6. Caracterización de la población de mohos aislados de higos pertenecientes al
cultivar ‘Albacor’ durante su almacenamiento en atmósferas modificadas ................ 535
IX.7. Aplicación de técnicas para mejorar la calidad de los higos del cultivar ‘Calabacita’
tradicionalmente desecados al sol ............................................................................... 541
INDICE
VII
IX.8. Influence of postharvest drying pre-treatments on safety and microbiological quality
of dried fig (Ficus carica L.) ....................................................................................... 545
IX.9. Estudio del efecto del almacenamiento en atmósferasnmodificadas pasivas sobre el
color y contenido en antocianinasnen higos del cultivar ‘Albacor’ ............................ 549
II..--IINNTTRROODDUUCCCCIIÓÓNN
13
14
I.-Introducción
I.- INTRODUCCIÓN
I.1.- LA HIGUERA
La higuera (Ficus carica L.) es un
árbol perteneciente a la Familia Moraceae,
dentro del Orden Urticales, que incluye
más de 1.400 especies agrupadas en más de
40 géneros (Watson y Dallitz, 2004). La
mayoría de estas especies son nativas de las
zonas tropicales y subtropicales, y sólo unas
pocas tienen frutos que pueden considerarse
comestibles, presentado la higuera los
frutos de mayor calidad (Condit,
1969).
La higuera está considerada como una de las primeras especies frutales
cultivadas en el mundo (Kisley y col., 2006; Solomon y col., 2006), siendo
especialmente característica de toda la zona mediterránea. Su origen fue establecido en
Asia Central, Persia y Siria, pero estudios recientes indican que la higuera es una
evolución de Ficus carica var. rupestris, que se extendió por todo el área del
Mediterráneo antes de ser domesticada, habiendo varios puntos simultáneos de
selección en dicha área (Khadari y Kjellberg, 2009). Actualmente, crece de forma
salvaje o cultivada en la mayor parte de los países mediterráneos (Datwyler y Weiblen,
2004; Crisosto y col., 2011). Su rápida diseminación se debe principalmente a su
simplicidad de propagación, la cual se puede conseguir simplemente a través de
estaquillas leñosas o semillas (Condit, 1947). Además, esto ha dado lugar a cientos de
cultivares, la mayoría sin nombre, convirtiéndose en un apreciado cultivo para
alimentación durante cientos de años debido a sus conocidos beneficios saludables.
Tradicionalmente en España ha sido considerado como un cultivo marginal que
ha servido de sustento tanto para la alimentación humana como animal, principalmente
del ganado porcino, al que se le ha dedicado un mínimo de cuidados culturales, aunque
para su desarrollo y expansión se hace necesaria que este cultivo tenga las mismas
consideraciones que el resto de frutales. La higuera tolera bien tanto las altas como las
bajas temperaturas, además es poco exigente en cuanto a suelos se refiere, si bien en el
Fig. 1.1. Higuera (Ficus carica L.)
15
I.-Introducción
caso de cultivos con fines comerciales se requiere unas condiciones climáticas más
restringidas, optando por un clima cálido y seco.
I.1.1.- Fisiología y tipos de frutos
La higuera es un arbusto o árbol caducifolio de 3-6 metros de altura (Crisosto y
Kader, 2007; Domínguez, 1990; López-Corrales y col., 2011), de madera blanda y
grisácea, con raíces abundantes. Las hojas de la higuera son palmativas (Morton, 2000),
de color verde; brillantes por el haz y grises y ásperas por el envés. Se trata de una
especie dioica con dos formas bien diferenciadas, por un lado la higuera "masculina" o
cabrahigo y la higuera "femenina" o común, que se utiliza para la producción de brevas
e higos. Éstos nacen a partir de una compleja inflorescencia llamada siconio, la cual
presenta en su interior cientos de frutos. Por tanto, lo que comúnmente se llama fruto es
en realidad un siconio desarrollado, considerado como “falso fruto” (Lisci y Pacini,
1994). Los verdaderos frutos son los aquenios, desarrollados a partir de las flores
unisexuadas de las higueras hembras situados en el interior del siconio (Morton, 2000).
Este siconio se caracteriza por ser blando, dulce, jugoso, gelatinoso y de color
encarnado y blanco, estando conectado con el exterior a través de una pequeña apertura
llamada ostiolo u ojo (Morton, 2000). El siconio aparece recubierto exteriormente por
una piel que puede presentar tonalidad verdosa, negra o morada e incluso bicolor,
dependiendo de la variedad. En general, higos y breva se caracterizan por presentar
forma de pera, turbinada u ovoide, su tamaño puede variar entre 2,5 y 10 cm de longitud
(Crisosto y col., 2011). Asimismo, la anchura del ostiolo u ojo es una característica muy
importante ya que si es grande tiene el inconveniente de que facilita la entrada de
insectos o vectores de patógenos al interior del fruto.
Por otra parte, los higos se dividen en cuatro grupos dependiendo de su sexo y
polinización (Condit, 1955):
- Higueras comunes: Se caracterizan porque no necesitan polinización y que
se conocen como partenocárpicas. Éstas higueras comunes a su vez se
pueden dividir en:
o Uníferas. Este tipo de higuera sólo produce una cosecha de brevas, en
la madera del año anterior, o higos, en la madera del año.
o Bíferas. Son aquellas que presentan dos cosechas, una de brevas y
otra de higos.
16
I.-Introducción
- Cabrahigos: este tipo de higos contiene flores femeninas estaminadas con
estilos cortos, actuando como una higuera masculina y polinizando a la
higuera femenina (Hong y Chen, 2003). Generalmente sus frutos no son
considerados comestibles.
- Higos caprificados: Este tipo de higos, junto con los higos comunes son los
únicos considerados como comestibles, ya que contienen sólo flores
femeninas de estilo largo, las cuales producen frutos más suculentos.
Necesitan el proceso de polinización para fructificar. Este proceso de
polinización es conocido como caprificación, y es llevado a cabo por un
insecto himenóptero denominado Blastophaga psenes. Este insecto completa
su ciclo vital en el interior de los higos caprificados. Éstos recogen el polen
localizado cerca del ostiolo del cabrahigo y lo portan a las higueras
femeninas, donde polinizarán las flores femeninas al entrar y dejar sus
huevos. Dentro de este último grupo se encuentran dos variedades:
o Tipo "San Pedro". Se caracterizan por presentar una primera cosecha
partenocárpica, produciendo brevas sin necesidad de polinización y
una cosecha posterior de higos con caprificación.
o Tipo "Esmirna". Presenta frutos completamente no partenocárpicos,
que producen una sola cosecha de higos con necesidad de
caprificación.
A B
Fig. I.1.1.1. Formas sexual masculina o cabrahigo; no comestible (A) y forma femenina o higuera; comestible (B). Fuente: http://www. waynesword.edu//
17
I.-Introducción
Una elevada proporción de las higueras cultivadas pertenecen al tipo común,
mientras que menos del 4% son de tipo "San Pedro", siendo el restante 18% de tipo
"Esmirna" (Condit, 1955).
I.1.2.- Principales variedades
Debido a la facilidad de propagación a través de estaquillas leñosas y a su
replantación para el mantenimiento de los cultivos deseados, la higuera ha sido
ampliamente distribuida y cultivada, lo cual supone una importante oportunidad para la
variabilidad fenotípica a partir de mutaciones naturales dentro de la variedad (Flaishman
y col., 2008). Tradicionalmente, las características del fruto y del árbol han sido
utilizadas para categorizar las diferentes variedades, lo cual es útil especialmente para
su comercialización y selección de material vegetal. Sin embargo, existen numerosas
Fig. I.1.2. En el proceso de caprificación llevado a cabo en algunas variedades de higueras, son necesarios 2 formas sexuales, el cabrahigo "masculino" y el árbol hembra (higo comestible). El cabrahigo presenta flores pistiladas productoras de polen. Los higos hembra o comestibles contienen sólo flores femeninas de estilo largo (López-Corrales y col., 2011)
18
I.-Introducción
variedades con características muy similares y en algunos casos docenas de nombres
que están asociados a un único genotipo. Por otra parte, la mayoría de la producción
comercial está basada en unos pocos cultivares. Condit (1955) describió 607 variedades
de higuera una vez eliminadas las posibles sinonimias y homonimias. En España, se
establecieron los Bancos de Germoplasma de higuera: “Finca La Orden-Valdesequera”
(Badajoz, Extremadura) con 350 accesiones y “Campo Experimental de Son Mut Nou”
(Mallorca, Islas Baleares) con 400 accesiones (López-Corrales y col., 2011). Dentro del
Banco de Germoplasma de la "Finca La Orden-Valdesequera" se estableció un
protocolo para la caracterización de higueras tanto a nivel morfológico, según la
metodología establecida en el IPGRI y CIHEAM (2003) y en el protocolo descriptivo o
"Guideline" de la Unión Internacional para la Protección de las Obtenciones Vegetales
(UPOV) para esta especie (López-Corrales y col. ,2011), como a nivel molecular con el
desarrollo de 26 microsatélites o SSRs (Giraldo y col., 2008), lo que permitió esclarecer
un gran número de sinonimias y homonimias presentes en este Banco, permitiendo
optimizar su gestión (Giraldo y col., 2008).
Por otro lado, la necesidad de identificación y diferenciación de variedades se
hace cada vez más necesaria debido a la Directiva 2003/111 de la Comisión, relativa a
comercialización de materiales de multiplicación vegetales y de plantones de frutales
destinados a la producción frutícola, incluye la higuera dentro de las especies reguladas,
por lo que comienza a prestársele una mayor atención en su comercio viverístico, siendo
necesario el registro Oficial de Variedades de Higuera (López-Corrales y col., 2011).
Asimismo, el conocimiento varietal es necesario para la selección de la variedad
deseada dependiendo del tipo de producción (brevas y/o higos), el destino de dicha
producción (consumo en fresco o secado), la fecha de maduración (temprana, media o
tardía) y la preferencia del mercado (coloración de la piel).
La mayoría de las variedades utilizadas en España corresponden al grupo de las
higueras comunes o partenocárpicas, ya sean uníferas o bíferas; y en menor medida, las
de tipo "San Pedro". Las de tipo "Esmirma" son las menos utilizadas por sus mayores
requerimientos de mano de obra. Las principales variedades que presentan interés
comercial o que ocupan grandes superficies de cultivo en Extremadura pueden
agruparse de una forma general en variedades para secado y variedades para consumo
en freso. En cuanto a estas últimas cabe destacar las siguientes variedades descritas por
(López-Corrales y col., 2011):
19
I.-Introducción
- ‘San Antonio’: Variedad bífera cultivada principalmente por la producción de
brevas tempranas de buena calidad. Son de tamaño medio, de forma
cucurbiforme, de color verde amarillento con sobrecolor entre marrón y púrpura.
La pulpa es de color ámbar, con alta
jugosidad. Está perfectamente adaptada
al cultivo en las condiciones de secano.
Presenta como inconveniente que
necesita una manipulación muy
cuidadosa, ya que la piel se desprende
con facilidad. Es una variedad en
expansión en las comarcas del sur de
Badajoz y muy recomendable por ser
una de las más tempranas.
- ‘Tiberio’: En el registro Oficial de Variedades aparece como ‘Lampaga’ ya que
se trata de una variedad de origen portugués. Variedad de tipo "San Pedro" que
se cultiva principalmente por las brevas, siendo necesaria la caprificación para la
producción de higos. La época de maduración es media y son brevas de tamaño
medio-grande, de color verde marrón, con piel fina, elástica y muy brillante. La
pulpa es marrón claro y su calidad es buena.
- ‘Cuello de Dama Negro’: Variedad bífera con una importante producción de
brevas que suelen madurar desde la
tercera semana de junio hasta
mediados de julio, teniendo a inicios
de julio la época de máxima
producción. Los higos maduran desde
la primera semana de agosto hasta
finales de septiembre, situándose la
máxima producción en la tercera
semana de agosto. Variedad bastante
bien adaptada a las condiciones de
secano, que presenta una muy buena aptitud a la manipulación y transporte; y,
por tanto, responde perfectamente a las exigencias del consumo en fresco. Esta
Fig. I.1.2.1. Higos de la variedad ‘San Antonio’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura (CICYTEX).
Fig. I.1.2.2. Higos de la variedad ‘Cuello Dama Negro’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura (CICYTEX).
20
I.-Introducción
variedad, en condiciones de riego, el peso medio de las brevas e higos puede
considerarse muy similar, pudiendo alcanzar los 40 g.
- ‘Negra Cabezuela’: Variedad bífera de producción media-baja de brevas y
buena producción de higos en condiciones de secanos húmedos o en riego. De
fecha de maduración media, los higos son esféricos, de tamaño medio grande, de
color verde amarillento con sobrecolor púrpura. El color de la pulpa es rojo, con
calidad organoléptica aceptable.
- ‘De Rey’: Variedad bífera poco productiva en brevas e higos. De fecha de
maduración tardía, presenta frutos de tamaño medio, de forma principalmente
cucurbiformes y turbinados, de color verde amarillento y sobrecolor púrpura. La
pulpa es de color ámbar y rojo, con alto contenido en sólidos solubles y de
excelente calidad. Presenta muy buena aptitud a la manipulación, tiene el
inconveniente de ser muy sensible al cultivo en condiciones severas de secano,
perdiendo sus frutos buena parte de su calidad y disminuyendo drásticamente el
calibre.
- 'Cuello Dama Blanco': Cultivada principalmente en el norte de la provincia de
Cáceres, su cultivo se extiende también por el sur de la provincia de Ávila. Se
aprovecha tanto para consumo en
fresco como para secado. Variedad
bífera, con una producción baja de
brevas y muy alta de higos. Éstos son
de tamaño medio, forma esférica y
color verde amarillento. La pulpa es
de color ámbar y su calidad
organoléptica excelente. La piel es
gruesa, elástica y resistente.
- ‘Nazaret’: Variedad tipo "San Pedro" de origen israelí y muy productiva que se
cultiva principalmente por las brevas. Variedad de maduración temprana,
presenta frutos de tamaño grande, forma esférica y de color verde. La pulpa es
de color ámbar, la piel es resistente, elástica y brillante y se pela muy bien. Para
la obtención de frutos de calidad, esta variedad debe cultivarse en zonas frescas
con elevada humedad ambiental y temperaturas no muy elevadas.
Fig. I.1.2.3. Higos de la variedad ‘Cuello Dama Blanco’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura (CICYTEX).
21
I.-Introducción
- 'Banane': Variedad bífera de origen francés, con una alta producción de brevas
e higos. La época de maduración es temprana-media y son frutos de tamaño
grande, con contenido medio en
azúcar. Son de forma ovoidal, de
color verde amarillento y
sobrecolor púrpura. La pulpa es de
color rojo, de buena calidad
organoléptica. Es una variedad
interesante para el consumo en
fresco, si bien requiere un
cuidadoso manejo.
I.2.- Producción e importancia económica del cultivo de la higuera
A nivel mundial, la superficie de cultivo de la higuera supera las 376.100 ha,
con una producción estimada de 1.064.400 t (FAOSTAT, 2014). Dicha superficie y
producción mundial se han mantenido más o menos estable con un máximo de 460.900
ha y más de 1.200.000 t en el año 2006. En la actualidad, Turquía es el primer país
productor, con un volumen de producción en el año 2010 de 254.800 t, seguido de
Egipto con 184.972 t (Fig. 1.2.1). El tercer, cuarto y quinto puesto lo ocupan Argelia,
Irán y Marruecos. Por debajo, se encuentran Siria, Estados Unidos, Túnez y España con
41.000, 36.290, 28.700 y 26.800 t respectivamente (FAOSTAT, 2014).
Por otra parte, el cultivo de la higuera en España está considerado como un
cultivo tradicional, ampliamente distribuido y característico de la producción agraria de
la Península Ibérica desde hace milenios. Actualmente, la producción española
representa el 33% de la producción de higo de la Unión Europea y sitúa a España como
el primer productor comunitario. En cuanto a la superficie de cultivo y producción, se
han observado oscilaciones en los últimos 50 años, con pérdidas paulatinas de superficie
en plantación regular y producción. En la actualidad, la superficie en plantación regular
en España alcanza las 11.629 ha con una producción de 30.260 t en el año 2012
(MAGRAMA, 2014).
Las comunidades autónomas con mayor superficie cultivada (Fig. 1.2.2.) y
producción en los últimos años han sido Extremadura (5.300 ha), Baleares (2.287 ha) y
Andalucía (1.874 ha, principalmente en la provincia de Granada). Otras comunidades
Fig. I.1.2.4. Higos de la vareidad ‘Banane’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura (CICYTEX).
22
I.-Introducción
con superficie en plantación regular son Galicia (638 ha, principalmente en las
provincias de La Coruña y Orense), Comunidad Valenciana (521 ha, principalmente en
Alicante), Castilla-La Mancha (242 ha cultivadas en Toledo), Castilla y León (237 ha
principalmente en Ávila) y Canarias (290 ha, cultivadas en Santa Cruz de Tenerife). Sin
embargo, la superficie de este cultivo ha ido disminuyendo progresivamente en los
últimos años, aunque la evolución ha sido muy diferente en cada Comunidad
Autónoma. Mientras que en Baleares la superficie ha sufrido un acusado descenso
debido al abandono de la agricultura por el desarrollo del sector turístico, en el resto de
comunidades ha disminuido o permanecido más o menos estable, o ha aumentando
como en el caso de Galicia. Este análisis pone de manifiesto dos aspectos muy
interesantes: el tipo de producción (en secano o regadío) y el destino de dicha
producción (para consumo en fresco o secado), que supone la utilización de variedades
con diferentes aptitudes.
La producción de Extremadura, Andalucía y Baleares (Fig. 1.2.3.), con casi el
80% de la superficie, supone el 48% de la total nacional, debido a que se trata de
plantaciones principalmente en secano, con higos destinados básicamente al consumo
en seco o pasta de higo. En cambio, la Comunidad Valenciana, Castilla y León,
Castilla-La Mancha y Galicia, con el 14% de la superficie, producen el 40% debido a
que se cultivan principalmente en regadío o secanos húmedos, con destino al consumo
en fresco.
Fig. I.2.1. Principales países productores de higos a nivel mundial (producción 106 t en 2008. Fuente: FAOSTAT 2012.
23
I.-Introducción
A nivel regional, Extremadura lidera la superficie en plantación regular y la
producción con unas 5.120 ha, de las cuales 2.800 ha corresponden a la provincia de
Badajoz y 2.320 ha a la de Cáceres (MAGRAMA, 2014). En Badajoz, los higuerales se
localizan principalmente al sur de la provincia, en las comarcas de los Llanos de
Olivenza, Sierra Suroeste y Tentudía, en municipios como Barcarrota, Jerez de los
Caballeros, Salvaleón o Monesterio. También existen plantaciones regulares en los
municipios del norte de la comarca de Vegas Bajas como en La Nava de Santiago, La
Roca de la Sierra o Trujillanos, así como en Guareña perteneciente a las Vegas Altas.
Por otro lado, en la provincia de Cáceres, se diferencian dos zonas productoras:
una localizada al sur, en la Tierra de Montánchez y la otra al norte de la provincia, en
las comarcas de La Vera y del Valle del Jerte, cuya producción se destina
fundamentalmente para la alimentación humana, consumidos tanto en fresco como
secos.
I.3.- Salidas comerciales de higos y brevas
El problema básico del cultivo de la higuera es la escasa rentabilidad de muchas
de sus explotaciones: no disponen de superficie suficientemente amplias para poder
utilizar maquinaria y métodos de producción modernos. Muchos agricultores tienen una
formación insuficiente o se muestran remisos a modernizar sus explotaciones. Sin
embargo, su producción, aún en las explotaciones más pequeñas, es de enorme
importancia para el agricultor, ya que supone un ingreso más que aumenta la renta
agraria, a la vez que facilita frutos para el autoconsumo y aporte alimenticio para el
Fig. I.2.2. Superficie de cultivo de higos por Comunidad Autónoma. Fuente: MAGRAMA 2012
Fig. I.2.3. Producción de higos por Comunidad Autónoma. Fuente: MAGRAMA 2012
24
I.-Introducción
ganado. La integración de España en el Mercado Común y el sistema de ayudas a la
transformación del higo seco supuso una revalorización de la materia prima, a la vez
que potenció la mejora en la calidad y presentación del higo.
Por ello, pese a tratarse de un cultivo tradicionalmente marginal, y siendo su
producción de secano debido a los bajos costes de su producción, en los últimos años, se
ha producido un interés creciente en el cultivo de la higuera para la producción de
brevas e higos con destino al consumo en fresco. En Estados Unidos la producción de
higo para consumo en fresco se ha multiplicado por cuatro durante el periodo 2002-
2006 (Crisosto y col., 2010). Por otro lado, en España, debido en parte a la actual crisis
frutícola, a la buena aceptación por parte del consumidor y al aumento de los precios en
el mercado, también se ha triplicado la demanda de brevas e higos para su consumo en
fresco y se van estableciendo plantaciones regulares con destino al mercado en fresco y
seco
En Extremadura las perspectivas de la producción de higo, tanto para secado
como para consumo en fresco, indican el mantenimiento e incluso una leve expansión,
que debe basarse en los siguientes hechos:
- Intensificación del cultivo mediante la aplicación de fertilización, fertirrigación,
riego localizado y tratamientos fitosanitarios
- Mejora de la calidad del fruto y la organización de la recolección,
postrecolección, envasado, clasificación y normalización
- Creación de nuevos productos industriales de gran aceptación en países con alto
poder adquisitivo.
Por ello, el sector empresarial extremeño está mostrando un gran interés en todos
los estudios relacionados con el material vegetal y técnicas de cultivo, así como en la
mejora de la calidad y en la valorización de las producciones de brevas e higos.
Entre las principales variedades de higos y brevas de mayor interés económico y
de cultivo actualmente se encuentran básicamente el grupo de las partenocárpicas, ya
sean uníferas o bíferas; y en menor medida, las de tipo San Pedro. Principalmente, en la
Comunidad Valenciana se producen brevas e higos de ‘Albatera’(‘Brown Turkey’) y
‘Colar Elche’, idéntica a ‘Black Mission’ pero de mayor calibre. En Castilla y León
comercializan ‘Cuello Dama Blanco’, idéntica aKadota, y en otras zonas productoras,
con menor volumen, ‘Nazaret’, ‘Tiberio’ y ‘De Rey’.
La diversidad en las orientaciones que el fruto de la higuera posee: brevas, higos
frescos, higos secos y sus múltiples derivados, son las claves del éxito de su
25
I.-Introducción
comercialización. La importante producción extremeña se articula desde la distancia y
es regulada por un número muy reducido de elementos que en gran medida hacen de
embudo, coartando las excepcionales posibilidades que se plantean a este producto no
sólo a nivel nacional, sino dentro del marco de la Comunidad Europea, con 340
millones de posibles demandantes.
I.3.1.- Comercio interior
Según la Cámara de Comercia de Cáceres, los principales mercados de destino
de los higos frescos son los nacionales, con preferencia hacia los grandes centros de
consumo. En la actualidad hay grandes posibilidades comerciales como consecuencia
del cambio en los hábitos de consumo de la población. En los últimos años, el consumo
de alimentos de primera necesidad ha sufrido un descenso a medida que ha aumentado
la renta; a la vez que en algunos productos alimenticios se ha producido un destacado
incremento, caso de las frutas. Tradicionalmente los principales mercados nacionales
por excelencia son: Madrid, Barcelona, Sevilla, Bilbao y Zaragoza
La rentabilidad de la producción pasa por una paulatina reconversión del
higueral. Plantación o sustitución por variedades bíferas y de fruto negro (muy
apetecidas por su gran vistosidad) de gran productividad, calidad y tamaño de fruto, se
plantean como iniciativas a desarrollar en el medio cacereño, a medio y largo plazo, de
modo que la producción pueda ajustarse a las preferencias y necesidades de la fruta
fresca de los mercados más exigentes.
I.3.2.- Comercio exterior
Las posibilidades reales de comercialización del higo se centran en el comercio
exterior, principalmente en los mercados estadounidense, latinoamericano y de los
países comunitarios -a pesar del descenso de las exportaciones españolas producidas en
los últimos años hacia la CEE-. El mercado único europeo dará una nueva dimensión a
los contactos entre los países integrantes de la comunidad. En el mercado internacional
(CEE) los problemas de aceptación del higo provienen más por la competencia existente
con el higo turco que por la procedencia de los países productores comunitarios (Grecia,
Italia y Alemania principalmente).
La excepcional calidad del higo español, en general, y la consecución de
múltiples derivados de éste, responden a las pautas de conducta que el consumidor tiene
en estos momentos respecto a la demanda de productos alimenticios: calidad y variedad.
26
I.-Introducción
Al mismo tiempo que aumenta la renta crece la demanda de productos de primera
calidad y a su vez, el consumidor exige una mayor variedad en la oferta. Se trata por
tanto de un mercado accesible y además en el que la introducción sería más fácil por
tratarse de un espacio en el que el higo no es un producto desconocido; sería un área en
el que habría que desarrollar calidades y productos nuevos (Cámara de comercio de
Cáceres, 2014).
Por todo ello, para rentabilizar la comercialización tanto de breva como de higo,
es necesario la caracterización de nuevas variedades para consumo en fresco, así como
estudios de maduración y técnicas postcosecha que permitan mantener una calidad
organoléptica aceptable para el consumidor y que además prolonguen la vida útil de los
mismos, permitiendo su comercialización y exportación.
I.4.- Parámetros de calidad de brevas e higos
I.4.1.- Parámetros de calidad físico-química
Dentro de los parámetros de calidad de brevas e higos que influyen tanto en la
elección del momento de recolección como en su aptitud para consumo en fresco se
encuentran principalmente la firmeza y el color de la epidermis (Flaishman y col.,
2008), aunque también se incluyen aspectos como el calibre, color de la pulpa,
contenido en azúcares y acidez. Atendiendo a la forma del fruto, ésta depende en gran
medida del genotipo, al igual que el calibre, el cual depende también del estado de
maduración, así como con posibles alteraciones del fruto (Crisosto y col., 2010).
Marei y Crane (1971) describieron el proceso de maduración de estos frutos un
crecimiento sigmoideo con tres fases de maduración o desarrollo. La Fase I está
caracterizada por un rápidoo incremento de tamaño del fruto, en la que la firmeza de
éste es elevada y se mantiene durante la Fase II, donde además el tamaño del fruto se es
más o menos estable. Finalmente antes o en paralelo al inicio la Fase III, acaban
sufriendo un dramático descenso de la firmeza, siendo en este momento su estado
óptimo para ser consumido, a pesar de que el fruto se vuelve más susceptible a diversos
daños o alteraciones. Asimismo, en esta última fase se produce una expansión celular, la
cual corresponde con una acumulación de azúcares, así como cambios en el color,
dando lugar al fruto comestible (Chessa, 1997). Además, tras la recolección, el color y
la textura de los frutos seguirá evolucionando (Rodov y col., 2002).
En cuanto al color de la epidermis y la pulpa, existe una gran variedad de
tonalidades (Fig. I.4.1.1) que van a depender fundamentalmente de la variedad (López-
27
I.-Introducción
Corrales y col., 2011). El color de la epidermis varía desde verde hasta negro, pasando
por variedades bicolores como la ‘Panachee’ (López-Corrales y col., 2011). Además, la
epidermis se caracteriza por presentar un color de fondo y un sobrecolor, dependiendo
de la variedad y estado de maduración, mientras que el color de la pulpa puede variar
desde blanco amarillento hasta marrón oscuro dependiendo del genotipo (López-
Corrales y col., 2011). Diversos autores (Tsantili, 1990; Crane y col., 1970; Hirai, 1966)
han descrito como el fruto experimenta cambios de color tanto a nivel de la epidermis
como la pulpa a lo largo del proceso de maduración, pasando del verde en la Fase I
hasta llegar al desarrollo total del color propio de la variedad hacia el final de la Fase II,
de modo que en el caso de las variedades moradas presentan en la Fase II de
maduración las concentraciones más elevadas de antocianinas, pigmentos responsables
de la coloración morada (Puech y col., 1975). Asimismo, el sobrecolor puede llegar a
cubrir completamente el color de fondo en frutos con un estado de maduración muy
avanzado.
Otros parámetros físico-químicos indicadores de calidad así como del estado de
maduración del fruto son el contenido en sólidos solubles (CSS) y la acidez titulable
(AT). En cuanto CSS, su concentración oscila entre 14 y 19 % (Crisosto y col., 2010),
aunque estos valores puede variar significativamente entre variedades. Además, Tsantili
(1990) informó de que CSS aumenta a lo largo del proceso de maduración del fruto, de
forma natural, debido al aumento de azúcares reductores, principalmente fructosa
seguida de glucosa a partir de la Fase II. Por otra lado, los niveles de AT también
muestran variaciones dependiendo del genotipo, el estado de maduración e incluso de la
condiciones edafoclimáticas de la zona de producción (Crisosto y col., 2010). Entre los
Fig. I.4.1.1. Diferencias en el color de piel y pulpa en función de la vareidad de higo. Fuente: Dpto. Hortofruticultura (CICYTEX).
28
I.-Introducción
ácido descritos en higos se encuentra el ácido málico, cuya presencia ha sido descrita
como importante en higos de la variedad ‘Dauphine’ (Hirai, 1966), especialmente
durante la Fase II de maduración, por contra, el ácido cítrico ha sido descrito como el
principal ácido orgánico en la mayoría de variedades, presentando valores entre 0,22 y
0,7 % de ácido cítrico y mostrando un comportamiento de disminución a lo largo del
proceso de maduración (Crisosto y col., 2010; Tsantili, 1990)
I.4.2.- Parámetros de calidad nutricional
Higos y brevas han sido valorados desde la antigüedad por sus excelentes
características nutricionales. Han sido descritos como una importante fuente de
minerales, principalmente potasio, calcio y hierro, vitaminas y fibra dietética entre otros
compuestos, lo cual le confiere un importante valor nutricionall, así como efectos
beneficiosos para la salud (Chessa, 1997; California Fresh Fig Growers Association,
2000; California Fig Advisory Board, 2007; Veberic y col., 2008). Además, de acuerdo
a los datos de ingestas diarias de referencia emitidos por la Comisión de Alimentos y
Nutrición del Instituto de Medicina de Estados Unidos, los componentes nutritivos de
los higos frescos, pueden ser considerados como una fuente superior de minerales y
vitaminas a los de otras frutas comunes como plátanos, uvas, naranjas, manzanas y
fresas (Chessa, 1997; California Fresh Fig Growers Association, 2000; Michailides,
2003). Finalmente, los higos y las brevas también se caracterizan por la ausencia de
grasas, sodio y, como en otras frutas, colesterol (Slavin 2006; Solomon y col., 2006;
Vinson, 1999; Vinson y col., 2005; Dueñas y col., 2008; Miura y col., 1998).
I.4.2.1.- Agua
Al igual que la mayoría de las frutas, higos y brevas presentan un elevado
contenido en agua, que puede oscilar entre el 70 y el 80% aproximadamente de la
composición de estos frutos. Este elevado contenido en agua, puede resultar beneficioso
para la salud del consumidor, debido al bajo contenido en otros compuestos como las
grasas. Sin embargo, el elevado contenido en agua y por consiguiente, su elevada
actividad de agua, unido a diversos factores característicos de estos frutos como su pH
cercano a la neutralidad, hace que estos frutos sean mucho más sensibles al desarrollo
de microorganismos que pueden dar lugar a la pérdida de las características de calidad
del fruto.
29
I.-Introducción
I.4.2.2.- Hidratos de carbono
El contenido en hidratos de carbono va influir sobre la estructura, textura, sabor
y valor nutricional de la fruta fresca, suponiendo el 12 y 19% de la composición del
fruto, los cuales provienen principalmente de azúcares y fibra dietética. De este modo,
la energía aportada por 100 gramos de higos es de 74 Kcal.
En cuanto a los azúcares descritos en higos y brevas, éstos dependen del
genotipo, estado de maduración, características edafoclimáticas y condiciones de
conservación, si bien en higos frescos, los contenidos de glucosa y fructosa pueden
llegar hasta los 26 y 28 g por cada 100 gramos de porción comestible respectivamente
(Matthews y col., 1987), mientras que los valores de sacarosa descritos son mínimos
(Tsantili, 1990). En cuanto a la fibra bruta, estos frutos se caracterizan por presentar
elevadas concentraciones (5,8%), siendo estas concentraciones muy superiores a las
mostradas por otras frutas (Miura y col., 1998). Concretamente higos y brevas se
caracterizan por presentar elevados niveles de pectinas solubles, mientras que por
contra, las cantidades de almidón son relativamente bajas (Tsantili, 1990; Hirai, 1966).
Del total de fibra bruta, más del 28% es fibra soluble, la cual que tiene un efecto
positivo sobre la salud humana controlando los niveles de azúcar y colesterol en sangre
y contribuyendo a la pérdida de peso (Vinson, 1999)
I.4.2.3.- Lípidos
Higos y brevas presentan unos muy bajos niveles de grasas. Por otra parte, cabe
destacar la presencia de fitoesteroles, poseen efectos positivos en el tratamiento de
enfermedades tales como hiperplasia benigna de próstata, reuma, artritis, alergias, así
como contra el desarrollo de cáncer de colon. Según Jeong y Lachanche (2001), los
fitoesteroles mayoritarios en higo son el Sitosterol, fucosterol, stigmastirol y
campesterol. También estos esteroles presentes en los higos pueden ayudar a reforzar el
sistema inmune, así como ayudar a disminuir inflamaciones, e incluso promover
operaciones como apoptosis (muerte celular programada), importante función celular
para evitar enfermedades como el cáncer, (Bradford y Awad, 2007).
I.4.2.4.- Vitaminas, minerales y aminoácidos
Higos y brevas son una excelente fuente de vitamina C y provitamina A, lo que
los convierte en un buen agente antioxidante frente a los radicales libres. Además,
también son fuente de vitaminas B1 (7,1% Tiamina), B2 (6,2% Riboflavina) y B3. De
30
I.-Introducción
igual modo, se caracterizan por ser la fruta con mayores contenidos en calcio (35
mg/100 g fruta) y hierro, entre otros (Chessa, 1997), así como valores destacados de
magnesio que alcanzan los 17 mg/100 g fruta, potasio 149 mg/100 g y fósforo con 9
mg/100 g de higos frescos (USDA, 2014). Además, contienen 17 tipos de aminoácidos
diferentes, entre ellos, ácido aspártico, glutámico, prolina, alanina, serina y leucina en
altas concentraciones (Goor, 1965). Sin embargo, cabe destacar las bajas
concentraciones de metionina, cisteína y triptófano presentes en estos frutos.
I.4.2.5.- Ácidos orgánicos
Los ácido orgánicos están presentes en estos frutos en una elevada concentración
(Leong y Shui, 2002), destacando principalmente el ácido cítrico, seguido del ácido
málico y acético. La composición y naturaleza de estos compuestos han demostrado
tener una gran influencia sobre las propiedades organolépticas de la fruta. Su contenido
suele descender normalmente a lo largo de la maduración de la fruta debido a la
utilización de ácidos orgánicos como sustrato de la respiración o su conversión en
azúcares.
I.4.3.- Calidad y composición fitoquímica
I.4.3.1.- Compuestos fenólicos
Higos y brevas poseen diversos compuestos fenólicos que contribuyen de
manera importante a la calidad del fruto debido no sólo a sus efectos beneficiosos para
la salud (Veberic y col., 2008), sino a que estos compuestos también han sido
relacionados con características sensoriales del fruto. Tomás-Barberán y col. (2001)
informaron de que la presencia de estos compuestos fenólicos contribuye al sabor
amargo, astringencia y/o aroma de los frutos, pudiendo incluso contribuir al aroma de
los mismos. Por otra parte, la presencia y concentración de los diversos compuestos
fenólicos se ve directamente determinada no sólo por la variedad, sino también por el
estado de maduración (Veberic y col., 2005; Crisosto y col., 2010).
Los ácidos fenólicos o también llamados compuestos fenólicos o polifenoles,
son compuestos orgánicos producto del metabolismo secundario de las plantas y que
son biosintetizados a través de la ruta del ácido shikímico (Figura I.4.3.1.1). Son
compuestos hidrosolubles, en contraste con otros antioxidantes encontrados en este
fruto, como los carotenoides y tocoferoles, que son liposolubles, (Kalt y col., 2001).
31
I.-Introducción
COO-
HOOH
OH
Shikimate
NH
H2C
CHCOO-
NH3
H2C
H3N H
-OOC
Tryptophan
Phenylalanine
N
HO NH3
COO
5-Hydroxytryptophan
N
HO NH2
N
H3CO NH
O
CH3
OHO
OHOH
OH
Serotonin Melatonin
Anthocyanidins derivates
R
R3R2
R1
COOH
Benzoic acid derivates
COOH
R3 R1R2 Cinnamic acid derivates
O
HO
HOO OH
R1
R2
R3
Flavonols derivates
Estos compuestos fenólicos poseen un anillo aromático (fenol) o más
(polifenoles) y dobles enlaces conjugados a partir de los cuales ejercen su acción
antioxidante. Dentro de las plantas, estos compuestos son clasificados como metabolitos
secundarios que desarrollan diversas funciones, como ser los responsables de la
Fig. I.4.2.3.2.1. Producción de compuestos fenólicos por la vía del sikimato Fuente: González-Gómez y col., 2010.
32
I.-Introducción
coloración de los frutos. Sin embargo algunos de ellos también pueden desarrollar una
función protección frente al ataque de patógenos o herbívoros, así como crecimiento o
atracción de polinizadores (Daayf y Lattancio, 2008). Debido a esta acción antioxidante,
los compuestos fenólicos han adquirido en los últimos años un gran interés debido a
que bloquean el efecto dañino de los radicales libres implicados en muchos procesos
degenerativos a causa del estrés, como el Alzheimer, Parkinson, cáncer, diabetes,
arteriosclerosis, y el envejecimiento, (Kant y col., 2000; Bazzano y col., 2002;
Engelfriet y col., 2010, Vainio y Weiderpass, 2006), y por esta acción funcional son
denominados compuestos bioactivos o fitoquímicos.. Estudios epidemiológicos han
demostrado el poder de componentes presentes en el higo de poseer una actividad
citotóxica contra las células cancerígenas, (Gao y col., 2004). Otros estudios también
han demostrado como los antioxidantes presentes en el higo pueden proteger las
lipoproteínas presentes en el plasma sanguíneo de la oxidación y producir un
significativo incremento en la capacidad antioxidante del plasma sanguíneo después de
cuatro horas tras su ingesta (Vinson y col., 2005). Finalmente, autores como Del Caro y
Piga (2008), Solomon y col., (2006) y Veberic y col., (2008) demostraron que las
variedades de higos negras tenían un mayor contenido en fenoles totales respecto a las
variedades verdes o blancas, y que a su vez éstos contenidos eran mayores en piel que
en pulpa.
Por otra parte, su disposición estructural puede ser libre (ácidos fenólicos) o
conjugada (glicósidos) con uno o más restos de azúcares unidos a grupos hidroxilo o
directamente al anillo aromático, aunque también, pueden encontrarse asociados a otros
compuestos (Manach y Donovan, 2004). Entre los azúcares se encuentran la glucosa,
galactosa, arabinosa, ramnosa, xilosa, manosa y ácido glucurónico, así como los ácidos
galacturónicos. Los compuestos polifenólicos pueden ser clasificados, según su
estructura química, en dos grandes grupos (Gimeno, 2004):
• No flavonoides, entre ellos hay tres subgrupos:
o Fenoles no carboxílicos.
o Ácidos fenólicos: derivados del ácido benzoico y derivados del
ácido cinámico.
o Estilbenos.
• Flavonoides, formados por dos grupos bencénicos unidos por un puente
tricarbonado, hay siete subgrupos:
33
I.-Introducción
o Antocianos o antocianinas.
o Flavanoles (flavan-3-oles).
o Flavanonas.
o Flavonoles.
o Flavonas.
o Isoflavonoides.
o Chalconas.
I.4.3.1.1.- Ácidos fenólicos
Los ácidos fenólicos incluyen derivados del ácido benzoico y cinámico
(Benbrook, 2005) (Figura I.4.3.1.1.1). Los derivados más comunes del ácido benzoico
son p-hidroxibenzoico, vanílico, siríngico y gálico, mientras que los derivados del ácido
cinámico más comunes incluyen p- cumárico, cafeico, ferúlico y sinápico. Los
derivados difieren según el grado de hidroxilación y metilación del anillo aromático.
Veberic y col. (2008) describieron el ácido gálico como el segundo ácido fenólico más
abundante en higos, con algunas trazas de ácido siríngico. El ácido gálico y su
derivados glicosilados aparecieron en cantidades significativas en higos pertenecientes
al cultivar ‘Miljska figa’, siendo también común en otros cultivos como las moras y las
fresas (Hakkinen y col., 1999). Este ácido es extremadamente bien absorbido por el
cuerpo humano comparado con otros compuestos fenólicos (Manach y col., 2005).
Por otro lado, Oliveira y col., (2009), describieron en higos la presencia de
compuestos como los ácidos 3-O y 5-O-cafeoilquinicos y el ácido ferúlico. En fruta es
muy frecuente la esterificación del ácido cafeico con el ácido quínico para formar el
Fig. I.4.3.1.1. Estructura del ácido benzoico (izquierda) y ácido cinámico (a la derecha), precursores de las dos clases principales de ácidos fenólicos presentes en frutas y verduras. Fuente: Vicente y col., 2009.
34
I.-Introducción
ácido clorogénico, el cual ha sido descrito en higos como uno de los ácidos mayoritarios
(Veberic y col., 2008), el cual ha sido del mismo modo ampliamente descrito en
numerosas frutas y plantas. Por otra parte, el ácido clorogénico es el principal sustrato
implicado en el pardeamiento enzimático que se produce en la fruta después de un corte
o lesión. Graziani y col., (2005) describieron el ácido clorogénico como un compuestos
con una importante actividad antioxidante, similar al de las catequinas. Sin embargo, el
ácido clorogénico tiene una pobre capacidad de absorción por el cuerpo humano y por el
metabolismo (Olthof y col., 2003).
I.4.3.1.2.- Antocianinas
Estos compuestos se caracterizan por ser estables a valores de pH ácido,
haciendo que valores de pH entre 3 y 5 favorezcan la copigmentación (Brouillard y col.,
1991). Además, cuando las antocianinas se encuentran en forma no glicosiladas
(agliconas) en medio ácido aparecen como cationes en forma de diferentes isómeros.
Las antocianinas son los pigmentos responsables de los colores rojo, azul y
violeta presentes en las frutas. Estos pigmentos se encuentran localizados en la vacuola
y se caracterizan por ser hidrosolubles. Las principales agliconas presentes en frutas son
cianidina, es quizás la más común, seguida por delfinidina, peonidina, pelargonidina,
petunidina y malvidina (Figura I.4.3.1.2.). Por otro lado, la cianidina glicosilada con
glucosa como azúcar participante, es la estructura más abundante en frutos, aunque
pueden encontrarse también otras estructuras glicosiladas en la composición total de
antocianinas (Piñero, 2005). El color de la piel y de la pulpa de los higos y las brevas
viene determinado por su concentración de pigmentos, principalmente antocianinas, que
son los compuestos que participan en el color dede estos frutos. Concretamente,
diversos autores (Dueñas y col., 2008; Solomon y col., 2006; Vallejo y col., 2012) han
descrito a las cianidinas y pelargonidinas, así como sus derivados, como los pigmentos
mayoritarios en higos. En el caso de las variedades de higuera de piel oscura, la
principal antocianina identificada fue Cianidina 3-O-rutinósido, la que representa el
75% de los pigmentos totales (Puech y col., 1975; Solomon y col., 2006; Del Caro y
Piga, 2008), seguido de Cianidina 3-O- glucósido y Pelargaonidina 3-O-rutinósido.
35
I.-Introducción
Flaishman y col. (2008) indicaron como el color de los higos estaba bien
correlacionado con la cantidad de fenoles totales, flavonoides, antocianinas y capacidad
antioxidante. Concretamente la piel de la fruta contribuye en mayor proporción a la actividad
funcional que la pulpa. Kahkonen y Heinomen, (2003) describieron como diversos tipos de
antocianinas, así como sus formas glicosiladas mostraron un potencial protector de las
lipoproteínas de baja densidad (LDL) de la oxidación, mostrando una capacidad antioxidante
comparable a la descrita para el α-tocoferol, Trolox® (ácido 6-hidroxi-2,5,7,8-
tetrametilcromano-2-carboxílico), catequina o quercetina. Otros frutos como las fresas, moras
o frambuesas han demostrado tener una alta capacidad antioxidante atribuida a sus altos
niveles en polifonoles y antocianinas (Sellapans y col., 2002; Rababah y col., 2005). Por otra
parte, no se han descrito grandes diferencias en cuanto a la capacidad antioxidante entre las
fases de maduración comercial y maduración de consumo. Aunque cuando se llega a la
maduración de consumo, se puede observar un color más oscuro, en caso de las variedades
negras, principalmente por el incremento de antocianinas. Sin embargo, esto no se traduce en
un relevante aumento de la capacidad antioxidante (Crisosto y col., 2010), debido a que se ha
comprobado que la actividad antioxidante no está bien correlacionada con el contenido en
antocianinas (Ferreyra y col., 2007).
I. 4.3.1.3.- Flavonoles
Este tipo de estructuras flavonoideas está ampliamente distribuido en el reino
vegetal y por tanto, forma parte de nuestra dieta diaria y además también muestran
propiedades beneficiosas para la salud. Entre los principales flavonoles descritos en
frutas y vegetales destacan el kaempferol y la quercetina (Figura I.4.3.1.3.1).
Concretamente, Oliveira y col., (2009) describieron en higos la presencia de dos
Fig. I.4.3.1.2. Antocianidinas. Fuente: Piñeiro, 2005.
36
I.-Introducción
flavonoides glicosilados: quercetina-3-O-glucósido y quercetina-3-O-rutinósido, los
cuales representaron entre el 42 y el 87% de los compuestos fenólicos identificados en
este fruto.
I.4.3.1.4. - Flavanoles (Flavan-3-oles) Dentro de este grupo encontramos las catequinas que están presentes en las
frutas y cuyas formas más comunes son la (+) catequina y la (-) epicatequina (Figura
I.4.3.1.4.1) que se caracterizan por ser unidades monoméricas. Veberic y col., (2008)
encontraron en higos mayores niveles de (+) catequina que de (-) epicatequina. También
pueden aparecer como estructuras oligoméricas llamadas procianidinas o procianidinas
oligoméricas (OPC) que se caracterizan por ser asociaciones diméricas de (+) catequina
y (-) epicatequina.
Las catequinas, desde un punto tecnológico, se caracterizan por ser el sustrato
para las oxidasas y así producir reacciones de pardeamiento y además, se polimerizan
produciendo taninos astringentes. Sin embargo, atendiendo a la capacidad de absorción
y degradación de las procianidinas en humanos existe una gran controversia. Desde el
punto de vista fisiológico para el consumidor, las catequinas tienen un gran potencial
como antioxidante evitando la oxidación de las lipoproteínas de baja densidad (LDL)
Fig. I.4.3.1.3.1. Flavonoles. Fuente: Piñeiro, 2005.
Fig. I.4.3.1.4.1. Epicatequina. Fuente: Piñeiro, 2005.
37
I.-Introducción
(Gonçalves y col., 2004). Debido a que las procianidinas encontradas en higos son
principalemente monómeros de (epi)catequina y dímeros (Pascua-Teresa y col., 2000),
éstas presentarán un bajo grado de polimerización, lo cual sugiere que los higos podrían
ser una buena fuente de monómeros de (epi)catequinas.
I.4.3.2.- Carotenoides
Los carotenoides son una clase de pigmentos terpenoides con 40 átomos de
carbono que en su mayoría son solubles en solventes apolares. Se conocen hasta 600
tipos de carotenoides diferentes, los cuales se dividen en dos tipos básicos: los carotenos
que son hidrocarburos y las xantofilas que son sus derivados oxigenados. Este segundo
grupo es el más complejo en términos de número de compuestos y variaciones en su
estructura, pudiendo ser encontrados en forma libre (como es el caso de los carotenos) o
en una forma más estable de ácidos grasos esterificados (como las xantofilas mono y
polihidroxiladas). , Éstos compuestos son los responsables de coloraciones que oscilan
entre el amarillo y el rojo. Asimismo, el color verde de los frutos inmaduros es
comúnmente debido a la presencia de carotenoides y clorofilas, mientras que en los
frutos maduros la presencia de carotenoides es mayor (Britton y Hornero-Méndez,
1997).
Los carotenoides juegan un importante papel como captadores de energía
luminosa y como atrayentes de polinizadores para la dispersión de semillas, además de
los beneficios sobre la salud que presenta el consumo humano de estos compuestos
(Britton y Hornero-Méndez, 1997; Howitt y Pogson, 2006). Además, los carotenoides
pueden ejercer importantes actividades biológicas debido a que en su estructura química
poseen dobles enlaces conjugados (Figura 1.4.3.2.1), los cuales hacen que sean
captadores de radicales. Entre su actividades biológicas destacan como antioxidantes,
como pro-vitamina A (α-caroteno, β-caroteno, β-criptoxantina, etc), inhibición de la
carcenogénesis, protección cardiovascular y defensa frente a especies reactivas de
oxígeno (ROS) (Britton y col., 2009a y b; Podsedek, 2007). Carotenoides como el
licopeno, zeaxantina y luteína no tienen valor como vitamina A, aunque son muy
importantes como pigmentos, y pueden tener también actividad como antioxidantes
(Figura I.4.3.2.)
.
38
I.-Introducción
En higos, el contenido de carotenoides está representado principalmente por el
Licopeno, con concentraciones en torno a 0,32 mg/100 g peso fresco, seguido de
luteína, (0,08 mg/100 g peso fresco), y por último α-caroteno y β-caroteno (0,04 mg/100
g peso fresco).
I.4.3.3.- Clorofilas
En las plantas, la clorofila es el pigmento fotosintético más ampliamente
distribuido en la naturaleza. Está involucrado directamente en la transformación de la
energía lumínica en energía química. Presentan un esqueleto formado por un anillo de
porfirina con un ión de magnesio en el centro y una larga cola hidrocarbonada de fitol
(Schwartz y Lorenzo, 1990). Es un tetrapirrol, con cuatro anillos pentagonales de pirrol
enlazados para formar un anillo mayor que es la porfirina. Existen dos tipos principales
de clorofila, la clorofila A y la clorofila B. La diferencia entre ellas es que la clorofila B
tiene un grupo formilo (-CHO) en lugar de un grupo metilo de la clorofila A en uno de
los carbonos del anillo de porfirina. En las células fotosintéticas, es la clorofila A la
más abundante y la responsable de la fotosíntesis, si bien, casi siempre contienen un
segundo tipo de clorofila, la clorofila B. Ambas clorofilas están normalmente en un
ratio de 3:1 (Chen y Chen, 1993), aunque las condiciones de crecimiento y los factores
medioambientales, entre otros, pueden modificar este ratio clorofila A/clorofila B
(Lichtenthaler y col., 1982). La clorofila A es verde azulada, mientras que la clorofila B
es de color verde amarillento. Esta diferencia se manifiesta en el espectro de absorción,
en la B, ambos máximos de absorción presentan una tendencia o son desplazados hacia
la parte verde, es decir, el máximo en la parte roja es desplazado hacia ondas más cortas
y el máximo en la parte azul hacia ondas más largas.
Los cambios en los niveles de clorofilas en frutas y vegetales verdes son un buen
índice de senescencia, estando fuertemente relacionado con la tasa de respiración, la
producción de etileno y los procesos de peroxidación lipídica (Deschene y col., 1991;
Zhuang y col., 1995).
Fig. I.4.3.2.1. Estructura química de la luteína (xantofila) y del β-caroteno (caroteno).Fuente: Piñeiro, 2005.
39
I.-Introducción
I.4.4.- Parámetros de calidad sensorial
Higos y brevas son frutos ampliamente conocidos debido tanto a su atractivo
sabor como a su valor nutricional (Solomon y col., 2006). Dentro de las características
sensoriales de calidad se encuentra en primer lugar la apariencia del fruto, siendo uno de
los principales factores que determinan la compra del fruto por parte del consumidor. La
apariencia comprende un gran número de factores que concurren durante el cultivo y
comprenden la forma, tamaño y color. Otro índice de calidad destacable directamente
relacionado con la apariencia es la ausencia de defectos (Crisosto y Kader, 2004). La
incidencia de defectos dependerá de diversos factores: biológicos (microorganismos,
insectos y otros agentes biológicos que causan plagas y enfermedades); fisiológicos
(como desequilibrios nutricionales y estado de maduración); culturales (clima, suelo,
relaciones hídricas e intensidad luminosa); daños mecánicos y características genéticas
(Kays, 1999).
Entre las propiedades sensoriales de los frutos, quizá sea el color la más
importante, ya que los consumidores establecen una clara relación entre el color y la
calidad de un producto y además, es el primer atributo del producto que se aprecia.
También la textura del fruto es una cualidad muy importante, aunque a su vez es difícil
de definir, ya que depende de un amplio rango de atributos. Según Sams (1999) se
puede definir como la sensación general que se obtiene en la boca al morder y masticar
un fruto y que comprende características mecánicas, como dureza o viscosidad,
características geométricas, como tamaño y forma de las partículas y características
químicas, como contenido en jugo y en grasas. Las características más apreciadas de
textura varían en función del tipo de fruto y con las preferencias del consumidor,
aunque en general, para la mayoría de los frutos los consumidores prefieren una textura
firme. En higos, los más aceptados están relacionados con la fruta entera y firme,
mientras que aquello frutos en los que se aprecia la salida del almíbar o jugo a través del
ostiolo tienen una relación directa con el rápido deterioro de la fruta, estando
relacionado con una sobremaduración, es decir, un aspecto más blando, pasado. Otro
factor que influye en la calidad del fruto, concretamente en su firmeza, es el tiempo
transcurrido entre la recolección y la entrada en refrigeración. En general, mientras
más cortos sean estos periodos, mejor se mantendrá la calidad del fruto (Dollahite y col.,
2007; Crisosto y col., 2011).
Por otra parte, la composición química, sobre todo en lo referente al contenido
en azucares, ácidos orgánicos y compuestos volátiles será la determinante del sabor y
40
I.-Introducción
del aroma (Valero y Serrano, 2010), y por tanto, de vital importancia en la calidad
gustativa. El porcentaje de aceptabilidad por parte del consumidor está directamente
relacionado con el índice de maduración (IM), que relaciona SST con la AT, el cual será
de gran importancia para la selección de las variedades de higos (Bremer, 2008). Entre
las operaciones que más influyen en la calidad del higo cuando se comercializa en
fresco respecto a la aceptación por parte del consumidor es el estado de maduración.
Los higos cosechados cuando alcanzan la madurez de consumo en el árbol tienen
mayores niveles de SST, menor AT y un mayor IM, por lo que poseen un mayor grado
de aceptación en el consumidor que los higos cosechados en la madurez comercial
(anterior a la madurez de consumo en el árbol). El inconveniente, respecto a las
características sensoriales, se debe a que el fruto en estado de madurez de consumo en el
árbol es que presenta una menor firmeza inicial y por tanto una reducción de su vida
útil (Crisosto y col., 2011).
El aroma, junto con el color, es una de las características organolépticas más
atractivas de las frutas, y se debe a una mezcla compleja de componentes volátiles. La
proporción de componentes aromáticos es una de las causas que afectan al flavor de las
frutas, estando formado por un complejo grupo de sustancias químicas (Riu-Aumatell y
col., 2004). Las variaciones en los compuestos aromáticos dependen de factores como
las condiciones edafoclimáticas, el genotipo, el grado de maduración y los factores
tecnológicos (Douillard y Guichard, 1990). Los compuestos volátiles son en su mayoría
ésteres, muchos con aromas típicos a fruta, y también alcoholes, ácidos, aldehídos,
cetonas, lactonas y derivados terpénicos (Mattheis y col., 1991, 1992; Valero y Serrano,
2010). Su importancia relativa va a depender de la concentración mínima, de la potencia
y de la interacción con otros componentes. Entre los compuestos volátiles del aroma de
higos y brevas se han identificado compuestos como acetaldehído, acetato de etilo,
metanol, etanol, hexanal, benzil-alcohol, benzaldehído, limoneno, (E)-2-hexenal y
octanal, así como sesquiterpenos hidrocarbonados (trans-caryophylleno y germacreno
D) y sesquiterpenos oxigenados (hidroxicariofilleno) (Gibernau y col., 1997; Oliveira y
col., 2010).
I.5.- Factores involucrados en el deterioro del material vegetal
I.5.1.- Respiración
La fisiología postcosecha de estos frutos se caracteriza por presentar una
actividad respiratoria moderada (10-20 mg CO2/Kg hr a 5ºC) (Kader, 2003; Crisosto y
41
I.-Introducción
Kader, 2004). Sólo en la última fase de maduración de los frutos (Fase III) se produce
un aumento de la tasa respiratoria coincidiendo con el pico climatérico, para después
disminuir.
I.5.2.- Producción y sensibilidad al etileno
Los higos y brevas en la etapa postcosecha presentan una moderada tasa de
producción de etileno (1-10 µL/Kg hr a 20ºC), así como una baja sensibilidad al etileno
externo (Kader, 2003; Crisosto y Kader, 2004).
Desde el punto de vista fisiológico, las brevas y los higos están considerados
como frutos climatéricos, debido a su respuesta al etileno durante la maduración. Des
este modo, Maxie y Crane (1968), Ben-Yehoshua y col., (1970) y Marei y Crane (1971)
describieron que el comportamiento de los frutos seguía una típica doble curva
sigmoidea durante su patrón de maduración, con dos fases de rápido crecimiento (Fase I
y III) separados por un periodo de inactividad (Fase II). La Fase I está caracterizada por
un rápido incremento de tamaño del fruto, así como por una producción de etileno
relativamente alta al inicio de esta fase. Esta producción de etileno disminuye durante la
Fase II, donde además el tamaño del fruto se mantiene más o menos estable. Finalmente
antes o en paralelo al inicio la Fase III, la producción de etileno aumenta nuevamente,
correspondiendo con el pico climatérico para disminuir durante el resto de la Fase III
(Figura I.5.2.1).
Por el contrario, una vez producido el pico climatérico, el fruto muestra un
comportamiento autocatalítico para la producción de etileno, por lo que en esta fase
puede ser considerado como postclimatérico, incluso aunque la producción de etileno
continúe aumentando. De acuerdo con la opinión de Colelli (1995) y Sozzi y col. (2005)
es concebible que el comportamiento específico de estos frutos tras ser cosechados
puede ser atribuido a su carácter postclimatérico, distinguido por un cese de la
producción autocatalítica de etileno y un posterior descenso a la respuesta o sensibilidad
frente al mismo. De hecho, higos del cultivar ‘Brown Turkey’ cosechados en un estado
de maduración relativamente avanzado no mostraron respuesta frente al empleo de
inhibidores a la sensibilidad al etileno con es el 1-metil.ciclopropeno (1-MCP), sin
producir inhibición ni tampoco estimulación de la síntesis de etileno (Sozzi y col.,
2005). Por otra parte, se ha observado que el etileno tiene la capacidad de inhibir el
crecimiento de higos y brevas durante la Fase I (etapa de división celular), para
42
I.-Introducción
Fig. I.5.2.1. Crecimiento y producción de etileno de higos del cultivar ‘Brown Turkey’. Los números crecientes indican las etapas de maduración. También se representan las fases de crecimiento, así como la etapa de madurez comercial. Fuente: Freiman y col., 2012
estimulas el crecimiento al inicio de la Fase II, así como el crecimiento y maduración al
final de las Fases II y III.
I.5.3.- Transpiración y pérdida de agua
La pérdida de agua es una de las causas principales de deterioro, suponiendo
pérdidas directas como es la pérdida de peso vendible, así como pérdidas indirectas al
afectar tanto a la apariencia de los frutos como a su textura. La tasa de transpiración está
influenciada por muchos factores internos, tales como las características morfológicas y
anatómicas, la relación entre la superficie y el volumen, los daños en la superficie y el
estado de madurez. Además también está influenciada por factores externos o
ambientales como la temperatura, la humedad relativa, el movimiento del aire y la
presión atmosférica. La transpiración es un proceso físico que consiste en la
evaporación del agua de los tejidos vegetales. Puede ser controlado por la aplicación de
ceras y otras cubiertas superficiales o envolturas de plástico al producto, o por el control
43
I.-Introducción
del medio ambiente en el almacenamiento, como por ejemplo, mantener una humedad
relativa alta y controlar la circulación del aire (Kader, 1992).
En higos, Dollahite y col. (2007) confirmaron el aumento de las pérdidas de agua
durante el almacenamiento de higos a 0ºC, dependiendo además del tiempo que pasaron
los frutos a temperatura ambiente una vez fueron recolectados. De este modo, cuanto
antes se realice el enfriamiento postcosecha de estos frutos, menores serán las pérdidas
de agua. Además, las pérdidas de agua también han sido relacionadas en higos con
alteraciones en la firmeza, la cual también dependerá en gran medida del tiempo que
pase el fruto a temperatura ambiente hasta su enfriamiento, de modo que cuanto antes se
realice, mejor se conservará la firmeza, lo que influirá de igual modo en la calidad y
vida útil de los frutos.
I.5.4.-Cambios en la composición.
A lo largo del proceso de maduración y senescencia de higos y brevas se
producen diversos cambios en la composición de los frutos, provocando cambios en el
color así como en el sabor y el aroma debidos a la disminución de ácidos orgánicos,
aumento de azucares simples (glucosa, sacarosa y fructosa), disminución de almidón,
síntesis de compuestos aromáticos, disminución de la astringencia y se produce un
ablandamiento por degradación parcial de los componentes de la lámina media y de la
pared celular primaria de las células que forman la parte carnosa del fruto, (Valero y
Serrano, 2010).
De este modo, se ha demostrado que cuanto más avanzado sea el estado de
maduración, mayor será el CSST, así como de los valores de pH, mientras que la AT
disminuye (Bremer y col., 2008; Crisosto y col., 2010), lo cual se repercute en la
aceptabilidad del consumidor dependiendo de los valores de CSST y del ratio
CSST:AT.
Con respecto a la firmeza, hay que mencionar que existen diferencias en cuanto
a la variedad, aunque en todos ellos se observa una pérdida significativa de firmeza
durante el periodo de almacenamiento (Hamauzu y col., 1997), ya que el proceso de
maduración origina cambios en el contenido de carbohidratos, como la desintegración
de pectinas y otros polisacáridos, dando como resultado el ablandamiento de los
productos y, consecuentemente, aumentando la susceptibilidad a daños mecánicos.
Por otra parte, durante la maduración de los frutos carnosos se producen cambios
en el color, debidos a la degradación de clorofilas y síntesis de otros pigmentos como
44
I.-Introducción
carotenoides y antocianinas, uno de los principales parámetros indicativos tanto del
nivel de maduración como de alteración del fruto es el color. En el caso de las clorofilas
(color verde), su concentración tiende a disminuir durante la maduración y senescencia,
especialmente en los cultivares de color verde. La oxidación-degradación de las
clorofilas da productos como feofitina, feofórbido y clorofilina que son de colores más
pardos. Concretamente, los cambios en los niveles de clorofilas en frutas y vegetales
verdes son un buen índice de senescencia (Deschene y col., 1991), estando fuertemente
relacionado con la tasa de respiración, producción de etileno y procesos de peroxidación
lipídica (Zhuang y col., 1995). Por el contrario, otros compuestos responsables del color
como carotenoides y antocianinas tienden a aumentar a lo largo de la maduración de los
frutos (Crisosto y col.,, 2010; Solomon y col., 2006 ), si bien su contenido puede ser
modificado debido a distintos tipos de estrés (Cisneros-Zevallos, 2003; Cramer y col.,
2011). Del mismo modo, muchos de estos compuestos, junto con la presencia de otros
polifenoles y flavonoides presentan una importante actividad antioxidante, que tienden a
aumentar durante el proceso de maduración. De hecho, la tendencia al aumento en la
concentración de fenoles a lo largo de la madyración se ha observado en diversas frutas,
como uvas (Delgado, 2004; O-Marques y col., 2005), aunque también se ha descrito el
descenso de los mismos durante las últimas etapas de maduración o senescencia
(Obreque-Slier y col.,, 2010), lo que supone una pérdida del valor nutricional y
funcional del producto
I.5.5.- Deterioro fisiológico y daños físicos
Los higos y las brevas, al igual que el resto de las frutas se deterioran
rápidamente después de la cosecha y en algunos casos no llegan a los consumidores en
las condiciones adecuadas de calidad tras el almacenamiento, transporte y
comercialización. Concretamente, higos y brevas se caracterizan por ser frutos
altamente perecederos debido a su alta susceptibilidad a podredumbres y daños
(Crisosto y col., 2011). Son frutos blandos, con una piel extremadamente susceptible a
golpes y roturas, lo cual favorece el desarrollo de diversas alteraciones. Estos daños en
la piel están determinadas tanto por las características genotípicas de la variedad, así
como por las condiciones de manejo (Condit, 1947). Sus características hacen que los
procesos de recolección y tratamientos postcosecha sean extremadamente complicados,
produciéndose también fácilmente la ruptura por daños físicos o mecánicos,
permitiendo la rápida pérdida de sus contenido nutricional, así como incrementando el
45
I.-Introducción
Fig. I.5.5.1. Daños por rotura de la piel de higos pertenecientes a la variedad ‘Black Mission’ (A). Apertura del ostiolo y sus diversos niveles en higos de la variedad‘ Black Mission’ (B). Fuente: Kong y col., 2013.
riesgo de entrada de microorganismos (Irfan y col., 2013). Por otra parte, una de las
causas más comunes de deterioro de las frutas es la deshidratación, con la consecuente
pérdida de peso, alteraciones en el color, pérdida de textura, picado de la superficie,
pardeamientos, pérdida de acidez y deterioro microbiano, entre otros. Sin embargo, una
de las alteraciones más frecuentes y problemáticas de higos y brevas es el agrietado
“splitting” del fruto (Figura I.5.1.5.1). Generalmente se debe a cambios de presión en el
interior del fruto, los cuales pueden ser debidos a bajas temperaturas y alta humedad
durante la maduración del fruto, o bien a precipitaciones o un exceso de polinización en
aquellas variedades que necesiten caprificación ( Crisosto y col., 2011).
Normalmente, el agrietado se asocia con la rotura del ostiolo, quedando la
cavidad interna del siconio expuesta al exterior, favoreciendo la oxidación y deterioro
del fruto. Algunos estudios usan el término rotura o “cracking” para describir el
agrietado o la rotura superficial de la piel de estos frutos, así como aquella rotura más
profunda que deja la pulpa al descubierto (Lampinen y col., 1995). Otros autores
consideran el agrietado como una forma extrema de rotura de la piel que llega hasta la
pulpa (Opara y col., 1997). Aunque no existen datos oficiales de las pérdidas generadas
por esta alteración, normalmente tanto la rotura de la piel como la apertura del ostiolo
conllevan una pérdida de humedad del fruto, así como una mayor susceptibilidad a la
proliferación microbiana (Crisosto y col., 2011; Opara y col., 1997).
46
I.-Introducción
De igual modo, el nivel de deterioro depende de diferentes factores, tales como
las características intrínsecas del producto, el estado de maduración y las condiciones de
almacenamiento en términos de temperatura, humedad relativa, bajo atmósfera
modificadas o controladas, etc. Uno de los mayores inconvenientes de este fruto, desde
el punto de vista fisiológico, es que se trata de un fruto con un comportamiento
climatérico y por tanto este hecho hace que disminuya considerablemente su vida útil y
con ello limita el área comercial de éste.
Resulta de vital importancia el momento de recolección del fruto del árbol para
retrasar en la medida de lo posible la aparición de alteraciones. Crisosto y col. (2011)
determinaron que aquellos frutos recolectados en su estado óptimo de maduración de
consumo en el árbol presentan una vida útil más corta que aquellos recolectados en su
estado comercial, en los cuales se retrasa la aparición de malos olores y daños durante el
almacenamiento. Además, la actividad metabólica en frutos recolectados en su
momento de maduración de consumo en el árbol presenta unas mayores tasas
respiratorias y de producción de etileno, lo cual favorecen el rápido deterioro de los
frutos.
I.5.6.- Deterioro microbiológico.
La microflora natural de las fruta está formada principalmente por levaduras,
mohos y, en menor grado, por bacterias. Ello se debe a los bajos valores de pH
mostrados por las frutas, como consecuencia de los ácidos que poseen y a que las
bacterias prefieren un pH neutro.
La microflora inicial de las frutas procede del campo, de la recolección y del
transporte. Las operaciones de selección y embalaje tienen poco efecto sobre esta
microflora inicial, pudiendo en algunos casos dañar la fruta y, por tanto, acelerar la
alteración definitiva de las piezas. Esto hace suponer que son muchos los factores que
inciden en el posible deterioro de las frutas. Además, la propia morfología del higo,
debido a la apertura de su ostiolo y la fragilidad de su piel, lo hace susceptible al acceso
de pequeños insectos o la avispa común (Doster y col., 1996; Cantín y col., 2011), los
cuales son en muchos casos vectores de la población alterante de este fruto. Una vez que
los microorganismos han llegado al fruto, el crecimiento microbiano es debido tanto a
factores intrínsecos del fruto como la actividad de agua, pH (que en el higo está en torno
a la neutralidad), contenido en nutrientes, así como factores extrínsecos como son la
47
I.-Introducción
temperatura de almacenamiento, humedad relativa y la composición atmosférica, en el
caso de que el embalaje en el que se encuentren esté bajo atmósferas modificadas o
controladas. Aunque la microflora inicial de las frutas generalmente está compuesta por
bacterias aerobias mesófilas, levaduras y mohos principalmente, son los dos últimos los
principales causantes del deterioro a lo largo de su periodo de almacenamiento. Las
levaduras forman parte de la mayoría de la microflora natural de frutas y verduras,
aunque su proporción relativa varía en función del ambiente, la cosecha y las
condiciones de almacenamiento, encontrándose generalmente en menor proporción que
que los mohos. Entre las levaduras (Figura I.5.6.1.) más ubicuas y frecuentemente
encontradas en frutas se encuentran géneros como Hanseniaspora, Metschnikowia,
Candida, Saccharomyces, Pichia, Rhodotorula y Cryptococcus (Chand-Goyal y Spotts,
1996; Deák, 1998; Tournas y Katsoudas, 2005; Van der Steen y col., 2002: Venturini y
col., 2002).
Sin embargo, la causa más importante de deterioro en este fruto es la incidencia
de mohos alterantes y podredumbres, para los cuales es fácil colonizar el higo fresco
debido a la fácil alteración o rotura de la piel del higo, así como a su elevado contenido
en azúcar y su humedad. Éstos son los principales causantes de daños en higos,
suponiendo el 50% de las pérdidas de producción (Michailides, 2003). Entre las
principales causas de daño en higos se encuentran:
- Endosepsis (o pudrición blanda): Es causada por Fusariumn spp. y más
concretamente por Fusariumn lactis y Fusarium moniliforme (Cantín y col.,
2011; Crisosto y col., 2011). Esta infección se produce principalmente a través
de vectores, especialmente a través de las avispas cuando aún está en el árbol,
por lo que los cultivares que necesitan caprificación son mucho más susceptibles
Fig. I.5.6. Imagen de colonias de Rhodotorula y Cryptococcus de derecha a izquierda, crecidas en agar Niger. Fuente: http://t3.gstatic.com//
48
I.-Introducción
a la contaminación. Las alteraciones que causa en el fruto son un ablandamiento
de su pulpa, que se vuelve también de una textura más acuosa y de un color
marronáceo, llegándose a producir en ocasiones olores desagradables (Figura
5.6.2)
- Tizón o “smut”: Es causada por Aspergillus nigri vars, si bien en realidad dicha
alteración no se trata de la enfermedad del tizón propiamente dicha, aunque su
aspecto recuerda a ella. Se caracteriza porque los mohos producen un conidio
blanco polvoriento en la cavidad de los higos maduros. Esta alteración comienza
normalmente en el ostiolo.
- La acidosis o fermentación: Éste es un problema que comienza en la precosecha,
dando lugar a olores acéticos o alcohólicos, siendo causado por diversas
levaduras y bacterias, las cuales son transportadas a través de insectos (Crisosto
y col., 2011). Entre las especies causantes se incluyen Hanseniaspora,
Saccharomyces, o Bacillus, (Doster y col., 1996; Doster y Michailides, 2007;
Coviello y col., 2009).
- Podredumbre por Alternaria: Causada por Alternaria alternata y Alternaria spp,
aunque comúnmente también va asociada a mohos como Cladosporium
herbarum o Ulocladium atrum. Cuando ocurre ésta aparece en el fruto manchas
que van de marronáceas a negras sobre la superficie del fruto. Cualquier daño
físico en la piel del higo lo hace más susceptible a ésta.
Todas estas enfermedades o alteraciones causadas por microorganismos que
comienzan cuando el fruto aún está en el árbol, es decir en precosecha, continuarán y
evolucionarán en postcosecha, disminuyendo más rápidamente la vida útil del fruto, por
Fig. I.5.6.2. Endosepsis en higos causada por Fusariumn spp. Fuente: RL Coviello. UCD Regents
49
I.-Introducción
lo que el primer paso para alargar la vida útil es un buen control en precosecha,
(Crisosto y col., 2006). Asimismo, otros daños descritos causados por microorganismo
con una menor incidencia son:
- Podredumbre gris: Es causada por Botrytis cinérea.
- Chancro bacteriano: Es causado por la bacteria Pseudomonas fici.
- Virus del mosaico. Aún no se han caracterizado o aislado el virus responsables
de esta enfermedad.
En cuanto a postcosecha, los mohos que pueden llegar a causar alteraciones en el
higos y que se encuentran más comúnmente en la fruta son Botrytis cinerea,Monilinia
laxa, Alternaria alternata, Fusarium moniliforme, Rhizopus stolonifer, Aspergillus
niger, Cladosporium herbarum, Phytophora palmivora. Asimismo, también han sido
identificadas levaduras como Hanseniaspora spp., y Torulopsia spp (Crisosto y col.,
2011, Cantín y col., 2011).
Por otra parte, también se pueden encontrar algunos mohos patógenos como
Aspergillus flavus y Aspergillus parasiticus, los tienen una especial importancia,
puestos que han sido descritos como productores de micotoxinas conocidas como
aflatoxinas, (Doster y Michailides, 2007; Coviello y col., 2009, Cantín y col, 2011).
Por último, se ha descrito la presencia de bacterias como acetobacter spp.,
Echerichia coli o Bacillus cereus en la fruta madura, muchas de las cuales no sólo son
responsables de la alteración en postcosecha, sino que pueden ser peligrosas para la
salud humana (Akbasa y Ozdemirb, 2008).
Fig. I.5.6.3. Podredumbres en higos causadas por diversas especies de mohos
50
I.-Introducción
I.5.7.- Condiciones de almacenamiento
Los frutos de la higuera están considerados como muy perecederos (Crisosto y
col., 2011). Su carácter climatérico (Biale y Young, 1981) hace que estos frutos
maduren rápidamente incluso tras su recolección. Además, su susceptibilidad a daños y
podredumbres durante el almacenamiento, lo que hace que su conservación sea bastante
complicada (Crisosto y col., 2011).
La mayoría de las alteraciones postcosecha que aparecen en los frutos están
relacionadas con la temperatura de almacenamiento de los mismos, ya que muchas de
las reacciones físicas, bioquímicas, microbiológicas y fisiológicas que contribuyen al
deterioro de la calidad de la fruta, son muy dependientes tanto de la temperatura como
de la maduración. Por otra parte, dado que higos y brevas no son sensibles al frío, no se
han descrito daños por frío durante su almacenamiento en refrigeración (Crisosto y col.,
2011)
I.6.- Tecnologías postcosecha para la prolongación de la vida útil
La postcosecha es la fase de la vida de los vegetales que sigue a la cosecha, en la
cual, la hortaliza o la fruta se separa de la fuente de nutrientes y tiene que continuar con
sus procesos metabólicos consumiendo sus propios nutrientes. Así, en los estudios
postcosecha se abordan los principios básicos que regulan el metabolismo del producto
cosechado, así como el conocimiento de las tecnologías de manejo necesarias para la
adecuada conservación de dicho producto natural o en fresco, en función de sus
características en el momento de la cosecha y de su destino comercial (Kader, 1992).
Por tanto, los objetivos de la aplicación de técnicas postcosecha son:
- Evitar la reducción de la calidad del producto cosechado.
- Posibilitar el comercio de productos altamente perecederos, como frutas,
hortalizas y flores fuera de temporada y en mercados distantes.
- Conservación de estos productos durante periodos prolongados para la
regulación del mercado.
En la actualidad, la tendencia del mercado se caracteriza por un aumento de la
demanda de fruta fresca (Aksoy, 1995; Tous y Ferguson, 1996). Este consumo en fresco
es posible gracias al desarrollo de tecnologías postcosechas para la conservación de la
fruta. Durante las últimas décadas, los estudios de conservación de fruta fresca se han
51
I.-Introducción
centrado en la aplicación de nuevas tecnologías postcosecha, para conseguir aumentar la
vida útil de la fruta y mantener durante el mayor tiempo posible la calidad original de la
fruta fresca (Erkan y Kader, 2011).
I.6.1. Control de la temperatura y humedad relativa
Como cualquier fruta, se ha visto que los principales parámetros que hay que
controlar para prolongar su vida útil son la temperatura y la humedad relativa durante el
periodo de almacenamiento del producto (Irfan y col., 2013). Los higos almacenados a
temperatura ambiente presenta una vida comercial realmente escasa, siendo de 1-2 días
a 20ºC (Morton, 2000). No hay una gran información disponible sobre la conservación
de higos a baja temperatura (Ito y col., 1987; Morton y col., 1987; Colleli y col., 1991;
Park y col., 1998; Celikel y Karacal, 1998). Crisosto y Kader (2004) recomendaron unas
condiciones de almacenamiento de entre -1 y 0ºC y una humedad relativa de entre el 90
y 95%. Este almacenamiento en refrigeración supone una reducción importante de la
tasa respiratoria. Así por ejemplo, en la variedad ‘Black Mission’ se vio que la
velocidad de respiración presentada a lo largo de 30 días de almacenamiento a
temperaturas de 0 ºC fue menor que en la fruta almacenada 2,2 ºC y 5 ºC (Colleli y col.,
1991). Además, la temperatura también ha mostrado tener efecto sobre la producción de
etileno, ya que se ha visto que cuanto menor es la temperatura menor producción de
etileno, y de este modo, se retrasa la maduración de los frutos. Frutos almacenados a 5
ºC presentaron una tasa de respiración que duplicó a la observada en frutos almacenados
a 0ºC, mientras que su producción de etileno fue hasta 50 veces superior (Colleli y col.,
1991). Por otra parte, Baccaunaud y col. (1995) comprobaron que los higos de la
variedad ‘Sultane’ almacenados a temperaturas de entre 6 ºC y 8 ºC sufrían un menor
deterioro cuando se cambiaban a temperatura ambiente que los higos almacenados a 2
ºC y posteriormente cambiados a temperatura ambiente. Esto pone de manifiesto la
importancia de mantener los higos bajo temperaturas de refrigeración durante toda su
vida postcosecha. Asimismo, resulta de vital importancia un rápido pre-enfriamiento de
la fruta una vez recolectada para prolongar su vida útil, así como para la reducción de
daños (Turk, 1989). Diversos autores como Ito y col. (1987); Morton (1987) y Park y
col (1998) indicaron que la recolección del fruto en su estado óptimo de maduración
seguido por un correcto pre-enfriamiento, dentro de las 6 horas posteriores a su
recolección, permite una prolongación de la vida útil del fruto, retrasando el
ablandamiento del fruto y la aparición de daños (Turk, 1989). Concretamente, autores
52
I.-Introducción
como Crisosto y Kader (2007) recomendaron un enfriamiento rápido mediante aire
forzado a 0 ºC, así como, con una humedad relativa entre 90-95 %. En estas
condiciones, se ha visto que higos de las variedades ‘Black Mission’ y ‘Calimyrna’
pueden alcanzar una vida postcosecha de 1 a 2 semanas.
I.6.2.- Tratamientos para controlar el deterioro y la rotura de la piel
Higos y brevas, como se mencionó anteriormente, presentan una piel muy
susceptible al daño o rotura y además, existiendo variedades cuya piel se desprende con
gran facilidad, como por ejemplo, el caso de la variedad ‘San Antonio’. Por tanto, esta
sensibilidad al daño físico va a depender del genotipo y del estado de maduración en el
que se encuentre el fruto (Bremer, 2008) y va a ser uno de los principales problemas de
estos frutos durante la vida postcosecha. Para evitar la rotura de la piel se ha utilizado la
aplicación de distintas sales de calcio y sodio (Irfan y col., 2013). El calcio junto con el
ácido péctico forma pectato cálcico que produce un endurecimiento de la pared celular.
Irfan y col. (2013) obtuvieron los mejores resultados con la aplicación de cloruro de
calcio al 4 % mediante inmersión durante 15 minutos. Los higos tratados con esta
solución mantuvieron los parámetros de calidad inicial en términos de color, acidez
titulable, contenido en ácido ascórbico y bajó el contenido en sólidos solubles y
azúcares reductores después de 14 días almacenados a 1 ºC con una humedad relativa
entre 95-98 %. Sin embargo, el principal efecto de este tratamiento se pudo observar en
la textura de los higos, ya que después de 14 días de almacenamiento se produjo un
incremento de la firmeza de los frutos. Además, el hecho de mejorar la firmeza del fruto
y la consistencia de la piel mediante la aplicación de cloruro de calcio al 4%, permite
mantener las estructuras y por tanto controlar el crecimiento de bacterias aerobias
mesófilas, levaduras y mohos (Irfan y col., 2013), consiguiendo también una mejora de
la calidad microbiológica del producto. Otro tratamiento que también ha resultado
eficaz para controlar el deterioro de estos frutos ha sido el agua caliente. Se ha podido
comprobar que la variedad ‘Niedda Longa’ tratada mediante inmersión en agua caliente
a 60ºC con 0,5 % de carbonato sódico presentó una menor aparición de podredumbres
después de 2 semanas de almacenamiento a 5 ºC con una humedad relativa del 90%.
Además, los higos tratados con agua caliente más carbonato sódico también presentaron
mejor aspecto visual que los higos control (Molinu y col., 2006). Antunes y col. (2003)
estudiaron en higos del cultivar ‘Lampa preta’ la combinación de la aplicación de
cloruro de calcio (1%) a temperaturas de 45 ºC, lo cual produjo una bajada en los
53
I.-Introducción
valores de AT, así como, unos valores más elevados del parámetro a* para el color,
siendo los preferidos por los panelistas tras 14 días de almacenamiento.
I.6.3.- Recubrimientos comestibles
Esta técnica consiste en el empleo de películas comestibles (aplicada mediante
inmersión, pulverización, etc.), que van a envolver al producto, proporcionándole una
barrera semipermeable a los gases (CO2 y O2) y al vapor de agua durante el procesado,
manipulación y almacenamiento de la fruta. Este recubrimiento genera una atmósfera
modificada pasiva en el interior del fruto, reduciendo la velocidad de respiración y
transpiración y como consecuencia la senescencia del mismo, aumentando por tanto la
vida útil del producto fresco (Alonso y Alique, 2004). Esta técnica presenta otras
ventajas en cuanto a propiedades mecánicas, características sensoriales como brillo,
aromas (evitan la pérdida de compuestos volátiles), ayudan a mantener la integridad
estructural y permiten la utilización de aditivos alimentarios (como antioxidantes y
antimicrobianos). Existen muy pocos trabajos realizados con recubrimientos
comestibles para el mantenimiento de la calidad en brevas e higos. Sin embargo,
recientemente Marpudi y col. (2013) han aplicado un recubrimiento comestible a base
de gel de Aloe vera para higos fresco. Su aplicación favoreció la reducción de las
pérdidas de peso, así como del índice de maduración. Redujo también las pérdidas de
color, ablandamiento y pardeamiento del pedúnculo. Cabe destacar también, que los
higos tratados mostraron unos menores recuentos microbiológicos, así como una mejor
aptitud para la comercialización después de estar 8 días almacenados a 29 ºC.
I.6.4.- Tratamientos para el control del crecimiento microbiano
Los tratamientos para el control del crecimiento microbiano en brevas e higos
son fundamentales, ya que como se ha mencionado anteriormente, esta fruta es muy
perecedera y además presenta una piel muy sensible y un alto contenido en azúcares que
favorece el crecimiento de los microorganismos (Kaynak y col., 1998). A diferencia de
otras frutas, en brevas e higos las principales alteraciones postcosecha son derivadas del
crecimiento microbiano. El uso de compuestos generalmente reconocidos como
compuestos seguros (GRAS), como el carbonato sódico (Na3CO3) o los vapores del
ácido acético han resultados ser muy eficaz para el control del crecimiento microbiano.
Venditti y col. (2005) comprobaron que soluciones de 1 % de carbonato sódico reducen
significativamente los daños postcosecha sobre las variedades ‘Craziou de Porcu’
54
I.-Introducción
(Negra) y ‘Rampelina’ (Verde) a temperaturas de almacenamiento de entre 2-8 ºC y con
una humedad relativa del 90 %, mientras que la aplicación de 100 mg L-1 de vapor ácido
acético fue la que presentó el menor porcentaje de daños postcosecha. En ambos casos,
la efectividad estuvo muy influenciada por la temperatura de almacenamiento, siendo la
temperatura de 2 ºC la más eficaz. Por otro lado, estos autores también concluyeron que
el tratamiento con vapor de ácido acético fue más eficaz que el tratamiento con
carbonato sódico. Resultados similares también fueron obtenidos por Antunes y col.
(2008), quienes obtuvieron con brevas de la variedad ‘Lampa Petra’ tratadas con ácido
acético al 1 % una menor pérdida de fruto y una mejor aceptación por parte de los
consumidores. Asimismo, la aplicación de dióxido de cloro también parece ser efectiva
para la prevención del crecimiento microbiano, permitiendo la prolongación de la vida
útil de los higos. Karabulut y col. (2009) demostraron que los higos de la variedad
‘Bursa Siyahi’ tratados con concentraciones de entre 300 y 1000 µL L-1 durante 60
minutos a temperatura ambiente, siendo posteriormente almacenados en refrigeración a
1 ºC, mostraron una reducción en la aparición de daños, especialmente en la presencia
de moho gris. Adicionalmente, Hamanaka y col., (2011) demostraron que la aplicación
conjunta de calor mediante infrarrojos (IR) e irradiación ultravioleta (UV) permite
reducir la carga microbiana superficial presente en el higo fresco. De hecho, la
aplicación de 30 s de IR seguido de 30 s de UV permitió disminuir el número de frutos
dañados, inhibiendo el crecimiento de mohos y levaduras como Rhodotorula
mucilaginosa.
Por otro lado, en Estados Unidos, la fumigación con dióxido de azufre (SO2) ha
dado muy buenos resultados, aunque en la Unión Europea su uso sólo está legislado
para higo seco y no para consumo en fresco. El SO2 se aplica con éxito para el control
del crecimiento microbiano en frutas, como por ejemplo la uva de mesa, para contralar
el crecimiento de Botritys cinerea (Zoffoli y col., 2008). Respecto al higo, el único
trabajo existente fue llevado a cabo por Cantín y col. (2011), quienes establecieron que
la concentración de 25 μL L-1 h-1 resulta óptima para la reducción de daños durante 7
días de almacenamiento a 0 ºC y su posterior periodo de Shelf life o vida útil de 4 días a
20 ºC para higos de las variedades de piel oscura ‘Brown Turkey’ y ‘Black Mision’ e
higos de las variedades de piel blanca ‘kadota’ o ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘Sierra’.
Además, estos autores también concluyeron que el mejor momento para la aplicación
sería antes del almacenamiento en frío y que la aplicación de SO2mediante esponjas o
almohadillas generadoras es más perjudicial debido a que favorecen el blanqueamiento
55
I.-Introducción
y el oscurecimiento de los higos durante el almacenamiento en frío y la posterior vida
útil.
I.6.4.1.- Sustancias naturales antimicrobianas
La adición de compuestos naturales derivados de extractos vegetales para
conseguir tanto el mantenimiento de la calidad como para prolongar la vida útil, además
de la seguridad del producto ha aumentado en los últimos tiempos (Allende y col., 2008;
De Azeredo y col., 2011; Lopez-Gálvez y col., 2009; Vandekinderen y col., 2009). Su
aplicación surge debido a las actuales restricciones sobre la utilización de compuestos
químicos de síntesis en fase precosecha y postcosecha, siendo cada vez más exigentes
tanto a nivel de medio ambiente como a nivel de seguridad para el consumidor (Castro y
col., 1999; Lingk, 1991). Todo ello unido al coste de estos productos y a la preocupante
amenaza del desarrollo de resistencias a estos productos químicos de uso común
(Reimann y Deising, 2000; Zahida y Masud, 2002), hacen plantearse la gran necesidad
de otros métodos alternativos que sean seguros para el medio ambiente además de
sostenibles y por supuesto que no amenacen la seguridad del consumidor y agricultor.
Muchas plantas tienen la habilidad de sintetizar agentes con capacidad
antimicrobiana y/o antioxidante (Loeliger, 1991; Pokorny y Korczak, 2001). Estos
compuestos están formados por diversos grupos de compuestos, la mayoría de ellos
fenoles y sus derivados como antocianinas, glicósidos, carotenoides, alcaloides, etc.
Estos grupos generalmente son específicos en su acción y no son tóxicos para el
consumidor ni para el medio ambiente (Serrano y col., 2008), siendo además en muchos
casos esenciales para el sabor, color, textura y propiedades antioxidantes de los
alimentos vegetales (Cowan, 1999; Ponce y col., 2008). Estos compuestos presentan
diversos mecanismos de acción, como la capacidad de reducir la presencia de especies
reactivas del oxígeno, la neutralización de radicales libres, o la descomposición de
productos primarios de la oxidación hacia productos no radicales, (Shahidi y Naczk,
2004). Existe una amplia literatura que describe el gran potencial de uso de los aceites
esenciales como agentes antimicrobianos (Fisher y Phillips, 2008; Serrano y col.,
2005b; Siroli y col., 2014; Settanni y col., 2012; Valero y col., 2006). Autores como
Appendini y Hotchkiss (2002) describieron la actividad antifúngica de los aceites
pertenecientes al género Thymus, Syzygium, Mentha, y Eucalyptus. Algunos de los
aceites esenciales más utilizados son el eugenol, timol, mentol y eucaliptol, los cuales
también se ha demostrado su poder antifúngico, (Serrano y col., 2005b). Lopez-Reyes y
col. (2010) describieron como la aplicación de timol al 1 % es efectiva para el control
56
I.-Introducción
de B. cinerea y P. expansum en los cultivares de manzana ‘Granny Smith’ y ‘Red
Chief’. Asimismo, la combinación de diversos aceites esenciales como timol, carvacrol,
ácido acético, ácido láctico y eugenol presenta un efecto sinérgico en la inhibición del
crecimiento microbiano a partir de concentraciones de 1250 mg/mL a 5000 mg/mL en
fruta procesada (Zheng y col., 2013). Además, estos aceites mostraron efectos
beneficiosos sobre las características sensoriales, así como sobre la pérdida de peso, los
cambios de color y la firmeza de las frutas tratadas.
Por otra parte, actualmente existen estudios que demuestran que el uso de
extractos acuosos procedentes de raíces, hojas, semillas o frutos, como uvas, también
resultan efectivos en la prolongación de la vida útil, manteniendo un alto valor
nutricional en la fruta tratada (Yang y col., 2014). Jayaprakasha y col. (2003)
demostraron que extractos obtenidos a partir de semilla de uva mostraron una actividad
antibacteriana contra Bacillus cereus, Bacillus coagulans, Bacillus subtilis,
Staphylococcus aureus, Escherichia coli y Pseudomonas aeruginosa, siendo capaces de
inhibir completamente a bacterias Gram-positivas a concentraciones de 850–1000 ppm,
y de 1250–1500 ppm para Gram-negativas. También los extractos obtenidos a partir de
semillas de colza (Brassicca napus L.) han demostrado tener una notable actividad
antioxidante, si bien ésta depende del cultivar (Amarowicz y col., 2003), debido a la
presencia de compuestos fenólicos como los derivados del ácido sinápico (Thiyam y
col., 2006). Además, muchas de las proteínas hidrolizadas de la colza han demostrado
tener también actividad antibacteriana (Zhang y col., 2009; Thiyam-Holländer y
Schwarz, 2013). Por otra parte, la soja (Glycine max L.) es ampliamente conocida por
sus propiedades nutricionales y funcionales. La ingestión de soja o de sus productos
derivados ha sido relacionado con diversos efectos positivos para la salud,
disminuyendo el riesgo de cáncer, la osteoporosis y enfermedades cardiovasculares
(Welty y col., 2007; Crozier y col., 2009). Ésta posee diversos compuestos fenólicos,
siendo el más importante la isoflavona, la cual presenta actividad tanto antioxidante
como antifúngica (Wang y Murphy 1994). Diversos estudios han mostrado que las
isoflavonas y otros compuestos fenólicos de la soja ejercen una importante actividad
antioxidante, pudiendo actuar también como antioxidantes naturales de los alimentos, lo
cual permite la prolongación de su vida útil (Yen y Lai, 2003; Jeng y col., 2010;
Malenčić y col., 2012). Además, la isoflavonas pertenecen a un grupo de compuestos,
las fitoalexinas, responsables de la defensa de la planta, ejerciendo acción repelente
contra insectos y contra mohos patógenos (Dixon, 1999).
57
I.-Introducción
Otros compuestos naturales como el ácido salicílico, ácido acetilsalicílico y
ácido oxálico, bajo condiciones de refrigeración, también son capaces de aumentar la
vida útil de las cerezas debido a que ralentiza la maduración durante el almacenamiento
y además mantienen altos niveles de compuestos bioactivos y una gran capacidad
antioxidante (Valero y col., 2011).
I.6.5.- Aplicación de 1-metilciclopropeno (1-MCP)
Existen diferentes trabajos sobre la utilización de 1-metilciclopropeno (1-MCP)
aplicado en precosecha y postcosecha para mantener la calidad del higo durante la
comercialización. Freiman y col. (2012) aplicaron 1-MCP en higos de la variedad
‘Brown Turkey’ en fase precosecha, antes del pico climatérico, con una concentración
de 5 mg L-1. Estos autores obtuvieron que los frutos tratados con 1-MCP presentaron al
final del almacenamiento, tras 19 días a 1-2 ºC, una mejor calidad que los frutos sin
tratar, mejorando el potencial de almacenamiento de esta variedad. Resultados similares
fueron obtenidos con la aplicación de 1-MCP a una concentración de 10 μg L-1 durante
12 horas a 20 ºC en fase postcosecha para la variedad ‘Bardaci’, produciendo una
ralentización del proceso de ablandamiento (Gözlekçi y col., 2008). Sin embargo, no se
observaron diferencias significativas entre los higos tratados y no tratados a nivel de
sólidos solubles y acidez titulable. Sozzi y col. (2005) también llevaron a cabo
tratamientos de aplicación de 1-MCP en la vareidad ‘Brown Turkey’ utilizando
diferentes rangos de concentraciones (0, 0,25, 0,5 y 5 μL L-1) durante 8 horas a 25 ºC,
para después ser almacenada a 20 ºC. Estos autores concluyeron que el 1-MCP parece
tener un efecto limitado sobre el proceso de reblandecimiento y retraso de la
maduración de los higos de la variedad ‘Brown Turkey’ comparado con otros frutos
climatéricos como manzanas, peras, kiwis y aguacates. Además, según estos autores la
temperatura de almacenamiento tiene un mayor efecto sobre la textura y el deterioro de
los higos que el 1-MCP. Por último, también concluyeron que el éxito de la aplicación
de 1-MCP va a estar muy influenciado por el cultivar y el estado de maduración de los
frutos.
I.6.6.- Atmósferas controladas y modificadas
Las atmósferas modificadas y controladas han sido desde hace algunos años
utilizadas como forma de almacenamiento para mantener la calidad de frutas y
hortalizas. Las atmósferas controladas se caracterizan por controlar durante todo el
58
I.-Introducción
almacenamiento la composición de gases. Los beneficios de las atmósferas controladas
se basan en la utilización de bajas presiones de O2 y elevadas presiones de CO2, las
cuales frenan el metabolismo respiratorio (Marcellin, 1974; Lee y col., 1995),
reduciendo la transpiración y retrasando el deterioro fisiológico y microbiano de la
fruta. Participan en muchos procesos bioquímicos de las células vegetales, como pueden
ser el metabolismo de los pigmentos, compuestos fenólicos, componentes de la pared
celular, volátiles, azúcares, almidón y ácidos orgánicos. En las atmósferas controladas,
estas concentraciones de O2 bajas y altas de CO2, se logran mediante equipos especiales,
como generadores de N2, depuradores de CO2 y eliminadores de O2, que permiten
mantener constante la composición atmosférica durante la conservación o transporte
frigorífico a temperatura y humedades relativas idóneas. Estas atmósferas mantienen
una hermeticidad de las cámaras frigoríficas para limitar la entrada de aire en el interior,
realizando pruebas de hermeticidad periódica para diagnosticar y corregir cualquier
problema. Además, en este tipo de atmósfera resulta imprescindible un analizador de
gases en continuo para mantener un control de la composición gaseosa en todo
momento y así evitar por ejemplo la respiración anaeróbica y la fermentación,
especialmente en atmósferas bajas de O2, o acentuar los daños por frío que son más
graves cuando el nivel de CO2 es muy alto y el de O2 muy bajo (Artés, 2006). Para el
establecimiento de estas atmosferas se usa N2 y CO2, que suele ser suministrado a partir
de balas presurizadas de N2 y CO2 puros, y aire producido mediante un compresor. En
el caso del N2, los costes de producción de este gas se han reducido mucho debido al
desarrollo de sistemas de fibras huecas que nos permiten separar el oxígeno y el
nitrógeno del aire mediante difusión diferencial a través de membrana.
Aunque no existen demasiados estudios del empleo de atmósferas controladas,
Kader ya indicó en 1985 que concentraciones de 5 % O2 + 10-15 % CO2 podrían dar
buenos resultados para la prolongación de la vida útil, reduciendo la aparición de daños,
así como de la tasa de respiración y producción de etileno y retrasa la pérdida de
firmeza.De igual modo, Colelli y col. (1991) comprobaron los beneficios del
almacenamiento de higos de la variedad ‘Black Mision’ durante más de 4 semanas a
temperauras de 0, 2,2 o 5 ºC en atmósferas controladas con un 15 % o 20 % de CO2, lo
cual permitió una reducción en la aparición de daños, así como un mantenimiento de la
apariencia externa. También se pudo constatar que la producción de etileno y el
ablandamiento fueron más bajo durante el almacenamiento en estas atmósferas. Por el
contrario, se pudo observar que en estas atmósferas enriquecidas en CO2 aumentó la
59
I.-Introducción
concentración de etanol, donde tras cuatro semanas de almacenamiento, su
concentración se excedió más del 50% respecto a la concentración inicial. El umbral del
etanol al que se perciben olores desagradables está relacionado con el contenido de
sólidos solubles del fruto. Por tanto, aunque sí que es evidente un alargamiento de la
vida útil de higo fresco gracias al uso de atmósferas enriquecidas en CO2, ya que
mantiene unas buenas características de firmeza, color y brillo, pero ésta puede verse
limitada por la aparición de olores indeseables (Colelli y col., 1991). Resultados
similares fueron encontrados también en higos de la variedad ‘Calimyrna’ (Colelli y
Kader, 1994).
Respecto a laatmósfera modificada, su principio se basa en el uso de una
película de permeabilidad selectiva a los gases presentes en el aire y a un cerrado
hermético. Encontramos dentro de éstas dos tipos: atmósfera modificada pasiva
(MAP) y atmósfera modificada activa. En la primera, la atmósfera de equilibrio
deseada se logra por la interacción entre la respiración por parte de la fruta o vegetal, la
permeabilidad del film y la atmósfera externa. En la segunda la atmósfera del espacio de
cabeza antes del cierre hermético se modifica inyectando N2, una mezcla de gases o
bien realizando un vacío parcial (Artés, 2006). Entre las variantes de atmósferas
modificadas más utilizadas actualmente se encuentran las atmósferas modificadas
pasivas en equilibrio (EMAP), la cual ha demostrado ser efectiva en la prolongación
de la vida útil de productos frescos. Esta tecnología puede ser creada mediante el uso de
films poliméricos con distinto número de microperforaciones o diferente permeabilidad
(Xanthopoulos y col., 2012), siendo comúnmente usada en productos con una alta tasa
de respiración. Estas microperforaciones actúan regulando del intercambio gaseoso
(Oliveira y col., 1998), aunque existen marcadas diferencias con respecto a los films
convencionales, permitiendo un mayor intercambio de gases, con unas tasas de
permeabilidad a O2 y CO2 que hacen posible reducir la pérdida de humedad, restringir la
ventilación y estabilizar la atmósfera dentro del envase cuando las tasas de
permeabilidad para éstos gases a través del envase se igualan con la tasa de respiración
del producto (Caner y col., 2008).
La composición gaseosa en atmósferas modificadas se logra por la interacción
entre la respiración del producto y la atmósfera del espacio de cabeza, así como también
es importante la permeabilidad del film utilizado. En general, para crear atmosfera
modificadas se requieren materiales plásticos con moderada o baja permeabilidad a los
gases como el polietileno (PE), el policloruro de vinilo (PVC), el polipropileno (PP) o
60
I.-Introducción
poliéster (PET). A nivel industrial, también se suelen emplear envasados herméticos en
bolsas o barquetas que se forman y se termosellan automáticamente. En consecuencia,
los polímeros empleados para las atmósferas modificadas deben reunir características
como: permeabilidad selectiva para los distintos gases, baja permeabilidad al vapor de
agua, elevada transparencia, claridad y brillo, peso reducido, espesor idóneo, no tóxico,
resistencia a la rotura y estiramiento, facilidad para ser sellado por calor incluso a bajas
temperaturas (30-40 ºC), inocuo (es decir, que no reaccione con el producto), buena
resistencia térmica, adecuación para uso alimentario y comercial, fácil manejo para el
envasado y etiquetado, fácil impresión y buena tolerancia a tratamientos antivaho,
(Artés, 2006).. En cuanto a las microperforaciones de estas películas plásticas, suelen
ser orificios sobre la película que tienen un diámetro comprendido entre 50 y 200 μm
(Ghosh y Anantheswaran, 2001; Brody, 2005). El diseño del tamaño y número de las
microperforaciones en las películas debe ser adecuado y eficaz, ya que un diseño no
adecuado puede ocasionar pérdida en la calidad de los productos almacenados en su
interior (Cameron y col., 1995; Oliveira y col., 1998). Por todo ello, las atmósferas
modificadas resultan más sostenibles, flexibles y baratas que las atmósferas controladas.
Son muchas las variables que deben de ser integradas dentro de las atmósferas
modificadas, como los índices de respiración del producto en función de la temperatura,
la concentración adecuada de gases y los límites de tolerancia, el transporte de gas a
través del filmdependiendo de la temperatura, el área de intercambio de gases, el
volumen libre, el peso del producto, etc. La composición de la atmósfera dentro de los
envases depende del tipo de película microperforada utilizada y de la zona de
intercambio entre la superficie de los productos envasados, que se controla por el
número y dimensión de las microperforaciones (Kartal y col., 2012). El desarrollo actual
de pequeñas y finas películas microperforadas ofrece nuevas posibilidades a la industria
destinada a la conservación de frutas y hortalizas frescas, ya que el uso de estas
atmósferas modificadas, tanto activas como pasivas, disminuyen la actividad
respiratoria y el consumo de sustratos de la respiración, reducen la pérdida de peso
debido a la transpiración, retrasan la maduración y el ablandamiento, y podrían reducir
el deterioro y trastornos fisiológicos como el pardeamiento (Kader, 1995; Church, 1994;
Artés, y col., 1998; Artés y col., 2000). Por ello, se utilizan comúnmente en alimentos
frescos con alta tasa de respiración. (Xanthopoulos y col., 2012). Presentan otros
beneficios sobre las cualidades sensoriales de frutas y vegetales. Consiguen mantener la
firmeza durante más tiempo, así como la apariencia externa referente al color y brillo de
61
I.-Introducción
la piel (Chessa, 1997; Crisosto y Kader, 2007). En la firmeza del fruto, existe una
interacción del CO2 y O2, junto con las bajas temperaturas, con la actividad de las
enzimas implicadas en la degradación de la pared celular primaria y la lámina media de
las células vegetales, (Ali y col., 2004), produciéndose un retraso en la pérdida de
firmeza (Akbudak y Eris, 2004). Este efecto es debido a la reducción de la actividad de
las enzimas que degradan la parad celular (Femenia y col., 1998). Además, se produce
una inhibición de la síntesis de etileno dando lugar a un retraso en la pérdida de firmeza
por la ralentización en el proceso de maduración, sobre todo en frutas climatéricas. Sin
embargo, se ha visto que las bajas concentraciones de O2 son más efectivas evitando el
ablandamiento de los tejidos que las altas concentraciones de CO2 y además ayudan al
mantenimiento o acumulación de compuestos bioactivos, y reducción de daños por frío
(Valero y Serrano, 2010), lo cual se ve parcialmente reflejado en la preservación del
color. También puede resultar una técnica muy útil para el control de la proliferación de
microorganismos responsables del deterioro de las frutas y hortalizas (Day, 1990;
Bennik y col., 1998). Algunos estudios sobre el efecto de la atmósfera modificada en
fruta fresca, demuestran que los bajos niveles de oxígeno inhiben el crecimiento de la
mayoría de microorganismos aerobios, que en su mayoría son responsables de la
alteración y deterioro de la fruta fresca, aunque por otra parte el crecimiento de
microorganismos anaerobios, especialmente los psicotrofos, no se ve afectado por este
bajo nivel de oxígeno, como se podía prever e incluso su crecimiento puede llegar a ser
estimulado en estas atmósferas (Conte y col., 2009). Sin embargo, la microflora
predominante en fruta fresca está mayoritariamente compuesta por mohos, los cuales, al
tratarse de microorganismos aerobios estrictos ven afectado su crecimiento bajo
condiciones de atmósferas modificadas, las cuales son una buena herramienta para el
control de los mismo (Jay, 1986). Por otro lado, elevadas concentraciones de CO2
presentan también un efecto fungistático y bacteriostático contra la mayoría de
microorganismos aerobios, como es el caso de algunas bacterias Gram negativas, que
serán más sensibles a estas condiciones, especialmente en refrigeración. Por contra, las
bacterias anaerobias y las ácido lácticas demostraron ser las menos sensibles a la
exposición de este gas (Jay, 1986). Estas propiedades antimicrobianas del CO2 son
debidas a la reducción del pH y a la interferencia del gas con el metabolismo celular
(Brackett, 1997) y son especialmente efectivas contra mohos (Conte y col., 2009). Por
otra parte, Day (1998) también informó que un elevado contenido en oxígeno ha
demostrado ser efectivo para inhibir el crecimiento microbiano en fruta fresca. Esta
62
I.-Introducción
inhibición del crecimiento microbiano en fruta fresca por una elevada presión parcial de
oxígeno resultó ser más efectiva cuando se combinaba también con una elevada
concentración de dióxido de carbono (Jacxsens y col., 2001). Wszelaki y Mitcham
(2000) demostraron el efecto inhibitorio de elevadas concentraciones de oxígeno frente
a Botrytis, moho causante de podredumbres en fruta fresca y en particular en higo
fresco. Posteriormente, el efecto inhibitorio de elevadas concentracionesde oxígeno
también ha sido demostrado enun estudio con frutos rojosenvasados bajo atmósferas
modificada, donde éstos no fueron afectadas por Botrytis mientras que los frutos
controlsí que registraron pérdidas por este moho (Van der Steen y col, 2001). Aparte de
Botrytis cinerea, el crecimiento de otros microorganismos como Rhizopus stolonifer,
presente también en higos, mostró una inhibición al enfrentarse a la combinación de
presiones de 80 kPa de oxígeno y 20 kPa de dióxido de carbono (Jacxsens y col., 2001).
La estabilización en los niveles de CO2 y O2 no debe exceder de un cierto
umbral crítico (Beaudry, 1999), los cuales deben de mantenerse dentro de unos límites
adecuados, ya que niveles de oxígeno bajos pueden dar lugar a una respiración
anaeróbica del fruto, originando anaerobiosis con las consecuencias negativas que ésta
conlleva sobre las características sensoriales, así como microbiológicas, (Boersig y col.,
1988; Beaudry, 2000). Presiones parciales por debajo de 2 kPa de O2, (o mayores de 20
kPa de CO2), pueden favorecen el crecimiento de microorganismos anaerobios, los
cuales son responsables de fermentaciones que causarán la formación de etanol, ácido
láctico, ácido acético, acetaldehído y olores desagradables, (Day, 2001; Jacxsens y col.,
2000; Nguyen-the y Carlin, 1994). Por otra parte, con niveles demasiado altos de
dióxido de carbono, también se pueden producir en el fruto desordenes fisiológicos,
(Lougheed, 1987; Beaudry, 1999).
Aunque en principio estos films habían sido desarrollados para el envasado en
atmósferas modificadas pasivas de productos frescos con elevada tasa respiratoria,
como por ejemplo las frutas u hortalizas mínimamente procesadas, recientemente han
sido aplicados en fruta entera como las fresas. Kartal y col. (2012) pudieron comprobar
que la aplicación de films microperforados, junto con captadores de oxígeno, para
generar una atmósfera modificada pasiva de 15 kPa CO2 y 5 kPa O2 a 4 ºC ha permitido
prolongar la vida útil del producto durante 4 semanas. Aunque no hay demasiados
estudios realizados en higos, Méndez, Rodríguez y García (2003) estudiaron el efecto de
tres tipos de films (BOPP, PVC perforado y PP) y el nivel de maduración en la calidad
sensorial de brevas de la variedad ‘Tiberius’. Los mejores resultados fueron los
63
I.-Introducción
obtenidos con el film BOPP, mientras las muestras más maduras fueron las que
recibieron las puntuaciones más altas en el análisis sensorial aunque en ellos se detectó
antes la aparición de moho tras 14 días de almacenamiento en refrigeración, lo cual
demuestra que la consecución de una buena calidad sensorial con riesgos mínimos de
deterioro es altamente dependiente del estado de maduración. Tastily y col., (2003)
también investigaron los efectos de las atmósferas modificadas sobre la calidad de higos
de la variedad ‘Marva markopoulos’ recolectados en un estadío de maduración
avanzado y almacenados bajo concentraciones de O2 entorno al 2% durante 29 días a
temperaturas de -1 ºC y 20 ºC. Su estudio mostró que el almacenamiento de la fruta en
atmósferas modificadas redujo el consumo de oxígeno, así como la producción de
etileno, mientras que la fruta almacenada bajo atmósfera ordinaria mostró una
disminución de la firmeza y una coloración más clara en la pulpa, aunque no se
observaron diferencias en la actividad respiratoria ni en la concentración de sólidos
solubles, acidez titulable y color de la piel a 20 ºC. Sin embargo, el almacenamiento con
bajas concentraciones de oxígeno redujo la tasa respiratoria y previno el ablandamiento,
la pérdida de color verde de la piel y otros parámetros de calidad a 20 ºC. Por otra parte,
los efectos del envasado en atmósferas ricas en CO2 fue estudiado por Matchbook y col.
(1993) en higos de la variedad ‘Masui Dauphine’. Los autores concluyeron igualmente
que estas atmósferas inhibían la producción de etileno, retrasaban la aparición de mohos
y promovían la producción de etanol. Una mezcla de gases de 80 % CO2 + 20 % O2 or
100 % CO2 en bolsas de polietileon (PE) fue efectivo para el retraso del crecimiento de
los mohos en comparación con el aire o con el almacenamiento con 100 % nitrógeno.
Estos autores también mencionaron que los higos almacenados en estas bolsas de PE
microperforadas conservaron mejor los higos que aquellos que fueron envasados en
bolsas no microperforadas. Otros autores como Ayhan y Kara-Cay (2011) estudiaron en
una variedad piel oscura como ‘Bursa sSyahı’ el efecto de MAP, tanto activa como
pasiva incluyendo bajas (10 % O2 + 20 % CO2) y altas concentraciones de oxígeno (70
% O2 + 20 % CO2) mediante el uso de film de polipropileno biaxial biorientado
(BOPP). Los autores concluyeron que los frutos envasados en MAP pasiva y bajas
concentraciones de oxígeno tuvieron colores más brillantes tanto en piel como en pulpa
en comparación con aquellos envasados en MAP con altas concentraciones de oxígeno,
si bien no hubo diferencias significativas entre los tratamientos para la mayoría de los
parámetros físico-químicos. Por otra parte, los higos almacenados en atmósferas con
bajas concentraciones de oxígeno presentaron una vida útil de 15 días a 4ºC, mientras
64
I.-Introducción
que los higos almacenados en altas concentraciones presentaron una vida útil muy corta
desde el punto de vista sensorial. Bouzo y col. (2012) estudiaron el efecto de distintos
tipos de envasado en higos de la variedad ‘Brown Turkey’. Éstos fueron almacenados a
2 ºC durante 21 días en bolsas de polietileno macroperforadas, así como en polietileno
tereftalato (PET) sin permeabilidad a gases y en polietileno con absorbedores de etileno.
Los autores informaron de que MAP mostró los mejores resultados en cuanto a
apariencia interna y externa, además de disminuir la tasa respiratoria y extender la vida
útil.
I.7.- EL HIGO SECO
El higo seco se define como un producto de aspecto de fruta desecada de
consistencia propia, color marrón oscuro y olor y sabor propios que se obtiene a partir
de los frutos maduros desecados de las variedades cultivadas Ficus carica L. (Garcés y
Terán, 2003; Kislev y col., 2006).
Es uno de los productos más antiguos y más importantes, presentando diversos
cultivares que son secados y almacenados para su posterior consumo (Vinson, 1999).
En la región mediterránea es una importante fuente de alimentación para el ser humano
desde el comienzo de su historia. Según hallazgos arqueológicos, los higos fueron
probablemente una de las primeras plantas utilizadas en el hogar hace unos 12 000 años
(Kislev y col., 2006). Las frutas secas se definen como productos duraderos debido a los
bajos niveles de actividad de agua. En los frutos secos y sus derivados, la calidad
incluye atributos que están relacionados con la seguridad, sabor, textura, color y vida
útil (Perera, 2005). El principal objetivo del secado es disminuir el contenido de
humedad y la actividad del agua a niveles de seguridad que inhiban el crecimiento
microbiano y la actividad enzimática, aumentando así la vida útil del producto (Van
Arsdel, 1963; Fellows, 2000; Ratti, 2001; Aguilera y col., 2003; Cano-Chauca y col.,
2004). También, se produce una reducción sustancial de peso y volumen, minimizando
el envasado, almacenamiento y costes de transporte (Okos y col., 1992). El secado
natural al sol es una de las técnicas más antiguas y más empleadas para la desecación y
conservación de diversas frutas y vegetales.
A continuación se describen las variedades que presentan interés comercial o
que ocupan grandes superficies de cultivo en Extremadura. En base al destino de su
producción, podemos agruparlas de la siguiente manera:
65
I.-Introducción
Variedades para secado. Si bien pueden ser consumidas en fresco, sus características
las hacen especialmente aptas para secado:
- Calabacita. Variedad bífera, con baja
producción de brevas y media de
higos. De maduración temprana,
presenta higos de forma cónica y
tamaño pequeño medio. La piel es de
color verde amarillento, fina y
consistente; la pulpa es de color
ámbar, el ostiolo semicerrado y el
pedúnculo en general largo. Presenta
una excelente calidad y por sus características es la más demandada, siendo una
variedad en expansión.
- Picholetera. Variedad unífera, con
higos de fecha de inicio de
maduración media. Son de tamaño
grande, con forma cucurbiforme con
un característico cuello largo, de color
verde amarillento y pulpa rosa. Son
higos de excelente calidad
organoléptica, con piel elástica y alto
contenido en sólidos solubles. Es una
variedad cultivada al norte de la
provincia de Cáceres, principalmente en La Vera.
- La Casta. Variedad unífera, de fecha
de maduración media. Es una de las
más cultivadas en la provincia de
Badajoz. Presenta frutos esféricos de
tamaño medio, de color verde
amarillento y pulpa de color rojo
anaranjado, ostiolo abierto y
pedúnculo corto. La piel es delgada,
se rompe con facilidad, lo que hace
Fig. I.7.1. Higos del cultivar ‘Calabacita’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura CICYTEX
Fig. I.7.2. Higos del cultivar ‘Picholetera’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura CICYTEX
Fig. I.7.3. Higos del cultivar ‘La Casta’. Fuente: Dpto. Hortofruticultura CICYTEX
66
I.-Introducción
que los frutos se deterioren en la recolección. Su escasa calidad organoléptica la
ha destinado fundamentalmente a pasta de higo o a consumo animal. Variedad
en recesión.
Variedades de doble aptitud: consumo en fresco y secado.
- Cuello de Dama Blanco. Cultivada principalmente en el norte de la provincia
de Cáceres, su cultivo también se extiende por el sur de la provincia de Ávila. Se
aprovecha tanto para consumo en fresco como para secado. Variedad bífera, con
una producción baja de brevas y muy alta de higos. Éstos son de tamaño medio,
forma esférica y color verde amarillento. La pulpa es de color ámbar y su
calidad organoléptica excelente. La piel es gruesa, elástica y resistente y su
calibre en general mayor que los higos de ‘Calabacita’. No obstante, su fecha de
maduración es media, por lo que el secado puede verse afectado por las primeras
lluvias otoñales, lo que hace que sea menos valorada que Calabacita (López-
Corrales y col., 2014).
I.7.1.- Características de calidad del higo seco
Los higos secos son una fuente inagotable de nutrientes muy beneficiosa para el
organismo debido a que son una fuente importante de hidratos de carbono como
sacarosa, fructosa y glucosa así como de fibra alimentaria. Debido a la pérdida de agua
que se lleva a cabo durante el proceso de secado, las proporciones de nutrientes en el
fruto será mucho más elevadas que en el fruto fresco. Concretamente, el higo seco tiene
un conteniendo en agua menor de un 24 %, mientras que tiene mucho más calcio e
hidratos de carbono, con más de un 48 % de fructosa, por lo que en consecuencia
presenta una mayor cantidad de calorías (Callejo, 2002), si bien el aprovechamiento del
calcio de estos alimentos es peor que el que procede de los lácteos u otros alimentos que
son buena fuente de dicho mineral. Asimismo, constituyen una fuente por excelencia de
fibra soluble e insoluble, lo que le confiere propiedades saludables para mejorar el
tránsito intestinal. Además, contienen aminoácidos esenciales y son ricos en potasio y
vitaminas A, B1, B2 y C, incorporando un valor nutritivo muy importante. Por otra
parte, en los higos secos se ha descrito un mayor contenido de compuestos fenólicos así
como de una mayor actividad antioxidante total (Vallejo y col., 2012). Además,
también han sido identificados los mismos grupos fenólicos presentes en higos fresco a
excepción de la Cyanidina 3-O-rutinósido (Slatnar y col., 2011).
67
I.-Introducción
En el caso de las características sensoriales, las frutas para el secado deben
cumplir con ciertas especificaciones, tales como el grado de madurez. Otro factor
importante que interfiere con la calidad de las frutas secas es la temperatura de secado,
ya que esta controla el contenido final de humedad del producto y, en consecuencia, su
estabilidad microbiológica, textura y color del producto durante el almacenamiento
(Boudhrioua y col, 2002; Demirel y Thuran, 2003; Tsami y Katsioti, 2000). Por otro
lado, el proceso de secado promueve pardeamiento por caramelización, las reacciones
de Maillard y también una desecación de la superficie del producto, que afecta tanto al
color como a la textura del producto. Por ello, la reducción en los tiempos de procesado
permite obtener productos con mejores atributos de calidad, tales como el aroma y la
capacidad de rehidratación (Funebo y Ohlsson, 1998), o el sabor, textura y valor
nutricional (Fito y col., 2001).
La aplicación de ciertos pre-tratamientos previos a la operación de secado
podrían ayudar a preservar o incluso favorecer la estabilidad así como ciertos atributos
de calidad como el color, aroma, sabor o textura (Wrolstad y col., 1990; Fito y col.,
2001; Torreggiani y col., 1998; Chiralt y col., 1999). Es sabido que los carbohidratos
junto con los volátiles son los principales responsables del sabor y aceptación del
producto por parte del consumidor (Alasalvar y col., 2001), al tiempo que los
compuestos volátiles presentes tanto en fruta fresca como en fruta procesada también
afectan significativamente al sabor y aroma, siendo la mezcla de familias como
aldehídos, alcoholes, cetonas, esteres, ó ácidos, entre las más relevantes, (Riu-Aumatell
y col., 2004). Por otra parte, la aparición de coloraciones marrones frecuentemente
indeseadas, se asocia a reacciones de pardeamiento no enzimático (reacción de
Maillard, propiciada por las altas temperaturas), pardeamiento de tipo enzimático y el
producido por la caramelización de los azúcares, en la superficie del alimento. Todo
esto puede afectar de forma negativa a la apariencia y al sabor de los productos
(Guerrero y Nuñez, 1991). En cuanto a la textura, durante los procesos de secado, la
pérdida de agua y la exposición a altas temperaturas durante el proceso provocan el
encogimiento celular y por consiguiente cambios en la textura de los productos
obtenidos. La textura final depende de cada uno de los factores que participan en el
proceso de secado y del grado con que ese factor cambia a lo largo del proceso de
secado utilizado (Rosenthal, 2001). El procesado del alimento por calor dará como
resultado cambios en la pared celular así como otros cambios como puede ser la
gelatinización del almidón (Contreras, 2006). El aspecto y el color son propiedades
68
I.-Introducción
importantes en las frutas deshidratadas, ya que la primera valoración que hacen los
consumidores sobre la calidad del producto está basada en ambos parámetros. Un color
fuera de lo normal puede provocar el rechazo del consumidor (López y col., 1997).
Sobre el aspecto visual, la transferencia de masa en los procesos de deshidratación de
tejidos celulares supone una gran reducción del volumen de la muestra debido a la
pérdida de agua. Como consecuencia, las células se deforman dando lugar a formas
irregulares (Contreras, 2006).
I.8.- Producción de higo seco
Según las últimas estadísticas de la FAO, la producción mundial de higos se
sitúa en las 1,14 millones de toneladas, muy centradas en la Europa mediterránea, el
Norte de África y Asia Central. El mayor productor mundial de higo seco es Turquía,
que ha conseguido dominar comercialmente el mercado de consumo humano debido a
su precio y al tamaño de sus higos del cultivar ‘Sari-lop’ y ‘Smirna’. Con más de 7,5
millones de higueras produce anualmente más de 220.000 toneladas de higos secos.
También destaca la producción en Egipto y en Grecia, muy por encima de la española.
Entre estos tres países concentran el 50% de la producción mundial. Otros países con
gran producción son Marruecos, Irán, Siria, Argelia, Túnez y Afganistán. El estado de
California, en Estados Unidos, también destaca por una gran producción de higos del
cultivar ‘Calymirna’, una derivación del cultivar turco ‘Smirna’.
De acuerdo a estimaciones del portal de internet especializado en comercio
mundial “Smartexport.com”, el mercado mundial de higos secos supera los 300
millones de euros, donde destacan como mercados de gran consumo Francia, Alemania,
India, Italia y Estados Unidos. Entre los mayores exportadores mundiales, destaca sobre
los demás, Turquía con cerca de 190 millones de euros. Incluso ha conseguido que las
mayores cadenas de supermercados e hípermercados españolas vendan casi en exclusiva
higos turcos durante la importante campaña de navidad, a través de empresas españolas
especializadas en frutos secos. Dentro de la Europa continental, España, junto con
Grecia y Portugal, han sido históricamente los mayores productores de higo seco.
Aunque en los últimos años su cultivo ha sufrido una importante recesión tanto en
extensión como en volumen de producción. Según los datos del Anuario de Estadística
Agraria del Ministerio de Medio Ambiente, Medio Rural y Marino, España disponía de
20.200 hectáreas de higueras en el año 1999 con una producción superior a las 63.000
toneladas cada campaña. Sin embargo, a partir del 2005 se produce un lento declive del
69
I.-Introducción
cultivo, con la excepción de Extremadura, donde se mantiene estable. En el año 2009,
último con datos oficiales, los higuerales productivos ocupaban una extensión de 10.400
hectáreas en España y producían en torno a las 29.100 toneladas. También, hay que
contar las más de 321.000 higueras diseminadas por el país, incluso en regiones no
productoras del norte de España. El declive del cultivo tiene que ver mucho con la
merma en los precios en origen pagados al productor, que han pasado de los 146,5 euros
por 100 kilos en 1999 a los 99,2 euros por cada 100 kilos diez años después. España
exporta cada campaña más de 4.000 toneladas de higos secos, aunque también importa
más de 1.300 toneladas, sobre todo, procedentes de Turquía para consumo humano.
A nivel regional, Extremadura es la primera comunidad autónoma española en
extensión y producción de higos secos, con 5.220 hectáreas de higueras y una
producción anual de 8.272 toneladas, casi el 29% del total español. En Extremadura hay
tres grandes zonas donde el cultivo de la higuera es protagonista desde hace décadas. En
la provincia pacense destaca la zona de producción de Salvaleón-Barcarrota-Higuera de
Vargas. Se trata de plantaciones en secano, con amplios marcos de plantación y
formadas en alto para favorecer en el ruedo de las higueras las labores de cultivo y
principalmente la alimentación del ganado porcino. Por su parte, en la provincia de
Cáceres hay dos grandes zonas productoras, muy diferenciadas, La Vera y el Valle del
Jerte. Por su parte, la principal zona de producción de higos secos de Cáceres tiene su
epicentro en la villa de Almoharín, a través de su Sociedad Cooperativa Regadhigos. En
otros pueblos de la comarca de Montánchez y Tamuja como Arroyomolinos de
Montánchez, Valdemorales, Alcuéscar, Montánchez, Valdefuentes presentan
plantaciones monovarietales en secano, con árboles de gran tamaño, cuyo destino es el
consumo en seco para alimentación humana y/ o animal (López-Corrales y col., 2014).
I.9.- Proceso de secado
El secado es uno de los métodos de conservación de alimentos más antiguos.
Shafiur y Rahman (2003), afirman que las hortalizas deshidratadas se comercializan
desde hace aproximadamente un siglo; y, actualmente existen numerosos métodos y
equipos para deshidratar alimentos. El secado consiste en eliminar agua para obtener
productos sólidos, teniendo como objetivo principal la reducción del contenido de
humedad hasta un nivel que permita el almacenamiento seguro durante un período
prolongado de tiempo (Fellows, 2000; Aguilera y col, 2003; Cano-Chauca y col, 2004).
En términos generales el proceso de secado o deshidratación de alimentos permite:
70
I.-Introducción
Reducir las pérdidas de los productos frescos, especialmente en los pequeños
productores.
- Aprovechar el excedente de fruta producida
- Mejora la capacidad de conservación del producto y permite consumirlos
enperiodos fuera de temporada. (Fellows, 2000; Aguilera y col., 2003; Cano-
Chauca y col., 2004).
- La reducción sustancial en el peso y el volumen producidos por el secado
minimiza el envasado, almacenamiento y costes de transporte (Okos y col,
1992).
- Los costes del proceso de secado, envasado, transporte y almacenamiento son
menores que para los enlatados o productos congelados (Perera, 2003).
- En algunos casos, el secado permite mejorar las características sensoriales (olor
y sabor), así como la preservación del valor nutricional del alimento.
- En el caso del secado al sol, éste es una fuente de energía sostenible y renovable
y por tanto sus principales ventajas son los bajos costes de capital y de
operación.
Carnes, pescados, hortalizas, frutas, son objeto de este proceso de deshidratación
o secado, en el que, aprovechando el sol y el viento se va evaporando el agua, que
contribuye al deterioro del alimento, eliminando las bacterias, levaduras y hongos que
necesitan agua para desarrollarse. De hecho, el secado al sol de frutas y verduras es
todavía una práctica común en los países donde las condiciones climáticas son
adecuadas. En las zonas soleadas y de clima templado es frecuente ver productos
alimenticios secados con este modo tradicional. En los países más fríos también resultan
apropiadas las técnicas tradicionales de secado cuando las condiciones climáticas son
adecuadas; por ejemplo, cuando hay bajos niveles de humedad. En Escandinavia y en
las zonas montañosas, incluidas las de España, se usan métodos tradicionales para el
secado de carnes y pescado aprovechando el viento, el sol y la sombra (FAO, 2009). El
secado solar de alimentos puede estar enfocado a aquellos que viven en lugares remotos,
donde tienen abundantes cosechas durante el verano, las que están condenadas a una
rápida descomposición sino se tiene un método simple y económico para preservarlos.
71
I.-Introducción
I.9.1.- Fases del proceso de desecación natural al sol
El secado de los higos se lleva a cabo
en verano. La temperatura recomendada para
deshidratar higos es de entre 43 °C y 45 °C, por
lo que el tiempo de secado de un higo de
tamaño normal, y en buenas condiciones
climáticas, dependerá de la circulación del aire
y del mantenimiento constante de la
temperatura, además de la humedad de
ambiente.
Habitualmente, el higo, una vez madurado y desecado en el árbol, cae por su
propio peso al suelo, siendo recogido de
forma manual por el agricultor y trasladado a
sus viviendas, donde termina de secarse en
paseras al sol hasta adquirir el grado de
humedad apto para su elaboración, en torno al
24 %. Después, se realiza una primera
selección y limpieza de los frutos.
Si bien este es el proceso de secado de
higos tradicional y el cual reporta unos
menores costes en cuanto a producción y
mano de obra, también se puede llevar a cabo
un secado al sol de los frutos de un modo un poco más controlado, el cual consiste en
recoger los frutos ya maduros del árbol antes de que caigan al suelo. También se puede
vibrar la higuera para que caigan al suelo y
recogerlos. Después, se aplastan un poco con
las manos y se colocan en las bandejas o en
una red o malla, para llevar al aire libre y
permitir su deshidratación natural. Es
necesario espaciar o separar los higos entre sí,
para propiciar una mejor circulación del aire
entre ellos, y hacer más veloz el
procedimiento. Asimismo, también se
I.9.1.1. Higo seco en el árbol. Fuente: http://higosdealmoharin.com/
I.9.1.2. Higos secos en suelo para su recogida. Fuente:http://higosdealmoharin.com/
I.9.1.3. Higos dispuestos en secaderos o paseras para su secado al sol. Fuente:http://higosdealmoharin.com/
72
I.-Introducción
recomienda voltear los frutos de una a dos veces por día, para propiciar un buen secado
parejo en toda la superficie. Del mismo modo, en ocasiones se coloca una tela o malla
sobre los higos, preferentemente de color negro, para evitar que los pájaros y otros
insectos los puedan picar. Aunque no suele ser una práctica habitual durante el secado
tradicional al sol, algunos autores como Garcés (1993) recomiendan un pretratamiento
térmico (escaldado) durante 5 minutos antes del secado para acortar el tiempo de
secado. El objetivo es mejorar la presentación del producto, dar color y textura
agradable, además de aumentar la limpieza del producto. Por otro lado, este
procedimiento da al producto una apariencia translucida y brillante propia de la fruta
secada al sol (Garcés y Terán, 2003). Una vez se ha completado el secado del higo,
estos se presentan sin zonas brillantes ni blandas, se retiran del sol y se dejan a la
sombra, para que se enfríen, ya que si se guardan calientes puede que el resto mínimo de
humedad los deteriore en poco tiempo.
Una vez en fábrica, en todos los casos de
secado al sol se procede a su esterilización
mediante gases inertes o mediante el escaldado
con agua hirviendo o vapor. A continuación se
procede a su limpieza y primera clasificación en
cribas automáticas que a su vez lo transportan
hasta las lavadoras de agua caliente. Una vez
lavado se procede a su secado, enfriado, y
clasificación definitiva por categorías. De aquí y
en función de su tamaño y variedad, los higos pasan a la nave de envasado. El higo
puede ser envasado natural, o enharinado cuando se pasa por un trome cilíndrico que
dosifica la cobertura de harina, antes de ser pesado y envasado automáticamente.
I.9.2.- Problemática del secado al sol
En el proceso de secado la calidad y el coste del producto están influenciados
fuertemente por la operación de secado, siendo éstos muy bajos en el caso del secado al
sol. Sin embargo, este proceso tiene varias desventajas (Ertekin y Yaldiz, 2004;
Raouzeos y Saravacos, 1986; Shafiur y Rahman, 2003):
- Dificultad a la hora de controlar la velocidad de secado.
I.9.1.4. Selección de higos una vez secos. Fuente:http://higosdealmoharin.com/
73
I.-Introducción
- Los tiempos de secado pueden llegar a ser largos, ya que depende de las
temperaturas ambientales así como de la humedad del ambiente.
- Los higos secos están totalmente expuestos a las condiciones climatológicas,
como lluvia, viento, etc., lo cual supone un elevado riesgo de pérdida del
producto.
- El riesgo de contaminación de los frutos es elevado. Las picaduras de pájaros,
los insectos o el polvo hacen que el producto se pueda contaminar, lo que
provoca la pérdida del producto e incluso en algunos casos un riesgo para la
salud. Esto hace necesario proteger los frutos con telas o redes.
- La luz directa del sol provoca una pérdida de calidad del producto. Dado que las
frutas se oxidan rápidamente, éstas pierden su color natural, dando lugar a un
aspecto indeseable del fruto. En el caso de los vegetales; el producto se pone
amarillo y pierde propiedades. Asimismo, la exposición directa a los rayos
solares puede ser perjudicial en cuanto a la destrucción de vitaminas y al valor
nutritivo debido a la acción de los mismos.
- Existe un alto riesgo de que el fruto se deshidrate de forma incorrecta, lo cual
dará lugar a la aparición de podredumbres y mohos.
- Requiere grandes superficies para el secado (tendales).
- Requieren mano de obra elevada.
I.9.2.1.- Presencia de microorganismos y producción de micotoxinas
Entre los microorganismos predominantes de las frutas deshidratadas se
encuentran sobre todo levaduras (Candida, Hanseniaspora, Pichia, Saccharomyces,
Zygosaccharomyces) y mohos (Aspergillus, Chrysosporium, Eurotium, Penicillium,
Xeromyces). Por otro lado, la presencia de diversos microorganismos alterantes y
patógenos en alimentos desecados está definida por la legislación, la cual suele regular
los recuentos de bacterias heterótrofas, mohos y levaduras, bacterias coliformes,
Escherichia coli, bacterias esporuladas mesofílicas y termofílicas, Bacillus cereus,
Clostridium perfringens, bacterias lácticas, y la presencia o ausencia de Listeria y
Salmonella, según el producto analizado y el destino del mismo.
Sin embargo, en el caso de los higos secos, el proceso de escaldado suele
eliminar la mayoría de los riesgos causados por la presencia de bacterias alterantes y
patógenas, si bien esto no ocurre en el caso de los mohos y sus esporas. Por ello, el
principal problema de los higos secos es la pérdida de calidad y seguridad debido al
74
I.-Introducción
desarrollo de mohos, micotoxinas, así como algunos pesticidas como Ephestia o Plodia.
La principal causa de estos problemas es el tipo de secado realizado. Los higos se dejan
madurar totalmente en el árbol, lo cual incrementa el riesgo de alteraciones y
fermentaciones causadas por
microorganismos. Aunque la recogida
de los higos del árbol diariamente antes
de su excesiva maduración, así como la
selección de los higos dañados y/o
contaminados disminuiría todos estos
riesgos. Sin embargo, este proceso
resulta más costoso (Oztekin y col.,
2006).
La presencia de mohos es un problema característico de productos alimentarios
con una humedad intermedia incluyendo cereales, frutos secos, especias y diversos
productos alimenticios secos, ya que se caracterizan por su capacidad de crecer con
bajas actividades de agua (aw) de 0,85 (Abellana y col. 1999). El crecimiento de mohos
puede resultar en varios tipos de deterioro de los alimentos como malos sabores,
decoloración y formación de propágulos patógenos o alergénicos. Además, el aspecto
más importante del desarrollo de mohos en los alimentos es la producción de
micotoxinas. (Filtenborg y col., 1996). Estas micotoxinas o toxinas fúngicas son
metabolitos secundarios producidos por una serie de hongos (Aspergillus, Penicillinium
y Fusarium) en condiciones favorables de crecimiento, generalmente como un
prolongado e inadecuado almacenamiento a elevada actividad de agua y temperatura.
Pueden formarse tanto a nivel de campo, como durante la recolección, transporte y
almacenamiento. También, por ser termoestables y resistentes, persisten durante la
molienda, lavado y procesado de los productos alimenticios, entrando así en la cadena
alimentaria. Actualmente, se conocen cerca de 300 micotoxinas, aunque sólo algunas de
ellas se pueden encontrar en los alimentos más o menos frecuentemente y en cantidades
suficientes para ser consideradas un verdadero riesgo para la seguridad alimentaria. Las
principales micotoxinas que se pueden encontrar en los alimentos son:
- Aflatoxinas (AFs): Son producidas esencialmente por algunas
estirpes de Aspergillus spp. y Aspergillus flavus, las más tóxicas son la M1
I.9.2.1.1. Presencia de mohos y podredumbres en higo fresco y seco
75
I.-Introducción
(AFM1) (derivado metabólico de la B1 que se forma dentro del organismo
animal), B1 (AFB1) y la G1 (AFG1)
- Ocratoxinas (OTA): Son producidas por los géneros Aspergillus,
Penicillium y Fusarium. La ocratoxina A (OTA) es el compuesto más tóxico de
este grupo.
- Tricotecenos: Son producidos principalmente por varias especies
del género Fusarium tales como; F. Sporotrichioides, F. graminearum, F. poae
y F. culmorum y pude ser producida por miembros de otros géneros tales como
Myrothecium y Trichothecium. Los tricotecenos incluyen a la toxina T-2, el
diacetoxiscirpenol (DAS), el deosinivalenol (DON o vomitotoxina) y el
nivalenol. Tanto la toxina T-2 como el DAS son los más tóxicos
- Deoxinivalenol: Es uno de los tricotecenos de mayor importancia
ya que tiene una gran incidencia sobre cereales. Entre ellos destacan el T2 y HT-
2
- Fumonisinas (FBs): Las fumonisinas son producidas
esencialmente por Fusarium moniliforme. Existen 6 tipos de fumonisinas, la B1,
B2, B3, B4, A1 y A2 (16-18). Sin embargo, las que suelen encontrase con más
frecuencia y las más importantes son la fumonisina B1 (FB1) y la B2. La FB1 y
FB2 pueden encontrase como contaminantes naturales.
- Zearalenona (ZEA): Asociado con varias especies del género
Fusarium tales como; F. culmorum, F. graminearum y F. sporotrichioides y F.
graminearum
- Patulina (PAT): La patulina es un metabolito tóxico fúngico
producido principalmente por Penicillium expansum; no obstante, también la
pueden producir otras especies de Penicillium, Aspergillus, Paecylomyces y
Byssochlamys, todas con capacidad de crecer sobre frutas, hortalizas, cereales,
queso y ensilados de hierba y de maíz destinados a la alimentación animal.
La Organización para la Agricultura y la Alimentación (FAO) estima que las
micotoxinas afectan a una cuarta parte de los cultivos a nivel mundial, incluyendo
alimentos básicos, piensos o cultivos de gran valor. Según datos publicados por el
Sistema de Alerta Rápida para Alimentos y Piensos (RASFF), las micotoxinas son las
sustancias tóxicas o contaminantes que mayor número de notificaciones presentan,
seguidos por los de origen biológico y los plaguicidas. Esto ocasiona importantes
76
I.-Introducción
pérdidas económicas debido a sus efectos sobre la salud de las personas, la
productividad de los animales y el comercio nacional e internacional. En los países en
desarrollo, donde los alimentos básicos (como el maíz y frutos secos) son susceptibles
de contaminación, la población puede verse también afectada de forma significativa por
la morbilidad y las muertes prematuras relacionadas con las micotoxinas sino se toman
medidas (Arroyo-Manzanares y col., 2014). Elevados niveles de micotoxinas en la dieta
pueden causar efectos adversos agudos o crónicos sobre la salud del hombre y una gran
variedad de especies animales, afectando a distintos órganos, aparatos o sistemas,
especialmente al hígado, riñón, sistema nervioso, endocrino e inmunitario. Los síntomas
causados por las micotoxinas suelen ser tan diferentes unos de otros como lo son las
propias estructuras químicas de dichas toxinas (Faustman y Ommenn, 2005). En cuanto
a la toxicidad crónica, la Agencia Internacional de Investigación sobre el Cáncer
(International Agency for Research on Cancer, IARC, 2012) clasifica varias
micotoxinas como carcinógenas o potencialmente carcinógenas, mutagénicas,
teratogénicas, citotóxicas, neurotóxicas, nefrotóxicas, inmunosupresoras y estrogénicas,
siendo las aflatoxinas las que presentan un mayor riesgo como agentes carcinógenos.
Sin embargo, su toxicidad depende en gran medida de las cantidades ingeridas, del
tiempo de exposición y de las posibles sinergias que puedan derivarse de la ingestión de
micotoxinas diferentes al mismo tiempo. Se sabe también que diferentes especies tienen
distintas sensibilidades a las micotoxinas y que, por lo general, la edad, el sexo y su
estado fisiológico son cruciales en su nivel de toxicidad. Según Bullerman (1975)
cuando se ingiere micotoxinas en grandes cantidades estas pueden causar toxicidad
aguda en los animales con resultado de muerte de los mismos (micotoxicosis). Cuando
los animales son expuestos a niveles ligeramente por debajo de los letales causan
disminución de peso y de la producción de leche y huevos, mientras que cuando se
exponen a pequeñas concentraciones provocan supresión de la función inmune y
disminución de la resistencia a la infección. Cuando se exponen los animales a bajas
aunque prolongadas concentraciones de micotoxinas, favorecen la formación de
tumores y el desarrollo de enfermedades crónicas en los órganos vitales En la forma
subaguda, los individuos jóvenes pueden presentar retardo en el crecimiento, pérdida
del apetito, se compromete el sistema inmunitario, se aumenta la fragilidad capilar
afectando el tiempo de coagulación sanguínea y de ahí, la presencia de hematomas,
postración y muerte. Datos circunstanciales vinculan también enfermedades crónicas
como el cáncer del hígado y del esófago al consumo de alimentos contaminados por la
77
I.-Introducción
aflatoxina. El consumo de piensos preparados con ingredientes como las tortas de
semillas oleaginosas de maní, algodón, coco o granos de maíz contaminados con
aflatoxinas no sólo provocan micotoxicosis en los animales, sino que crean también
problemas de residuos de micotoxinas en productos animales, tales como la leche, la
carne y los huevos (FAO). Actualmente, entre los países desarrollados, los efectos
tóxicos más relevantes tienen que ver con la carcinogenicidad de algunas micotoxinas y
con su capacidad para debilitar el sistema inmune de los individuos, reduciendo así su
resistencia a enfermedades infecciosas (FAO, 2001).
No obstante, hay que recordar que no solamente se trata de un problema
sanitario, sino que existen implicaciones económicas y comerciales muy importantes
que afectan tanto a los países desarrollados como a los que están en vías de desarrollo.
De este modo, las exportaciones de los países productores y exportadores de este tipo de
productos se ven cada vez más afectadas, a medida que las legislaciones que regulan los
niveles permitidos de micotoxinas en los países más desarrollados se van haciendo cada
vez más restrictivas (Cabañes, 2000). Aproximadamente el 5-10 % de la producción
total mundial de alimentos parece estar irremediablemente perdida por esta causa. Por
ejemplo, en los EE.UU., se estima que la presencia de micotoxinas en cultivos tales
como maíz, trigo y cacahuete, pueden causar pérdidas directas de alrededor de 932
millones de dólares anuales e indirectas (coste de la regulación y su aplicación, análisis
y aplicación de otras medidas de control) de más de 466 millones.
Aunque la prevención de la contaminación por micotoxinas en el campo es el
objetivo último de la agricultura y las industrias alimentarias, la contaminación de
alimentos básicos y piensos con mohos y la consiguiente aparición de micotoxinas es
actualmente inevitable bajo ciertas condiciones ambientales.
No obstante, cada día existen más países que presentan leyes o recomendaciones
para regular este problema. Ya en 1995 el Codex Alimentarius estableció un contenido
Fig. I.9.2.1.3. Principales mohos productores de micotoxinas. Fuente: http://www.catlab.com./
78
I.-Introducción
de 10 μg/kg de aflatoxinas totales en los higos secos «listos para el consumo». De
hecho, un estudio publicado por la FAO, que incluye datos de una encuesta realizada
sobre la situación legislativa de las micotoxinas en el mundo en 1995, muestra que 77
países disponen de leyes o regulaciones referentes a los límites máximos permitidos de
micotoxinas. Esto supone un incremento del 37 % en el número de países que disponen
de este tipo de regulaciones con respecto a los datos que se disponían en 1987 (Cabañes,
2000). En la actualidad los reglamentos de la Unión Europea en cuanto a los niveles de
micotoxinas resultan aún más restrictivos. Dado que la aflatoxina B1 es el carcinógeno
más potente, la legislación de la UE ha establecido un contenido máximo más bajo
específico para esta aflatoxina, además del total de aflatoxinas que resulta de la suma de
las aflatoxinas B1, B2, G1 y G2. Estableciendo que el contenido máximo para la
aflatoxina B1 se corresponde con el establecido para el total de aflatoxinas. El
Reglamento (UE) No 1058/2012 de la Comisión de 12 de noviembre de 2012 por el que
se modifica el Reglamento (CE) no 1881/2006 en lo que respecta al contenido máximo
de aflatoxinas en los higos secos establece los límites máximos de aflatoxinas totales en
10 μg/kg y en 6 μg/kg para la aflatoxina B1.
Todo ello hace que en la actualidad sea necesario el desarrollo de secados
alternativos al natural que permitan un mayor control sobre el producto final,
permitiendo la obtención de productos prácticamente libres de micotoxinas.
I.10.- Alternativas al secado natural
Aunque el secado natural al sol sigue siendo uno de los secado más utilizados en
los países con condiciones climatológicas adecuadas (Szulmayer, 1971), cada vez es
mayor la demanda del desarrollo de técnicas de secado que permitan un mayor control
sobre el producto final, que minimice los riesgos de pérdidas y reduzca los riesgos
higiénico-sanitarios en el producto (Ertekin y Yaldiz, 2004; Raouzeos y Saravacos,
1986). Para evitar la producción de aflatoxinas en estos alimentos, es imprescindible
llevar a cabo unas buenas prácticas de manipulación, tanto antes como después de la
cosecha. Asimismo, es importante destacar también el control que requieren los mohos
durante el secado y el almacenamiento de los alimentos para prevenir este tipo de
contaminación en los productos finales.
Por ello, con el fin de mejorar los aspectos negativos del secado natural y
preservar la calidad de los frutos, se hace necesario buscar alternativas que consigan
mejorar estos inconvenientes (Kostaropoulos y Saravacos, 1995). Algunos autores
79
I.-Introducción
(Shafiur y Rahman, 2003) han indicado que para la selección y desarrollo de un método
de secado se debe tener en cuenta los siguientes factores:
- El tipo de producto a secar. Es muy importante conocer el producto a secar y lo
que se desea conservar, es decir, se deben conocer las propiedades más
relevantes de las vitaminas, antibióticos, enzimas, levaduras, mohos etc.
(Braverman, 1980).
- La calidad del producto con respecto a los requerimientos exigidos.
- La susceptibilidad del producto al calor.
- Las consideraciones económicas del proceso, tanto el capital a invertir como los
costos del procesado.
- El impacto ambiental del proceso.
I.10.1.- Tratamientos térmicos en secaderos
En la actualidad, una de las técnicas de secado artificial alternativa es el empleo
de secaderos artificiales de aire caliente, muchos de los cuales ya se emplean en países
productores como Turquía. Los secaderos de aire caliente, son mucho más rápidos y
proporcionan uniformidad e higiene y se presentan como inevitables para los procesos
industriales de secado de alimentos (Demir y col., 2004; Karathanos y Belessiotis,
1997). Son muchos los estudios que se han llevado a cabo sobre la desecación o
deshidratación de diversos productos como pasas, ciruelas, albaricoque, higos, etc
mediante secado al sol, así como, mediante aire por convección (Babalis y Belessiotis,
2004; El-Sebaii y col., 2002; Karathanos y Belessiotis, 1997; Karathanos y Belessiotis,
1999; Krokida, y col., 2003). Sin embargo, estudios preliminares han observado que
este tipo de secado convencional con temperaturas superiores a 65ºC en estufas o
secaderos de aire caliente pueden contribuir a la degradación visual y de calidad del
producto, mientras que secados mediante bombas de calor presentan unas características
tanto visuales como cualitativas mejores que aquellos productos secados mediante
secaderos tradicionales (Prasertan y col., 1998). Por otro lado, diversos investigadores
han estudiado las condiciones de secado óptimas para diversos productos con el fin de
determinar modelos matemáticos que permitan establecer cuáles son los parámetros más
influyentes en el proceso de secado. Sin embargo, no existe gran cantidad de estudios
acerca del secado artificial en higos enteros, si bien si se han realizado numerosos
ensayos de secado artificial por aire caliente en otras frutas como melocotones, ciruelas,
80
I.-Introducción
uvas, banana, cerezas, etc. (Babalis y Belessiotis, 2004; El-Sebaii y col., 2002;
Karathanos y Belessiotis, 1997; Krokida y col., 2003). Recientemente Pahlavanzadeh y
col. (2001) establecieron los coeficientes de secado para los parámetros de desecación
por aire para uvas, así como para pimientos (Doymaz y Pala, 2002), entre otros.
Xanthopoulos y col. (2007) estudiaron el comportamiento del secado artificial en estufa
de higos tanto enteros como cortados. Las temperaturas ensayadas fueron de 46,1, 49,6,
55 y 60 ºC con una velocidad de aire de secado de 1, 2, 3 y 3,5 m/s, concluyendo el
proceso de secado cuando el higo alcanzó una humedad del 30%. Con ello se concluyó
que el mejor proceso de secado es aquel que se produce siguiendo un modelo
logarítmico o de rampa de temperatura. Del mismo modo, Xanthopoulos y col. (2010)
también analizaron el comportamiento de secado de higos con y sin piel, observando un
comportamiento logarítmico de secado, estimando que el secado de higos tanto pelados
como sin pelar a 65ºC presentaban un comportamiento similar de secado, si bien el
secado de higos sin piel a dicha temperatura resultó ser más rápido en la eliminación
del agua, con la consecuencia negativa de la aparición de endurecimiento superficial, lo
cual limitó la pérdida de agua al final del proceso. Babalis y Belessiotis (2005)
indicaron que las temperaturas del aire de secado tienen una vital importancia durante el
mismo, especialmente durante las primeras etapas del secado, disminuyendo su efecto
en las horas posteriores (tras 10-15 h). Asimismo, también establecieron la importancia
de la velocidad del aire de secado al inicio del proceso, mientras que deja de ser
importante en etapas posteriores, recomendando un flujo de aire de 1–2 m/s como el
más adecuado para el secado de higos en secaderos industriales. Además, la
comparación con diferentes métodos de secado de higos como el secado al aire libre, en
cajas de cristal o en secaderos industriales a temperaturas de 60, 55 y 65 ºC han
revelado que el uso de temperaturas de 50 ºC no resultan suficientes para el secado de
los higos en estas condiciones. En consecuencia, temperaturas de 60 ºC durante
periodos menores a un día resultan equiparables al secado al aire libre durante tres días.
Sin embrago, el secado a 60 ºC durante 12 h seguido por 9 h de secado a 65 ºC parecen
mostrar unos buenos resultados (Rezaee y col., 2005).
I.10.2.- Pretratamientos para el aumento de la permeabilidad
I.10.2.1- Aplicación de tratamientos químicos
Hoy en día se proponen cada vez más nuevos modelos de secado artificial
consistentes en técnicas que permitan una reducción de la humedad del fruto antes de
81
I.-Introducción
realizarse el secado final en estufa. De este modo, se evitan algunos de los problemas
encontrados en el secado por aire caliente, como es el endurecimiento de la piel.
Asimismo, muchos de ellos aportan al producto unas mejores características sensoriales
y sanitarias. Existen diversos estudios acerca de la aplicación de pretratamientos para el
secado de frutas como melocotones, uvas y moras (Bolin y col., 1975; Doymaz, 2004;
Doymaz y Pala, 2002, 2003; Pahlavanzadeh y col., 2001; Saravacos y col., 1988; Telis
y col., 2004),
En general, la mayoría de las frutas están cubiertas por una cutícula de ceras
presente en la piel y que evita la deshidratación de las mismas. Ciertas sustancias
químicas como emulsiones de etil y metil éster o álcali en soluciones acuosas de KOH,
NaOH o K2CO3 pueden ser aplicadas antes del secado final con el fin de eliminar esa
cutícula de ceras y aumentar la permeabilidad de la piel al agua. Como consecuencia, el
tiempo de secado se verá reducido en comparación con frutas no tratadas. Por otro lado,
el Oleato de etilo es usado comercialmente para acelerar el proceso de secado de frutas
y vegetales (Doymaz, 2004). La inmersión de la fruta en soluciones de oleato de etilo
durante algunos segundos ha demostrado disminuir notablemente la tasa de secado de
las mismas (Bolin y col., 1975), debido a su capacidad para romper las estructuras de la
cutícula en la superficie del fruto y disminuir la resistencia a la pérdida de humedad
(Williams, 1989). Doymaz (2004) estudió el efecto del pretratamiento de moras. Éstas
fueron tratadas por inmersión en una solución de oleato de etilo consistente en una
mezcla de agua con K2CO3 (5 %) y oleato de etilo (2 %) durante 1 minuto a temperatura
ambiente, concluyendo que las moras tratadas presentaron unos tiempos de secado
menores a las no tratadas como resultado del incremento de las tasas de secado del
fruto. Doymaz (2006) llevó a cabo estudios de pre-secado en uvas de mesa mediante el
tratamiento de las mismas con distintas soluciones. Se realizaron emulsiones de oleato
de etilo y metilo en soluciones acuosas de NaOH y K2CO3. Tras la inmersión del fruto
durante 1 minuto en la emulsión, éstos fueron pasados a estufas para su secado final a
60 ºC. De este modo, se pudo comprobar que la aplicación del oleato de etilo,
especialmente combinado con carbonato potásico, permitía una mayor velocidad de
secado debido a un incremento en la velocidad de intercambio de agua durante el
proceso. Esto se consigue gracias al efecto que tienen la emulsión sobre la uva,
aumentando la permeabilidad de la piel. Esta reducción del tiempo de secado mediante
el empleo de emulsiones también ha sido descrita por otros autores (Bolin y col., 1975;
Dincer, 1996; Doymaz y Pala, 2002). Posteriormente, Doymaz (2007) estudió el efecto
82
I.-Introducción
de la aplicación de emulsiones de oleato de etilo (2 %) con K2CO3 (5%) en cerezas a
temperaturas de secado de 55 y 65 ºC. El pretratamiento químico con esta solución de
oleato de etilo alcalino se encontró eficiente en el secado cerezas, siendo las velocidades
de secado de las muestras pretratadas significativamente más altas que el de las
muestras sin tratar, siguiendo un modelo de secado logarítmico. Por otra parte, Demirel
y Turhan (2003) emplearon otros tratamientos a la hora de facilitar el proceso de secado
en frutas como la banana empleando soluciones de ácido ascórbico y ácido cítrico (1:1)
y de bisulfito sódico (1 %) durante 30 segundos para ser finalmente secadas por aire
caliente a 40 y 70 ºC. Este tratamiento permitió el incremento de la difusión de agua
durante el secado a temperaturas de entre 40 y 60 ºC, ralentizándose dicho proceso
cuando la temperatura se incrementó hasta 70 ºC, probablemente debido a un
endurecimiento y gelatinización del almidón de los frutos, lo cual dificulta el secado y
altera sus características sensoriales por encima de 60 ºC.
I.10.2.2- Aplicación de ultrasonido
El efecto positivo de los ultrasonidos en las características de secado de frutas y
vegetales ha sido demostrado en diversos estudios (De la Fuente-Blanco y col., 2006;
Gallego-Juárez, 1998; García-Pérez y col., 2006; Khmelev y col., 2008; Ortuño y col.,
2010; Riera-Franco de Sarabia y col., 2002). Las ondas de ultrasonidos son ondas de
presión que pueden reducir la viscosidad (Greguss, 1963), minimizar la resistencia de
difusión (Mulet y col., 2003) y eliminar la humedad en la interfaz sólido-líquido
(Gallego-Juárez, 1998). Además, se asume que la comprensión local y cavitación son
provocadas en materiales elásticos permite mejorar la liberación del agua, lo cual es
conocido como “efecto esponja” (Mulet y col., 2003). Los cambios en las
microestructuras producidos en los frutos a causa de los ultrasonidos pueden favorecer
la pérdida de agua debido a la creación de canales microscópicos (Fernandes y col.,
2008; Fuente-Blanco y col., 2006; Tarleton, 1992; Tarleton y Wakeman, 1998).
Fernandes y Rodrigues (2007) estudiaron el efecto del tratamiento con ultrasonidos para
el secado de bananas. Los resultados mostraron que la difusividad del agua aumenta
después de la aplicación de ultrasonidos y que el tiempo de secado total se redujo en un
11 %, lo que representa un ahorro de energía. Por otra parte, el tratamiento con
ultrasonidos produjo una pérdida de azúcar del fruto, por lo que el pretratamiento se
propone como un proceso interesante para producir frutos secos con bajo contenido de
83
I.-Introducción
azúcar. También Rodríguez y col. (2014) y Schössler y col. (2012) pudieron comprobar
que la aplicación de ultrasonidos en manzana produjo, una vez más, el aumento de la
difusividad de agua. Además, observaron que al reducir el tiempo de tratamiento, las
propiedades funcionales de la fruta (compuestos fenólicos y actividad antioxidante) se
conservaban mejor cuando se utilizaba el pretratamiento con ultrasonidos. De este
modo, se observaron mejoras significativas tras la aplicación continua de ultrasonidos
seguido de un secado con aire caliente a 70 ºC. Asimismo, Fernández y col. (2009)
estudiaron la aplicación de ultrasonidos combinado con una solución con azúcar (35
ºBrix) en piña, demostrando que la aplicación de este tratamiento inducia cambios en las
estructuras celulares de la piña, apareciendo canales microscópicos. Estos canales
fueron responsables del aumento de difusividad del agua. En consecuencia, también
fueron responsables de un tiempo de secado menor porque el tejido de la fruta ofrecía
menor resistencia a la difusión del agua.
I.10.3. Pretratamientos osmóticos
Una manerade producir frutas desecadas de buena calidad es utilizar la
deshidratación osmótica, la cual es capaz de reducir el consumo de energía y mejorar la
calidad de los alimentos (Torreggiani, 1993; Sereno y col., 2001). La deshidratación
osmótica, también llamada “proceso de deshidratación e impregnación por inmersión”
(DISP), es una técnica muy útil para la concentración de frutas y vegetales, la cual se
realiza mediante la disposición de los alimentos enteros o en trozos en una solución
acuosa compuesta por azúcares y/o sales con altas presiones osmóticas (Mandala,
Anagnostaras y Oikonomou, 2005). Durante este proceso, tres tipos de transferencia de
masa pueden ocurrir:
- El flujo del agua del producto hacia la solución.
- La transferencia de los solutos de la solución hacia el producto.
- El flujo de solutos naturales (orgánicos, azúcares minerales,
ácido, vitaminas, etc) de la fruta a la solución (Raoult - Wack, 1994).
La deshidratación osmótica se recomienda especialmente para la conservación
de los alimentos, debido a las características nutricionales y organolépticas satisfactorias
que aportan a los alimentos (Ponting y col., 1966). Además, la deshidratación osmótica
es eficaz a temperatura ambiente y tiene un efecto perjudicial mínimo en la calidad de
los alimentos, logrando la estabilidad del producto, la retención de nutrientes y la
mejora del sabor y la textura del alimento. Resulta también en menos decoloración de
84
I.-Introducción
frutas por pardeamiento enzimático oxidativo y satisface la demanda de los
consumidores de productos mínimamente procesados, mientras que, además, facilita los
procesos industriales, que requieren la reducción de los tiempos de secado (Kim y
Toledo, 1987; Lerici y col., 1985; Rault-Wack, 1994; Torreggiani, 1993; Velic y col.,
2004). Por el contrario, este método implica el uso de equipos y conocimientos
relativamente caros, a menudo más allá de los medios financieros y la capacidad técnica
de la mayoría de los industriales. Por otro lado, los alimentos tratados exclusivamente
por deshidratación osmótica suelen ser inestables, además de ser un proceso que
requiere tiempo y, como tal, los tratamientos complementarios (secado, congelación,
pasteurización o la adición de conservantes químicos) son necesarios para asegurar la
conservación adecuada de los alimentos (Rastogi y col., 2002). Se ha propuesto el
secado con aire después de la deshidratación osmótica de frutas y verduras por muchos
autores (Ertekin y Cakaloz, 1996; Kim y Toledo, 1987; Lenart y Lewicki, 1988b,
1988a; Lerici y col., 1988; Lerici y col., 1983; Torreggiani, 1993), siendo también
probado en varias frutas tropicales mediante inmersión en una solución de sacarosa, en
particular, papaya, mango y banano dulce (Jiokap Nono y col, 2001; Jiokap Nono y col.,
2002).
Además, el uso de este tipo de pre-tratamiento ha sido especialmente utilizado
en manzanas, como las manzanas golden, seguido del secado con aire (Jiokap Nono y
col., 2001; Lenart, 1996, Monsalve–González y col., 1993; Nieto y col., 1998; Reppa y
col., 1999; Sereno y col., 2001; Simal y col., 1997). . Además, la deshidratación
osmótica acompañada de la aplicación de microondas aumentó la calidad global final
del producto, pero produjo una correlación negativa entre la textura de la manzana y la
difusión de azúcar (Monsalve-González y col., 1993). Mandala y col. (2005) realizaron
estudios similares con manzanas ‘Red delicius’, las cuales fueron sumergidas en
soluciones de glucosa o sacarosa (30-45 %) durante distintos tiempos. Observaron que
las frutas tratadas con un 45 % de glucosa mostraron una mayor reducción de la
humedad en las primeras etapas del secado debido a una mayor porosidad de la fruta y
retención del color al tiempo que se produjo un endurecimiento de las mismas, mientras
que las muestras tratadas con sacarosa presentaron una menor pérdida de humedad
probablemente debido a una cristalización de los azúcares en las capas superiores de la
fruta, así como una peor textura. Asimismo, se llegó a la conclusión de que la ganancia
de azúcar y la pérdida de peso de las manzanas tratadas con osmosis dependían del
tiempo de inmersión, la concentración de azúcar y el tipo de azúcar. Ehabe y col. (2006)
85
I.-Introducción
realizaron un estudio con láminas de banana, las cuales fueron sumergidas durante 30
minutos a 25 ºC en distintas soluciones: azúcar y/o cloruro sódico a diferentes
concentraciones (desde 0,5 hasta 10 %). Posteriormente fueron secadas en estufa a 70
ºC durante 24 horas. Dicho estudio concluyó que el empleo de soluciones simples de
azúcar o de cloruro sódico, ambas al 10 %, así como la combinación de ambas (5 %
azúcar + 5 % cloruro sódico) favorece la pérdida de agua, presentando además mejores
atributos sensoriales que la fruta no tratada. Además de esto, también se mejoró su
capacidad de almacenamiento, inhibiendo el crecimiento de mohos en la superficie.
I.10.4. Otras tecnologías de secado
Otra técnica de deshidratado de alimentos es la impregnación a vacío. En
estudios recientes, la impregnación a vacio se ha utilizado para cambiar las propiedades
fisicoquímicas, nutricionales y sensoriales de los alimentos, así como alargar la vida útil
(Chiralt y col., 2001; Lin y col., 2006). La impregnación a vacio se caracteriza por la
sustitución del aire ocluido inicialmente en los poros de frutas o verduras por un líquido,
que es la solución de impregnación. Con los gradientes de presión, el aire de la fracción
porosa se libera hasta que se restablecen las condiciones de presión atmosférica y la fase
líquida externa penetra en el tejido de la planta. Sin embargo, el secado de frutas por
impregnación a vacio puede provocar cambios indeseables. Dado que el secado con aire
es un procedimiento que puede afectar negativamente a parámetros de calidad como el
sabor, color, nutrientes, densidad aparente y la capacidad de rehidratación (Drouzas y
col., 1999; Lin y col., 1998), surge el secado a vacío con aplicación de microondas
(MVD), que ofrece una método alternativo para preservar compuestos sensibles a
temperaturas altas (Böhm y col., 2006) y ahorra energía. MVD es una técnica que
combina el calentamiento por microondas con la técnica de secado a vacío. En los
últimos años, MVD ha sido investigado como un método potencial para la obtención de
productos agrícolas desecados de calidad superior, como las frutas (Böhm y col., 2006)
y hortalizas (Lin y col., 1998).
86
IIII.. OOBBJJEETTIIVVOOSS//OOBBJJEECCTTIIVVEESS
87
88
II.- Objetivos/Objectives
1. Estudiar el efecto del almacenamiento postcosecha en diferentes atmósferas
modificadas sobre la prolongación de la vida útil de brevas pertenecientes a los
cultivares ‘San Antonio’ y ‘Banane’ así como de higos de los cultivares ‘San
Antonio’, ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘Cuello Dama Negro’ para su consumo en
fresco.
Study the effect of the post harvest storage under modified atmospheres on the
shelf life extension of breba crops from the cultivars ‘San Antonio’ y ‘Banane’
as well as of figs ‘San Antonio’, ‘Cuello Dama Blanco’ and ‘Cuello Dama
Negro’ for his consumption as a fresh fruit.
2. Determinar el efecto del almacenamiento en atmósferas modificadas sobre los
parámetros de calidad microbiológica, nutricional, funcional y sensorial de los
distintos cultivares de higos estudiados
Determinate the effects of the storage under modified atmospheres on
microbiological, nutritional, functional and sensory parameters of the different
fig cultivars
3. Evaluar el efecto del envasado en atmósferas modificadas, solo o combinado con
la aplicación de extractos naturales, sobre la prolongación de la vida útil de
diversas variedades de higos
Evaluate the effect of the modified atmosphere packaging, alone or combined
with the application of natural extracts on the shelf life extension of several figs
cultivars.
4. Ensayar técnicas de secado de higos alternativas al secado natural que permitan
acortar el tiempo del proceso del higo seco y obtener a la vez un producto con
unas características físico-químicas, microbiológicas y sensoriales adecuadas.
To test new alternatives for fig drying systems in order to reduce the drying time
and to obtain a final product with suitable physicochemical, microbiological and
sensory characteristics
89
II.- Objetivos/Objectives
5. Evaluar la calidad microbiológica, funcional y sensorial durante la vida útil de
dos cultivares de higos obtenidos mediante distintos sistemas de secado
alternativos al secado al sol, evaluando la presencia de mohos y la posible
producción de micotoxinas.
To evaluate the microbiological, functional and sensory quality throughout the
shelf life of two cultivars of dried figs obtained by different drying systems as an
alternative to sun drying, assessing the presence of mold and the possible
mycotoxin production.
90
IIIIII.. MMAATTEERRIIAALLEESS YY MMÉÉTTOODDOOSS
91
92
III.- Materiales y métodos
III. MATERIAL Y MÉTODOS
III.1.- Material y diseño experimental
III.1.1.- Reactivos químicos
Los reactivos químicos utilizados para la realización de la parte experimental de
este estudio han sido suministrados por las casas comerciales Extresynthese, Merck,
Scharlab, Sigma-Aldrich, Acros y Panreac.
Los reactivos, cebadores y enzimas de restricción utilizados para la extracción
de ADN fueron de las marcas comerciales Pharmacia Biotech, Sigma-Aldrich, Quiagen,
Takara, Promega, Introgen y Roche.
Los gases utilizados fueron suministrados por Air Liquide.
III.1.2.- Medios de cultivo
Los medios de cultivo, suplementos y demás productos utilizados para la
realización de las pruebas microbiológicas procedían de las casas comerciales Scharlab,
Sigma, Oxoid, Panreac y Pronnadisa. Los medios de cultivos empleados para la siembra
y crecimiento de los microorganismos presentes en la fruta fueron: agar de man, rogosa
y sharpe (MRS), Baird Parker (BP), agar bilis-rojo neutro-cristal violeta con glucosa
(VRBG), agar bilis-rojo neutro violeta (VRBA), agar patata dextrosa (PDA), agar rosa
de bengala (RB), agar recuento placa (PCA), caldo infusión, cerebro corazón (BHI) y
caldo extracto de malta (EM). Para la preparación de los medios se siguieron las
indicaciones prescritas por el fabricante. Tras la disolución del medio en la cantidad
adecuada de agua destilada, ésta se calienta hasta ser llevada a ebullición. Finalmente se
esterilizaron los medios a 121 ºC durante 16 minutos en el autoclave a excepción de los
medios VRBG y VRBA. Una vez esterilizados, se reparte en placas de Petri 20 mL del
medio, quedando listos para la siembra.
III.1.3.- Instrumental
III.1.3.1.- Para la determinación de parámetros físico-químicos,
nutricionales, funcionales y volátiles
Se utilizó para la realización de las pesadas, una balanza de la marca Mettler
Toledo modelo AE-166, cuya pesada máxima asciende hasta 2100 g con una precisión
de ±0,01 g. La medición de las pesadas de precisión se realizó con una balanza con una
precisión de ± 0,0001g.
93
III.- Materiales y métodos
Las determinaciones de color tanto de la piel como de la pulpa se realizaron con
un colorímetro triestímulo de la marca Konica Minolta modelo CR 300 con un diámetro
de paso de 8 mm y el iluminante en C. El color fue determinado en base a las
coordenadasCIELab (L*, a* y b*),El parámetro L* indica la luminosidad del fruto,
varía de 0 (negro) a 100 (blanco). Los parámetros a* y b* indican la cromaticidad
conjuntamente, a* representa el eje que va desde colores verdes (-a*) hasta colores rojos
(+a*) y b* representa el eje que evoluciona desde azul (-b*) hasta amarillo (+b*).. El
ángulo de tono (h*) se obtiene a partir de la fórmula arctg (b*/a*) e indica el color que
es, así por ejemplo, cuando es 0º está relacionado con el color rojo-púrpura, 90º con el
color amarillo, 180º con el color verde-grisáceo y 270º con el color azul. El último
parámetro de color es la cromaticidad (C*) que se calcula a partir de la fórmula (a*2 +
b*2)1/2 y nos indica el grado de saturación del color.
La firmeza se determinó medianteun texturómetro de la marca Stable Micro
Systems modelo TA-XT2i , con un disco de compresión de aluminio de 100 mm de
diámetro.
La conservación de las muestras se realizó en un congelador vertical de -86 ºC
modelo Forma Scientific Ecnofreezer de la marca Thermo Fisherf Scientific. También
fueron usados para conservar reactivos y muestras frigoríficos de las marcas Zanussi
modelo Tropic System y Whirpool y un congelador vertical de -20 ºC modelo Tropic
System de la marca Zanussi.
Las centrifugaciones se llevaron a cabo en una centrífuga refrigerada modelo
5810 R de la marca Eppendorf.
La homogeneización de las muestras se realizo por medio de un homogeneizador
de la marca Omni Mixer.
La evaporación del etanol se realizó por medio de un rotavapor modelo 210R de
la marca Buchi, equipado con una bomba de control de presión y agua de refrigeración a
temperatura constante.
Para la obtención de agua desionizada se utilizó un sistema de purificación de
agua Milli-Q de la marca Millipore.
El contenido en sólidos solubles, fue determinado con la ayuda de un
refractómetro digital de la marca Optic Ivymen System modelo PZ0 RL2.
La acidez titulable y el pH se determinaron con un valorador automático de la
marca Mettler Toledo modelo DL50.
94
III.- Materiales y métodos
La identificación y cuantificación de azúcares fue determinado con un
cromatógrafo líquido de alta presión (HPLC) modelo 1200 Series de la marca Agilent
Technologies con un detector de índice de refracción (IR) de la marca Agilent
Technologies utilizando para la separación una columnaSupercosil LC-NH2 (5 μm, 250
mm x 4,6 mm).
La identificación y cuantificación de ácidos orgánicos fue llevado a cabo con un
cromatógrafo Agilent Technologies modelo 1200 Series con un detector de diodo de
array(DAD) de la marca Agilent Technologies y empleando una columna Supelcogel
C610 H (9 μm, 300 mm x 7,8 mm) para la separación.
La cuantificación de fenoles totales, clorofilas y actividad antioxidante total fue
llevada a cabo usando un espectrofotómetro modelo UV- 2401PC de la marca
Shimadzu Scientific Instruments. La identificación y cuantificación de antocianinas y
compuestos fenólicos de forma individualizada fue llevada a cabo mediante un
cromatógrafo modelo 1100 Series de la marca Agilent Technologies con una columna
C18 (Phenomenex, 5 μm, 150 mm x 4,6 mm) que tenia acoplado un espectrómetro de
masas (MS) API-ESI cuadrupolo simple de la marca Agilent Technologies, un detector
de fluorescencia (FLD) y un DAD de la marca Agilent Technologies.
Para la extracción de compuestos volátiles se utilizó una fibra de 10 mm de
longitud y 100 μm de diámetro recubierta de carboxen-polidimetilsilosano .
La identificación y semicuantificación de compuestos volátiles se realizó
mediante un cromatógrafo de gases Agilent Techonologies modelo 6890 que tenía
acoplado un detector MS modelo 5973 de Agilent Techonologies. Se utilizó una
columna DB5 (1,05 μm, 30 m x 0,32 mm).
III.1.3.2.- Para el análisis microbiológico
Las pesadas de las muestras se realizaron en una balanza modelo AE-166 de la
marca Mettler Toledo. Pesada máxima: 2100 g, precisión ±0,01 g. Las pesadas de
precisión se llevaron a cabo en una balanza modelo AB54-S de la marca Mettler Toledo
de precisión ±0,0001 g.
Para la preparación de medios de cultivo se utilizaron calentadores magnéticos
de la marca Selecta con calefacción, modelo Agimatic-E.
La esterilización de los medios de cultivo, soluciones y material de laboratorio
se realizó en un autoclave modelo Presoclave 75 de la marca Selecta.
95
III.- Materiales y métodos
Los microorganismos y reactivos se conservaron en frigoríficos de las marcas
Zanussi modelo Tropic System y Whirpool y un congelador vertical de -20 ºC modelo
Tropic System de la marca Zanussi, un congelador vertical de -86 ºC modelo Forma
Scientific Econofreezer de la marca Thermo Fisher Scientific.Para la realización de las
diluciones se usaron micropipetas de la marca Biohit de 5-20 μL, 50-200 μL, 200-1000
μL y micropipetas de la marca Pluripet Kartell de 0,5-2 μL y de 2-20 μL.
Las siembras y aislamientos de microorganismos se llevaron a cabo en una
campana de flujo laminar modelo AH-100 de la marca Telstar.
Las incubaciones de los microorganismos se realizaron en estufas modelo
Conterm 80 L y modelo Conterm 150 L de la marca Selecta.
Para precipitar microorganismos y componentes celulares se empleó una
centrifuga refrigerada 5810 R de la marca Eppendorf.
Las incubaciones necesarias para la extracción del ADN y cortes con enzimas de
restricción se realizaron en un bloque térmico Selecta y en una estufa de hibridación
Hybaid modelo Shake “n” Stock.
Para la realización de la PCR se utilizó un termociclador modelo Mycycler de la
marca Biorad y Mastercycler® de la marca Eppendorf.
La fusión de los geles de agarosa se realizó en calentadores magnéticos de la
marca Selecta con calefacción, modelo Agimatic-E.
Las electroforesis de los ácidos nucleicos se hicieron en una cubeta horizontal de
Biorad Sub-Cell GT, alimentada por la fuente de la marca Scie-Plas modelo PSU
400/200.
Los geles de agarosa, tras su tinción con bromuro de etidio, su visualización y
análisis se llevó a cabo mediante un transiluminador Syngene modelo Chemi Genius y
el programa informático Gene Snap versión 3.06 de la marca Symgene.
La purificación de los fragmentos de PCR convencional para su posterior
secuenciación se realizó mediante el kit de purificación “High Pure Plasmid
Isolation Kit” de Roche. Además, se utilizó diverso material de uso general de
laboratorio, como destilador, matraces, vaso de precipitado, probetas, etc.
III.1.4.- Material biológico
Para la realización del Artículo 1 se utilizaron bacterias patógenas de alimentos
y levaduras y mohos alterantes de frutas (Tabla III.1.5.1) obtenidas de la Colección
Española de Cultivos Tipo (CECT), de la colección de microorganismos del Área de
96
III.- Materiales y métodos
Nutrición y Bromatología del Departamento de Producción Animal y Ciencia de los
Alimentos de la Escuela de Ingenierías Agrarias (UEX). Por otra parte, las cepas de
Monilia laxa fueron cedidas por el Departamento de Sanidad Vegetal, Consejería de
Agricultura, Desarrollo Rural, Medio Ambiente y Energía del Gobierno de Extremadura
y Enterococcus faecalis P36 cedida por el Área de Nutrición y Bromatología de la
Universidad Complutense de Madrid (Tabla III.1.4.1).
III.1.5.- Material vegetal
Las muestras de higos y brevas (Ficus carica L.) fueron recolectadas al azar de
árboles de seis años de edad de las variedades ‘San Antonio’, ‘Banane’, ‘Calabacita’,
‘Cuello Dama Blanco’ y ‘Cuello de Dama Negro’ o ‘Albacor’, en una parcela
experimental situada a 223 metros de altitud sobre el nivel del mar en la “Finca La
Orden” perteneciente al Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de
Extremadura (CICYTEX) (lat. 38 ° 85 '19 "N, long. -6 º 68' 28" W) (Guadajira,
Badajoz, España).
Para el desarrollo del Artículo 2 se seleccionaron brevas del cultivar ‘Banane’ y
‘San Antonio’, mientras que en el Artículo 3 se seleccionaron los higos del cultivar ‘San
Antonio’ ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘Cuello Dama Negro’ o ‘Albacor’. Estos dos último
cultivares también fueron seleccionados para el desarrollo del Artículo 4.
Por otra parte, los higos utilizados para secado en el Artículo 8 pertenecieron al
cultivar ‘Cuello Dama Blanco’, mientras que para la realización del Artículo 9 se
seleccionaron higos de los cultivares ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘Calabacita’.
Figura III.1.5.1. Parcela experimental situada en la “Finca La Orden”. Fuente: CYCITEX.
97
III.- Materiales y métodos
En todos los casos, la recolección de los frutos se llevo a cabo en la etapa de
maduración comercial, de acuerdo con su color de piel y su firmeza. Este momento de
madurez comercial fue establecido cuando los frutos alcanzaron su tamaño definitivo y
se produjo un cambio de color en la piel (Freiman y col., 2012) y con una textura
establecida como óptima por otros autores (Pereira y col., 2015). Todos los frutos
fueron recolectados manualmente durante las primeras horas de la mañana y fueron
inmediatamente trasladados al laboratorio en condiciones de frío. A continuación,
fueron almacenados en refrigeración a una temperatura de 0 ºC y con una humedad
relativa (HR) de 90-95 %.
Asimismo, los higos y brevas seleccionados para el desarrollo de todos los
artículos mencionados fueron homogéneos en color, textura y tamaño y no presentaron
defectos visuales.
Por otra parte, las harinas de soja empleadas para la extracción de compuestos
antimicrobianos naturales para el desarrollo de los Artículos 1 y 4 fueron suministradas
por la compañía ACOREX (Extremadura, España).
III.1.6.- Diseño experimental
III.1.6.1.- Obtención de los extractos fenólicos a partir de harina de soja
Los extractos fenólicos utilizados para la realización de los Artículos 1 y 4
se obtuvieron a partir de harinas de soja. Se utilizaron 5 g en 30 mL de disolución
extractora de etanol-agua-ácido clorhídrico (80:19:1 v/v), siendo incubados en un
orbital agitador durante 2 horas a 40 ºC en oscuridad. A continuación, se filtraron y
posteriormente se procedió a la eliminación del etanol y ácido clorhídrico en un
evaporador rotativo a 37 ºC de temperatura.
Los extractos obtenidos se pasaron a través de columnas Sep-Pak C18 (Thermo
Scientific) para la purificación de los fenoles. Se obtuvo una solución de fenoles en
metanol a la que se le añadió un 20 % (v/v) de agua Milli-Q, posteriormente el metanol
fue eliminado en un evaporador rotativo y filtrado a través de filtros estériles (0,22 µm)
para ser usados en el Artículo 1.
En todos los casos la solución de compuestos fenólicos se guardó a -80 ºC hasta
su utilización.
98
III.- Materiales y métodos
III.1.6.2.- Estudios in vitro (Artículo 1)
Previamente a su utilización, se cuantificó la concentración de fenoles totales
obtenida mediante el método Folin-Ciocalteu (Schlesier y col., 2002). En un matraz
aforado de 25 mL se les añadieron 10 mL de agua Milli-Q, 50 μL de muestra, 1 mL de
reactivo Folin-Ciocalteu y se agitaron hasta su homogenización. Después de esperar 3
minutos, se añadieron 2 mL de Carbonato sódico saturado y se agitó para su mezcla.
Luego el matraz fue enrasado con agua Milli-Q hasta un volumen final de 25 mL. La
reacción se dejó actuar1 hora, después de la cual se midió su absorbancia a una longitud
de onda de 760 nm. Cada muestra se midió por triplicado y las concentraciones de
fenoles totales obtenidas se calcularon mediante la comparación de los resultados con
una recta patrón, realizada mediante el mismo método, con muestras de concentraciones
conocidas.
Todas las cepas utilizadas (Tabla III.1.5.1), procedentes de un stock conservado
a una temperatura de -80 ºC, fueron sembradas a partir de una alícuota de 100 μL de
cada cepa que se inoculó en el medio de cultivo correspondiente incubándose las
bacterias a 37 ºC 18 horas, las levaduras a 25 ºC 24 horas y los mohos a 25 ºC durante 7
días. Todos los microorganismos, previamente a cada ensayo, fueron subcultivados dos
veces.
En cuanto a las cepas de mohos, éstas fueron crecidas a 25 ºC en agar PDA con
hasta su esporulación. Posteriormente, se procedió a la recolección de las esporas en
condiciones estériles. Para ello, se lavó la superficie de la placa con agua estéril (0.05 %
v/v Tween 80).
III.1.6.2.1.- Estudio del efecto inhibitorio de los extractos fenólicos sobre el
crecimiento de bacterias patógenas y levaduras alterantes de frutas
Se monitorizó la capacidad de crecimiento de los microorganismos en un medio
líquido que contenía diferentes concentraciones de extractos acuosos polifenólicos. Para
ello, se empleó un turbidómetro automático de la marca Labsystems modelo Bioscreen
C. Los medios de cultivos, con diferentes concentraciones de fenoles, empleados en el
ensayo se prepararon a partir de caldo de cultivo doblemente concentrado, es decir, se
preparó el medio con menos cantidad de agua de la indicada por el fabricante, para así
poder suplementar con extracto acuoso de polifenoles purificados. Las concentraciones
empleadas para el estudio fueron de entre 0 y 1,5 g/L. El caldo de cultivo con las
99
III.- Materiales y métodos
diferentes concentraciones de extractos fenólicos fue inoculado con 0,5 % (v/v) de una
suspensión de cada microorganismo ensayado a 108 (UFC/mL).
La capacidad de cada cepa para crecer en caldo suplementado, BHI para
bacterias o YEPD para la levadura, se evaluó siguiendo el crecimiento microbiano a 37
ºC y 25 ºC, respectivamente, durante 30 horas con el tubidómetro automático utilizando
un filtro de banda amplia (OD 420 a 580 nm) para la medición de la turbidez del medio.
El experimento se realizó por duplicado a partir de dos extractos fenólicos diferentes y,
en cada experimento, cada ensayo fue realizado por triplicado. Además, fue utilizado
como control el caldo de cultivo en el que se creció el microorganismo en ausencia de
compuestos fenólicos.
El efecto inhibidor del extracto fenólico en los diferentes microorganismos
ensayados se determinó mediante la comparación de las lecturas de turbidez de cada
microorganismo a diferentes concentraciones de fenoles con los obtenidos en ausencia
de compuestos fenólicos. El porcentaje de inhibición se calculó con la siguiente
fórmula:
% de inhibición = (DO ensayo-DO control /DO ensayo) x100
DO control: Densidad óptica del crecimiento del microorganismo ensayado en
ausencia de compuestos fenólicos.
DO ensayo: Densidad óptica del crecimiento del microorganismo ensayada en
presencia de compuestos fenólicos.
Además, para cada microorganismo ensayado, se determinaron los valores de
concentración mínima inhibitoria (MIC100), definida por la concentración más baja de
extracto fenólico que no permitía crecimiento visible.
III.1.6.2.2.- Estudio del efecto inhibitorio de los extractos fenólicos sobre el
crecimiento radial del micelio de mohos causantes de deterioro en frutas
Se llevaron a cabo ensayos de dilución en agar. Para ello, previamente se realizó
una suspensión de las esporas producidas por los mohos, las cuales fueron cuantificadas
en una cámara de Neubauer (hemocitómetro). Una vez conocida cada una de las
concentraciones de esporas en cada caso, se preparó una solución con una concentración
de 105 esporas/mL. Asimismo, se añadió al medio PDA 100 µL de diferentes
100
III.- Materiales y métodos
disoluciones acuosas de polifenoles, obteniendo concentraciones de polifenoles en el
agar PDA de 0,15, 0,5, 0,75, 1, y 1,5 g/L. Como control fueron preparadas placas en las
que se añadió agua destilada estéril en lugar de la disolución acuosa de polifenoles. A
continuación, las placas de Petri fueron asépticamente inoculadas con 10 μL de una
suspensión de 105 esporas/mL.
En el caso de Monilia laxa, que no esporuló en agar PDA, se utilizó para el
ensayo de inhibición una porción de 4 mm de diámetro de la periferia del micelio del
moho crecido durante 7 días, que fue extraída con un sacabocados y cultivada en el
centro de las placas PDA utilizadas para el ensayo.
Las placas de PDA fueron incubadas a 25 ºC durante 9 días midiendo por
duplicado el diámetro de crecimiento del moho. El experimento se realizó por
duplicado. El porcentaje de inhibición del crecimiento radial del moho diana se calculó
según la siguiente fórmula:
% de inhibición = (DC-DT) / DC x 100
DC: diámetro de crecimiento del moho en PDA sin tratar (mm).
DT: diámetro de crecimiento del moho en PDA conteniendo la solución de
polifenoles (mm).
III.1.6.3.- Aplicación de técnicas postcosecha en higos y brevas
Los higos y brevas seleccionados para el desarrollo de los Artículos 2 y 3 fueron
envasados en barquetas de polietileno (PE) (26 x 16 cm, 416 cm2) con
aproximadamente ocho frutos cada una en el caso de las brevas y diez frutos en el caso
de los higos para los cultivares ‘Cuello Dama Negro’ y ‘Cuello Dama Blanco’, ocho
frutos en el caso de las brevas del cultivar ‘Banane’ y ocho frutos en el caso de los higos
del cultivar ‘San Antonio’ (aprox. 400 g). Las barquetas fueron selladas con diferentes
películas o films microperforados de 40 μm de espesor de polipropileno biorientado
(BOPP) suministradas por la empresa ACSA Films (Valencia, España), con una
permeabilidad de 675,12 mL/m2 día para el oxígeno y de 1947,26 mL/m2 día para el
dióxido de carbono (Figura III.1.6.3.1).
101
III.- Materiales y métodos
Barquetas de Polietileno (PE) de 26 x 16 cm, 416 cm2
Selección frutos (Ficus carica,L.) procedentes de la finca
experimental situada en la Finca La Orden (Guadajira, Badajoz)
Envasado y termosellado de las barquetas con diferentes películas
microperforadas de 40 μm de espesor de polipropileno biorientado
(BOPP)
Almacenamiento en refrigeración a 0ºC, 90-95%HR en oscuridad
Para la realización del Artículo 4, los higos del cultivar ‘Cuello Dama Negro’ y
‘Cuello Dama Blanco’ fueron tratados mediante extracto de soja. Estos tratamientos
consistieron en la inmersión de aproximadamente 10 Kg de fruta en 3 litros de extracto
antimicrobiano durante un tiempo de 60 segundos, manteniendo siempre una baja
temperatura de los extractos (5 ºC) (Figura III.1.6.3.2). Tras la inmersión los higos
fueron colados y secados. Los higos se colocaron separados de forma individual sobre
papel secante durante aproximadamente una hora a temperatura ambiente hasta que
estuvieron totalmente secos. Posteriormente, aproximadamente diez frutos (aprox. 400
g) para cada barqueta fueron envasados en barquetas.
Figura III.1.6.3.1. Proceso de envasado de higos y brevas para el desarrollo de los Artículos 2 y 3.
102
III.- Materiales y métodos
Almacenamiento en refrigeración a 0ºC, 90-95%HR en oscuridad
Termosellado de las barquetas con películas microperforadas de 40 μm de
espesor de polipropileno biorientado(BOPP) M50
Tratamiento por inmersión durante 60 s a 5ºC
Secado a temperatura ambiente
Selección frutos (Ficus carica,L. y envasado en barquetas de
Polietileno (PE) de 26 x 16 cm, 416 cm2
Selección frutos procedentes de la finca experimental situada en la Finca La Orden (Guadajira,
Badajoz)
Para el desarrollo de de los Artículos 2 (Figura III. 1.6.3.1) y 3 (Figura III. 1.6.3.2),
se realizaron un total de 120 barquetas para cada uno de los cultivares empleados,
realizándose un total de 4 lotes:
- Lote control con película macroperforada (C) con 5 agujeros (ø = 9 mm).
- Lote M10 con película microperforada de BOPP con 1 microperforacióncada 10
mm (ø = 100 μm)
- Lote M30 película microperforada de BOPP con 1 microperforación cada 30
mm (ø = 100 μm)
- Lote M50 con película microperforada de BOPP con 1 microperforacióncada 50
mm (ø = 100 μm).
Figura III.1.6.3.2. Proceso de aplicación de extractos de soja y posterior envasado de higos para el desarrollo del Artículo 4.
103
III.- Materiales y métodos
Día 0 Día7 Día 14 Día 17 Día 21
C
M10
M30
M50
DISEÑO EXPERIMENTAL
6 Barquetas
‘Banane’
‘San Antonio’
En el caso del Artículo 4, los 4 lotes realizados fueron (Figura III. 1.6.3.5):
- Lote control con película macroperforada (C) con 5 agujeros (ø = 9 mm).
- Lote control con película macroperforada tratados con extracto fenólico.
- Lote M50 con película microperforada de BOPP con 1 microperforacióncada 50
mm (ø = 100 μm).
- Lote M50 tratados con extracto fenólico.
En cada uno de los lotes establecidos, se confeccionaron 6 barquetas para cada día
de muestreo (0, 7, 14, 17, 21) y para cada cultivar (un total de 30 barquetas por cada
cultivar), las cuales fueron seleccionadas aleatoriamente.
Todos los lotes fueron almacenados en una cámara a 0 ºC, con una humedad relativa
(HR) de 90-95 % y en oscuridad. Para la realización de los muestreos se seleccionaron 6
barquetas de cada lote a los 0, 7, 14, 17 y 21 días de almacenamiento (Figuras
III.1.6.3.3; III.1.6.3.4; III.1.6.3.5). Todas las muestras fueron analizadas por triplicado
para todas las determinaciones realizadas.
Figura III.1.6.3.3. Diseño experimental para el almacenamiento de brevas pertenecientes a los cultivares ‘Banane’ y ‘San Antonio’ en atmósferas modificadas pasivas (MAP) para el desarrollo del Artículo 2.
104
III.- Materiales y métodos
Día 0 Día7 Día 14 Día 17 Día 21
C
M10
M30
M50
DISEÑO EXPERIMENTAL
6 Barquetas
‘Cuello Dama Blanco’
‘Cuello Dama Negro’
‘San Antonio’
Día 0 Día7 Día 14 Día 17 Día 21
C
M50
DISEÑO EXPERIMENTAL
6 Barquetas
‘Cuello Dama Blanco’: sin extracto
‘Cuello Dama Negro’: sin extracto
‘Cuello Dama Blanco’’Cuello Dama Negro’
+ extracto de soja
III.1.6.4. Ensayos de secado
III.1.6.4.1.- Estudio de diferentes técnicas de secado (Artículo 8)
Un total de 420 higos totalmente frescos en su estado óptimo de maduración
pertenecientes al cultivar ‘Cuello Dama Blanco’ tal y como se ha descrito anteriormente
(III.1.5. Material vegetal) fueron empleados para la realización de un total de 5 lotes,
cada uno de los cuales con 20 higos para cada uno de los tratamientos realizados dentro
de cada lote del siguiente modo:
Figura III.1.6.3.5. Diseño experimental para el almacenamiento de higos pertenecientes a los cultivares ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘Cuello Dama Negro’ tratados con extractos de soja y envasados en atmósferas modificadas pasivas (MAP) para el desarrollo del Artículo 4.
Figura III.1.6.3.4. Diseño experimental para el almacenamiento de higos pertenecientes a los cultivares ‘Cuello Dama Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ y ‘San Antonio’ en atmósferas modificadas pasivas (MAP) para el desarrollo del Artículo 3.
105
III.- Materiales y métodos
ETAPA 1 ETAPA 2
SECADO POR
ÓSMOSIS
50% Azúcar 60ºC 48h 15% HR
60% Azúcar 60ºC 48h 15% HR
70% Azúcar 60ºC 48h 15% HR
55% Azúcar + 5% Sal 60ºC 48h 15% HR
60% Azúcar + 10% Sal 60ºC 48h 15% HR
50% Azúcar + 20% Sal 60ºC 48h 15% HR
ETAPA 1 ETAPA 2 ETAPA 3
SECADO EN ESTUFA
40ºC 72 h (15% HR)
50ºC 72 h (15% HR)
60ºC 72 h (15% HR)
50ºC 48 h (15% HR) 30ºC 24 h (15% HR)
50ºC 12 h (15% HR) 60ºC 4 h (15% HR) 70ºC 12h (15% HR)
- Secado en estufa: Se emplearon diferentes temperaturas de secado así como
rampas de temperatura con el control de la humedad relativa de la estufa (Figura
III.1.6.4.1).
- Secado por osmosis: Los higos fueron sumergidos en soluciones osmóticas con
distintas concentraciones de sal y azúcar (Figura III.4.6.4.2) durante 24 horas a
una temperatura de 30 ºC. Posteriormente se procedió al secado en estufa a 60
ºC durante 48 horas.
Figura III.1.6.4.1. Distintos tratamientos de secado realizados en estufa.
Figura III.1.6.4.2. Distintos tratamientos de secado realizados con pre-tratamiento por ósmosis seguido de secado en estufa.
106
III.- Materiales y métodos
ETAPA 1 ETAPA 2
SECADO CON CARBONATO
POTÁSICO
5% K2CO3 + 0,5% Aceite de Oliva 60ºC 24h 15% HR
10% K2CO3 + 1% Aceite de Oliva 60ºC 24h 15% HR
10% K2CO3 + 1% Aceite de Oliva + 60% Azúcar 60ºC 24h 15% HR
- Secado con carbonato potásico (K2CO3): Los higos fueron sumergidos en
distintas concentraciones de K2CO3 y aceite de oliva durante 24 horas a una
temperatura de 30 ºC. En algunos casos, a continuación, se realizó un también el
pre-secado en solución osmótica de azúcar. Finalmente, se procedió al secado en
estufa a 60 ºC durante 24 horas (Figura III.1.6.4.3).
- Secado con ultrasonidos: Los higos fueron tratados con ultrasonidos durante
diversos tiempos (Figura III.1.6.4.4). Además, para algunos lotes se combinó la
aplicación de estos ultrasonidos con la aplicación de un posterior pre-secado por
ósmosis, sumergiendo los frutos en soluciones osmóticas de azúcar a distintas
concentraciones durante 24 horas a 30 ºC. Finalmente, se realizó el secado en
estufa a 60 ºC durante 24 horas
Figura III.1.6.4.3. Distintos tratamientos de secado realizados con pre-tratamiento químicos con carbonato potásico seguido de secado en estufa.
107
III.- Materiales y métodos
ETAPA 1 ETAPA 2 ETAPA 3
SECADO POR ULTRASONIDOS
10 min Ultrasonidos 60ºC 24h 15% HR
30 min Ultrasonidos 60ºC 24h 15% HR
10 min Ultrasonidos 50% Azúcar 60ºC 24h 15% HR
30 min Ultrasonidos 50% Azúcar 60ºC 24h 15% HR
10 min Ultrasonidos 60% Azúcar 60ºC 24h 15% HR
30 min Ultrasonidos 60% Azúcar 60ºC 24h 15% HR
- Secado al sol: El secado fue realizado depositando los higos en secaderos
tradicionales expuestos al sol durante 15 días de secado en los que se controló la
evolución de la humedad.
Tras el secado, todos los lotes fueron sometidos a un escaldado de 1 minuto a
100 ºC y posteriormente a un enharinado. A todos estos ensayos se le realizaron
análisis de humedad y sensorial.
III.1.6.4.2.- Aplicación de distintas técnicas de secado y almacenamiento para el
control de su vida útil (Artículo 9)
Un total de 1920 higos totalmente frescos en su estado óptimo de maduración
pertenecientes a los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’ tal y como se ha
descrito anteriormente (III.1.5. Material vegetal) fueron empleados para la realización
de 6 lotes. Para cada tratamiento y día de muestreo se realizaron 4 barquetas con 20
higos del siguiente modo:
- Secado en estufa: Los higos fueron secados mediante rampa de temperatura (24
horas 50 ºC + 8 horas a 60 ºC, 12 horas 70 ºC) con un 15 % de humedad relativa
(HR).
Figura III.1.6.4.4. Distintos tratamientos de secado realizados con pre-tratamiento por ultrasonidos así como su combinación con soluciones osmóticas seguido de secado en estufa.
108
III.- Materiales y métodos
- Pre-tratamiento de secado por ósmosis simple: Los higos fueron sumergidos
durante 24 horas a 30 ºC en solución osmótica de 70 % (p/v) sacarosa.
Posteriormente los higos fueron secados en estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Pre-tratamiento de secado por ósmosis doble: Los higos fueron sumergidos
durante 24 horas a 30 ºC en solución osmótica compuesta por 50 % (p/v)
sacarosa + 10 % (p/v) NaCl. Posteriormente los higos fueron secados en estufa a
60 ºC con un 15 % HR.
- Pre-tratamiento de secado mediante la aplicación de K2CO3: Los higos
fueron sumergidos durante 24 horas a 30 ºC en una emulsión compuesta por 10
% (p/v) K2CO3 + 1 % (v/v) de aceite de oliva (AO) combinada con solución
osmótica de sacarosa 60 % (v/v) mediante inmersión de los frutos durante 24
horas a 30 ºC. Finalmente se procedió al secado en estufa a 60 ºC con un 15 %
HR.
- Pre-tratamiento de secado mediante ultrasonidos: Los higos fueron tratados
con ultrasonidos durante 30 minutos en combinación con la solución osmóticade
60 % (p/v) sacarosa mediante inmersión de los frutos durante 24 horas a 30 ºC.
Finalmente, se realizó el secado en estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Secado al sol: El secado realizado tradicionalmente al sol fue empleado como
tratamiento control. Éstos fueron recogidos directamente del árbol o suelo una
vez estuvieron totalmente secos.
Tras el secado, todos los lotes fueron sometidos a un escaldado de 1 minuto a
100 ºC y a un enharinado. Posteriormente, el producto final fue envasado en barquetas
de polietileno (PE) (26 x 16 cm, 416 cm2) selladas con film macroperfordos (6 agujeros,
ø=9 mm) de poliprolileno biorientado (BOPP) suministrados por ACSA Films
(Valencia, España). Cada uno de los lotes envasados se almacenó a temperatura
ambiente durante 90 días (Figura III.1.6.4.2.1). A lo largo de ese periodo de
almacenamiento, se tomaron muestras cada 30 días aproximadamente para su análisis
físico-químico, microbiológico, nutricional y sensorial. Todos los análisis fueron
realizados por triplicado (Figura III.1.6.4.2.2).
109
III.- Materiales y métodos
Día 0 Día 30 Día 60 Día 90
Al sol
En estufa
Ósmosis 70%Azúcar
DISEÑO EXPERIMENTAL
4 Barquetas
‘Cuello dama Blanco’
‘Calabacita’
Ósmosis 50%Azúcar
Carbonato potásico
Ultrasonidos
TIPO DE SECADO
50ºC 12 h (15% HR)
60ºC 4 h (15% HR)
70ºC 12 h (15% HR)
Recepción del higo fresco
70% Azúcar 24 h
60ºC 48 h (15% HR)
Escaldado 100ºC y enharinado
50% Azúcar + 20% Sal 24 h
60ºC 48 h (15% HR)
10% K2CO3 + 1% AO + 60% Azúcar 24 h
60ºC 24 h (15% HR)
30 min. Ultrasonidos + 60% Azúcar 24 h
60ºC 24 h (15% HR)
Envasado y almacenamiento
Figura III.1.6.4.2.2. Diseño experimental para el desarrollo del Artículo 9.
Figura III.1.6.4.2.1. Distintos tratamientos de secado seleccionados para su estudio de vida útil.
110
III.- Materiales y métodos
III.2.-Métodos
III.2.1.- Determinación de la composición de gases en el espacio de cabeza
(Artículos 2, 3 y 4).
Las concentraciones de CO2 y O2 del espacio de cabeza en el interior de los
envases fueron medidas mediante el analizador de gases de la marca PBI-Dansensor
modelo Checkmate 3 headspace gas analyser a través de una aguja la cual se inserta a
través de un septum en el exterior del film. Los resultados fueron expresados en %.
III.2.2.- Determinación de la tasa respiratoria (Artículo 3)
La tasa de respiración, expresada como la producción de CO2 en mL CO2 kg-1 h-
1, se midió por triplicado utilizando un sistema estático. Las tasas de respiración de los
cultivos iniciales tanto de higos como de brevas se midieron con el fin de determinar las
condiciones fisiológicas iniciales de los frutos a diferentes temperaturas. La respiración
se midió en tres réplicas de 200 g para cada cultivar en jarras de 2 litros herméticamente
cerradas y selladas con un tapón de goma.
Se llevaron dos análisis a distintos tiempos: en el momento de ser cosechados a
temperatura ambiente y tras 24 horas de almacenamiento en refrigeración. La aguja del
analizador de gases fue insertada a través de un sello de caucho impermeable fijado en
el exterior de la jarra para la medición de los gases.
III.2.3- Determinación de la pérdida de peso (Artículos 2, 3, 4 y 9)
La pérdida de peso de la fruta debido a la transpiración y a la respiración fue
seguida durante el almacenamiento. Se realizaron determinaciones a los 7, 14, 17 y 21
días desde el inicio del almacenamiento y se calculó por medio de la siguiente ecuación:
Pérdida de peso (%) = (Wo - Wf/Wo) x 100
Donde Wo es el peso inicial de la fruta envasada (0 días) y Wf es el peso final de
la fruta empaquetada en cada día de muestreo.
III.2.4.- Determinación del porcentaje de frutos dañados (Artículos 1, 2 y 4)
La pérdida de calidad visual fue estimada mediante la determinación del
porcentaje de frutos dañados durante el almacenamiento. Se tomaron como referencia
111
III.- Materiales y métodos
los parámetros de calidad por Hertog y col. (1999) y Sanz, Pérez, Olías y Olías (1999).
Se consideró como daños en el fruto principalmente a la aparición de mohos desde el
momento en el que se detecta visualmente la aparición del micelio. También se
consideraron como daños otras alteraciones como daños en la piel (rajado y roturas),
endosepsis, podredumbres y fermentaciones. Los daños fueron medidos mediante la
pesada de los frutos visiblemente dañados con respecto al peso inicial. Se calculó por
medio de la siguiente ecuación:
Porcentaje de daños (%) = (Wo - Wd/Wo) x 100
Donde Wo es el peso inicial de la fruta envasada (0 días) y Wd es el peso de las
frutas dañadas.
III.2.5.- Determinaciones físico-químicas
III.2.5.1.- Determinación de la firmeza (Artículos 2, 3, 4, 8 y 9)
Se seleccionaron tres frutos de cada muestra por triplicado y se comprimieron
hasta un 6 % de deformación, determinándose la pendiente de la curva de compresión.
Los resultados fueron expresados en N mm-1.
III.2.5.2.- Determinación del contenido en sólidos solubles (Artículos 2, 3, 4
y 9)
Se seleccionaron 3 frutos al azar de cada muestra y se homogeneizaron. La
medición fue llevada a cabo mediante un refractómetro digital. Los resultados fueron
expresados en ºBrix.
III.2.5.3- Determinación de la acidez titulable y el pH (Artículos 2, 3, 4 y 9)
Para la determinación del pH y la acidez titulable se pesaron 5 g de
homogenizado diluido en 50 mL de agua desionizada obtenida de un sistema de
purificación de agua Milli-Q. Se utilizó un valorador automático, titulándose con NaOH
0,1 N hasta pH 7,8 (Serrano y col., 2005b). Los resultados fueron expresados como g de
ácido cítrico por 100 g de peso fresco.
112
III.- Materiales y métodos
III.2.6.- Determinación de azúcares y ácidos orgánicos (Artículo 5)
La extracción de los azúcares se hizo a partir de 1 g de muestra homogeneizada
que fue diluida en 10 mL de agua desionizada, filtradas por 0,45 μm y analizadas en un
cromatógrafo Agilent 1200 Series (Agilent Technologies Inc., Palo Alto, CA, USA) con
una columna Supercosil LC-NH2 (5 μm, 250 mm x 4,6 mm) termostatizada a 40 ºC y
una fase móvil de acetonitrilo/agua (70/30) en modo isocrático, a un flujo de 1 mL/min
y un volumen de inyección de 10 μL. El detector utilizado fue un IR. Los resultados
fueron expresados en g kg-1 de peso fresco.
Los ácidos orgánicos fueron determinados a partir del mismo extracto de
azúcares, pero en este caso las muestran fueron analizadas con un cromatógrafo Agilent
mod. 1200 Series (Agilent Technologies Inc., Palo Alto, CA, USA) con una columna
Supelcogel C610 H (9 μm, 300 mm x 7,8 mm) termostatizada a 40 ºC y una fase móvil
acuosa con ácido sulfúrico (4 mM) en modo isocrático, a un flujo de 0,5 mL/min y un
volumen de inyección de 10 μL. El detector utilizado fue un DAD configurado a 210
nm. Los resultados fueron expresados en g kg-1 de peso fresco.
III.2.7.- Determinaciones microbiológicas
III.2.7.1.- Recuentos microbiológicos (Artículos 1, 2, 3, 4, 7, 8 y 9)
Se pesaron asépticamente 10 g de fruta en bolsas con filtro y se suspendieron en
90 mL de agua de peptona. A continuación, las muestras se homogeneizaron en un
homogenizador Stomacher. A partir de estas se realizaron tres diluciones seriadas en
tubos de ensayo con 9 mL de agua de peptona, desde las cuales se sembraron 1 mL en
placas de medio de cultivo específicos para cada microorganismo según los métodos
descritos por Pascual y Calderón (2001). Las siembras realizadas fueron las mostradas
en la Tabla III.2.7.1.1.
Los recuentos de todos los microorganismos se realizaron en aquellas placas que
presentaron recuentos de entre 30 y 300 colonias, expresándose los resultados como el
logaritmo de unidades formadoras de colonia por gramo de muestra (log UFC g-1).
113
III.- Materiales y métodos
Microorganismo Medio de cultivo Condiciones
Bacterias aerobias mesófilas PCA 48 h 30ºC
Bacterias anaerobias mosófilas PCA 48 h 30ºC Anaerobiosis
Psicrotrofos PCA 7 días 5ºC
Enterobacterias VRBG 24 h 30ºC
Coliformes VRBA 48 h 37ºC
Bacterias ácido lácticas MRS 48 h 30ºC Anaerobiosis
Levaduras PDA y RB 5 días 25ºC
Mohos PDA y RB 5 días 25ºC
III.2.7.2.- Aislamiento de microorganismos (Artículo 7 y 9)
A partir de las placas de medio de cultivo que presentaron entre 30 y 300
colonias se realizó el aislamiento de los distintos microorganismos en función de su
tamaño, color y forma. Para ello, las colonias procedentes de los medios PCA, VRBG y
VRBA se sembraron por agotamiento en placas de agar PCA y se incubaron a 30 ºC y
37 ºC respectivamente durante dos días. El aislamiento de colonias procedentes de
medios PDA y RB se realizó de igual modo mediante siembra por agotamiento y las
placas fueron incubadas en posición invertida a 25 ºC durante 4 días. Esto nos permitió
tener una mayor cantidad de los microorganismos a partir de una única colonia aislada.
Una vez crecidas, se recogieron y se resuspendieron en criotubos con 0,8 mL de caldo
BHI en el caso de las bacterias y en caldo extracto de malta (EM) en el caso de mohos y
levaduras. Finalmente, todas las colonias aisladas se conservaron en congelación a -80
ºC en 0,8 mL de glicerol hasta su posterior análisis.
III.2.7.3.- Caracterización de bacterias (Artículo 7)
III.2.7.3.1.- Extracción de ADN
En el caso de la extracción de ADN bacteriano se siguió el método descrito por
(Benito y col., 2008 a y b), tras la incubación de los microorganismos en caldo BHI, se
recogen 1,2 mL que serán centrifugados a 10000 rpm durante 5 minutos. Tras la
centrifugación se descarta el sobrenadante y se repiten las operaciones anteriores tres
veces hasta conseguir la cantidad suficiente de células para la extracción de ADN. Una
Tabla III.2.7.1.1. Medios de cultivo específicos para cada uno de los grupos microbianos analizados
en las siembras y condiciones empleadas.
114
III.- Materiales y métodos
vez finalizado, se resuspende el pellet en 500 μL de Tes Buffer a pH 8 para favorecer la
rotura de las células. Seguidamente se añade 10 μL de lisozima, 10 μL de proteinasa K
para la eliminación de las proteínas presentes en el ADN (Histonas) y 10 μL de ARNasa
para la eliminación del ARN presente y se incuba a 55 ºC durante 30 minutos. A
continuación, se incuba durante 10 minutos a 65 ºC tras la adición de 50 μL de SDS (20
% v/v), detergente que permite la eliminación de los restos celulares e impide la
actuación de la ADNasa. Tras la incubación se añade Fenol-Cloroformo en proporción
1:1 y se agita lentamente para luego centrifugar a 6500 rpm durante 10 minutos y
recoger el sobrenadante resultante. A este se le adiciona 150 μL de acetato sódico y 2/3
de etanol (100 % de pureza), los cuales favorecen la precipitación de ADN. Terminados
estos pasos, se mantiene en incubación -20 ºC durante 12 horas tras las cuales se
centrifuga a 6500 rpm durante 5 minutos, descartando el sobrenadante. Posteriormente,
el ADN se lava con 1 mL de etanol (70 % v/v) y se centrifuga de nuevo a 6500 rpm
durante 5 minutos. Seguidamente se descarta el sobrenadante y se eliminan los restos de
etanol mediante incubación a 37 ºC. Finalmente se resuspende en agua Milli-Q estéril y
se almacena a -20 ºC hasta su utilización. La evaluación de la pureza y cuantificación
del ADN se realizó mediante electroforesis en geles de agarosa y por medidas
espectrofotométricas.
III.2.7.3.2.- Identificación mediante técnicas de PCR-RFLP de la región V2-
V3 del ADNr 16s
Del material genético extraído de bacterias se amplificaron mediante la técnica
de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) las regiones V2-V3 del ADNr 16S
mediante los cebadores pA; nucleótidos 8 al 28 del ADNr 16S de Escherichia coli y el
cebador reverso pH; posición de los nucleótidos 1541 a 1522, del ADNr de E. coli
(Tabla III.2.7.3.2.1)
Cebador Secuencia
pA 5´- AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3´
pH 5´- AAGGAGGTGATCCAGCCGCA-3´
Tabla III.2.7.3.2.1. Secuencia de los cebadores utilizados para la Reacción en Cadena de la Polimerasa
en bacterias.
115
III.- Materiales y métodos
La reacción se desarrollo en 50 µL de volumen a partir de las concentraciones de los
siguientes reactivos:
- 5 µL de tampón de reacción de la DNA polimerasa 10x (Tris-HCl 75 mM (pH
9), KCl 50 mM, (NH4)2SO4 20mM).
- 1 µL de mezcla de nucleótidos, con una concentración de 10 mM cada
nucleótido.
- 2,5 µL de MgCl2 a una concentración de 50 mM.
- 1 µL de una solución acuosa de cada cebador.
- 1 µL de solución de ADN (10 ng/µL).
- 37,5 µL de agua desionizada estéril.
Una vez añadidos los reactivos, se realizó una desnaturalización inicial a 94 ºC
durante1 minuto, posteriormente se añadió 1 µL de una solución de DNA polimerasa
(1U/µL). La enzima DNA polimerasa (Biotools) viene suministrada en un tampón de
almacenamiento (Tris-HCl 10 mM (pH 8), KCl 50 mM, EDTA 1 Mm, 0,1 % v/v de
Triton X-100 ) para facilitar el pipeteo de pequeñas cantidades. Las condiciones de
ampliación empleadas inicialmente fueron las descritas en la Tabla III.2.7.3.2.2.
Etapas Temperatura (ºC) Tiempo Nº ciclos
Desnaturalización 94 1 min
Hibridación 53 1 min 30
Extensión 72 1,30 min
Extensión final 72 5 min 1
El marcador de peso molecular empleado para la visualización de PCR fue el
DNA Molecular Weight Marker VI (2,1 Kpb-0,15 Kpb).
Una vez llevada a cabo la PCR de las regiones de interés en bacterias, se realizó
el corte con enzimas de restricción. Las enzimas ensayadas fueron HhaI (10U/µl), Dde I
(10U/µl) y Taq III (10U/µl). La reacción se realizó con un volumen final de 12,2 µL y
finalmente se efectuó la incubación a 37 ºC durante 24 horas.
Tabla III.2.7.3.2.2. Condiciones de amplificación utilizadas para la obtención del ADNr 16s de bacterias.
116
III.- Materiales y métodos
III.2.7.4.- Caracterización de mohos y levaduras (Artículos 7 y 9)
III.2.7.4.1.- Extracción de ADN
Para la extracción de ADN de mohos se siguió el protocolo descrito por Ruiz-
Moyano y col. (2006). Se inoculó una suspensión de esporas en caldo extracto de malta
(MEL) al 2 % (v/v). Para lo cual se prepararon matraces de Erlenmeyer de 250 mL que
contenían 100 mL de MEL y se incubó durante 3-5 días a 25 ºC y en agitación a 110
rpm. El micelio obtenido se filtró y se congeló a -20 ºC. A continuación se pesó 2 g y se
homogenizó con nitrógeno líquido hasta obtener un fino polvo, después el micelio
homogenizado se introdujo en tubos falcon estériles y se le añadió 4 mL de TES buffer,
pH 8 (tris 0,05 M, EDTA 0,005 M, NaCl 0,05 M) y 350 μL de dodecil sulfato sódico
(SDS) al 20 % (v/v). A continuación, se homogeneizó la mezcla mediante agitación
suave y se adicionaron 200 μL de proteinasa K (Sigma), a una concentración de 10 mg
mL-1 incubándose a 60 ºC durante 35 minutos, agitándose cada 10 minutos el falcón.
Posteriormente se añade fenol-cloroformo-alcohol isoamílico al falcon en proporción1:1
y se agita durante 2-3 minuto de forma suave y se centrífuga a 2000 rpm durante 2
minutos a 4 ºC. Después de centrifugar se obtienen dos fase claramente diferenciadas,
recogemos la fase superior en viales de 1,5 mL, añadiendo en cada uno de ellos
aproximadamente 450 μL de la fase superior y 150 μL de acetato sódico 3 M y dos
volúmenes de etanol (100 % v/v) a -20 ºC, se completó la precipitación del ADN en
congelación a -20 ºC, un mínimo de dos horas. Seguidamente se centrifugó 3 minutos a
3500 rpm a 4 ºC y tras eliminar el sobrenadante, se volvió a lavar el precipitado con
etanol (70 % v/v) a -20 ºC y se volvió a centrifugar a 3500 rpm durante 3 minutos a 4
ºC. Tras estos lavados se secó durante 10 minutos en un termobloque a 37 ºC, para
eliminar restos de etanol que pudiesen interferir posteriormente en la realización de la
PCR por inactivación de la Taq Polimerasa. Por último, se adicionan 10 μL de ARNasa
(10 mg/ml) para eliminar el ARN contaminante y 100 μL de Buffer TE (10 mM Tris-
HCl, 0,1 mM EDTA, pH 8,) para permitir la conservación del ADN a -20 ºC.
Para la extracción del ADN de levaduras se utilizó el método descrito por
(Querol y col., 1992), las cepas anteriormente aisladas se sembraron por agotamiento en
agar extracto de aalta y fueron incubadas durante 4 días a 25 ºC. Una vez crecida, la
colonia fue resuspendida en 500 μL de Buffer 1 (Sorbitol 1 M, EDTA 0,1 M, pH 7,4). A
continuación se adicionó 60 μL de liticasa (20 mg/mL) que permite la ruptura de la
membrana celular, manteniéndose en incubación durante 30 minutos a 45 ºC. Tras la
incubación se realizan dos fases de choque térmico mediante incubaciones de 5 minutos
117
III.- Materiales y métodos
a -80 ºC y a 65 ºC. Posteriormente, las muestras se centrifugan a 13000 rpm durante 1
minuto y se descarta el sobrenadante. El pellet se resuspende en 500 μL de Buffer 2
(Tris-HCl 50 mM, EDTA 20 mM, pH 7,4). Seguidamente se adicionan 50 μL de SDS
(10 % v/v) y se incuba a 65 ºC durante 10 minutos para contribuir a la ruptura de
membranas y su unión específica a proteínas para facilitar la separación del ADN). Tras
la incubación se añaden 200 μL de acetato potásico manteniéndose a -80 ºC durante 30
minutos para favorecer la precipitación del ADN. Una vez descongeladas las muestras,
estas se centrifugan a 13000 rpm durante 5 minutos. Al sobrenadante recogido tras la
centrifugación se le adiciona 500 μL de isopropanol frío, incubando las muestras a
temperatura ambiente durante 5 minutos para favorecer la precipitación del ADN. A
continuación se centrifuga a 13000 rpm durante 10 minutos para conseguir obtener
ADN precipitado, descartando el sobrenadante. El ADN obtenido se lava con 500 μL de
etanol (70 % v/v) y se centrifuga a 13000 rpm durante 10 minutos, eliminando el
sobrenadante obtenido. Inmediatamente después las muestras se incuban a 37 ºC para
eliminar restos de etanol que pudiesen interferir posteriormente en la realización de la
PCR por inactivación de la Taq Polimerasa. Por último, se adicionan 10 μL de ARNasa
(10 mg/mL) para eliminar el ARN contaminante y 100 μL de Buffer TE (10 mM Tris-
HCl, 0,1 mM EDTA, pH 8) para permitir la conservación del ADN que será
almacenado a -20 ºC.
III.2.7.4.2.- Identificación mediante técnicas de PCR- RFLP de la región
ITS1-5,8S ADNr-ITS2
Del material genético extraído de levaduras se amplificaron mediante PCR-
RFLP las regiones ITS1-5,8S ADNr-ITS2 (White y col., 1990), que se corresponde a los
espaciadores internos que se transcriben y se encuentran entren los genes ADNr 18S y
ADNr 5,8S y entre los genes ADNr 5,8S y ADNr 28S (ITS o Intergenic Transcribed
Spacer Sequences) mediante PCR que utilizó las parejas de cebadores ITS1-ITS4
(White y col., 1990). La reacción se desarrolló en 50 µL de volumen a partir de las
concentraciones de los siguientes reactivos:
- 5 µL de tampón de reacción de la DNA polimerasa 10x (Tris-HCl 75
mM (pH 9), KCl 50 Mm, (NH4)2SO4 20mM).
- 1 µL de mezcla de nucleótidos, con una concentración de 10 mM cada
nucleótido.
- 2,5 µL de MgCl2 a una concentración de 50 Mm.
118
III.- Materiales y métodos
- 1 µL de una solución acuosa de cada cebador.
- 2 µL de solución de ADN (10 ng/µL).
- 36,5 µL de agua desionizada estéril.
Cebador Secuencia
ITS-1 5’-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3’
ITS-4 5’- TCCTCCGCTTATTGATATGC-3´
Una vez añadidos los reactivos, se realizó una desnaturalización inicial a 94ºC
durante 3 minutos, posteriormente se añadió 1 µL de una solución de DNA polimerasa
(1U/µL). La enzima DNA polimerasa (Biotools) viene suministrada en un tampón de
almacenamiento (Tris-HCl 10 mM (pH 8), KCl 50 Mm, EDTA 1 Mm, 0,1 % v/v de
Triton X-100) para facilitar el pipeteo de pequeñas cantidades. Las condiciones de
ampliación empleadas inicialmente fueron las descritas en la Tabla III.2.7.4.2.2.
Etapas Temperatura (ºC) Tiempo Nº ciclos
Desnaturalización 94 1 min
Hibridación 55 1,5min 35
Extensión 72 2 min
Extensión final 72 7 min 1
El marcador de peso molecular empleado para la visualización de PCR y del
corte con enzimas de restricción fue el DNA Molecular Weight Marker VI (2,1 Kpb-
0,15 Kpb). Este marcador está compuesto por 15 fragmentos con los siguientes pesos
moleculares y concentraciones: 2176 pb (55,5 ng/µl), 1766 pb (44,75 ng/µl), 1230 pb
(31,25 ng/µl), 1033 pb (26,25 ng/µl), 653 pb (16,75 ng/µl), 517 pb (13,25 ng/µl), 453
Tabla III.2.7.4.2.1. Secuencia de los cebadores utilizados para la PCR en levaduras.
Tabla III.2.7.4.2.2. Condiciones de amplificación utilizadas para la obtención del fragmento ITS1-5,8S
ADNr –ITS2 de levaduras.
119
III.- Materiales y métodos
pb (11,5 ng/µl), 395 (10 ng/µl), 298 pb (7,625 ng/µl), 298 pb ( 7,625 ng/µl), 234 pb ( 6
ng/µl), 234 pb (6 ng/µl), 220 pb ( 5,5 ng/µl), 154 pb ( 3,875 ng/µl), 154 pb ( 3,875
ng/µl); los fragmentos proceden de la mezcla del corte con BgI de pBR328 con el corte
de Hinf I de pBr328 ADN.
Una vez llevada a cabo la PCR de las regiones de interés en levaduras, se realizó
el corte con enzimas de restricción. Las enzimas ensayadas fueron Hinf I (10U/µl), Cfo I
(10U/µl) y Hae III (10U/µl). La reacción se realizó con un volumen final de 12,2 µl y
finalmente se efectuó la incubación a 37 ºC durante 24 horas. Para ello se utilizaron las
siguientes cantidades de reactivos descritos en la Tabla III.2.7.4.2.3.
Buffer Producto PCR Enzima Volumen
12 µl 10 µl 1µl 12,2µl
III.2.7.5.- Identificación de los aislamientos mediante secuenciación
(Artículos 7 y 9)
La identificación tanto de bacterias como de mohos y levaduras se realizó
mediante secuenciación. Para ello, tras la electroforesis en gel de agarosa de las
reacciones de PCR, las bandas seleccionadas fueron purificadas empleando el Kit de
purificación “High Pure PCR Product Purification Kit” (Roche). Los productos
purificados fueron enviados a la empresa SECUGEN (Ramiro de Maeztu, 9 28040
Madrid) que se encargó de realizar la secuenciación. En el caso de las bacterias, la
secuenciación de las primeras 700 pb de los productos de PCR purificado fue de las
regiones V2-V3 del ADNr 16s (Walter y y col., 2000) con los cebadores pA y pH. Para
las levaduras se secuenció la región ITS1-5,8S ADNr-ITS2 con los cebadores ITS1 e
ITS4, mientras que en el caso de los mohos, estos fueron identificados mediante la
secuenciación de la región D1/D2 del rRNA 26S de cepas seleccionadas de cada uno de
los perfiles obtenidos, empleando los cebadores NL1 (5′-
GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3′) y NL4 (5′-
GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3′). Una vez recibidas las secuencias, estas fueron
manipuladas con los programas informáticos:
Tabla III.2.7.4.2.3. Cantidades de reactivos empleados para el análisis con enzimas de restricción.
120
III.- Materiales y métodos
• Chromas Pro, versión 1,49 Beta (Technelysium Pty Ltd)
• DNA Star Lasergene EditSeq version 7.1.0.
Una vez obtenida la secuencia de ácidos nucléicos de este fragmento genómico,
se completó la identificación de los aislamientos mediante su comparativa con la EMBL
Y GenBank base de datos usando el Blast algorithm. La identificación de los aislados
fue determinada sobre la máxima similitud.
III.2.8.- Determinación de micotoxinas (Artículo 9).
III.2.8.1.- Determinación de micotoxinas presentes higos secos
La extracción de las aflatoxinas y ocratoxinas presentes en los higos secos se
hizo utilizando columnas de inmunoafinidad de la marca R-Biopharm Rhône Ltd. Se
pesaron 5 g de muestra perfectamente homogeneizada con masticador en un tubo falcon
y se añadió 1 g de cloruro sódico y 20 mL de metanol 80 % (v/v). Posteriormente, se
agitó en el vortex y se filtró. En otro falcon, se pusieron 2 mL del extracto filtrado y 18
mL de Tween 20 al 10 % (v/v) (preparado a partir de 10 mL de Tween 20 y 90 mL de
PBS). A continuación, se pasaron 10 mL del extracto final obtenido por las columnas de
inmunoafinidad a una velocidad aproximada de una gota por segundo y, seguidamente,
20 mL de tampón PBS. Finalmente, para eluir las aflatoxinas se pasó 1 mL de metanol y
1 mL de agua desionizada a través de la columna, que fueron recogidos en viales color
ambar para su análisis mediante cromatografía HPLC.
En el caso de la extracción de las micotoxinas tipo patulinas presentes en los
higos secos se utilizaron columnas de inmunoafinidad de la marca R-Biopharm Rhône
Ltd. Para acondicionar la columna, se pasaron 2 mL de acetonitrilo (100 % de pureza) y
1 mL de agua desionizada. A continuación, se pasaron 5 mL del filtrado y se lavó la
columna con 4 mL de ácido acético 1 % (v/v) y 4 mL de agua. Se dejó pasar aire y se
pasaron 500 μL de dietileter (100 % de pureza). Para eluir las patulinas retenidas en la
columna se pasaron 2 mL de etil acetato (100 % de pureza) que fueron recogidos en un
tubo de ensayo. El extracto obtenido se evaporó totalmente mediante corriente de
nitrógeno y el resultado fue resuspendido en 1 mL de ácido acético 0,1 % (v/v) para su
posterior análisis mediante HPLC-MS.
Para la detección de otras micotoxinas se pesaron 5 g de muestra de higo seco
perfectamente homogeneizada con masticador en un tubo falcon y se añadió 1 g de
cloruro sódico y 20 mL de metanol 80 % (v/v). Posteriormente, se agitó en el vortex y
121
III.- Materiales y métodos
se filtró. Se echó el extracto en un embudo de decantación junto con 20 mL de
cloroformo, se agitó y se decantó el cloroformo en un matraz, filtrando con lana de
vidrio y sulfato sodio anhidro. Se procedió a la evaporación total del cloroformo en el
rotavapor y posteriormente se resuspendió en 1 mL de metanol.
Para la separación cromatográfica se utilizó como base el método descrito por
Acosta y col., (2009) con algunas modificaciones. La separación cromatográfica se
realizó con una columna C18 (Phenomenex, 5 μm , 150 mm x 4,6 mm) termostatizada
a 40 ºC acoplada a un detector FLD. Las fases móviles estaban compuestas por agua
desionizada:metanol 55:45 (v/v) (canal A) y acetonitrilo+TFA al 0,05 % (canal B), con
un caudal de 0,8 mL/min durante los 50,5 minutos de carrera. El volumen inyectado de
muestra fue de 10 µL. Las aflatoxinas y ocratoxina A fueron identificadas en función de
los tiempos de retención en comparación con micotoxinas patrón.
III.2.8.2.- Determinación de la capacidad micotoxigénica de los mohos
aislados
Las cepas de mohos aisladas e identificadas de higos desecados mediante los
distintos tratamientos durante el estudio de vida útil, y consideradas como
potencialmente toxigénicas en base a la bibliografía encontrada, fueron cultivadas para
el estudio de su capacidad para producir micotoxinas in vitro. Las cepas seleccionadas
fueron sembradas en medio AEM y se dejaron crecer durante 21 días en estufas a 25 ºC.
Pasado este tiempo, se procedió a la preparación de los extractos. En una campana de
flujo se extrajo el contenido de las placas y se introdujo en una bolsa Stomacher
añadiendo 200 mL de cloroformo. Se homogeneizó con un Stomacher durante 5
minutos y se dejó reposar la mezcla durante una hora. Transcurrido ese tiempo, los
extractos fueron filtrados sobre sulfato sódico anhidro. El filtrado fue recogido y
evaporado en rotavapor a una temperatura de 45 ºC. El residuo obtenido se resuspendió
en un volumen de 3-4 mL de cloroformo para ser transferido a tubos de ensayo con
tapón de rosca. Una vez en estos tubos se evaporó el disolvente en una campana de
gases bajo corriente de nitrógeno y se cerró el tubo procurando que se conservara en su
interior una atmosfera de nitrógeno. Estos extractos fueron conservados a -20 ºC hasta
su utilización. Para ser utilizados, los extractos se resuspendieron en 0,6 mL de
cloroformo. De estos, se tomaron 300 μL, se volvió a evaporar el cloroformo y se
resuspendió en 300 μL.
122
III.- Materiales y métodos
Para el estudio de las micotoxinas por HPLC-MS se utilizó el equipo y las
condiciones descritas en el apartado anterior del material y métodos. Las micotoxinas
fueron identificadas en función de los iones mayoritarios y los tiempos de elución
descritos previamente.
III.2.9.- Determinación del color de la piel y la pulpa (Artículo 5)
El color de la piel se determinó en 3 higos de cada lote, realizando 4 medidas en
caras opuestas para la piel o epidermis, posteriormente se midió el color de la pulpa en
cada una de las caras. El color fue medido en el espacio de color CIELab y a partir de
los parámetros L*, a* y b* se calcularon la cromaticidad (C*) y el ángulo de tono (h*),
dos parámetros que describen la apariencia de color (Little, 1975).
III.2.10.- Determinación de fenoles totales (Artículos 1, 4, 5 y 9)
Los fenoles totales de piel y pulpa se determinaron por espectrofotometría según
el método descrito por Lima y col. (2005). La extracción de los compuestos fenólicos se
realizó sobre 5 g de muestras fresca con una disolución de etanol (80 % v/v) acidificado
con ácido clorhídrico (1 % v/v). La reacción colorimétrica se llevo a cabo por medio del
reactivo Folin-Ciocalteau. Tras una hora de reacción en oscuridad, se midió la
absorbancia a 760 nm en un espectrofotómetro. La cuantificación del contenido total de
fenoles se realizó mediante el uso de un patrón externo, expresando el resultado en mg
de ácido gálico 100 g-1 de peso fresco.
III.2.11.- Determinación actividad antioxidante total (Artículos 1, 5 y 9)
La determinación de la actividad antioxidante total se llevó a cabo mediante dos
métodos distintos de actividad antioxidante.
III.2.11.1.- Determinación de la actividad antioxidante mediante
DPPH (1,1-difenil-2-picril-hidrazilo)
Para la determinación de la actividad antioxidante mediante el radical DPPH,
(1,1-difenil-2-picril-hidrazilo), según (Scherer y Teixeira., 2008), se utilizaron
triplicados de pulpa y de piel de higos frescos procedentes de los extractos acuosos de
123
III.- Materiales y métodos
muestras previamente extraídas y evaporadas para la determinación de fenoles totales.
La reacción colorimétrica se llevó a cabo añadiendo 2950 µL de la solución del radical
DPPH y 50 µL del triplicado correspondiente de muestra durante 30 minutos en
oscuridad y siendo medida posteriormente a 515 nm en un espectofotómetro. La
cuantificación de la actividad antioxidante total se determinó mediante el empleo de una
recta patrón con TroloxTM (ácido 6-hidroxi-2, 5, 7, 8- tetrametilcromano-2-carboxílico),
expresando los resultados como mM de Trolox 100 g-1 de producto fresco.
III.2.11.2.- Determinación de la actividad antioxidante por ABTS (Acido
2,2′-azino-bis-3-etilbenzotiazolin-6-sulfonico)
La determinación de la actividad antioxidante en este casó se llevó a cabo según
Cano y col. (1998). Mediante la medición de la capacidad de neutralización del
compuesto ABTS* previamente radicalizado. Esta actividad fue determinada tanto en la
fracción hidrófila como en la fracción lipófila de la piel y pulpa de losfrutos. Para ello
se pesaron 5 g de pulpa y 2 g de piel para cada muestra, realizando tres repeticiones para
cada una de ellas. Se extrajeron mediante la adición de 10 mL de una disolución de
tampón fosfato a pH de 7,5 (para la extracción de la fracción hidrófila) y 6 mL de
acetato de etilo (para la extracción de la fracción lipófila). Posteriormente, las muestras
fueron homogeneizadas y centrifugadas para la separación de las dos fracciones. A
continuación, 20 μL de cada una de las fases se hicieron reaccionar con 1 mL de
ABTS* (reactivo cromóforo), midiendo la caída de absorbancia a 730 nm tras 20
minutos y a una temperatura de 20 ºC en un espectrofotómetro. Para la cuantificación de
las actividades antioxidantes hidrófila y lipófila se utilizó como patrón de referencia
TroloxTM (en las distintas fracciones analizadas, expresando los resultados en mM de
Trolox 100 g-1 de producto fresco.
III.2.12.- Determinación e identificación de polifenoles (Artículo 5)
Para la extracción, separación y determinación de antocianos y compuestos
fenólicos se siguió el método descrito por Vallejo y col. (2012) mediante el cual se
determinaron los principales compuestos fenólicos empleando dos métodos de
extracción. La primera extracción se realizó por triplicado tanto de pulpa (10 g), como
de piel (5 g), a partir de un homogenizado de varios frutos, añadiendo 40 mL de la
disolución extractora acetona:ácido fórmico (95:5). Estos se centrifugaron a 10.000 rpm
5 minutos y el sobrenadante fue concentrado mediante un rotavapor y purificado por
124
III.- Materiales y métodos
columnas de purificación Sep-Pak C18 de la marca Fisher, donde quedaron recogidos
los compuestos fenólicos y antocianinas. El extracto metanólico eluido fue el utilizado
para su análisis mediante HPLC. La separación cromatográfica se realizó en un
cromatógrafo empleando una columna C18 (Phenomenex, 5 μm, 150 mm x 4,6 mm)
termostatizada a 35 ºC y una fase móvil acuosa de agua y ácido fórmico (95:5) en modo
gradiente, a un flujo de 0,5 mL/min y un volumen de inyección de 5 μL. El detector
utilizado fue un API-ESI-MS cuadrupolo simple Agilent (Agilent Technologies Inc.,
Palo Alto, CA, USA) en modo ión-positivo, la retención de los patrones, y la
cuantificación se llevó a cabo con los detectores DAD y FLD y con un API-ESI-MS
simple cuadrupolo. Los resultados fueron expresados en mg 100 g-1 de peso fresco.
La segunda extracción permitió la despolimerización de protoantocianidinas
como los Flavan3-ols mediante el empleo de una extracción ácida mediada por
fluoroglucinol. Para, ello se utilizaron tres disoluciones (A, B, C): Solución A (Metanol
0,01 M HCl 37 % v/v), solución B (120 mg fluoroglucinol en la solución A) y, solución
C (20 mg ácido ascórbico en 2 mL de la solución B). 1,8 mL de la solución C se
añadieron a 0,1 g de pulpa y 0,05 g de piel homogeneizados y se incubó a 50 ºC durante
20 minutos. Pasado este tiempo la reacción se detuvo poniendo las muestras en frío.
Después se añadieron 2 mL de acetato de sodio 40 mM y se centrifugó a la máxima
revolución durante 5 minutos. El sobrenadante fue filtrado a través de un filtro de 0,22
µm para ser analizado. 10µL de muestra fueron inyectados para su análisis en HPLC
empleando una columna C18 (Phenomenex, 5 μm, 150 mm x 4,6 mm) termostatizada a
35 ºC y una fase móvil de ácido acético al 2,5 % (v/v) en modo gradiente, a un flujo de
10 mL/min. El análisis cromatográfico fue realizado a 280 nm. Los resultados fueron
expresados en mg 100 g-1 de peso fresco.
III.2.13.- Determinación de Clorofilas (Artículo 5)
La extracción de los pigmentos clorofílicos fue realizada siguiendo el método
descrito por Fernández-León y col. (2010, 2013). Para ello, se preparó un
homogeneizado con 4 g de muestra y 15 mL de acetona usando para ello un Omni
Mixer. A continuación, los extractos se centrifugaron durante 15 min a 14000 rpm y 4
°C recogiendo el sobrenadante. Esta operación se realizó dos veces más, hasta completa
decoloración de la muestra, y los sobrenadantes se juntaron y filtraron sobre lana de
vidrio llevándolos a un volumen final de 50 mL con acetona. Antes de realizar la
medida espectrofotométrica, las muestras fueron filtradas por un filtro de nylon
125
III.- Materiales y métodos
Millipore de 0,45 μm. El espectro de absorción fue recogido entre 600 y 700 nm en un
espectrofotómetro. Las clorofilas a y b fueron determinadas usando el método de
calibración de mínimos cuadrados parciales (PLS) utilizando el software MATLAB 7.3
(The Math Works Inc., Natick, USA). Los resultados fueron expresados en mg clorofila
a 100 g-1de peso fresco y mg clorofila b 100g-1 de peso fresco, respectivamente.
III.2.14.-Determinación de compuestos volátiles (Artículo 6)
Para la extracción, separación, identificación y cuantificación de los compuestos
volátiles durante el almacenamiento de los frutos se utilizó un sistema de espacio de
cabeza dinámico automatizado acoplado a un cromatógrafo de gases con detector
selectivo de masas.
Para su extracción se utilizó una fibra de microextracción en fase sólida de 75
μm de diámetro de carboxen-polidimetilsilosano (Ruiz y col., 1998). Se utilizó 1 g de
higos pelados y homogeneizados, que se introdujeron en un vial sellado por un septum.
Tras la perforación del septum por el sistema de inyección de la fibra, ésta fue expuesta
a la muestra durante 45 minutos a 40 ºC para obtener una óptima extracción de los
compuestos volátiles. La temperatura se consiguió sumergiendo dos tercios de vial en
un baño a temperatura regulable durante la extracción.
Tras la extracción de los volátiles la fibra fue inmediatamente llevada al inyector
del cromatógrafo para el análisis de los volátiles captados.
Las condiciones cromatográficas empleadas para la separación de los
compuestos volátiles se exponen a continuación:
Temperatura inicial del horno 35 ºC - 5 min
Rampa de temperatura
4 ºC/min hasta 150 ºC 20 ºC/min hasta 250 ºC
250 ºC-5 min
Temperatura de la interfase 180 ºC
La identificación de los compuestos volátiles se realizará mediante su espectro
de masas así como por su índice de Kovacs calculado a partir del tiempo de retención
del pico con respecto al de los patrones alcanos.
126
III.- Materiales y métodos
III.2.15.-Análisis sensorial (Artículos 2, 3, 4, 6, 8 y 9)
Se llevó a cabo un análisis descriptivo según la norma ISO 4121-2006 con 15
jueces entrenados donde se evaluaron 10 descriptores (Figura III.2.14.1). Las
percepciones de los catadores fueron señaladas en una escala con un rango de 0 a 10.
Los datos fueron integrados automáticamente para su posterior análisis estadístico.
Asimismo, se llevó a cabo un test hedónico con un panel de cata no entrenado,
compuesto por 17 catadores. Las muestras fueron comparadas aleatoriamente evaluando
su aceptabilidad en grupos de dos para que todos lotes fueran enfrentados entre sí. La
escala de puntuación empleada fue de 0 a 10 (Figura III.2.14.2).
Figura III. 2.15.1. Hoja de cata empleada para el análisis descriptivo de higos y brevas.
127
III.- Materiales y métodos
III.2.16. Análisis estadístico
El análisis estadístico se llevó a cabo usando el programa estadístico SPSS para
Windows, realizando en cada caso un análisis de la varianza (ANOVA) de una, dos y
tres vías y después la comparación de medias se llevó a cabo mediante el test de Tukey
HSD (p < 0,05). La relación entre variables fue evaluada mediante el análisis de
componentes principales. Mientras que la correlación fue estimada con el test de
Pearson con un nivel de significancia de p<0,05.
Figura III. 2.15.2. Hoja de cata empleada para la prueba de test hedónico de higos y brevas.
128
IIVV..-- RREESSUULLTTAADDOOSS
129
130
IIVV..11-- EESSTTUUDDIIOOSS IINN VVIITTRROO
(Artículo 1)
131
132
IV.- Resultados
IV.1.1.- Aqueous phenolic extract from defatted soybean flour byproduct displays
a remarkable antimicrobial activity
María del Carmen Villalobosa, Manuel Joaquín Serradillab, Alberto Martína, Elena
Ordialesc, Santiago Ruiz-Moyanoa,*, María de Guía Córdobaa
aNutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Avd. Adolfo Suárez s/n, 06007, Badajoz, Spain. bInstituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX), Área de
Vegetales, Gobierno de Extremadura, Avd. Adolfo Suárez s/n, 06071, Badajoz, Spain.
cAgricultura, Centro Tecnológico Agroalimentario Extremadura, Ctra. Villafranco a
Balboa Km. 1.2, Villafranco del Guadiana, 06195 Badajoz, Spain.
Abstract
In the last decade, there has been growing interest in finding safe and natural
antimicrobial compounds. Phenolic compounds are secondary metabolites
naturally present in vegetable material and have been associated with
antimicrobial properties. Therefore, the aim of this study was to investigate the
antimicrobial effects of phenolic extract obtained from defatted soybean flour
against selected pathogenic bacteria and postharvest fungal pathogens which are
responsible of decay of fruit during storage and transport. Analysis of phenolic
composition by HPLC-MS showed the presence of a wide range of compounds,
with isoflavones and phenolic acids the main polyphenols identified. In vitro
antimicrobial experiments demonstrated that phenolic extracts displayed a high
activity against the main foodborne pathogens at concentrations greater than 1 g
L-1. Furthermore, moderate or lower inhibition of yeasts and molds was detected,
although interestingly these compounds considerably inhibited the mycelial growth
of Monilia laxa, in both in vitro and in vivo experiments on fungus inoculated fruit
treated with polyphenolic extract. These results revealed that defatted soybean
flour is an important source of phenolic compounds with remarkable
antimicrobial activity, suggesting the possibility of using them as natural additives
in postharvest fruit treatment against pathological diseases.
Keywords: phenolic compounds, soybean flour, antimicrobial activity, decay, pathogen
microorganisms.
133
IV.- Resultados
1. Introduction
Fresh fruit production is one of the most important agricultural sectors in Spain,
and export of fresh fruit has increased in the last few years. However, in general, fresh
fruit is highly perishable during postharvest life, with fungal spoilage the main cause of
postharvest decay during storage and transport, resulting in great economic losses.1 The
most important postharvest fungal pathogens belong to the genera Penicillium, Botrytis,
Monilia, Cladosporium, Rhizopus, Mucor, and Alternaria. These fungi can seriously
damage fruit, in particular during longer storage periods.2,3 In addition, some of these
molds can be toxic or pathogenic. They can produce mycotoxins while growing on fruit
even during refrigeration, and can cause infections or allergies.4,5 Yeasts also form part
of the natural microflora of fruit,6 and degradation of fruit quality during storage is also
related to yeast proliferation.7-9 Moreover, there are concerns over foodborne illness
resulting from consumption of food contaminated by human pathogen. Pathogenic
bacteria are widely distributed in nature and it is difficult to prevent them from entering
raw food.10
The application of synthetic fungicides is currently the main means for
postharvest disease control in fruit and vegetables, especially for stone fruit at the
preharvest stage.11 However, to date, application of synthetic fungicides has been very
limited due to the restrictions on fungicide use during postharvest storage established as
a consequence of the appearance of fungal resistance as a result of the excessive use of
fungicides, and the increasing consumer demand for healthy and high quality
products.11,12 Therefore, it is urgent to find alternative antimicrobial substances to
control the development of fungal and bacterial pathogens and to ensure fruit quality
and safety.
In the last decade, there has been growing interest in the use of natural plant
extracts with low toxicity as antimicrobial substances.13 Several scientific reports have
described the antimicrobial properties of plant extracts containing phenolic compounds
and their effectiveness in postharvest treatment.12,14,15
Soybean (Glycine max L.) is widely grown due for its nutritional benefits, and is
one of the most important sources of protein and oil worldwide. Although soybean is
processed into various products such as soy milk, tofu, soy sauce, soy paste, tempeh and
miso, it is mostly used to obtain soybean oil. A byproduct of the oil extraction process is
soybean flour, commonly used in animal feed as a protein source. Eating soybean or soy
134
IV.- Resultados
products has been associated with several beneficial health effects in humans, such as
decreases in the risks of cancer, osteoporosis, and cardiovascular diseases.16,17
Soybean seed contains various phytochemicals such as phenolic compounds, an
excellent source of isoflavones.18,19 Several studies have reported that isoflavones and
other phenolic compounds present in soy products have strong antioxidant properties,
and they may promote beneficial effects on human health.20-22 In addition, isoflavones
belong to a group of active plant defense compounds known as phytoalexins and
thereby act as a repellant against insect feeding and pathogenic fungi.23 Regardless of
the health benefits of soybean polyphenolic compounds, soy flour byproduct is a cheap
material that could contain high levels of these compounds. The aim of this study was to
investigate the effects of phenolic extract obtained from soybean flour as a natural
antimicrobial agent against selected pathogenic bacteria and postharvest fungal
pathogens and spoilage.
2. Materials and methods
2.1. Preparation of defatted soy flour polyphenolic extract
Soybean flour (a byproduct of soy oil extraction) was kindly supplied by
ACOREX Company (Extremadura, Spain). Five grams of flour was extracted with 30
mL ethanol-water-hydrochloric acid (80:19:1 v/v) and was incubated in an orbital
shaker set at 120 rpm at 40ºC for 2 h in darkness. The extracts were separated from the
solids by filtration with Whatman No 1 filter paper. The remaining solids were extracted
three times with the same solvent. The extracts were concentrated under reduced
pressure in a rotary evaporator at 37ºC. Concentrated extracts were stored at -80ºC until
analysis.
2.2. Determination of the total phenol content
The total polyphenol content (TPC) was determined using the Folin–Ciocalteu
method in three different extracts.24 The amount of total polyphenols was calculated as
equivalents of gallic acid used as standard. The results were expressed in milligrams of
gallic acid equivalents (GAE) per gram of dry plant material (DM) and all measures
were done in triplicate.
135
IV.- Resultados
2.3. HPLC-MS analysis of phenolic compounds
Polyphenolic extracts were purified by using a C18 Sep-Pak cartridge (Waters
Corp, Milford, MA, USA) as described Vallejo et al.25 Phenolic compounds were then
recovered with 2 mL of methanol and passed through a 0.22 µm pore filter (Millipore
Corp., Bedford, MA, USA), before being identified and quantified by HPLC-MS.
The analysis of individual phenolic compounds was carried out in a Single
Quadrupole Agilent G1946B HPLC–MS system (Agilent Technologies, Santa Clara,
CA, USA) with the method proposed by Kim et al.,18 using a C18 HPLC column (250 x
4.6 mm, 5 μm particle size; SUPELCO, Bellafonte, PA,USA). The mobile phase used
for the separation was composed of aqueous glacial acetic acid 0.1% (A) and 0.1%
glacial acetic acid in acetonitrile (B) in gradient mode set as follows: initial conditions
8% B; from 0 to 2 min, 10% B; from 2 to 27 min 30% B; from 27 to 50 min 90% B;
from 50 to 51 min 100% B; from 51 to 60 min 100% B; and finally 8% B from 60 to 63
min for column equilibration. The flow was fixed at 1 mL min-1 for all the experiments.
The injected volume was 50 μL. All solvents used were of HPLC grade and purchased
from Fisher-Scientific (Runcorn, Cheshire, UK). The mass spectrometer equipped with
multimode source ionization was used with atmospheric pressure chemical ionization
(APCI) mode in the Single Ion Mode. The mass parameter operating conditions were:
capillary voltage, 2 kV; fragmentation voltages, 80 V; drying gas temperature, 350ºC;
gas flow (N2), 10 L min-1; nebulizer pressure, 50 psig. The instrument was operated in
the negative-ion mode scanning from m/z 100 to 1000 and the compounds were
identified according to m/z ratio and retention time of the standards.
Standards for isoflavones (daidzein, genistein, glycitein, daidzin, genistin, and
glycitin) and 21 phenolic compounds (gallic acid, homogentisic acid, protocatechuic
acid, chlorogenic acid, catechin, p-hydroxybenzoic acid, vanillic acid, caffeic acid,
syringic acid, p-coumaric acid, rutin, ferulic acid, veratric acid, naringin, myricetin,
quercetin, trans-cinnamic acid, kaempferol, hesperetin, hesperidin, and sinapic acid)
from Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA) were dissolved in dimethyl sulfoxide
(DMSO; Sigma-Aldrich) at several concentrations (5, 10, 25, 50, 100 and 150 μg mL-1),
and high linearity (r2 > 0.990) was obtained for each standard curve for each compound.
Concentrations of malonylglycoside and acetylglycoside isoflavones were calculated
from standard curves for the corresponding β-glycoside, since pure commercial
standards were not available. Once the compounds were identified, quantitative
136
IV.- Resultados
calculations of each one were conducted by comparing the peak area of the most intense
ion with the related standard compound. Agilent ChemStation software was used for
data acquisition and peak area integration.
2.4. Antimicrobial activity
Twenty percent water (v/v) was added to the methanol pure polyphenol solutions
and then evaporated under reduced vacuum at 37ºC in a rotary evaporator. The
concentration of purified aqueous phenolic extract (APE) was determined as above,
filter-sterilized (0.22 µm) and stored at -80ºC until analysis. Antimicrobial activity was
tested against a set of common pathogenic bacteria and yeasts and molds whose
development causes postharvest decay in fruit (Table 1). Prior to the experiment,
bacteria strains were cultured overnight at 37ºC in Brain Heart Infusion broth (BHI;
Scharlab, Barcelona, Spain), yeast strains were cultured overnight at 25ºC in Yeast
Extract Peptone Dextrose broth (YEPD; Scharlab), and mold strains were cultured in
potato dextrose agar at 25ºC for 7 days (PDA; Scharlab). Two different assays were
used to evaluate the antimicrobial activity — a broth microdilution assay and an agar
dilution assay.
2.5. Broth microdilution assay
Inhibitory effects of polyphenols from soybean flour on selected potential
harmful bacteria and yeasts causing fruit decay were studied by following the ability of
the target microbes to grow in a medium containing sterilized APE at concentrations
ranging 0–1.5 g L-1. The broth media with different concentrations of APE was
inoculated at 0.5% (v/v) from a suspension of tested microorganisms at 108 cfu mL-1.
The ability of each strain to grow in supplemented broth — BHI for bacteria and YEPD
for yeast — was evaluated by following microbial growth at 37ºC and 25ºC,
respectively, for 30 h with an automated turbidometer Bioscreen C Analysing System
(Labsystems, Helsinki, Finland). The optical density was measured with a wide-band
filter (OD 420–580 nm). Broth media without supplement were used as controls. The
inhibitory effect of APE on the strains was determined by comparing the turbidity
readings of each strain at different APE concentrations with those obtained in the
absence of APE. The percent inhibition was calculated with the formula:
% inhibition = (ODstrain – ODassay) / ODstrain x 100
137
IV.- Resultados
where ODstrain is the optical density of the growth of the test strain in the absence of
polyphenolic compounds, and ODassay is the optical density of the growth of the test
strain in the presence of polyphenolic compounds.
The value of minimum inhibitory concentration (MIC100) defined as the lowest
concentration of APE that did not permit any visible growth compared to control growth
was calculated for each strain.
2.6. Agar dilution assay
The inhibitory effect on mycelial radial growth of fungi was tested by agar
dilution. Prior to the experiment, a conidial suspension of each mold strain was prepared
adding 10 mL of an aqueous 0.1% (v/v) Tween 80 (Scharlab) solution to each mold
plate. The surface of each colony was gently swept, and the suspension formed was
filtered through two layers of cheesecloth. The concentration of conidial suspension was
determined by a hematocytometer and adjusted to 105 spores mL-1 with sterile distilled
water. A hundred microliters of APE at concentrations of 5, 10, 15, 20, and 25 g L-1,
were added to the surface of each PDA agar plate and spread out. Control sets were
prepared using distilled water instead APE. Prepared petri dishes were aseptically
inoculated in the center of the plate with 10 µL of the conidial suspension. In the case of
Monilia laxa strains, a disk of 4 mm diameter was cut from the periphery of 7-day-old
culture and was placed at the center of each petri dish. The PDA agar plates were
incubated at 25ºC for 9 days. Each test was done in triplicate and two diameters of each
mycelial growth were measured. The percent inhibition of radial growth of the target
mold was calculated according to the formula:
% inhibition = (DC – DT) / DC x 100
where DC is the diameter of the growth zone on untreated PDA (mm), and DT is the
diameter of the growth zone on treated PDA (mm).
2.7. Inoculation and polyphenol extracts application on fruit
Peach fruit of the same ripeness were selected, treated by immersion for 3 min in
cold water (1ºC) containing 300 mg L-1 of sodium hypochlorite to disinfect the surface,
and then dried in ambient air. Fruit were separated into four batches of 16 fruit each
138
IV.- Resultados
one, and an artificial puncture (4×4×4 mm) was made on the equator of each fruit with a
stainless steel rod. The fruit of two batches were inoculated with a disk of 4 mm
diameter from Monilia laxa that was obtained from the periphery of a 7-day-old culture.
One batch of fungi-innoculated fruit were inoculated again with 50 µL of APE (5 g L-1)
at the puncture, and the other batch were inoculated with 50 µL of sterile distilled water.
The batch inoculated with Monilia laxa and sterile distilled water was used as positive
control. One of the remaining batches was inoculated with 50 µL sterile distilled water
and the other with 50 µL of APE (5 g L-1). The batches without fungal inoculation were
used as negative controls. All fruit were incubated at 25°C for 6 days with a relative
humidity of 85%. The progress of the infection was assessed at 0, 3, 4, 5, and 6 days by
measuring the diameter of rotten area using a caliper and the following analytical
parameters, firmness, total soluble solids, titrable acidity, pH, weight loss and color.
Firmness was measured in 4 peaches per batch, using a TA.XT2i Texture
Analyzer (Stable Micro Systems, Godalming, UK) connected to a computer as
described in Villalobos et al.26 Results were expressed as the ratio between force and the
covered distance (N mm-1).
Total soluble solids (TSS), titratable acidity (TA) and pH were measured in four
independent homogenate (one per peach) from each batch as previously described by
Serradilla et al.9 For TA, samples were titrated with 0.1 mol L-1 NaOH up to pH 8.1 and
results were expressed as g malic acid per 100 g fresh weight (FW). Finally, cumulative
weight loss was determined independently in each fruit as a percentage of the initial
recorded weight.
Finally, the color of each fruit was determined using a colorimeter (model CR-
300; Minolta, Osaka, Japan), which had been calibrated with a standard white plate
(YD92.30, xD0.3162, yD0.3323) with illuminant D65, 2° observer, Diffuse/O mode, 8
mm aperture. The colorimeter was standardized with a white tile (L* = 98.14, a* = 0.23
and b* = 1.89). Color was described as coordinates: lightness (L*), redness (a*, ± red–
green) and yellowness (b*, ± yellow–blue). Five replicate measurements were taken
from flesh samples of each fruit.
2.8. Statistical analysis
Statistical analysis of the data was carried out by SPSS software package for
Windows version 19.0 (SPSS Inc, Chicago, IL, USA). The relationships among lesion
139
IV.- Resultados
diameter, phycochemical parameters, firmess and color data were evaluated by Pearson
correlation coefficients and principal components analysis (PCA).
3. Results and discussion
3.1. Determination of total phenolic content and compound identification
The TPC and identification of phenolic compounds in APE from defatted
soybean flour are shown in Table 2. TPC was 0.859 ± 0.025 mg GAE g-1 DM. As far as
we know, this is the first time that TPC in defatted soybean flour has been measured and
no literature is available for comparative purposes. However, TPC is influenced by
aspects such as characteristics of plant material, genotype, ripening stage,
environmental conditions, and extraction process.26,27 Our measured TPC from soybean
flour is slightly lower than reported TPC in soybean seeds, probably due to the oil
extraction process, but is comparable to several studies. Kim et al.18 screened 204 seed
varieties from America, China and Korea and measured TPC from 0.654 to 5.219 mg g-
1. More recently, Žilić et al.28 reported that TPC values ranged from 0.9 to 2.59 mg
GAE g-1 in dehulled soybean seeds from six different varieties.
Phenolic compounds in soybean flour were mainly identified as isoflavones and
phenolic acids, making up 60.47% and 28.25% of the TPC, respectively (Table 2). Seo
et al.29 reported similar values in defatted soy flakes; isoflavone concentrations
comprised about 72% and phenolic acids 28% of the total phenols. With respect to
isoflavones, the three aglycones, daidzein, glycitein and genistein, and their β-
glycosides (daidzin, genistin, glycitin), acetyl-β-glycosides (acetyldaidzin,
acetylgenistin, acetylglycitin), and malonyl-β-glycosides (malonyldaidzin,
malonylgenistin, malonylglycitin) were all detected in defatted soy flour. The content of
isoflavones was clearly dominated by aglycones followed by β-glycosides,
malonylglycosides and acetylglycosides. Among aglycones, daidzein had the greatest
concentration (149.487 µg g-1 DM), followed by genistein (121.391 µg g-1 DM) and
glycetein (58.340 µg g-1 DM). The remaining isoflavones were present in much lower
concentrations; only β-glycosides, genistin and glycitin, had interesting concentrations
of 49.297 and 38.847 µg g-1 DM, respectively.
The profile of isoflavones is not consistent with that commonly found in
soybean seeds, where malonylglycosides represent around 70%, followed by β-
glycosides (20–25%) and acetylglycosides, and aglycones are generally in low
140
IV.- Resultados
concentrations, although the isoflavone content is variable with the genotype and the
environment.18,30 However, the distribution and content of isoflavones in soybean seed
can also be altered in soy food and soy byproducts by processing such as fermentation,
cooking, frying, roasting, drying and storage,31 and changes can be accelerated by heat,
pH and enzymes.32,33 In fact, industrial oil extraction includes thermal treatment that
appears to play an important role in the isoflavone profile of defatted soy flour. Several
studies have demonstrated that heat treatment of soybean flour promotes almost total
conversion of malonylglycoside to β-glycosides without formation of acetylglycoside
isoflavones, and this process is highly dependent on temperature.34 Thus, soy flour after
industrial oil extraction should contain high levels of β-glycosides. However, our results
showed that aglycones are the major isoflavone group followed by β-glycosides.
Extraction conditions of isoflavones can also impact on their profile and could explain
the high level of aglycones in our study. Lopes Barbosa et al.35 reported that acid pH
improved isoflavone solubility, and an extraction temperature of 45ºC favored the
action of endogenous β-glycosidases that allowed to form aglycone due to hydrolysis of
β-glycosides. We used an acid treatment with HCl during polyphenolic extraction that
enabled to break down glycosidic bonds and solubilize sugars.36 Thus, acidic hydrolysis
could contribute to the decrease in β-glycosides with the consequent increase in
aglycones.
The HPLC profile of phenolic compounds also showed remarkable levels of
syringic acid, coumaric acid, ferulic acid and vanillic acid (36.560–113.262 µg g-1 DM;
Table 2). Other phenolic acids such as sinapic acid and p-hydroxibenzoic acid were
found to a lesser extent. Although in different concentrations, these phenolic
compounds have also previously been reported in soybean seeds28,37,38 and soy flour.29,39
3.2. Antimicrobial activity
The percentage of inhibition of APE at different concentrations against ten
relevant foodborne bacterial pathogens, six yeast strains and four molds causing decay
in fruit are reported in Table 3, Table 4 and Figure 1, respectively. Overall, 100% and
50% of inhibition was detected for all pathogenic bacteria tested at concentrations
greater than 1.25 g L-1 and 0.5 g L-1, respectively. Among the different bacteria, the
greatest activity was observed against Listeria monocytogenes, Bacillus cereus and
Enterococcus faecalis, with values around 50% inhibition even at the lowest
141
IV.- Resultados
concentration assayed. Moreover, the decrease in phenolic concentration showed that
Gram-positive bacteria were more sensitive to APE than Gram-negative bacteria. This is
consistent with the assumption that Gram-negative bacteria are more resistant to
antimicrobial compounds due to their outer lipopolysaccharide membranes.
Nevertheless, this was not always true for all strains assayed, for example Yersinia
enterocolitica CECT 559 and Salmonella enterica CECT 4395 were inhibited at similar
percentages as some Gram-positive bacteria.
The inhibitory effect of APE against yeasts and molds responsible for fruit
spoilages was, in general, much lower than against pathogenic bacteria. The sensitivity
of the tested yeast species against phenolic extracts differed. While Torulaspora spp.
Cryptococcus spp. and Rhodotorula spp. were significantly inhibited only at 1.5 g L-1,
with dramatically decreased activity at lower concentrations, Aureobasidium pullulans
and Debaryomyces spp. were less resistant, with around 48% inhibition at 0.75 g L-1
(Table 4). Finally, the growth of mold strains used in the present study (Botrytis cinerea
CECT 20158, Penicillium glabrum UEX 20 and Cladosporium uredinicola UEX 18)
was minimally affected by the presence of APE with percentage inhibition always
below 30% (Figure 1C and 1D). Interestingly, M. laxa was inhibited by more than 65%
at concentrations of 25 g L-1, and inhibition was relatively constant with decreasing
APE concentration (around 50% at 10 g L-1; Figure 1A).
Phenolic compounds are well known to have a negative effect on the growth of
microorganisms through inhibiting their nucleic acid synthesis, enzymatic activity,
cytoplasmic membrane function and energy metabolism.40 Antimicrobial activity of
phenolic plant extracts may be attributed to various compounds, and synergistic effects
on bacterial strains and fungi species have been reported.41 It is also well known that
isoflavones have many biological effects including antimicrobial action. Verdrengh et
al.42 and Hong et al.43 found that genistein inhibited the in vitro growth of
Staphylococcus aureus and B. cereus. In other study, Wang et al.44 showed that soybean
isoflavones inhibited the nucleic acid synthesis of S. aureus. In addition, phenolic acids
were found at significant concentrations and their antimicrobial activity has been widely
investigated. Alves et al.45 and Saavedra et al.46 showed that syringic, coumaric, ferullic
and vanillic acids displayed significant antimicrobial activity against both Gram-
positive and Gram-negative bacteria, but their antifungal efficacy is limited compared to
other phenolic compounds.47 Therefore, the antibacterial activity detected in our study
142
IV.- Resultados
could be explained by the pool of phenolic compounds found in our extract whereas the
antifungal activity could be explained by the large amount of isoflavones. In fact,
isoflavones such as daizein inhibit the growth of Fusarium culmorum, while glycetein
can retard the growth of Aspergillus ochraceus.48
3.3. Effect of aqueous phenolic extract on inoculated fruit
The effectiveness of APE against M. laxa was also tested by an in vivo assay on
inoculated peaches. As shown Figure 2, the growth of M. laxa on inoculated fruit
treated with APE (E) was clearly reduced compared to the batch of fruit without
treatment (M). No growth was detected on control batches without fungal inoculation
(control water: W; control APE: S) throughout the experiment. Thus, after 6 days the
lesion diameter was approximately three times larger in the M batch. The application of
APE prevented the appearance of a fungal lesion until the fourth day after inoculation.
Lesion diameter and physicochemical parameters in the four batches were evaluated by
PCA (Figure 3). PCA 1 and PCA 2 explained 42.99% and 31.04% of data variation,
respectively. The mean values of the different descriptors in W and S batches during the
experiment were almost identical. Thus, the application of APE did not cause any
significant effect on the fruit quality parameters studied. In contrast, the values for the
M batch were clustered tightly in the opposite quadrant from the W and S batches and
were positively correlated with the descriptor lesion diameter and negatively correlated
with the majority of other descriptors used, which reflects the influence of the
development of the fungal disease in the fruit quality parameters. Interestingly, Figure 3
also shows a clear delay in growth of M. laxa in the presence of APE (E). In fact, at day
3 the values for batch E were clustered with control batches, W and S, and it was not
until day 5 and 6 when the values approached the untreated batch (M), showing the
appearance of the disease in this batch, although the lesion diameter was always
significantly smaller than in M batch (Figure 2).
To our knowledge, this is the first report of antifungal activity of APE against M.
laxa, one of the most important postharvest fungal pathogens. However, further studies
are necessary to find out the role of phenolic compounds present in defatted soybean
flour in the inhibition of M. laxa and the synergistic interactions among them. The use
of these natural phenolic extracts in postharvest treatment promises to be an interesting
143
IV.- Resultados
alternative to synthetic fungicides to control Monilia species, although more in vivo
experiments should be conducted.
4. Conclusions
In conclusion, phenolic compound identification and antimicrobial experiments
showed that defatted soy flour is an excellent source of a wide range of phenolic
compounds with remarkable antibacterial activity against the main foodborne pathogens
and moderate antifungal activity. Furthermore, the polyphenolic extract was
successfully applied against M. laxa on inoculated peaches. Then, these results suggest
the possibility of using APE as a safer alternative to synthetic antimicrobials.
Abbreviations
TPC, total polyphenol content; GAE, gallic acid equivalent; DM, dry plant material;
DMSO, dimethyl sulfoxide; APE, aqueous phenolic extract; BHI, brain heart infusion
broth; YEPD, yeast extract peptone dextrose broth; PDA, potato dextrose agar; CFU,
colony-forming unit; OD, optical density; MIC, minimum inhibitory concentration;
TSS, total soluble solid; TA, titrable acidity; PCA, principal component analysis.
Acknowledgements
The authors are grateful to M. Cabrero and J. Barneto for technical assistance
and P.E.Hernández (Univ. Complutense de Madrid,Madrid, Spain) who kindly supplied
the strain E. faecalis P36. M.C. Villalobos is the beneficiary of a predoctoral grant
PD10140 from the Extremadura Regional Government (Spain).
This work was supported by Grant RTA2010-00123-C02-02 from the Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de Ciencia e
Innovación (Spain) and Fondo Europeo de Desarrollo Regiona (FEDER).
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146
IV.- Resultados
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IV.- Resultados
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148
IV.- Resultados
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149
IV.- Resultados
Figure 1 Percent inhibition of purified aqueous phenolic extracts obtained from
defatted soybean flour at concentration range from 5 g L-1 to 25 g L-1 against Monilia
laxa (A), Botrytis cinerea CECT 20158 (B), Penicillium glabrum UEX 20 (C) and
Cladosporium uredinicola UEX 18 (D).
Figure 2 Growth of M. laxa on inoculated peaches; control water batch (W), control
APE batch (S), M. laxa growth without treatment (M) and M. laxa + APE batch (E).
FFigure 3 Principal component analysis (PCA) defined by two principal components
(PC1 and PC2) of the data obtained from lesion diameter, phycochemical parameters,
firmess and color (L: lightness, a: red-green, and b: yellow-blue) on four batches of
peaches inoculated with water (W: green), APE (S: light blue), M. laxa (M: black color)
and M. laxa + APE (E: red).
150
IV.- Resultados
Table 1: Microorganisms used as indicators for the examination of antimicrobial activity.
Indicator microorganisms Strain Source Selective media and growth conditions
Harmful bacteria Listeria monocytogenes CECT 911 Human spinal fluid BHI 37ºC
Listeria innocua CECT 910 Cow brain BHI 37ºC Salmonella enterica subsp. arizonae CECT 4395 Spray dried egg powder BHI 37ºC Staphylococcus aureus CECT 976 Ham involved in food poisoning incident BHI 37ºC Staphylococcus aureus CECT 59
BHI 37ºC
Bacillus cereus CECT 131 Contaminated flask BHI 37ºC Escherichia coli CECT 4267 Human feces BHI 37ºC Escherichia coli CECT 4782 Human feces BHI 37ºC Yersinia enterocolítica CECT 559 Chinchilla BHI 37ºC Enterococcus faecalis P36 Blood49 BHI 37ºC Yeasts
Aureobasidium pullulans Serradilla et al. 2013 Cherry YEPD 25ºC Rhodotorula spp, Serradilla et al. 2013 Cherry YEPD 25ºC Torulaspora spp. Serradilla et al. 2013 Cherry YEPD 25ºC Cryptococcus spp. Serradilla et al. 2013 Cherry YEPD 25ºC Debaryomyces spp. Serradilla et al. 2013 Cherry YEPD 25ºC Molds
Botrytis cinerea CECT 20518 Grape PDA 25ºC Monilia laxa Gobierno de Extremadura Plum PDA 25ºC Penicillium glabrum UEX 20 Serradilla et al. 2013 Cherry PDA 25ºC Cladosporium uredinicola UEX 18 Serradilla et al. 2013 Cherry PDA 25ºC
151
IV.- Resultados
Table 2: Phenolic compounds identified by HPLC-MS, retention times, MS fragments and concentration.
Compound name Retention time MS fragments Concentration (µg g-1 dry matter)
Average SD
Isoflavones Daidzin 18.75 253, 415 27.931 ± 3.044
Daidzein 31.99 253 149.487 ± 0.332
Malonyldaizin 22.14 253, 501 11.145 ± 1.283
Acetyldaidzin 25.12 253, 457 2.503 ± 0.066
Glycitin 19.74 283, 445 38.847 ± 2.405
Glycitein 33.31 283 58.340 ± 0.426
Malonylglycitin 22.66 283, 501 7.760 ± 1.499
Acetylglycitin 27.22 283, 487 11.402 ± 0.179
Genistin 22.94 269, 431 49.297 ± 0.896
Genistein 36.33 269 121.391 ± 4.946
Malonylgenistin 26.35 269, 517 22.951 ± 0.145
Acetylgenistin 32.46 269, 473 11.458 ± 1.031
Phenolic acids Vanillic acid 15.26 167, 152, 123 36.560 ± 1.104
Syringic acid 16.17 197, 182 113.262 ± 1.077
Coumaric acid 20.57 163, 119 45.828 ± 0.004
Ferulic acid 22.16 193, 178 40.150 ± 2.423
p-hydroxybenzoic 13.46 137, 119 1.050 ± 0.126
sinapic acid 22.38 223, 208 5.733 ± 0.072
Total phenolic content
859.105 ± 2.534
152
IV.- Resultados
Table 3: Percent inhibition of purified aqueous phenolic extracts obtained from defatted soy flour against ten different foodborne pathogen strains.
Strains Concentration of APE (g L-1)
0.15 g L-1
3 g L-1
0.5 g L-1
0.75 g L-1
1 g L-1
1.25 g L-1
1.5 g L-1
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
L innocua CECT 910 31.83 ± 0.62
46.37 ± 1.15
71.02 ± 2.28
87.86 ± 0.97
100* ± 0
100 ± 0
100 ± 0
L. monocytogenes CECT 911 53.94 ± 0.30
64.10 ± 0.73
92.17 ± 0.33
100* ± 0
100 ± 0
100 ± 0
100 ± 0
S. aureus CECT 976 41.05 ± 5.15
62.99 ± 7.32
74.95 ± 3.78
89.35 ± 5.20
100* ± 0
100 ± 0
100 ± 0
S. aureus CECT 59 32.45 ± 4.01
41.44 ± 0.51
76.68 ± 0.33
89.12 ± 0.33
96.65 ± 0.57
100* ± 0
100 ± 0
B. cereus CECT 131 51.97 ± 4.04
63.02 ± 0.61
80.40 ± 0.14
89.04 ± 0.57
96.90 ± 2.12
100* ± 0
100 ± 0
E. faecalis P36 50.75 ± 1.57
56.95 ± 0.07
66.94 ± 2.53
84.31 ± 2.14
95.63 ± 2.48
100* ± 0
100 ± 0
Y. enterocolítica CECT 559 32.17 ± 1.77
50.36 ± 2.41
69.88 ± 4.49
82.64 ± 0.38
100* ± 0
100 ± 0
100 ± 0
E. coli CECT 4267 14.6 ± 0.33
30.07 ± 2.04
49.07 ± 4.91
66.78 ± 2.74
88.22 ± 0.61
100* ± 0
100 ± 0
E. coli CECT 4782 23.40 ± 5.33
35.19 ± 4.06
56.64 ± 2.61
68.84 ± 2.49
94.44 ± 1.95
100* ± 0
100 ± 0
S. enterica CECT 4395 35.55 ± 1.95
50.19 ± 0.42
80.13 ± 0.57
85.84 ± 1.12
100* ± 0
100 ± 0
100 ± 0 *MIC 100 value for each strain.
153
IV.- Resultados
Table 4: Percent inhibition of purified aqueous phenolic extracts obtained from defatted soy flour against five different yeast strains.
Yeast strains
Concentration of APE (g L-1) 0.15 g L-1
3 g L-1
0.5 g L-1
0.75 g L-1
1 g L-1
1.5 g L-1
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Mean
SD
Torulaspora spp. 0.39 ± 0.55
1.13 ± 1.06
6.26 ± 2.33
10.16 ± 0.62
25.64 ± 0.43
57.44 ± 0.67 Cryptococcus spp. 2.46 ± 3.48
3.26 ± 1.93
8.25 ± 0.51
13.00 ± 2.23
21.75 ± 0.14
47.34 ± 1.77
Rhodotorula spp. 0.00 ± 0.00
2.55 ± 0.75
11.15 ± 4.70
17.81 ± 0.04
31.82 ± 0.64
51.73 ± 5.75 A. pullulans 3.08 ± 4.35
12.75 ± 0.28
33.46 ± 5.03
44.95 ± 0.44
72.96 ± 7.47
85.74 ± 2.28
Debaryomyces spp. 9.18 ± 3.22
21.56 ± 11.03
40.90 ± 3.61
48.68 ± 0.27
54.21 ± 4.24
62.41 ± 0.38
154
Figure 1
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
2 5 7 9
% in
hibi
tion
Time (Days)
5 g/L10 g/L15 g/L20 g/L25 g/L
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
2 5 7 9
% In
hibi
tion
Time (Days)
5 g/L10 g/L15 g/L20 g/L25 g/L
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
2 5 7 9
% In
hibi
tion
Time (Days)
5 g/L10 g/L15 g/L20 g/L25 g/L
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
2 5 7 9
% In
hibi
tion
Time (Days)
5 g/L10 g/L15 g/L20 g/L25 g/L
A
DC
B
Figure 2
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 1 2 3 4 5 6
Gro
wth
Dia
met
er (m
m)
Time (Days)
W S M E
155
IV.- Resultados
Figure 3:
Principal component 1 (42.991%)
S0
S3
W4
W5
W6
W0
W3
S4
S5
S6
E0M3
M4
M5
M6 M0
E3
E4
E5
E6
-1,5
-1
-0,5
0
0,5
1
1,5
2
2,5
-3 -2,5 -2 -1,5 -1 -0,5 0 0,5 1 1,5
Principal component 1 (42.991%)
Prin
cipa
l com
pone
nt2
(31.
042
%)
Prin
cipa
l com
pone
nt2
(31.
042
%)
pH
acidity
Soluble solid
Weight loss
Firmess
b
aLesiondiameter
-1
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
-1 -0,5 0 0,5 1
L
156
IIVV..22..-- EESSTTUUDDIIOOSS PPAARRAA LLAA PPRROOLLOONNGGAACCIIÓÓNN DDEE LLAA VVIIDDAA ÚÚTTIILL DDEE HHIIGGOOSS YY BBRREEVVAASS
(Artículos 2, 3, 4, 5, 6 y 7)
157
158
IV.- Resultados
IV.2.1. Use of equilibrium modified atmosphere packaging for preservation of ‘San
Antonio’ and ‘Banane’ breba crops (Ficus carica L.)
María del Carmen Villalobosa, Manuel Joaquín Serradillab, Alberto Martína*, Santiago
Ruiz-Moyanoa, Cristina Pereirab, María de Guía Córdobaa
aNutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Ctra. de Cáceres s/n, 06071 Badajoz, Spain. bCentro de Investigación Finca La Orden-Valdesequera (CICYTEX). Gobierno de
Extremadura. Autovía Madrid-Lisboa s/n, 06187 Badajoz, Spain.
Abstract
The purpose of this work was to study the effect of equilibrium modified
atmosphere packaging on the stability of ‘San Antonio’ and ‘Banane’ breba crops
during postharvest cold storage by the use of three different microperforated films
(1/50 mm, 1/30 mm, and 1/10 mm; ø=100 µm). Gas composition in the wraps,
weight loss, % disorder, and microbial counts were monitored during cold storage
for 21 days. The tested microperforated films allowed the extension of cold storage
time for brebas, minimizing weight loss and delaying the disorders due to fungal
proliferation, especially M50 (1/50 mm). Total soluble solids (TSS), titratable
acidity (TA), pH, firmness, and sensory quality were also evaluated. Among the
tested microperforated films, M50 showed the best performance in terms of
delaying physicochemical senescence processes of fruit. The cultivar of breba crop
had an important impact on the extension of cold storage. For ‘San Antonio’ and
‘Banane’ cultivars packaged with microperforated M50, the optimal time of cold
storage was 14 and 21 days, respectively.
Keywords: Equilibrium modified atmosphere packaging (EMAP), breba crops ,
microbial counts, quality evaluation, sensory analysis
159
IV.- Resultados
1. Introduction
The fig tree (Ficus carica L.), belonging to the Moraceae family, is a native tree
in wide areas ranging from southwest Asiatic to northern India, and local cultivars are
cultivated in most Mediterranean countries (Crisosto, Bremer, and Stover, 2011). The
fig tree cultivars produce a first crop of the season called breba crop and a second crop
called fig or main crop. The breba crop grows laterally, along the annual shoot of the
previous season. These buds develop in the following spring, and the fruit mature
between June and July. The fig crop is the commercial fruit for most cultivars and is
produced on the current season’s wood, with the fruit maturing from July to September,
depending on year. However, for some cultivars such as ‘San Antonio’ and ‘Banane’,
the breba crop is also a very profitable option for commercialization.
However, their potential postharvest life is limited due to their fast ripening and
high susceptibility to decay by bruising and splitting of their easily damaged skin, and
also due to the prolifiration of microorganisms (Chessa, 1997; Venditti et al., 2005).
The use of low temperatures is one of the most important factors in maintaining quality
and controlling spoilage of fresh figs, sometimes in combination with sulphur dioxide
(SO2) (Cantín et al., 2011; Crisosto and Kader, 2004; Venditti et al., 2005; Irfan et al.,
2013). Figs for fresh consumption have a limited postharvest life of 7–14 days under
ordinary atmospheric conditions at -1 ºC or 0 ºC with 95% relative humidity (RH)
(Crisosto et al,. 2011). Therefore, it is necessary to employ postharvest techniques that
allow the extension of postharvest life in fresh fig such as the use of modified
atmosphere packaging (MAP), both active and passive, in combination with storage
temperature at refrigeration levels and high RH (90–95%). In these conditions, the low
O2 levels maintain firmness and reduce respiration and ethylene production rates, and
thus delay the deterioration of fresh figs during postharvest storage (Chessa, 1997;
Tsantili et al., 2003; Crisosto and Kader, 2007; Crisosto et al., 2011).
Among passive MAP, equilibrium modified atmosphere packaging (EMAP) is a
technology that can be employed through the use of polymeric films with different
numbers and dimensions of microperforations. O2 and CO2 levels decrease and increase,
respectively, in the package headspace, as result of the weight and respiration rate of
fruit and the surface area and gas transmission rate of the packaging material (Kartal et
al., 2012). The use of EMAP provides a relatively low-cost alternative to controlled
160
IV.- Resultados
atmosphere storage and is proposed by many researchers as optimal storage conditions
for some selected fresh fruit and vegetables (Jacxsens et al., 1999; Ding et al., 2002;
Kartal et al., 2012; Serrano et al., 2006). However, these changes in gas levels must not
exceed a certain critical threshold (Beaudry, 1999). O2 levels below the extinction point
result in undesirable anaerobic respiration (Beaudry, 2000), whereas CO2 levels above a
critical value result in fermentation reactions due to hypoxic atmospheres. The reactions
cause the formation of ethanol, acetaldehyde, off-flavours, and odors (Jacxsens et al.,
2000; Day, 2001) and also encourage microorganism proliferation (Beaudry 2000;
Lange, 2000; Watkins, 2000).
For storage of fresh figs, it has been reported that O2 levels should be between
5–10%, while CO2 levels should be between 15–20% (Chessa, 1997; Crisosto and
Kader, 2007). ‘Mission’ figs were maintained during 4 weeks at 0 ºC under active MAP
enriched with 15 or 20% CO2 (Colelli et al., 1991). In the case of EMAP, the
microperforated films have been shown to successfully extend the shelf life of whole
fresh fruit such as strawberries up to 10 days at 2 ºC (Sanz et al., 2002) and up to 4
weeks using oxygen scavengers (Kartal et al., 2012). However, the present paper is, to
our knowledge, the first report that addresses the role of the EMAP in the postharvest
life of breba crops.
The purpose of this study was to evaluate the physicochemical, microbiological,
and sensory changes during postharvest storage under different EMAP for ‘San
Antonio’ and ‘Banane’ breba crops, to establish the optimum microperforated films for
preservation of these fruit.
1. Materials and methods
2.1.Plant material and packaging of breba crops
Breba crops (F. carica L.) were harvested at random from multiple 6-year-old fig
trees of ‘San Antonio’ and ‘Banane’ cultivars (Figure 1), from an experimental orchard
at an altitude of 223 m above sea level in the research centre Finca La Orden-
Valdesequera (latitude 38º 85′ 19″ N, longitude -6º 68′ 28″ W, Guadajira, Badajoz,
Spain). Fruit were harvested (handpicked) at the commercial ripening stage according to
their firmness and skin colour, early in the morning and immediately transferred to the
laboratory under cold conditions.
161
IV.- Resultados
For each cultivar, eight fruit (approximately 300 g) homogeneous in colour and size,
and without visual defects were selected and packaged in polyethylene (PE) punnets (26
x 16 cm, 416 cm2) and sealed with different microperforated 40-µm thick biaxially
oriented polypropylene (BOPP) films obtained from ACSA Films (Valencia, Spain)
under atmospheric conditions. Packaging batches for each cultivar were as follows:
macroperforated film with five holes (ø=9 mm) for control batch (SC for ‘San Antonio’
and BC for ‘Banane’); microperforated BOPP film with one hole per 10 mm (a total of
16 holes, ø=100 µm) for M10 (SM10 for ‘San Antonio’ and BM10 for ‘Banane’);
microperforated BOPP film with one hole per 30 mm (a total of five holes, ø=100 µm)
for M30 (SM30 for ‘San Antonio’ and BM30 for ‘Banane’); and microperforated BOPP
film with one hole per 50 mm (a total of three holes, ø=100 µm) for M50 (SM50 for
‘San Antonio’ and BM50 for ‘Banane’).
All batches of ‘San Antonio’ and ‘Banane’ were stored in a chamber at 0 ºC and 90–
95% RH in darkness and six punnets of each batch were randomly selected for sampling
at 0 (fresh sample), 7, 14, 17, and 21 days. The samples were analysed in triplicate for
all determinations.
2.2 Analysis of gas composition of the headspace
The CO2 and O2 concentrations of the headspace inside the packages were
measured by a Checkmate 3 headspace gas analyser (PBI Dansensor, Denmark). The
gas analyser needle was inserted through a silicone rubber seal attached on the outside
of the film and the results were expressed as % O2 and % CO2 inside the package.
2.3 Weight loss and disorders
Weight loss due to transpiration and respiration of the fruit was monitored
during storage and calculated by the following equation:
Water loss (%) = (Wo − Wf / Wo) × 100
where Wo is the initial weight of the packaged fruit (0 days) and Wf is the final
weight of the packaged fruit at each sampling day.
Fruit quality was also visually assessed. The loss of fruit due to incidence of the
disorders/decay during storage, such as fruit skin damage (side cracking and ostiole-end
162
IV.- Resultados
splitting), endosepsis, fungal rot, smut, and souring (or fermentation) were measured by
weighing fruit with visible damage (expressed as a percentage of the original weight of
the packaged fruit).
2.4. Microbial counts
The growth of relevant spoilage microorganisms during cold storage of the
different batches was monitored by using three independent replicates of 10 g of breba
crop per sample. The samples were homogenized in 90 mL sterile 0.1% (p/v) peptone
water in a Stomacher (Lab Blender, Model 4001, Seward Medical, London, UK) for 30
s. After preparation of a dilution series (1/10) in peptone water, 0.1 mL of aliquots were
plated on specific media. The mesophilic aerobic bacteria counts were done on Plate
Count Agar (PCA, Oxoid, Unipath, Basingstoke, UK) for 48 h at 30 ± 1 °C. Lactic acid
bacteria (LAB) were assessed on MRS Agar (Oxoid) pH 5.6, adjusted with 10% acetic
acid, after incubation at 37 ºC for 2 days under anaerobic conditions. The mesophilic
anaerobic bacteria counts were done on PCA for 48 h at 30 ± 1 °C under anaerobic
conditions. Yeasts and moulds were assessed on Rose Bengal Agar (Oxoid)
supplemented with chloramphenicol and Potato Dextrose Agar (PDA) pH 4, adjusted
with tartaric acid, after incubation at 25 ± 1 °C for 4 days.
2.5.Quality evaluation
2.5.1. Physicochemical parameters
For the determination of physicochemical parameters, a homogenate of the samples was
obtained from three fruit of each punnet using a lab blender (Moulinex, Madrid, Spain).
The TSS content of the juice was determined by a digital refractometer PZ0 RL2
(Warszawa, Poland) and the results are expressed as °Brix. TA and pH were determined
in 5 g of homogenate diluted to 50 mL with deionized water from a Milli-Q water
purification system (Millipore, Bedford, MA, USA). Analyses were conducted using a
T50 automatic titrator (Mettler Toledo, Madrid, Spain). Samples were titrated with 0.1
mol L-1 NaOH up to pH 8.1. The results were expressed as g malic acid per 100 g fresh
weight (FW).
163
IV.- Resultados
2.5.2. Firmness
Firmness was determined using a TA.XT2i Texture Analyzer (Stable Micro
Systems, Godalming, UK) connected to a computer. Ten fruit were selected randomly
from each punnet for each sample (n=5). Force was applied to produce a 2%
deformation by a 100 mm aluminium plate. The slope was determined in the linear zone
of the force-deformation curve and the results are expressed as N mm-1.
2.5.3. Sensory analysis
The sensory quality of suitable samples was evaluated by descriptive analysis
performed according to international standard methods (ISO 4121-2006, 2006), using
10 trained panelists. The sensory descriptors used were external appearance, skin
colour, flesh colour, taste, sweetness, sourness, bitterness, juiciness, firmness, and
presence of seeds. Two fruit selected at random from each sample were presented to
each panelist. During each session, two samples were presented in a randomized order
to the panelists who judged using a numbered scale (10 being the highest intensity, 0
being the lowest intensity ). In addition to this descriptive test, a panel of 15 untrained
consumers evaluated the samples for overall acceptability.
2.6.Statistical analysis
Statistical analysis of the data was carried out using SPSS for Windows, 15.0 (SPSS Inc
Chicago, IL, USA). Mean values of the interaction factor ‘batch*storage day’ for gases
within packages, weight loss, % disorder, microbial counts, physicochemical parameters
and firmness were studied by one-way analysis of variance (ANOVA). Mean values
were analysed by Tukey’s honestly significant difference (HSD) test (p≤0.05). The
relationships among the quality parameters studied were evaluated by Pearson
correlation coefficients and principal component analysis (PCA).
3. Results and discussion
3.1. Analysis of gas composition of the headspace
The composition of the atmosphere within packages depends on the type of
microperforated film used and on the interchange surface area of the packaged products
that is controlled by the number and dimensions of the perforations ((Kartal et al.,
2012). In our study, the three microperforated films caused a rapid increase of CO2 and
164
IV.- Resultados
a decrease in O2 levels in the headspace of the packaging during storage, although the
intensity of the changes was significantly different according to the type of film and
breba crop cultivar (Figures 1 A and B). The most dramatic changes were obtained in
the fruit packaged with the film M50, which showed for the ‘San Antonio’ cultivar an
increase of close to 23.4kPa for CO2 levels and a decrease of less than 2.75kPa for O2
after 21 days of cold storage. Meanwhile, the ‘San Antonio’ breba crops packaged in
M10 film presented a more moderate change, reaching levels of 19.9kPa and 5.74kPa
for CO2 and O2, respectively. In the same way, the fruit packaged with M30 film
showed intermediate changes for both gases, showing an increase of 20.3kPa for CO2
and a decrease of 5.5kPa for O2 after 21 days of cold storage. For ‘Banane’, O2 levels
throughout the cold storage were similar to those for ‘San Antonio’, while the final CO2
concentration was up to 4.5kPa lower than that for ‘San Antonio’ for the three
microperforated films assessed (Figures 1 A and B).
Studies with strawberries in polypropylene packages with different
microperforated surfaces showed analogous levels of CO2 and O2 that were dependent
on the microperforated surface. Kartal et al. (2012) observed a quick increase in CO2
levels for strawberries packaged with microperforated BOPP (90 µm BOPP with seven
holes and 90 µm BOPP with nine holes) films, with values reaching 10–18kPa in the
first weeks and 37–40kPa at the end of storage. Sanz et al. (2002) reported that
packages with microperforated areas of 1.57, 3.14, and 4.71 mm2 could be used to
preserve the quality of strawberries and that the CO2 accumulation and O2 depletion
were dependent on the microperforated surface. Responses to atmospheric modification
were also found to vary significantly among plant species and maturity stage, and
included both unwanted and beneficial changes (Beaudry 1999).
3.2.Weight loss during cold storage
Weight loss was marked in the control (C) breba crops (packaged with
macroperforated film), with mean values of 9.64 and 13.91% at the end of the cold
storage for ‘San Antonio’ and ‘Banane’, respectively (Figure 2 C). Bouzo et al. (2012)
also observed a weight loss of 19% after 21 days of cold storage in figs of the cultivar
‘Brown Turkey’, packaged with macroperforated film, while the fruit packaged in
polyethylene terephthalate (PET) without CO2 and O2 permeability and PE with
additive potassium permanganate ethylene absorbent showed the lowest weight loss,
165
IV.- Resultados
followed by MAP treatments. Batches M30 and M50 presented similar mean values of
weight loss after 21 days of cold storage, ranging between 0.12 and 0.43% for both
cultivars. For the fruit packaged with microperforated films, the lowest water vapour
transmission rate reduced drastically the moisture loss. Low O2 MA films used for
packaging other fruit such as raspberries and strawberries have shown a low
permeability for water vapour, resulting in a lower weight loss due to transpiration and
respiration ((Van der Steen et al., 2002). Therefore, the microperforated films studied
here allow the maintenance of a high RH inside the packaging and limit the weight loss
of breba fruit effectively.
3.3.Disorders and changes in the microbial parameters
In agreement with the visual quality parameters established for strawberries by
Sanz et al. (1999) and Hertog et al., (1999), a breba fruit was considered unacceptable
when one disorder, mainly fungal spoilage, was visible. Fruit packaged with
macroperforated film suffered the highest visible disorders (Figure 2 D), with values
higher than 98% of fruit with visual decay after 21 days of storage at 0 ºC for both breba
crop cultivars studied. Similar results were obtained for ‘San Antonio’ packaged with
M10 film, and the % disorder was more moderate for ‘Banane’ (46.4%). Conversely,
fruit of both cultivars packaged with M30 and M50 films did not show disorders until
14 days of cold storage, reaching levels of 9.81% and 4.52%, respectively, at the end of
storage for ‘San Antonio’. The lowest CO2 levels in M30 and M50 batches for ‘Banane’
could explain partially their high disorder values at the end of storage, (21.9 and 8.5%
for M30 and M50, respectively). Colelli et al. (1991) found that figs of the cultivar
‘Black Mission’ stored in 15 or 20% CO2-enriched atmospheres generally showed a
better overall appearance than the control fruit stored at 2ºC after 2 weeks. High levels
of CO2 and low levels of O2 have demonstrated their effectiveness in inhibiting mycelial
growth and fruit decay in different fruit (Jacxsens et al., 2001; Serradilla et al., 2013),
including figs (Crisosto and Kader, 2007; Bouzo et al., 2012).
The role of moulds and, to a lesser extent, yeasts in breba crop disorders was
evident not only by visible mycelial growth, but also by the counts of these
microbiological groups found in the batches from the fourteenth day of cold storage.
The mean mould counts for ‘San Antonio’ breba crops packaged with macroperforated
film were approximately 6 log CFU/g during the last 7 days of cold storage, whereas for
166
IV.- Resultados
the batches M30 and M50, the values during the last 7 days of cold storage were similar
to the initial values, not exceeding 2.5 log CFU/g (Figure 3). The low initial counts for
moulds and yeasts (<1 log CFU/g) and also throughout the cold storage found for
‘Banane’ with respect to ‘San Antonio’ can be explained by the high susceptibility of
the latter cultivar to decay due to its easily damaged epidermis, which could cause
injuries that favour pathogen infections. However, ‘Banane’ presented an increase in the
final mould counts for M10 and M30 batches, suggesting that a minor inhibitory effect
of these MAP for this cultivar, due to the fact that the CO2 concentration reached was
below the optimal range to reduce decay (15–20%; Crisosto et al. 2011). Similar
behaviour was observed for blueberries packaged in films with low and intermediate gas
transmission, where yeast and mould counts were low compared with the counts for
blueberries packaged in the presence of O2 (Day et al. 1990).
Mesophilic aerobic bacteria increased during cold storage but they were not
linked to the films used for breba crop packaging, reaching maximums of 4–5.4 and
5.2–6.1 log CFU/g at the end of storage for ‘Banane’ and ‘San Antonio’, respectively.
These findings are consistent with those obtained by Villanueva et al. (2005) in green
asparagus stored in BOPP film under modified atmospheres. In all cases, it has been
reported that the aerobic microorganisms on healthy raw vegetables range from a few
thousand to several million per gram (3–7 log CFU/g) (Garg et al. 1990), due to the
intense contact with various types of microorganisms during growth and postharvest
handling (Villanueva et al. 2005).
Instead, the anaerobic microbial groups studied were clearly influenced by the
increase of CO2 levels due to the films used, showing in general higher counts for the
breba crops packaged with M50 (Figure 3). This influence was more obvious in the
cultivar ‘Banane’ due to the lower initial counts. LAB counts were only detected (>1
log CFU/g) in microperforated batches during cold storage, with final mean counts of
3.3 and 4.4 log CFU/g for the M50 batches of ‘San Antonio’ and ‘Banane’,
respectively. MAP with high CO2 and low O2 levels have been associated to a less
fungal growth but also with a development of fermentative metabolites in fruit (Crisosto
et al. 2011). However, these LAB counts were not considered relevant for spoilage of
fruit such as strawberry and raspberry (Van der Steen et al. 2002). Thus, based on the
anaerobic counts found during storage, the contribution of these microorganisms to the
changes found in the physicochemical and sensory parameters of the microperforated
167
IV.- Resultados
batches may be considered limited, even after 21 days. Day et al. (1990) observed an
increase of anaerobic plate counts during the first 2 weeks for blueberries stored in low-
oxygen films, followed by a plateau where counts remained at the same level due to an
increase in CO2, which showed an inhibitory effect on anaerobic growth.
3.4.Changes in physicochemical parameters during cold storage
The initial mean values of TSS were 15.1 and 13.7 g/100g for ‘San Antonio’ and
‘Banane’ fruit, respectively (Figure 4 A). According to Tsantili (1990), who observed a
natural increase in reducing sugars during the last growth phase in ‘Tsapela’ figs, we
observed an increase of TSS that was more intense for control samples, which was also
associated with moisture loss during cold storage. Thus, after 14 days of cold storage
the control samples of ‘San Antonio’ (SC) showed a TSS value (22.53 g/100g) that was
significantly higher than that of fruit packaged in microperforated films (SM50; 18.17
g/100g). Although ‘Banane’ showed lower TSS values than ‘San Antonio’, the same
trend was observed, with the highest TSS values in control fruit BC (17.87 g/100g),
while BM50 showed the lowest values (13.93 g/100g).
In addition to moisture loss, postharvest maturity during cold storage of breba
fruit could contribute to the increase of reducing sugars in the batch packaged with
macroperforated film, which is minimized in MAP through microperforated films due
to the control of fruit respiratory rate and the delay of fruit ripening (Bouzo et al. 2012).
The effect of delayed postharvest maturity on TSS levels has also been described for
other fruit packaged different microperforated films (Clark and MacFall, 1996; Díaz-
Mula et al., 2011). These results confirm those obtained by Bouzo et al. (2012) in fresh
figs, which showed lower levels of TSS in figs packaged in MAP than the control after
7 days of cold storage.
Total acidity (TA) levels decreased in both cultivars, especially in ‘Banane’,
ranging from 1.59 to 1.14 g citric acid 100 g-1 FW in control fruit. However, ‘San
Antonio’ showed no significant decrease in TA values, ranging from 0.84 to 0.72 g
citric acid 100 g-1 FW in control fruit (Figure 4 B). These findings are in agreement with
those obtained by other authors (Tsantili, 1990; Irfan et al., 2013; Marpudi et al., 2013),
who observed a natural decrease in TA values due to the postharvest maturity process
during storage time in figs. On the other hand, the fruit packaged in microperforated
films showed a delay in the decrease of TA values. After 14 days of cold storage, TA
168
IV.- Resultados
values were 0.81 and 1.35 for SM50 and BM50, respectively. Cia et al. (2006) also
observed that persimmon fruit stored in polyolefine and low-density PE films presented
a retention of TA values due to the effect of simultaneous low O2 and high CO2 levels,
contributing to retarding the metabolism. While in strawberries, Sanz et al. (1999)
reported that microperforated packages preserved citric acid contents better than
nonperforated packages.
pH values are shown in Figure 4 C. For ‘San Antonio’ breba crop, the initial pH
value was high (6.1), denoting a more advanced ripening stage of the fruit used in
comparison with ‘Banane’ (4.51). In general, pH of ripened fig crops have been
reported as between 4 and 5 (Ayhan and Kara Cay, 2011; Crisosto et al., 2010; Bouzo et
al., 2012; Marpudi et al., 2013). pH levels in control fruit increased to 6.66 and 5.6 for
SC and BC, respectively, after 21 days of cold storage, while breba fruit packaged with
microperforated films showed levels around 6.34 and 5 for SM50 and BM50,
respectively. These results are also consistent with Kartal et al. (2012), who found that
strawberries with microperforated treatments showed lower pH levels than the control,
since a slower increase was observed. Therefore, the use of modified atmospheres
delays the decrease of TA and the increase of TSS and pH values (Akbudak and Eris
2004) and, consequently, retards ripening and senescence of the fruit.
3.5.Changes of firmness
Regarding firmness, the initial values were 1.34 and 1.82 N mm-1 for ‘San
Antonio’ and ‘Banane’, respectively. For all treatments, fruit firmness decreased
significantly during cold storage, with the most intense decrease in ‘Banane’, ranging
from 1.20 N mm-1 for the SB batch to 0.54 N mm-1 for BM50 after 21 days of storage
(Figure 4 D). The same behaviour was observed for ‘San Antonio’, where SM50
showed the highest firmness (0.48 N mm-1) at the end of the cold storage.
Moisture loss is described as the major cause of firmness change during
postharvest storage of other unpackaged fruit such as blueberry (Paniagua et al., 2013).
The firmness of the fruit packaged in microperforated films also declined, which was
associated with the CO2 levels reached during cold storage. The fruit packaged in M50
film presented firmness values higher than the other microperforated batches at the
same cold storage time (Figure 4 D), since the CO2 levels reached were within the
optimal range (15–20%) to maintain firmness (Crisosto et al. 2011). Tano et al. (2007)
169
IV.- Resultados
observed similar results in tomatoes and mushrooms with MAP and steady-state
atmospheres with 5% O2 and 9.5% CO2, and 4%O2 and 5% CO2, respectively, at 13 ºC.
Therefore, breba fruit packaged in microperforated films showed better firmness at the
end of cold storage, probably due to the reduction of the respiration and ethylene
production rate with low O2 and high CO2, which caused the retardation of fruit
softening (Cia et al., 2006; Almenar et al., 2007; Crisosto et al., 2011).
3.6.Effect of the microperforated films on sensory characteristics of breba
crops during cold storage
The initial values obtained in the sensory analysis revealed significant
differences between the cultivars. The best overall results for external appearance,
sweetness, sourness, bitterness, firmness, and seed were obtained for ‘San Antonio’,
while ‘Banane’ showed the best overall results for skin and flesh colour, taste, and
juiciness (Table 1).
In order to characterise and compare the cultivars and treatments, a PCA was
performed with the physicochemical and sensory parameters of sound fruit (Figures 4
and 5). The PCA analysis showed for both cultivars clear differences in sensory
characteristics among the samples with different cold storage times and also those
packaged with different films (Figures 4 and 5).
For ‘San Antonio’, firmness, external appearance, skin and flesh colour, flavour,
and sourness showed a positive correlation with acceptance (Table 1). The firmness and
the descriptors external appearance and skin colour were mainly explained by the first
axis (principal component 1; PC 1) of the PCA. These parameters were clearly
associated with the fresh samples (day 0 of storage). The values of these parameters
decreased during cold storage with different intensities depending on batch. In these
sense, the best behaviour (minor changes) was observed for the M50 batch, followed by
M30 and M10 (Figure 5). The second axis (principal component 2; PC 2) of the PCA
was defined by flesh colour, flavour, and sourness, which were related to the samples of
batches M50 and M30 after 7 and 14 days under cold storage conditions. On the
contrary, M30 after 17 days of cold storage and M50 after 21 days of cold storage
showed a negative correlation with acceptance, indicating fruit senescence (Figure 2).
Rosenfeld et al. (1999) described film type as the second most important cause of
170
IV.- Resultados
variation in the sensory analysis, after temperature, in blueberries. pH and juiciness
were the most important variables for describing the variation in different film types.
Regarding the cultivar ‘Banane’, only firmness and flesh colour (mainly
explained by PC1); and fruit flavour and juiciness (explained by PC2) showed
significant correlation with acceptance (Table 1; Figure 6). The same was found for
‘San Antonio’, the changes of the parameters linked to PC1 were related to the days
under cold storage of the samples, with minor intensity for those in the batches M50 and
M30. However, in contrast to ‘San Antonio’, the samples of the ‘Banane’ cultivar M50
and M30 after 21 days of cold storage showed a positive correlation with PC2, no
appearing in this case clear signs of senescence. Similar results were observed by Ayhan
and Kara Cay (2011) with fresh figs of the cultivar ‘Bursa siyahı’ stored under MAP.
The taste of the fresh figs packaged under passive MAP and active MAP received
acceptable scores at least for 15 days. In the same way, appearance was acceptable for
21 days.
4. Conclusion
It can be concluded that the use of microperforated films to create equilibrium
modified atmospheres allows the extension of cold storage and distribution time for
breba fruit, minimizing weight loss and delaying postharvest disorders that are mainly
due to fungal proliferation. Among the tested microperforated films, M50 showed the
best performance in terms of delaying fruit softening and control of postharvest decay
of breba fruit. In addition, the cultivar used also had an important impact on extension
of the postharvest life. For ‘San Antonio’ and ‘Banane’ cultivars packaged with
microperforated M50, the optimal maximum time of cold storage was 14 and 21 days,
respectively.
Acknowledgements
This work was supported by Grant RTA2010-00123-C02-02 from the Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de Ciencia e
Innovación (Spain) and FEDER. M.C. Villalobos is the beneficiary of a predoctoral
grant from the Extremadura regional government (Spain). The authors are grateful to M.
Cabrero and J. Barneto for technical assistance.
171
IV.- Resultados
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173
IV.- Resultados
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175
IV.- Resultados
Figure 1. Breba crop of ‘San Antonio’ cultivar (A) and ‘Banane’ cultivar (B).
Figure 2. Changes in % CO2 (A), % O2 (B), weight loss (C), and % disorder (D) during
cold storage for the ‘San Antonio’ and ‘Banane’ breba fruit. SSB: Statistical
significance bar using the Tukey HSD test.
Figure 3. Changes in moulds (A), yeast (B), total anaerobic bacteria (C), and LAB (D)
counts during cold storage for the ‘San Antonio’ and ‘Banane’ breba fruit . SSB:
Statistical significance bar using the Tukey HSD test.
Figure 4. Changes of total soluble solids contents (A), tiritable acidity (B), pH (C), and
firmness (D) values during cold storage for the ‘San Antonio’ and ‘Banane’ breba fruit .
SSB: Statistical significance bar using the Tukey HSD test.
Figure 5. PC1 and PC2 (27.64% and 22.66% of explained variance, respectively) of
PCA for the cultivar ‘San Antonio’. (A) Score plot showing the physicochemical
parameters and sensory attributes determined. (B) Loading plot indicating the samples
analysed by sensory tests.
Figure 6. PC1 and PC2 (23.80% and 18.40% of explained variance, respectively) of
PCA for the cultivar ‘Banane’. (A) Score plot showing the physicochemical parameters
and sensory attributes determined. (B) Loading plot indicating the samples analysed by
sensory tests.
176
IV.- Resultados
Table 1. Initial values, range during cold storage, and correlation with overall acceptability of the sensory attributes studied for San Antonio and Banane cultivars.
Sensory attributes San Antonio cultivar
Banane cultivar
Initial values1
Range1
Overall acceptability Initial values1
Range1
Overall acceptability
Mean2
SD
Min Max
Correlation3 P
Mean2
SD
Min Max
Correlation3 P
External appearance 6,59 ± 0,51 2,50 7,50 0,360 0,010 6,33 ± 0,52 3,80 8,60 0,199
Skin colour 6,01 ± 1,32 2,00 8,40 0,479 0,001 7,01 ± 0,51 3,70 8,80 0,022
Flesh colour 5,21 ± 1,25 1,80 7,70 0,517 0,000 6,42 ± 1,39 3,00 8,00 0,317 0,014
Fruit taste 4,65 ± 1,09 1,90 7,50 0,648 0,000 6,40 ± 1,07 2,50 8,00 0,497 0,000
Sweetness 4,32 ± 0,92 2,20 8,70 0,502 0,000 2,80 ± 0,30 1,00 8,00 0,157
Sourness 1,24 ± 0,80 0,20 5,50 -0,216 1,00 ± 0,37 0,00 5,50 0,098
Bitterness 1,30 ± 0,81 0,14 2,60 -0,257 0,67 ± 0,65 0,00 2,50 0,179
Juiciness 3,01 ± 1,71 1,00 9,00 0,356 0,010 6,14 ± 1,58 1,70 8,00 0,566 0,000
Firmness 5,79 ± 0,37 0,30 7,00 -0,019 4,73 ± 0,57 2,90 7,60 -0,077
Seed 5,14 ± 0,81 1,60 8,00 -0,043 3,78 ± 0,20 1,70 7,00 -0,193
110 being the highest intensity, 0 being the lowest intensity. 2means of the trained descriptive analysis panel (10 members). 3correlation with the mean of the untrained panel for overall acceptability (15 members).
177
IV.- Resultados
Figure 1
A
B
178
IV.- Resultados
0.05 Tukey HSD
SSB (± 1.90)SSB (± 2.95)
SSB (± 2.08)SSB (± 0.31)
A
DC
B
San Antonio Banane
O2
kPa
CO2
kPa
Figure 2
179
IV.- Resultados
Moulds
LABAnaer.
Yeast0.05 Tukey HSD
SSB (± 0.99)SSB (± 1.07)
SSB (± 1.04)SSB (± 0.71)
San Antonio Banane
6
5
4
3
2
1
0
Figure 3
180
IV.- Resultados
0
0.5
1
1.5
2
0 5 10 15 20 25
Firm
ness
(N m
m-1
)
Days of storage
SC SM10 SM30 SM50
BC BM10 BM30 BM50
3
3.8
4.6
5.4
6.2
7
0 5 10 15 20 25
pH
Days of storage
SC SM10 SM30 SM50
BC BM10 BM30 BM50
0.6
0.9
1.2
1.5
1.8
0 5 10 15 20 25
TA (g
citr
ic ac
id 1
00g -
1 FW
)
Days of storage
SC SM10 SM30 SM50
BC BM10 BM30 BM50
10
12.5
15
17.5
20
22.5
0 5 10 15 20 25
TSSC
(ºBr
ix)
Days of storage
SC SM10 SM30 SM50
BC BM10 BM30 BM50
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.44) SSB (± 0.34)
SSB (± 0.16) SSB (± 0.44)
A B
C D
Figure 4
181
IV.- Resultados
Figures 5
ºB
TA
pH
Firmness (N mm-1)
External appearance
Skin colour
Flesh colour
Fruit flavour
Sweetness
Sourness
Bitterness
Juiceness
Firmness
Seed
Overall Acceptability
-1
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
-1 -0,8 -0,6 -0,4 -0,2 0 0,2 0,4 0,6 0,8 1
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(22.
66 %
)
Principal component 1 (27.64 %)
M500
M300
M100C0
C7
M1007
M3007M5007
M1014
M3014
M5014
M3017
M5017
M5021
-1,5
-1
-0,5
0
0,5
1
-1,6 -1,1 -0,6 -0,1 0,4 0,9 1,4
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(22.
66 %
)
Principal component 1 (27.64 %)
San AntonioA
B
182
IV.- Resultados
Figure 6
M500M300
M100C0
C7
M1007
M3007
M5007
C14M1014
M3014
M5014
M3017
M5017
M3021
M5021
-2,5
-2
-1,5
-1
-0,5
0
0,5
1
1,5
2
-2 -1,5 -1 -0,5 0 0,5 1 1,5
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(18.
40%
)
Principal component 2 (23.80%)
Bº
TA
pH
Firmness (N mm-1)
External appearanceSkin colour
Flesh colour
Fruit flavour
Sweetness
Sourness
Bitterness
Juicesness
Firmness Seed
Overall acceptability
-1
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
-1 -0,8 -0,6 -0,4 -0,2 0 0,2 0,4 0,6 0,8 1
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(18.
40%
)
Principal component 2 (23.80%)
BananeA
B
183
184
IV.- Resultados
IV.2.2.- Preservation of Different Fig Cultivars (Ficus carica L.) under Modified
Atmosphere Packaging during Cold Storage.
Running title: Application of MAP to Maintain the Postharvest Quality of Figs
María del Carmen Villalobosa, Manuel Joaquín Serradillab, Alberto Martína*, Margarita
López Corralesc, Cristina Pereirac, María de Guía Córdobaa
aNutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. bInstituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de
Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. cCentro de Investigación Finca La Orden-Valdesequera (CICYTEX). Área de
Hortofruticultura. Gobierno de Extremadura. Autovía Madrid-Lisboa s/n, 06187
Badajoz, Spain.
Abstract
The effect of modified atmosphere packaging (MAP) on the stability of ‘Cuello
Dama Blanco’ (CDB), ‘Cuello Dama Negro’ (CDN) and ‘San Antonio’ (SA) figs
during postharvest cold storage was evaluated by using three different films with
diverse number of microperforations (ø=100 µm): M10 (16 holes), M30 (five holes)
and M50 (three holes). A macroperforated film was used as Control (five holes,
ø=9 mm). Gas composition, weight loss, percentage disorder, microbial counts and
physicochemical parameters were monitored during cold storage for 21 days.
Furthermore, sensory quality was also evaluated. MAP has allowed the extension
of cold storage and distribution time for the three different cultivars of figs,
minimizing weight losses and delaying pathological disorders related to endosepsis,
smut, and souring. Of the three cultivars, the M50 batch (one hole per 50 mm)
showed the best efficiency in terms of physicochemical quality and delay of
postharvest decay, although the M30 batch was also found to be suitable for delay
the postharvest decay especially for the CDB cultivar. MAP is a useful tool to
extend the storability with optimal quality properties for CDN and SA during 21
days of cold storage and 14–17 days of cold storage for CDB.
Keywords: figs; MAP; quality; decay; sensory analysis
185
IV.- Resultados
1. Introduction
Fig trees (Ficus carica L.) produce one or two crops per year, depending on the
cultivar. The first crop is grown from flowers that were initiated in the previous year,
and the fruit ripen at the beginning of summer. The second crop (the main one) is
produced from flowers that emerge on the current season’s shoots, and the fruit ripen in
late summer. The edible part is commonly referred to as a ‘‘fruit’’ although it is a
syconium.
Although figs are considered to be a climacteric fruit, they should be harvested
when they are almost fully ripe in order to develop the optimum flavor.1 Additionally,
there are currently no established harvest maturity indices for their commercialization,
maturity being based in practice on skin color and firmness2. The fruit harvested at the
optimal ripening stage become soft and very susceptible to bruising and splitting of the
skin.3-5 Due to their high sugar content, the growth and proliferation of microorganisms
cause a rapid deterioration, being molds the major pathological diseases of fresh figs.6
Consequently, this increase of the permeability to microorganisms and the rapid loss of
nutritional contents limit the storability and market life of fresh figs, and therefore, fig
fruit cannot be stored during the off seasons.
One of the most important factors for maintaining the quality and controlling
spoilage of fresh figs is the use of low temperatures.5,7 Additionally, as the fig fruit is
considered not to be sensitive to chilling injury,9 conditions of low temperatures from
−1 °C to 0 °C and 90–95% relative humidity (RH) are suggested for fresh fig storage.
Even so, the postharvest life is limited 7–14 days under these temperature and humidity
conditions.2
Therefore, new postharvest techniques are necessary to extend the postharvest
life of fresh figsThe use of modified atmosphere packaging (MAP), both active and
passive, for fresh fruits and vegetables decreases respiratory activity and the
consumption of respiration substrates, reduces weight loss, delays ripening and
softening, and could minimize the incidence of decay and physiological disorders such
as browning.9-12 This technology can be created by using polymeric films with different
numbers of microperforations or different gas permeability13 and is commonly used in
fresh food products with a high respiration. These microperforations can regulate the
gas exchange in the polymeric film,14., having different permeability rates for O2 and
CO2, which makes it possible to reduce the moisture loss and restrict ventilation,
186
IV.- Resultados
stabilizing an equilibrium atmosphere within the package when the film permeation
rates for O2 and CO2 through the pack balance the product’s respiration rate.15 These
changes in O2 and CO2 levels must not exceed a certain critical threshold.16
As far as we know, few reports exist on figs postharvest, especially on fresh fig
preservation using MAP. 17reported that O2 levels for fig fruit storage should be
between 5–10%, while CO2 levels should be between 15–20%. .Also 18 reported that the
shelf life of ‘Mission’ figs stored between 0 and 5ºC in atmospheres enriched with 15%
or 20% CO2. could be extended for up to to 2 or 3 weeks. CO2-enriched atmospheres
have been reported to be effective in reducing the incidence of decay caused by a
number of fungal pathogens and retaining quality characteristics of ‘Calimyrna’ and
‘Mission’ fig fruits.19 The effects of the atmosphere storage on the quality of fresh
Marva markopoulos figs harvested at its fully ripe state has also been studied.20 The
study showed that storage in 2% O2 for 29 days at both -1 ºC and 20ºC resulted in more
reduction of oxygen uptake and ethylene production compared to air at a low storage
temperature. Moreover, also6 studied the effects of CO2 enriched atmosphere and
modified atmosphere packaging of fig CV Masui Dauphine. 21studied the effects of
three types of plastic film (BOPP, perforated PVC and PP) and the stage of ripeness on
the sensory quality of cv. ‘Tiberius’ breba crop, showing the best results the fruits
packaged with BOPP film. and also22 reported that the use of MAP extended the
postharvest life of ‘San Antonio’ and ‘Banane’ breba fruit in terms of delaying
physiological senescence processes. On the other hand, these authors also described the
importance of the cultivar to determinate the extension of cold storage time. This study
concluded that the storage in CO2 enriched atmosphere inhibit ethylene production,
delay incidence of mold growth and promote ethanol production.
The objective of this research was to evaluate the physicochemical,
microbiological, and sensory changes during postharvest storage under different MAP
conditions for the ‘Cuello Dama Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ and ‘San Antonio’ fig
cultivars, to establish the optimum microperforated films for preservation of these fruit.
2. Materials and Methods
2.1. Plant Material
Samples of fig fruit (F. carica L.) were harvested at random from multiple 6-
year-old fig trees of ‘Cuello Dama Blanco’ (green fig also called ‘Kadota’), ‘Cuello
187
IV.- Resultados
Dama Negro’ (dark purple fig known as ‘Mission’) and ‘San Antonio’ (dark fig)
cultivars, from an experimental orchard at an altitude of 223 m above sea level in the
Research Center “Finca La Orden-Valdesequera” (latitude 38º 85′ 19″ N, longitude -6º
68′ 28″ W, Guadajira, Badajoz, Spain). ‘San Antonio’ cultivar was harvested
(handpicked) and packaged in mid-July, while ‘Cuello Dama Blanco’ and ‘Cuello
Dama Negro’ cultivars were harvested at the end of July. All the fruits harvested were
selected according to their firmness and skin color at the commercial ripening stage,
which was established when the fruits reached their final diameter, their skin color
changed from green to purple or light green depending on each cultivar 23 and the fruit
firmness reached values for ‘Cuello Dama Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ and ‘San
Antonio’ cultivars similar to those reported by other authors.24 All fruits were harvested
early in the morning, immediately transferred to the laboratory and stored under
refrigeration conditions (0ºC) for 24 h before packaging under MAP.
2.2. Packaging of Fig Fruit
Approximately 400 g of fruits were used for packaging fruits. For ‘Cuello Dama
Negro’ and ‘Cuello Dama Blanco’ cultivars, ten fruits were selected, while for ‘San
Antonio’ cultivar eight fruits were used due to their bigger size and weight compared to
the other varieties employed. All fruits were homogeneous in color and size and without
visual defects were selected and packaged in polyethylene (PE) punnets (26 x 16 cm,
416 cm2). The punnets were sealed with different microperforated 40-µm thick biaxially
oriented polypropylene (BOPP) films obtained from ACSA Films (Valencia, Spain)
under atmospheric conditions with permeability to O2 < 675mL m-2 day-1 and 1947 mL
m-2 day-1 to CO2. A total of 120 punnets for each cultivar were classified in 4 lots as
follows:
• Lot 1: Control batches (C). 6 punnets for each sampling day (0, 7, 14, 17, 21)
and for each cultivar (a total of 30 punnets for each cultivar) were randomly
selected and packaged with macroperforated film (BC for ‘Cuello Dama
Blanco’, NC for ‘Cuello Dama Negro’ and SC for ‘San Antonio’)with five holes
(ø=9 mm).
• Lot 2: M10 batches. 6 punnets for each sampling day (0, 7, 14, 17, 21) and for
each cultivar (a total of 30 punnets for each cultivar) were randomly selected
188
IV.- Resultados
and packaged with microperforated BOPP film (BM10 for ‘Cuello Dama
Blanco’, NM10 for ‘Cuello Dama Negro’ and SM10 for ‘San Antonio’) with
one hole per 10 mm (a total of 16 holes, ø=100 µm)
• Lot 3: M30 batches. 6 punnets for each sampling day (0, 7, 14, 17, 21) and for
each cultivar (a total of 30 punnets for each cultivar) were randomly selected
and packaged with microperforated BOPP film M30 (BM30 for ‘Cuello Dama
Blanco’, NM30 for ‘Cuello Dama Negro’ and SM30 for ‘San Antonio’) with
one hole per 30 mm (a total of five holes, ø=100 µm).
• Lot 4: M50 batches. 6 punnets for each sampling day (0, 7, 14, 17, 21) and for
each cultivar (a total of 30 punnets for each cultivar) were randomly selected
and packaged with microperforated BOPP film M50 (BM50 for ‘Cuello Dama
Blanco’, NM50 for ‘Cuello Dama Negro’ and SM50 for ‘San Antonio’) with
one hole per 50 mm (a total of three holes, ø=100 µm) .
All batches of the three cultivars were stored in a chamber at 0 ºC and 90–95%
RH in darkness. In all analyses, 6 punnets (per storage date, batch and cultivar) were
randomly selected for sampling at 0 (fresh sample), 7, 14, 17, and 21 days from
refrigerator chambers. The samples were analysed in triplicate for all determinations
2.3. Analysis of Gas Composition of the headspace and respiration rate
A Checkmate 3 headspace gas analyzer (PBI Dansensor, Denmark) was used for
monitoring the CO2 and O2 concentrations of the headspace inside the packages as well
as respiration rates. Three punnets per every sampling day and per each cultivar and
batch were used to determine the gas composition. The gas analyzer needle was inserted
through an impermeable rubber seal attached on the outside of the film and the results
were expressed as kPa O2 and kPa CO2 inside the package.
Respiration rates from the initial crops of the three cultivars were measured in
order to know the initial physiological conditions of the fruits at different temperatures.
The respiration rate was measured in three replications of 200g of each cultivar in 2-liter
respiration flask hermetically sealed with a rubber stopper. It was analyzed at two time
points: at harvest (day 0) and immediately after 24 hours under refrigeration. The gas
189
IV.- Resultados
analyzer needle was inserted through an impermeable rubber seal attached on the
outside of the flask. Respiration rate was expressed as mL C02 kg-1 h-1
2.4. Microbial Counts
Three replicates of 10 g of fig per batch and cultivar were homogenized in 90 mL
sterile 0.1% (p/v) peptone water in a Stomacher (Lab Blender, Model 4001, Seward
Medical, London, UK).
After preparation of a dilution series (1/10) in peptone water, 0.1 mL of aliquots was
plated on specific media. The mesophilic aerobic bacteria counts were done on a Plate
Count Agar (PCA, Oxoid, Unipath, Basingstoke, UK) for 48 h at 30 ± 1 °C. Total
enterobacteria (Gram-negative and cytochrome oxidase-negative) were inoculated on
Violet Red Bile Glucose Agar (VRBGA; Oxoid), and the plates were covered with a
layer of the same medium before incubation at 30 °C ± 1 °C for 24 h. Lactic acid
bacteria (LAB) were assessed on MRS Agar (Oxoid) pH 5.6, adjusted with 10 % acetic
acid, after incubation at 37 ºC for 2 days under anaerobic conditions. Yeasts and molds
were assessed on Rose Bengal Agar (Oxoid) supplemented with chloramphenicol and
Potato Dextrose Agar (PDA) pH 4, adjusted with tartaric acid, after incubation at 25 ± 1
°C for 4 days.
2.5. Disorders
The loss of the fruit quality was visually assessed. The disorders decay during
storage was measured by weighing fruits with visible damage (expressed as a
percentage of the original weight of the packaged fruit). The disorders considered were:
fruit skin damage (side cracking and ostiole-end splitting), endosepsis, fungal rot, smut,
and souring (or fermentation).
2.6. Weight Loss and Changes in Firmness
The weight of three punnets for each sampling day and lot ware recorded on the
day of harvesting and after the different sampling dates in order to calculate the weight
loss due to transpiration and respiration of the fruit during storage. Cumulative weight
losses were expressed as loss percentage of original weight and were calculated by the
following equation:
Weight loss (%) = (Wo − Wf / Wo) × 100
190
IV.- Resultados
where Wo is the initial weight of the packaged fruit (0 days) and Wf is the final weight
of the packaged fruit at each sampling day. For firmness measurement, the packages
were removed from MAP and opened. The firmness measurement was conducted after
4 hour when fruits reached a flesh temperature of 20ºC. Five fruits were selected
randomly from every replicate for each batch and cultivar for the firmness
determination. A TA.XT2i Texture Analyzer (Stable Micro Systems, Godalming, UK)
connected to a computer was used. Force was applied to produce a 6% deformation by a
100 mm aluminum plate. The slope was determined in the linear zone of the force-
deformation curve and the results are expressed as N mm-1.
2.7. Quality Evaluation
2.7.1. Physicochemical parameters
A homogenate from four figs from different punnets per batch and cultivar was
obtained by using a lab blender (Moulinex, Madrid, Spain) for the determination of
physicochemical parameters as follows:
The total soluble solid content (TSS) was determined by refractometry using a
PZ0 RL2 (Warszawa, Poland) digital refractometer at 20 ºC and the results are
expressed as °Brix.
Titratable Acidity (TA) and pH were determined in 5 g of homogenate diluted to
50 mL with deionized water from a Milli-Q water purification system (Millipore,
Bedford, MA, USA). Analyses were conducted using a T50 automatic titrator (Mettler
Toledo, Madrid, Spain). Samples were titrated with 0.1 mol L-1 NaOH up to pH 7.8.
The results are expressed as g citric acid Kg-1 fresh weight (FW).
2.7.2. Sensory analysis
For the sensorial quality determination, ten previously trained panellists were
included in a panel to evaluate suitable samples by a descriptive analysis according to
international standard methods (ISO 4121-2006, 2006).
For the sensorial analysis, two fruits from each batch were selected when the
fruits reached an flesh temperature of 20ºC. Samples were presented in a randomized
order to the panellists, who judged them using a numbered scale (from 1 to 10 points) of
sensory descriptors as follows: external appearance, skin color, flesh color, taste,
sweetness, sourness, bitterness, juiciness, firmness, and presence of seeds. On the other
191
IV.- Resultados
hand, a hedonistic test was performed by a panel of 15 untrained consumers to evaluate
the overall acceptability of the samples. These sensory analyses were carried out at each
removal throughout storage time, although the assessments stopped when the visual
decay was over 10% of fruits affected.
2.8. Statistical Analysis
Statistical analysis of the data was carried out using SPSS for Windows, 15.0 (SPSS
Inc., Chicago, IL, USA). Mean values of the samples for gases within packages, weight
loss, % disorder, microbial counts, physicochemical parameters and firmness were
studied by one-way analysis of variance (ANOVA). Mean values were analyzed by
Tukey’s honestly significant difference (HSD) test (p≤0.05). The relationships among
the quality parameters studied were evaluated by Pearson correlation coefficients and
principal component analysis (PCA).
3. Results and discussion
3.1. Changes in Headspace Gas Composition
The atmospheric evolution was registered during storage and the results are
presented in Figure 1. As can be seen, CO2 levels showed an increase in the headspace
of the packaging during cold storage. Conversely, the O2 concentration decreased in the
headspace throughout the experiment. Fig fruits from CDB cultivar packaged in M50
film, reached CO2 concentrations of 13.6 kPa, whereas O2 levels decreased to 8.7 kPa
after 21 days (Figure 1 A). Similar values were observed for figs of CDN c, attaining
levels of 11.9 kPa and 10 kPa (Figure 1 B), showing an equilibrium atmosphere before
14 days. On the other hand, SA did not achieved the equilibrium in gas concentration
until 17 days of cold storage, thus showed the most dramatic changes in the gas
concentration, displaying levels of 17.25 kPa CO2 and 4.95 kPa O2 after 21 days of cold
storage employing the film M50 (Figure 1 C). According to the respiration rates results
(Table 1), although SA showed the highest respiration rates after harvest, also presented
a respiration rate lower than the two other cultivars after 24 hours stored under
refrigeration (17.14 mL CO2 Kg-1 h-1), while the highest respiration rates at 0-2ºC were
observed for CDB and CDN cultivars (25.07 and 28.43 mL CO2 Kg-1 h-1 respectively),
what could explain that SA employed more time for reaching equilibrium. Similar
results were reported for other cultivars such as ‘Brown Turkey’25 and ‘Mission’26
192
IV.- Resultados
Therefore, the equilibrium within packages, depends not only on the number of
microperforation, but also on the respiration rate of the cultivar employed. Studies in
different breba crop cultivars 22, reported that breba crops of the cultivar ‘San Antonio’
breba crop reached equilibrium earlier than those from ‘Banane’. 30 also reported the use
of MAP to extend the shelf-life of ‘Brown Turkey’ figs due to the CO2 accumulation
after 21 days of cold storage. Similar results were reported in other fruits such as
plums,27 where the gas concentration was also dependent on the cultivar considered, and
also in strawberries 28, in which the gas composition within the packages depends on the
number of microperforations, affecting the area surface29.
3.2. Evolution of the Microbial Parameters and Disorders
The evolution of mesophilic aerobic bacteria showed rapid growth of this
microbial group at the beginning of cold storage for figs of the cultivar CDB, which
presented the lowest initial counts (Figure 2 A). Conversely, figs of the cultivar SA
presented the highest microbiological counts, reaching maximums of 5.7 - 6 log CFU g-
1 at the end of storage, although no significant differences were observed among
treatments. It has been reported that the aerobic microorganisms on healthy raw
vegetables range from a few thousand to several million per gram (3–7 log CFU g-1).31
On the other hand, CDB and CDN cultivars showed significant differences linked with
the packaging. Figs of the cultivar CDN packaged in M50 film reached higher final
counts (4.46 log CFUg-1) than the control (2.63 log CFUg-1). Thus, although storage
under a low oxygen atmosphere inhibits the growth of aerobes, the presence of
facultative anaerobic bacteria might also cause an increase in the microbial counts.32 In
fact, a similar evolution was observed for Enterobacteriaceae (Figure 2 B), with figs of
the cultivar SA showing the highest counts for this microbial group (6.29 log CFU/g).
According to the results reported for total mesophilic bacteria, no significant differences
were observed between treatments, although SA also presented the highest mean counts
for Enterobacteriaceae, reaching values of 6.29 log CFU g-1 (Figure 2 B), what could be
attributed to the easily damaged skin of this cultivar and the wide opening of the ostiole,
which is characteristic of this cultivar and that could be a potential wound mainly due to
the access of microorganisms and insects causing infections at harvest, what makes this
cultivar highly sensitive to decay.33
193
IV.- Resultados
The influence of high CO2 levels within the packages was clearly observed for
LAB, in which significant differences between treatments were observed. Counts were
only relevantly detected (>2 log CFU g-1) after 7 days of cold storage, particularly in
figs with microperforated film, with final mean counts of 5.3, 5.97 and 4.93 log CFU g-1
for the M50 batches of CDN, CDB and SA, respectively. This trend was also observed
by 34 in fresh-cut Golden Delicious apples packaged under modified atmospheres, where
the anaerobes showed high counts under low O2 conditions. Therefore, poor levels of O2
and high levels of CO2 could affect the fruit commercial viability, given the
development of these microorganisms.34 However, concerning the microbial levels
reached in our study, the growth of anaerobic microorganisms was not a determining
factor for either the microbiological quality or the physicochemical and sensory
parameters for the studied cultivars.
Regarding yeast counts, SA showed the highest counts during cold storage with
levels of 5.8 log CFU g-1 at the end of storage for Control (Figure 2 D). Additionally, in
this case, there were significant differences among treatments, particularly for CDN and
CDB (Figure 2 D), for these cultivars, the PDA plated yeast counts were lower
throughout the storage time in figs packaged with microperforated films, reaching after
21 days of cold storage levels of 2 and 3.2 log CFU g-1 in M50 films for CDN and CDB
respectively, versus counts of 3.5 and 6 log CFU g-1 in the control.
In agreement with the visual quality parameters established for fruit such as
strawberries by other authors,29, 35 a fig fruit was considered unacceptable when one
disorder, mainly fungal spoilage, was visible. Closely linked to the fungal counts,
especially moulds, the appearance of disorders was observed. The role of yeast and, to a
greater extent, moulds in the alteration of figs was more evident in the control fruit,
which were rapidly spoiled due to the great proliferation of moulds throughout the 21
days of storage. Figure 3 shows the evolution of moulds during cold storage and its
relation with the appearance of disorders. Significant different between treatments were
observed for all the cultivars studied. Figs of the cultivar CDN showed the lowest mold
counts (reaching values of 3 and 1 log CFU g-1 at the end of cold storage for the control
and M50 respectively) and in addition showed the lowest percentage of disorders. In
fact, in the M50 figs no significant disorders were detected during cold storage for this
cultivar.CDB and SA were the most sensitive cultivars to decay, showing the highest
visual disorders throughout the storage time for the control batches, reaching values of
194
IV.- Resultados
100% and 60% respectively after 21 days, although these disorders were first detected
after 7 days, even for M10 films. Conversely, SA fruit packaged with M30 and M50
films did not show disorders until after 17 days of cold storage, reaching levels of 7.4–
8.38 % and 3.1–4.9 %, respectively, at the end of storage, while CDB packaged in M30
and M50 did not show disorders until after 21 days of storage, with values of 47 % and
11.62 % respectively. These highlights were evident not only from the visible mycelial
growth, but also from the counts of these microbiological groups found in the batches.
The mean counts of moulds for the control batches in CDB were 5 log CFU g-1 during
the last 7 days of cold storage, whereas for M50 the values did not exceed 2.5 log CFU
g-1. The highest microbiological levels observed in SA could be attributed to the high
sensitivity of this cultivar to decay due to its easily damaged epidermis. In spite of that,
a greater effect of the modified atmosphere packaging was observed in SA, where 6 log
CFU g-1 was reached in the control figs at the end of cold storage, while figs packaged
in M50 film stayed near the detection limit. The highest CO2 levels in M30 and M50 for
SA could explain this result, although the CO2 concentration reached in our study was
below the optimal range described as being able to reduce decay (15–20 %).36
The inhibitory effects of high levels of CO2 and low levels of O2 in mycelial
growth and fruit decay has been reported by other authors in different fruits,2137,38
including figs.21,30,39 Similar behaviour was observed for blueberries packaged in films
with low and intermediate gas transmission, where yeast and mold counts were low
compared with the counts for blueberries packaged in the presence of O2.32
3.3. Weight Loss and Changes in Firmness during Cold Storage
Figure 4 shows the firmness (N mm-1) evolution throughout the cold storage and
its relation with weight loss. Weight losses were especially marked in the control (C)
figs (packaged with macroperforated film), with mean values of 5.81, 6.98 and 3.15 %
at the end of the cold storage for CDB, CDN and SA, respectively. The M50 batches
presented mean values of weight loss in the range 0.13–0.47 % for the three cultivars
after 21 days of cold storage. The weight loss is essentially due to respiration and water
transpiration rates and has been described as the major cause of firmness change during
postharvest storage of other fruit such as blueberry40. In figs of the cultivar ‘Brown
Turkey’, 30 reported that the lowest water vapor transmission rate was observed in those
fruits packaged with microperforated films. This packaging dramatically reduced the
195
IV.- Resultados
moisture loss, whereas figs packaged in macroperforated film showed a weight loss of
19 % after 21 days. In addition,41 did not report significant differences in weight loss for
figs of the cultivar ‘Bursa Siyahi’ packaged in three different MAP gas compositions:
air as passive MAP, 10 % O2 + 20% CO2+ 70% N2 and 70% O2 + 20% CO2 + 10% N2
as active MAP).
Fig fruit showed initial firmness values of 0.97, 1.16 and 0.89 N mm-1 for the
CDB, CDN and SA cultivars respectively and tended to decrease throughout the cold
storage time. Moreover, the three cultivars showed significant differences among
treatments. Figs of the cultivar CDB packaged in M30 film showed steady values (0.48
N mm-1), whereas CDN and SA cultivars showed higher values (0.79 and 0.44 N mm-1
respectively) than the control (0.72 and 0.37 N mm-1) at the end of storage. Figs of the
cultivar SA packaged in M50 film showed an improvement in the firmness with respect
to the control, while CDN showed better values for those figs packaged in M10 and
M30 films. Moreover, CDB reported the best firmness in C and M50 bactches without
significant differences. 24 reported that strawberries packaged in BOPP film without
microperforations had firmness values lower than fruit packaged in BOPP film with 7 or
9 holes. Also, 43 found that strawberries packaged in perforated polypropylene films had
firmness values higher than samples packaged in polypropylene.
Therefore, packaging materials with high barriers towards water vapor and
gases, such as microperforated films, establish a local environment with high relative
humidity, low O2 and high CO2 concentrations. All these factors avoid the weight loss
and slow down the respiration and transpiration rates and enable the firmness of the
fruit to be maintained.43 These microperforated films can also maintain cell wall
strength, cell–cell adhesion, cell packing and the turgor of cells with retardation of the
senescence processes, resulting in high firmness values.28, 44,
3.4. Evolution of Physicochemical Parameters during Cold Storage
The results for TSS, TA and pH are given in Table 2. In general, TSS values for
these cultivars were higher than those measured by45 probably due to the radiation
levels reached in the location of the orchard.
The three cultivars showed an increase in the TSS content throughout the cold
storage, as well as significant differences among treatments. The control batch showed
the most intense increase of TSS, reaching values of 24.37, 28.30 and 18.73 ºBrix, while
196
IV.- Resultados
fruit packaged in M50 film showed values of 21.30, 23.90, and 17.93 ºBrix for CDB,
CDN and SA respectively after 21 days of cold storage. Intermediate values were
observed for M30 and M10 films. The trend of increasing TSS has been reported by46 as
a natural consequence of the fig maturity progress. Additionally, this increase may have
been more pronounced due to the moisture loss in the control batches.30 reported that
figs of the cultivar ‘Brown Turkey’ presented TSS values that were lower in figs
packaged with MAP than the control after 7 days of storage. Similar results have also
been reported in other fruits packaged with MAP, such as peaches and nectarines.47
TA decreased during storage for all cultivars and treatments assayed. This is in
agreement with other authors,7, 46, 48 who observed this tendency in figs during the
maturity process. Moreover, figs of the cultivar CDN packaged in M30 and M50 films
showed a delay in the decrease of TA values, reaching values of 0.13 and 0.11 g citric
acid Kg-1FW respectively after 21 days of storage versus values of 0.093 g citric acid
Kg-1FW for the control. For CDB, the M10 and control batches showed TA values
slightly higher than the other treatments, although the differences were not as marked as
those obtained from figs of the cultivar CDN. On the other hand, SA did not show
significant differences among treatments, with values that ranged between 0.099 and
0.11 g citric acid Kg-1FW in the control batch. 41 in figs packaged with MAP, reported a
decrease in TA levels after 5 days of storage for all the treatments, which remained
unchanged for the rest of the storage time.
With respect to pH, the initial values ranged from 5.44 to 5.83, although
significant differences were found among treatments. Slight increases were observed
during the storage time, but these were always lower than 0.5 units and also had a
negligible effect on the sensorial and microbiology quality of the figs. 29 reported that
strawberries packaged with microperforated films preserved citric acid contents better
than nonperforated packages.
Therefore, the use of modified atmospheres delays the decrease of TA and
increases SST and pH values, although this latter to a lesser extent. This lag effect on
postharvest maturity during cold storage has been related to the effect of the MAP on
decreasing fruit metabolism, including respiration rate, leading to the maintenance of
respiration substrates and in turn to a delay of the postharvest maturity process.27
197
IV.- Resultados
3.5. Effect of the Microperforated Films on Sensory Characteristics of
Figs during Cold Storage
The sensory attributes values of the three studied cultivars and their correlation
with overall acceptability are presented in Table 3. Moreover, in order to adequately
evaluate the effect of treatment on the sensory quality of the figs during cold storage,
both correlation analysis and a PCA were performed for each cultivar during storage
time with the sensory parameters of sound batches which presented an disorder
incidence percentage lower than 10 % (Table 4). For figs of the cultivar CDN, the
attributes fruit taste and juiciness showed a positive correlation with the acceptance of
the sound batches during cold storage. CDN showed the highest values for external
appearance and skin color. In the case of figs of the cultivar CDB, the attribute clearly
linked to overall acceptability was sweetness, although this cultivar presented poor
values for most of the descriptive attributes evaluated in comparison to the other
cultivars studied. Regarding SA, the most relevant attributes (external appearance, skin
color, flesh color, fruit flavor and sweetness) showed positive correlation with the
hedonic test score. This cultivar was in general well valued for relevant descriptives
such as flesh color, fruit flavor and juiciness (Table 3). Several authors have mentioned
that off-flavors may occur when low O2 and/or high CO2 are used during storage of
fruits such as strawberries49 or fresh vegetables50. However, no off-flavors due to high
CO2 concentrations were detected during sensory assessments, probably because fruits
were left out in the air at 20ºC before sensorial analysis. 19 reported important
concentrations of compounds such as ethanol and acetaldehyde, but decreased after a
short exposure in air at room temperature.
The fruit flavor, juiciness, sweetness, external appearance, and skin color were
positively or negatively well explained by the first principal component 1 (PC 1) of the
PCA for CDN (Figure 5). Samples M30 and M50 after 14 and 17 days of storage were
linked to fruit flavor, juiciness, sweetness, and, to a lesser extent, overall acceptance. In
fact, the samples M50d14 showed the highest value for this cultivar in the acceptance
test. PC 2 was defined by the presence of seed, acidity, and bitterness for the positive
axis and external appearance and skin color for the negative axis. These last sensory
attributes were clearly associated with the initial samples. 51 reported that the
unpackaged grapes showed the worst overall acceptability compared with those
198
IV.- Resultados
packaged under MAP, most probably due to the strict relationship between mass loss
and sensorial acceptability.
For figs of the cultivar CDB, the first component of the PCA was mainly defined
by the attributes acidity, firmness and bitterness in the positive axis, whereas the
presence of seed, juiciness, and sweetness were clearly linked to the negative axis. C7
and M30d14 were located at positive values and negative values of PC1 respectively,
which was the sound batch best valued in the hedonic test. The PC2 was defined by fruit
flavor and flesh color. M50d7 and M10d7 sample were associated with these last
attributes.
Regarding figs of the cultivar SA, the attributes fruit flavor, skin and flesh color
and external appearance were explained by the PC1 together overall acceptance. The
initial samples showed the highest correlation with external appearance and skin color,
whereas sample M50d21 was mainly associated with fruit flavor and sweetness.
Conversely, the sound batches C7 showed the lowest score in the hedonic test. The use
of different types of films has been described in blueberries as the second most
important cause of variation in the sensorial analysis after temperature52. 53
demonstrated the great dependence of the product quality on the barrier properties of the
packaging system. This demonstrates the importance of creating headspace conditions
that are able to guarantee the maintenance of sensory characteristics and to delay the
degradation process.51 This is in agreement with the results obtained by41 who reported
that figs of the cultivar ‘Bursa siyahı’ packaged under MAP received acceptable and
appearance scores at least for 15 and 25 days of storage respectively.
4. Conclusions
The use of microperforated films to create modified atmospheres seems to be a
useful and feasible postharvest tool for delaying the ripening rates of figs during
storage, allowing the extension of cold storage and distribution time for the three fig
cultivars studied, minimizing weight loss and delaying disorders that are due mainly to
fungal proliferation. It has also been observed that the selection of the films’
permeability depends on the cultivar. Specifically, M50 film showed the best
performance for the CDN and SA cultivars in terms of physicochemical quality and
control of postharvest decay, enabling the cold storage to be extended to 21 days, while
for CDB, M50 and M30 films were found to be more appropriate, with an optimal
199
IV.- Resultados
maximum time of up to 14 days of cold storage. However, further studies on the
application of these microperforated films to figs are needed to confirm its applicability
to early, middle and late cultivars with higher respiratory intensities and to determine its
effectiveness in maintaining postharvest of figs.
Acknowledgments
This work was supported by Grant RTA2010-00123-C02-02 from the Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de Ciencia e
Innovación (Spain) and FEDER. M.C. Villalobos is the beneficiary of a predoctoral
grant from the Extremadura Regional Government (Spain). The authors are grateful to
M. Cabrero and J. Barneto for technical assistance.
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203
IV.- Resultados
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204
IV.- Resultados
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Figure 1. Evolution of CO2 and O2 levels (KPa) in Cuello Dama Blanco’ (A), ‘Cuello
Dama Negro’ (B) and ‘San Antonio’ (C) fig cultivars during cold storage for the
studied batches. SSB: Statistical significance bar using the Tukey HSD test
Figure 2. Evolution of mesophilic aerobic bacteria, Enterobacteriaceae, lactic acid
bacteria, and yeast during cold storage for the studied batches of the ‘Cuello Dama
Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ and ‘San Antonio’ fig cultivars. SSB: Statistical
significance bar using the Tukey HSD test
Figure 3. Moulds evolution during cold storage and its relation with the appearance of
disorders throughout cold storage and with the weight loss in the different batches of
‘Cuello Dama Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ and ‘San Antonio’ fig cultivars. SSB:
Statistical significance bar using the Tukey HSD test
Figure 4. Firmness evolution throughout cold storage and its relation with the weight
loss in the different batches of ‘Cuello Dama Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ and ‘San
Antonio’ fig cultivars. SSB: Statistical significance bar using the Tukey HSD test.
Figure 5. PC1 and PC2 of PCA for ‘Cuello Dama Blanco (A)’, ‘Cuello Dama Negro’
(B) and ‘San Antonio’ (C) fig cultivars. Loading and score plot showing the
physicochemical parameters and sensory attributes determined, indicating the samples
analyzed by sensory tests.
Cultivar Respiration rate (mL CO2 kg-1 h-1) 0-2ºC 25-30ºC
CDB 25.07 ± 1.82 101.49 ± 2.39 CDN 28.43 ± 1.60 91.44 ± 3.55 SA 17.14 ± 1.85 128.44 ± 2.49
Table 1. Mean values of respiration rates for ‘Cuello Dama Blanco’, Cuello Dama Negro’ and ‘San Antonio’ initial crops at different temperatures.
205
IV.- Resultados
CDB CDN SA
Film Day TSS (ºBrix)
TA (g Citric
Acid/100 g FW)
pH TSS (ºBrix) TA (g Citric Acid100 g-1
FW) pH TSS (ºBrix)
TA (g Citric Acid/100 g
FW) pH
C
0 20.97 0.077 5.83 21.13 0.11 5.44 17.13 0.10 5.58 7 22.373ª 0.092b 5.571a 21.672a 0.122b 5.47ª 17.934a 0.09a 5.852c
14 22.873ab 0.103c 5.531a 22.603a 0.101a 5.532ª 18.603b 0.10b 5.732b 17 23.274b 0.092b 5.571a 24.632b 0.112ab 5.622b 18.673b 0.10c 5.411a 21 24.374c 0.082ª 5.871b 28.303c 0.091a 5.622b 18.732bc 0.11d 5.792bc
M10
7 21.332ª 0.081b 5.712a 21.301a 0.101b 5.44ª 17.773a 0.09a 5.761b 14 21.802b 0.0923c 5.622a 21.401a 0.1012b 5.6023b 18.002b 0.10b 5.6912a 17 22.773c 0.071ª 5.833b 23.901b 0.091a 5.612bc 18.352c 0.10b 5.723b 21 22.903c 0.0712ª 5.831b 27.402c 0.091a 5.652c 18.702d 0.10b 5.752b
M30
7 21.202ª 0.092c 5.601a 21.732a 0.112b 5.49ab 17.302a 0.09a 5.771b 14 21.401a 0.082b 5.622a 22.032a 0.1012a 5.451ª 17.8312b 0.11b 5.651ª 17 21.732b 0.081b 5.722a 23.901b 0.112b 5.491ab 17.801b 0.11b 5.642ª 21 22.102c 0.071ª 6.062b 23.971b 0.112b 5.521b 17.901c 0.11b 5.621ª
M50
7 21.001a 0.081b 5.762ab 22.103a 0.112b 5.44ª 17.171a 0.11b 5.781b 14 21.371b 0.081b 5.723a 23.474b 0.122b 5.471ª 17.731b 0.09a 5.661a 17 21.331b 0.082b 5.692a 23.831b 0.102a 5.511ab 17.831bc 0.10ab 5.652ª 21 21.301b 0.071a 5.922b 23.901b 0.102a 5.551b 17.931c 0.10ab 5.641ª
p days *** *** *** *** + *** *** *** ***
p tr *** ** *** *** * *** *** ***
p int *** * ** *** *** * *** ***
Table 2. Mean values of Total soluble solid concentration (TSSC), Tiritable Acidity (TA) and pH during cold storage for the studied batches of ‘Cuello Dama Blanco’, Cuello Dama Negro’ and ‘San Antonio’ fig cultivars.
In each column, different number indicates that there is significant difference among treatments in every day of storage (p<0.05). In each column, different letter indicates that there is significant difference among storage days in every batch (p<0.05). 1p values: + (p<0.1); * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p days of cold storage -treaments interaction values: + (p<0.1); * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001)
206
IV.- Resultados
Sensory attributes
CDN Initial values a Range Overall acceptability
Mean b ±SD Min Max Correlation c p
External appearance 7.90 0.60 5.68 7.9 -0.016
Skin colour 8.06 1.45 6.61 8.07 -0.064
Flesh colour 5.74 1.54 4.08 6.54 0.221
Fruit taste 5.88 0.12 4.65 7.69 0.499 0.069 Sweetness 5.66 0.66 4.67 7.93 0.411
Sourness 0.76 0.84 0.69 3.18 0.132
Bitterness 0.14 0.06 0.14 2.51 0.154
Juiciness 4.48 1.02 4.21 7.45 0.537 0.048 Firmness 3.98 0.68 1.85 5.1 -0.165
Seeds 2.60 0.40 2.6 4.6 -0.126
CDB
External appearance 7.09 0.87 5.86 7.09 -0.314 Skin colour 6.72 0.26 5.88 7.22 -0.243 Flesh colour 5.05 0.96 4.39 7.18 -0.333 Fruit taste 4.63 1.02 4.10 6.48 0.303 Sweetness 4.61 1.41 3.50 6.12 0.750 0.032 Sourness 0.78 0.71 0.27 2.70 -0.203 Bitterness 0.55 0.71 0.00 3.76 -0.239 Juiciness 3.83 0.98 3.47 7.40 0.099 Firmness 4.70 0.75 2.70 4.69 -0.298
Seeds 5.13 0.97 3.33 6.83 0.251
SA External appearance 7.65 0.45 5.10 7.90 0.571 0.000
Skin colour 7.95 0.55 5.00 7.95 0.609 0.000 Flesh colour 7.50 0.50 5.00 8.13 0.678 0.000 Fruit taste 7.25 0.75 5.05 7.57 0.609 0.000 Sweetness 5.25 2.25 4.75 7.33 0.430 0.009 Sourness 0.00 0.00 0.00 1.00 -0.415 0.012 Bitterness 0.75 0.75 0.00 0.77 -0.070
Juiciness 6.80 0.80 4.25 7.13 0.249
Firmness 4.85 1.15 3.40 5.00 -0.153
Seeds 1.65 1.15 1.65 5.73 0.087
a 10 being the highest intensity, 0 being the lowest intensity.
b Means of the trained descriptive analysis panel (10 members).
c Correlation with the mean of the untrained panel for overall acceptability (15 members).
Table 3. Initial values, range during cold storage, and correlation with overall acceptability of the quality parameters studied of ‘Cuello Dama Blanco’, ‘Cuello Dama Negro’ and ‘San Antonio’ fig cultivars.
207
IV.- Resultados
Batch Days of cold storage
0 7 14 17 21 Cuello Dama
Negro
Control Cd0 Cd7 Cd14 --- ---
M10 M10d0 M10d7 M10d14 M10d17 ---
M30 M30d0 M30d7 M30d14 M30d17 M30d21
M50 M50d0 M50d7 M50d14 M50d17 M50d21
Cuello Dama Blanco
Control Cd0 Cd7 --- --- ---
M10 M10d0 M10d7 --- --- ---
M30 M30d0 M30d7 M30d14 --- ---
M50 M50d0 M50d7 M50d14 M50d17 M50d21
San Antonio
Control Cd0 Cd7 --- --- ---
M10 M10d0 M10d7 M10d14 --- ---
M30 M30d0 M30d7 M30d14 M30d17 M30d21
M50 M50d0 M50d7 M50d14 M50d17 M50d21
Table 4. Samples of different batches of the three cultivars selected for quality evaluation according to their low % disorders.
208
IV.- Resultados
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20
% G
asse
s
Days
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20
% G
asse
s
Days
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20
% G
asse
s
Days
B
A
C
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.74)
SSB (± 1.86)
SSB (± 2.24)
O2 C O2 M10 O2 M30 O2 M50
CO2 C CO2 M10 CO2 M30 CO2 M50
2
2
kPa
2
2
kPa
2
2
kPa
Figure 1
209
IV.- Resultados
C M10 M30 M50
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0.05 Tukey HSDSSB (±0.48)
SSB (± 1.30)
SSB (± 0.22)
SSB (± 0.81)
CDB CDN SA
5 10 15 20 5 10 15 20 5 10 15 20
Days
7.00
5.00
3.00
1.00
7.00
5.00
3.00
1.00
7.00
5.00
3.00
1.00
7.00
5.00
3.00
1.00
Mesophilic aerobic bacteria
Enterobacteriaceae
Lactic acid bacteria
Yeast
Log
CFU
g-1
Figure 2
210
IV.- Resultados
7.00
5.00
3.00
1.00
Log CFU g-1
molds
100
80
60
20
40
0
Dissorders(%)
CDB CDN SA
5 10 15 20 5 10 15 20 5 10 15 20
Days
SSB (± 0.26)SSB (± 1.10)
SSB (± 1.52)SSB (± 0.86)SSB (± 0.80)
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.44)
M10
M30
M50
C
Figure 3
211
IV.- Resultados
5 10 15 20 5 10 15 20 5 10 15 20
Days
1.40
1.00
0.60
0.20
Firmness(N mm-1)
7.00
5.00
3.00
1.00
Weight loss(%)
M10
M30
M50
C
C
M30
M10
M50
SSB (±0.18) SSB (± 0.33) SSB (± 0.30)0.05 Tukey HSDCDB CDN SA
Figure 4
212
IV.- Resultados
Initial batch
Cd7
Cd14
M10d7
M50d7
M10d14
M10d17
M30d14
M30d17
M30d21
M50d21M50d17
M50d21
External appearance Skin color
Flesh colorFruit flavor
Sweetness
Sourness Bitterness
JuicinessFirmness
Seeds
Overall acceptability
-1.4
-0.9
-0.4
0.1
0.6
1.1
-1 -0.5 0 0.5 1
Prin
cipa
l com
pone
nt 2
(23.
27%
)
Principal component 1 (30.50%)
SA
CDN
CDB
External appearance
Skin color
Flesh colorFruir flavorSweetness Sourness
BitternessJuiciness
FirmnessSeedsOverall
acceptability
Initial batch
Cd7
M10d7
M30d7
M50d7
M30d14
M50d14
M50d17-1
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
-1.7 -1.2 -0.7 -0.2 0.3 0.8 1.3
Prin
cipa
l com
pone
nt 2
(19.
72%
)
Principal component 1 (35.78%)
External appearance
Skin color
Flesh color
Fruit flavor
Sweetness
Sourness
Bitterness
JuicinessFirmness
Seeds
Overall acceptability
Initial batch
Cd7M10d7
M30d7
M50d7M10d14
M30d14
M30d17
M30d17
M50d14 M50d17
M50d21
-1.1
-0.6
-0.1
0.4
0.9
-1.2 -0.7 -0.2 0.3 0.8
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(20.
51%
)
Principal component 1 (36.01%)
Figure 5
213
214
IV.- Resultados
IV.2.3.- Combination of defatted soybean flour extract and modified atmosphere
packaging to preserve the quality of figs (Ficus carica L.)
María del Carmen Villalobosa, Manuel Joaquín Serradillab, Alberto Martína, Santiago
Ruiz-Moyanoa, Cristina Pereirab, María de Guía Córdobaa
aNutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Ctra. de Cáceres s/n, 06071 Badajoz, Spain. bInstituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de
Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain.
Abstract
The effect of the packaging under a passive modified atmosphere in
combination with natural antimicrobial compounds from soybean flour was
studied with the ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘Cuello Dama Negro’ (CDN) fig
cultivars during postharvest cold storage. Soybean flour extract was applied
separately to the CDN and CDB cultivars, alone or in combination with
microperforated M50 film (1/10 mm; ø=100 µm). In addition, microperforated and
macroperforated film packaging (without natural antimicrobial compounds) were
also used and served as the control. The gas composition, weight loss, percentage of
fruits with disorders, microbial counts, physicochemical parameters and sensory
quality were monitored during cold storage for 21 days. The use of these
compounds allowed for the extension of cold storage, reducing decay as well as
yeast and fungal infestation. Moreover, the combination of M50 film with natural
compounds showed good performance in terms of maintaining fig fruit quality for
both cultivars, and was a useful tool to extend storability with optimal quality
properties for the CDN cultivar as well as the CDB cultivar treated with soybean
flour extract, allowing cold storage for 21 and 14 days, respectively.
Keywords: figs, soybean flour extract, EMAP, decay control, fruit quality.
215
IV.- Resultados
1. Introduction
The fig (Ficus carica L.), a member of the Moraceae family, was among the
earliest cultivated fruit trees in the world (Solomon et al., 2006). The discovery of figs
as a nutritious and nutrient-dense food has increased consumer interest in fresh figs.
This increased demand and global markets mean that postharvest life extension is
desirable (Kong et al., 2013). Although they are climacteric fruits, they have to be
harvested when they are almost fully ripe to develop the optimum flavor; this results in
a rapid loss of quality and limits their storage period and market life (Karabulut et al.,
2009). Softening, bruising, splitting (Pantastico, 1975; Chessa, 1997; Venditti et al.,
2005) and fungal growth such as endosepsis, smut and souring (Doster, Michailides &
Morgan, 1996; Doster & Michailides, 2007; Coviello et al., 2009; Crisosto et al., 2011)
have been reported among the main diseases responsible of fig fruits decay.
Several pre and postharvest technologies are used to control decay. Fruit storage
with high CO2 and low O2 levels has been shown to be effective preserving fruit quality
and extending shelf life (Artés, Villaescusa & Tudela, 2000; Sanz, Olías & Pérez, 2002;
Kartal et al., 2012). The use of modified atmospheres (MAP), both active and passive,
has been reported for fig and breba fruits, with the optimal levels ranging from 5–10%
O2 and 15–20% CO2 for fig fruits (Crisosto & Kader, 2007). Tsantili, Paraskos &
Pontikis (2003) showed that storage of fresh figs of the ‘Marva markopoulos’ cultivar in
2% O2 for 29 days at -1ºC is more adapted for long time storage, reporting better
firmness and delaying ripening. Villalobos et al. (2014) described the use of equilibrium
modified atmosphere packaging (EMAP) in ‘San Antonio’ and ‘Banane’ breba fruit
cultivars, which allowed for the extension of cold storage and distribution time,
minimized weight loss and delayed postharvest disorders. Nevertheless, the fungicidal
effect of CO2 inside packaging also depends on the cultivar, and sometimes the
additional use of chemical compounds may be required for extending storage time
(Serrano et al., 2005; Artés-Hernández et al., 2004).
The development of pathogen resistance, the lack of new fungicides and
consumer demand for agricultural commodities without pesticide residues (Serrano et
al., 2008) have stimulated the employment of new strategies such as the use of natural
antifungal compounds. Recently, several investigations have been focused on the search
for natural substances able to act as alternative antimicrobials. The addition of natural
compounds derived from vegetable extracts as a way to increase the quality, shelf life
and safety of food products has become increasingly studied for their antibacterial and
216
IV.- Resultados
antifungal activity (Allende et al., 2008; De Azeredo et al., 2011; Lee et al., 2007;
López-Gálvez, Allende, Selma & Gil, 2009; Vandekinderen et al., 2009).Many results
have been reported on the antimicrobial properties of plant extracts containing different
classes of phenolic compounds, which represent a rich source of biocides and
preservatives (Schena et al., 2008). Certain classes of phenolic compounds, such as
hydroxybenzoic acid derivatives (Amborabé et al., 2002; Lattanzio et al., 1996; Veloz-
García et al., 2010), flavonoids and coumarins (Ojala et al., 2000; Ortuño et al., 2006),
catechin, epicatechin, proanthocyanidins, and tannins (Terry et al., 2004; Engels et al.,
2009) have been studied. The use of essential oils (Fisher & Phillips, 2008; Serrano et
al., 2005; Siroli et al., 2014; Settanni et al., 2012; Valero et al., 2006) and some plant
extracts obtained from different organic solvents (Mohamed et al., 1994; Kapoor, 1997;
Radha et al., 1999; Rana et al., 1999) have shown a interesting potential as
antimicrobial agents.
Currently, many studies have demonstrated that the use of aqueous extracts
obtained from the roots, leaves or seed of plants such as grapes or strawberries can
extend shelf life and maintain high nutritional value in treated fruits (Yang et al., 2014).
González-Gómez et al. (2014) reported that the use of aqueous extracts from orange
peel exhibited a high content of phenolic compounds, high antioxidant and
antimicrobial activity, against pathogens (in vitro experiments) and against microbial
load in apple juice, reducing indeed, juice browning. A naturally occurring compound
isolated from the flavedo tissue of “Star Ruby” grapefruit (Citrus paradisi) identified as
7-geranoxy coumarin exhibited antifungal activity against P. italicum and P. digitatum
during in vitro and in vivo tests (Agnioni et al., 1998). On the other hand, the use of
active packaging, combining MAP and natural antimicrobial compounds, has been
reported to be a good alternative to preserving the overall quality of products in terms of
maintenance of organoleptic and functional properties as well as safety (Serrano et al.,
2008). Some recent studies have shown that the use of natural antimicrobial compounds
such as eugenol, thymol or menthol in combination with MAP maintains quality and
safety in sweet cherries (Serrano et al., 2005) and table grapes (Guillén et al., 2007;
Valero et al., 2006; Valverde et al., 2005).
As far as we know, the effects of MAP packaging combined with aqueous
phenolic extracts distinct to essential oils have not been deeply studied. In addition,
soybean has been demonstrated to contain compounds as isoflavones in large amounts,
which possess antioxidant and antifungal activity (Wang & Murphy 1994) so it could be
217
IV.- Resultados
interesting the application of those compounds to preserve the fruit quality. Thus, the
aim of this work was to use the aqueous extract obtained from soybean flour in
combination with MAP to study its effects on quality and safety in two fig cultivars,
‘Cuello Dama Blanco’ and ‘Cuello Dama Negro’, during postharvest cold storage.
2. Materials and methods
2.1. Plant material
Samples of fig fruit (F. carica L.) were harvested at random from multiple six-
year-old fig trees of the ‘Cuello Dama Blanco’ (a green fig also called ‘Kadota’) and
‘Cuello Dama Negro’ (a dark purple fig also known as ‘Black Mission’) cultivars, from
an experimental orchard at an altitude of 223 m above sea level at the research center
Finca La Orden-Valdesequera (latitude 38º 85′ 19″ N, longitude -6º 68′ 28″ W,
Guadajira, Badajoz, Spain). Fruits were harvested (handpicked) early in the morning at
the commercial ripening stage according to their firmness and skin color and
immediately transferred to the laboratory under cold conditions. The soybean aqueous
extracts were obtained from a commercial distributor.
2.2. Experimental procedure
2.2.1. Extraction and preparation of soybean extracts
The phenolic compounds were extracted from soybean flour (500 g approx.)
with ethanol 80% at room temperature (20-25ºC) until exhaustion according to the
method described by Lima et al. (2005), with some modifications. The extract was
filtered and concentrated under reduced pressure. To determine the total phenolic
content of the extract, the Folin-Ciocalteu colorimetric method was used according to
Lima et al. (2005). Once the content was determined, the total phenolic concentration
was adjusted to 1000 ppm by diluting the extract with distilled water, obtaining an
aqueous extract with a pH around 4.5. This concentration of these natural antimicrobial
compounds for subsequent application to fruits was previously studied using in vitro
experiments
2.2.2. Application of extracts and packaging of fig fruit
Fresh figs homogeneous in color and size without visual defects were selected
for the study. The application of the aqueous extract was carried out by dipping both fig
cultivars for 30 s at a refrigeration temperature of 7ºC. Then, the figs were drained and
218
IV.- Resultados
dried at room temperature for 30 min. Different assays were carried out with the ‘Cuello
Dama Negro’ (NS) and ‘Cuello Dama Blanco’ (BS) cultivars.
In all cases, ten fruits (approximately 400 g) packaged in polyethylene (PE)
punnets (26 x 16 cm, 416 cm2) and sealed with microperforated 40-µm thick biaxially
oriented polypropylene (BOPP) film obtained from ACSA Films (Valencia, Spain). The
film employed was previously selected from a number of microperforated films with
different numbers of perforations (Villalobos et al., 2014). A total of 120 punnets for
each cultivar were classified in 4 lots as follows::
- Control batch (C): Figs packaged in macroperforated film with five holes (ø=9
mm)
- M50 film batch (M50): Figs packaged in film with one hole per 50 mm (a total
of three holes, ø=100 µm)
- Control + aqueous flour extract batch (C-AB): Figs packaged in
macroperforated film with five holes (ø=9 mm) and treated with aqueous flour
extract
- M50 + aqueous flour extract bath (M-AB): Figs packaged in film with one hole
per 50 mm (a total of three holes, ø=100 µm) and treated with aqueous flour
extract
All batches of the two assays were stored in a chamber at 0ºC and 90–95% RH
in darkness. Six punnets of each batch were randomly selected for sampling at 0 (fresh
sample), 7, 14, 17 and 21 days. The samples were analyzed in triplicate for all
determinations.
2.3. Analysis of the gas composition of the headspace
A Checkmate 3 headspace gas analyzer (PBI Dansensor, Denmark) was used to
monitor the CO2 and O2 concentrations of the headspace inside the packages. Three
replicates were used to determine the gas composition. A gas analyzer needle was
inserted through an impermeable rubber seal attached to the outside of the film. The
results are expressed as% O2 and% CO2 inside the package.
2.4. Microbial counts.
Three independent replicates of 10 g of fig fruit per sample were homogenized
in 90 mL of sterile 0.1% (p/v) peptone water in a Stomacher (Lab Blender, Model 4001,
219
IV.- Resultados
Seward Medical, London, UK) for 30 s in order to monitor the growth of relevant
spoilage microorganisms during cold storage of the different batches. After preparation
of a dilution series (1/10) in peptone water, 0.1 mL aliquots were plated on specific
media. Mesophilic aerobic bacteria counts were done on Plate Count Agar (PCA,
Oxoid, Unipath, Basingstoke, UK) for 48 h at 30 ± 1°C. Total enterobacteria (Gram-
negative and cytochrome oxidase-negative) were inoculated on Violet Red Bile Glucose
Agar (VRBGA; Oxoid), then the plates were covered with a layer of the same medium
before incubation at 30 ± 1°C for 24 h. Yeasts and molds were assessed on Rose Bengal
Agar (Oxoid) supplemented with chloramphenicol and Potato Dextrose Agar (PDA) pH
4, adjusted with tartaric acid, then incubated at 25 ± 1°C for 4 days.
2.5. Disorders
The disorders considered for the measurement of fruit quality were fruit skin
damage (side cracking and ostiole-end splitting), endosepsis, fungal rot, smut, and
souring (or fermentation). Disordered fruits were visually selected and measured by
weighing fruits with visible damage (expressed as a percentage of the original weight of
the packaged fruit).
2.6. Weight loss and changes in firmness
Weight loss was determined by weighting every punnet from the harvesting day
to the end of the storage period. Cumulative weight losses were expressed as the
percentage loss from the original weight and were calculated by the following equation:
Weight loss (%) = (Wo − Wf / Wo) × 100
where Wo is the initial weight of the packaged fruit (0 days) and Wf is the final weight
of the packaged fruit on each sampling day.
Firmness was determined using a TA.XT2i Texture Analyzer (Stable Micro
Systems, Godalming, UK) connected to a computer. The measurement was done
randomly selecting samples (n=5) from each punnet for the firmness determination.
Force was applied to produce a 6% deformation by a 100 mm aluminum plate. The
slope was determined in the linear zone of the force-deformation curve and the results
are expressed as N mm-1.
220
IV.- Resultados
2.7. Total soluble content, pH and acidity
Total soluble solids (TSS), pH and titratable acidity (TA) were measured for
each independent homogenate from each assay and batch, obtained from three fresh
fruits homogenized using a lab blender (Moulinex, Madrid, Spain). The TSS values
were measured by refractometry using a PZ0 RL2 (Warszawa, Poland) digital
refractometer at 20ºC and the results are expressed as the mean °Brix. TA and pH were
determined for each homogenate in 5 g aliquots diluted in 50 mL of deionized water
from a Milli-Q water purification system (Millipore, Bedford, MA). Analyses were
conducted using a T50 automatic titrator (Mettler Toledo, Madrid, Spain). Samples
were titrated with 0.1 mol L-1 NaOH up to pH 7.8. The results are expressed as g citric
acid per 100 g fresh weight.
2.8. Sensory analysis
Ten panelists previously trained with commercial samples of figs were included
in a panel to evaluate suitable samples by a descriptive analysis according to
international standard methods (ISO 4121-2006, 2006). For that, two selected fruits
from each sample were presented in a randomized order to the panelists who judged
them using a numbered scale (from 1 to 10 points). The sensory descriptors used were
external appearance, skin color, flesh color, taste, sweetness, sourness, bitterness,
juiciness, firmness, and presence of seeds. In an additional hedonic test, an untrained
panel of 15 judges evaluated the samples for overall acceptability.
2.9. Statistical analysis
Statistical analysis of the data was carried out using SPSS for Windows, 15.0 (SPSS
Inc. Chicago, IL, USA). Mean values of the interaction factor batch*storage day for
gases within packages, weight loss,% disorder, microbial counts, physicochemical
parameters and firmness were studied by one-way analysis of variance (ANOVA).
Mean values were analyzed by Tukey’s honestly significant difference (HSD) test
(p≤0.05). The relationships among the quality parameters studied were evaluated by
Pearson correlation coefficients and principal component analysis (PCA).
221
IV.- Resultados
3. Results and discussion
3.1. Changes headspace gas composition
Fig. 1 shows the evolution of the O2 and CO2 concentrations during storage. As
expected, in batches packed with M50 film, a decrease in the O2 headspace
concentration and an increase in the CO2 concentration were observed due to the
respiration of the product and film permeability, which resulted in a passive atmosphere
in the studied cultivars. Likewise, for both assays (NS and BS), differences were
observed in some samples throughout storage, with lower O2 and higher CO2 levels in
the batches treated M50 compared to untreated batches. However, the final gas
composition of these batches did not show significant differences, reaching values
around 17.5 kPa O2 and 3.5 KPa CO2 at the end of the cold storage period.
Similar behavior was reported by Sivakumar, Arrebola & Korsten (2008), who
did not find significant differences in the gas composition among litchi fruits packaged
in BOPP films and those treated with several antimicrobial agents. Also, Valero et al.
(2006) reported that the treatment of table grapes with essential oils and the subsequent
packaging did not affect the headspace gas concentration compared with non-treated
samples. Thus, the effect of extract application in the development of the internal
atmosphere inside the package seems to be minimal in comparison with the effect of fig
cultivar and the film employed (Villalobos et al. 2014).
3.2. Evolution of microbial parameters and disorders
Fig. 2 shows the evolution of mold growth during cold storage and its relation
with the appearance of disorders, since the incidence of fig decay was mainly due to
fungal growth. The appearance of disorders was evaluated in accordance with the visual
parameters established by Sanz, Pérez, Olías & Olías (1999) and Hertog et al. (1999)
for strawberries, attending mainly to visible fungal spoilage. The highest mold counts
were observed in control batches (C) for both assays, reaching levels around 3.8 log
CFU/g after 21 days. In agreement with these counts, the highest percentage of
disorders due to fungal spoilage was observed in the control batches. In fact, this batch
for the green cultivar (BS) presented 86% of figs with disorders after 21 days of cold
storage, whereas for the dark cultivar NS, the disorders value was around 54%. After 14
days of storage, the C-AB batch in the dark skin cultivar assay showed a similar
disorders percentage as the control (less than 5%), while for the green skin cultivar
assay, this batch presented a lower disorders percentage (11%) than the M50 batch
222
IV.- Resultados
(33%). The M50-AB batches showed the lowest mold counts, with final values of 1.8
and 2.1 log CFU/g for BS and NS, respectively; and the lowest disorders percentage,
with values of 29 and 0% for BS and NS, respectively, after 21 days of cold storage.
Consequently, the green cultivar was found to be more sensitive to skin
disorders and epidermis damage, such as smut or browning, compared to the dark skin
cultivar. Moreover, the single application of soybean flour extract was demonstrated to
be effective in preventing skin disorders in the green skin cultivar, although seems to
have a limited effect. The inhibitory effects of high levels of CO2 and low levels of O2
on mycelial growth have been widely reported in fruits and even figs (Bouzo, Travadelo
& Gariglio, 2012; Crisosto & Kader, 2007; Jacxsens, Devlieghere, Van der Steen, &
Debevere, 2001). Moreover, the activity of the extracts could be attributed to phenolic
compounds that are commonly reported to possess high levels of antimicrobial activity
(Lattanzio et al., 1994, 1996; Bendini et al., 2006). This is in agreement with other
authors who reported that the use of aqueous extracts from plants exhibited antifungal
activity for molds species such as Cladosporium cucumerinum (Bergeron et al., 1995),
Penicillium italicum and P. digitatum (Agnioni et al., 1998; Tripathi et al., 2002). Also
Gatto et al. (2014) reported the inhibitory activity of extracts from wild edible herbs
such as Borago officinalis, Plantago coronopus and P. lanceolata among others, against
moulds growth such as Monilia laxa, Penicillium digitatum, P. italicum, and
Aspergillus niger among other in inoculated nectarines, apricots, oranges, and table
grapes.
In the same way, the combination of both phenolic compounds and MAP has
been reported as a good option for quality and safety maintenance for table grapes
(Valero et al., 2006).
The yeast counts (Fig. 3 A) presented significant differences among the batches
in the two assays. Even though a single application of the aqueous soybean extract
produced a slight decrease in the yeast level, the combination with MAP (batches M50-
AB) led to the lowest counts throughout the storage period, highlighting the synergistic
effect between MAP and antimicrobial extracts. Thus, the yeast counts for the M50-AB
treatment in BS and NS were 3.7 and 2 log CFU/g, respectively, after 14 days of cold
storage, while the control batch reached levels of 4.6 and 3.6 log CFU/g, respectively.
The efficacy of the combination of MAP and antimicrobial compounds has been
reported previously (Skandamis & Nychas, 2001). Similar results were reported by
Valero et al. (2006) and Serrano et al. (2005) in table grapes and cherries, respectively,
223
IV.- Resultados
treated with essential oils in combination with MAP, underlining the higher efficacy of
essential oils against yeast and molds than against bacteria. Moreover, the use of
antimicrobial compounds to decrease yeast growth in minimally processed fruits is
well-documented (Siroli et al., 2014; Corbo et al., 2000; Lanciotti et al., 1999).
Stanisavljevic et al. (2009) reported tha aqueous extracts from Echinacea obtained by a
solvent extraction by ethanol showed a considerable growth inhibition on yeast such as
Candida albicans and Saccharomyces cerevisiae.
Fig. 3 B shows the evolution of mesophilic aerobic bacteria throughout the
storage period with initial counts of 5.9 and 5.0 log CFU/g for BS and NS, respectively.
In the case of NS, the counts showed a clear tendency to decrease, whereas counts were
stable for BS. Neither assay showed significant differences among treatments for these
microorganisms, with counts ranging from 5.20 (BS) and 4.0 (NS) log CFU/g after 21
days of cold storage. Changes in the aerobic microorganisms of fruits have been linked
with packaging, owing to the low oxygen atmosphere that inhibits the growth of aerobes
(Day, Skura & Powrie, 1990); however, the presence of facultative aerobic bacteria
might also cause an increase in these counts.
Regarding Enterobacteriaceae (Fig. 3 C) and coliforms (Fig. 3 D), the initial
counts were < 2 CFU/g for BS and up to 4 CFU/g for NS. No effect was observed due
to the soybean flour extract, as treated batches of both cultivars did not present relevant
differences in Enterobacteriaceae and coliform levels. For the NS assay, the counts of
these microbial groups decreased by 1-2 log CFU/g in all batches at the end of cold
storage, whereas for BS the counts increased, especially in the microperforated batches.
Facultative anaerobe growth has been reported in different fruits such as fresh-cut
apples (Soliva-Fortuny Elez-Martínez & Martín-Belloso, 2004) and blueberries (Day,
Skura & Powrie, 1990) packaged under modified atmospheres, so they present ability
to grow under low oxygen concentrations and in some cases they can even show
resistance to elevated carbon dioxide concentrations (Jay 1986). Moreover, although in
vitro experiments with aqueous antimicrobial extracts such as blueberry leaf (Yang et
al., 2014) and orange peels (González-Gómez et al., 2014) were effective by inhibiting
E. coli, S. aureus and L. innocua, authors such as Guitiérrez Barry-Ryan & Bourke
(2009) and Bagamboula, Uyttendale & Debevere (2004) have reported limited
reductions in microbial counts on lettuce treated with thyme, probably due to the
attachment of indigenous flora and the formation of biofilms on the surface of the
leaves. Yang et al. (2014) reported that the the application of chitosan enriched with
224
IV.- Resultados
aqueous phenolic extracts from blueberry leaf extract to strawberries has led to higher
antimicrobial activity against Gram-positive than Gram-negative bacteria .
3.3. Weight loss and changes on firmness during cold storage
Softening and weight loss contribute to reduced quality, and also increase
susceptibility to fungal decay. Respiration and water transpiration rates have been
described as the major causes of firmness changes during postharvest storage (Paniagua,
East, Hindmarsh & Heyes, 2013). Fig. 4 shows the evolution in firmness (N) as well as
weight loss during cold storage. The greatest weight losses were observed in all the
control batches without the application of extracts (C), reaching percentages of 6 and
11.5% for BS and NS, respectively, after 21 days of cold storage. Conversely, the C-AB
batches showed lower percentages than the C batches for the two assays carried out,
with final values of 2.85 and 7.36% for BS and NS, respectively. These results suggest a
positive effect of the phenolic compounds and other antimicrobial substances in the
extract applied, which may have prevented dehydration and, consequently, fruit weight
loss, behaving as an edible coating. Moreover, the M50 and M50-AB treatments for all
the assays showed the lowest percentages of weight loss (from 0.12 to 0.2%) without
significant differences between them, mainly due to the effect of the film on increasing
water vapor pressure (Villalobos et al. 2014). Therefore, the application of phenolic
extracts can contribute to reducing weight loss and delaying dehydration. Similar results
were found with table grapes and avocados treated with essential oils (eugenol/thymol
and menthol/thymol respectively) combined with MAP (Valeverde et al., 2005;
Sellamuthu, Mafune, Sivakumar & Soundy, 2013).
Regarding firmness, BS and NS showed initial values of 0.66 and 2 N mm-1
respectively, and tended to decrease throughout the storage period. At the end of cold
storage, the highest firmness values were observed in the M50-AB treatments for both
assays, showing values of 0.57 and 0.88 N mm-1 for BS and NS, respectively, followed
by the C-AB and M50 treatments. On the contrary, the lowest values were reached in
the control treatments, denoting faster softening during storage for these batches than
for fruits treated with phenolic compounds or packaged in M50 film. Therefore, extract
application caused a significant delay in the loss of firmness. Siroli et al., (2014)
reported that the treatment by dipping of apple in hexanal/2-(E)-hexenal and citral/2-
(E)-hexenal extracts promoted the best retention of firmness throughout 35 days of
storage. Although the mechanisms responsible for the maintenance of firmness due to
225
IV.- Resultados
phenolic compound application are still unclear, the softening process has been related
to an increase in the enzymatic activity of polygalacturonase, β-galactoxidase and pectin
methylesterase (Batisse Buret & Coulomb, 1996; Remón, Venturini, Lopez-Buesa &
Oria, 2003). It is possible that the addition of these phenolic compounds may have
reduced the action of cell-wall degrading enzymes, especially when the compounds
were added to the MAP packages (Serrano et al., 2005). Additionally, the delay in fruit
softening has been attributed to the high relative humidity generated inside MAP
packages (Kappel Toivonen, McKenzie & Stan, 2002) in combination with the
beneficial effects of phenolic extract application.
3.4. Evolution of physicochemical parameters during cold storage
The mean values of TSS, TA and pH are shown in Table 1. TSS values were
significantly different among the treatments for both assays, as well as for the storage
time. The highest TSS values were reported in the control (C) batches at the end of the
cold storage, reaching values of 28.0 and 19.4 ºBrix for NS and BS, respectively.
According to the values found for treated batches, which showed no significant changes
with respect to the control batches (C and M50), phenolic extract application did not
affect this parameter. Regarding the dark skin cultivar (NS), the lowest TSS values were
found in the M50 batch, reaching values of 24.6 ºBrix after 21 days of cold storage. On
the contrary, the green cultivar (BS) did not show significant differences at the end of
cold storage among treatments, reaching values from 18.8 to 19.4 ºBrix.
With respect to TA and pH values, the initial values in the assays studied ranged
from 0.08 to 0.11 mg citric acid/100 g and from 5.88 to 5.42, for BS and NS,
respectively. Although statistically significant differences were found among treatments
during the storage period, the limited variation in these parameters had a negligible
effect on the sensorial and microbiology quality of the figs. For TA, slight decreases
(less than 0.04 mg citric acid/100 g) were observed during the storage period, where the
pH values increased by less than 0.5 pH units. Irfan et al. (2013) and Marpudi,
Ramachandran & Srividya (2013) reported a decrease in TA and increase in TSS values
as a natural tendency of the maturation process. This tendency was more evident in the
C and CB batches, with the highest reported TSS and the lowest TA values, also
probably due to moisture loss from the macroperforated packages. Thus, MAP
packaging has been widely reported to delay the decrease in TA and the increase in SST
and pH values, affecting the maturation process in different fruits (Díaz-Mula et al.,
226
IV.- Resultados
2011; Ayhan and Kara., 2011; Sanz et al., 1999). The application in strawberries of
chitosan enriched with aqueous phenolic extracts showed slight differences among
treatment, even if the treatments generally helped to maintain the TA levels (Yang et
al., 2014). Moreover, the combination of MAP and essential oils has also been shown to
induce a slower physiological maturation in grapes (Valero et al., 2006).
3.5. Effect of the treatments on sensory characteristics of figs during cold storage
The correlation analysis and PCA were performed for each cultivar with the
sensory parameters of sound samples (lower than 10% with disorders) with the purpose
of properly evaluating the effect of treatment on the sensory quality of the figs after cold
storage. A positive correlation with overall acceptance was observed for the attributes
fruit flavor and sweetness in the NC assay, whereas for BS the attribute bitterness was
clearly liked to samples with the lowest values of acceptability (Table 2).
For the NS assay, the attributes fruit flavor and sweetness along with juiciness,
softness (in contrast to firmness) and overall acceptability were mainly explained by the
first axis (principal component 1; PC 1). High values for these parameters were
associated with the samples of batch M50-AB in the last days of cold storage (17 and 21
days; Fig. 5). On the contrary, samples of batches M50 and C-AB after 7 days of cold
storage were located on the negative axis of PC1 and showed the lowest values for the
above mentioned attributes. Moreover, the samples of batch C after 7 days of cold
storage were associated with high values for the attribute sourness, which is mainly
explained by the second axis (principal component 2; PC 2).
Regarding the BS assay, only the batches treated with soybean extract (C-AB
and M50-AB) presented sound samples after 14 days of cold storage. In this case, the
overall acceptability was not positively correlated with any of the studied descriptive
attributes. In fact, acceptability was explained by the second axis of the PCA (PC2) and
oppositely located to attributes such as sourness and bitterness. The samples of batch
M50-AB after 14 days of cold storage were had the highest values of overall
acceptance, whereas the samples of the macroperforated batches (C and C-AB) after 7
days of cold storage were located in the negative axis of PC 2, mainly related to high
values in the attributes bitterness and sourness. The first axis of the PCA explained most
of the descriptive attributes. Thus, the microperforated samples (M50 and M50-AB)
after 7 days of cold storage were associated with the highest values for external
appearance, skin color, flesh color, fruit flavor and sweetness. On the contrary, the
227
IV.- Resultados
presence of seeds was explained by the negative axis of PC1, which was related to the
samples of batch C-AB after 14 days of cold storage. This fact could be explained by
the greater loss of water from these samples with respect to the other sound samples
studied in the BS assay.
The maintenance of sensory quality has been widely related to the use of MAP
(Ayhan & Kara Cay, 2011; Costa et al., 2011) and has been described as a good
alternative for quality maintenance in fruits and vegetables (Yang et al., 2014;
Gutiérrez, Barry-Ryan & Bourke, 2009). In concordance with our result, Sellamuthu et
al. (2013) reported that MAP in combination with a natural antimicrobial extract in
avocado exhibited higher acceptance scores for taste, flavor and texture than non-treated
samples, indicating a delay in fruit ripening.
4. Conclusion
The results of this study suggest that the use of aqueous phenolic compounds in
combination with MAP allows for the extension of cold storage for figs. The application
of soybean flour showed a synergistic effect of the extract with MAP, reducing mold
and yeast levels as well as disorders mainly caused by fungal proliferation. Moreover,
this combination also contributed to maintaining the quality parameters and preserved
the overall acceptability of the two figs cultivars assayed. For the CDN cultivar (NS),
cold storage could be extended to 21 days in terms of physicochemical quality and
control of postharvest decay. Moreover, the use of soybean flour extract in combination
with M50 film for the CDB cultivar (BS) was also effective in preserving overall fruit
quality, with a maximum cold storage time of 14 days.
Acknowledgments
This work was supported by grant RTA2010-00123-C02-02 from the Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de Ciencia e
Innovación (Spain) and FEDER.
M.C. Villalobos is the beneficiary of predoctoral grant PD10140 from the
Extremadura Regional Government (Spain).
The authors are grateful to M. Cabrero and J. Barneto for technical assistance.
228
IV.- Resultados
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Fig. 1. Evolution of CO2 and O2 gases (kPa) throughout cold storage in the studied
batches: BS (CDB cultivar treated with soybean flour extract) and NS (CDN cultivar
treated with soybean flour extract). SSB: statistical significance bar using the Tukey
HSD test.
Fig. 2. Mold evolution during cold storage and its relation to the appearance of
disorders during cold storage of the studied batches: BS (CDB cultivar treated with
soybean flour extract) and NS (CDN cultivar treated with soybean flour extract). SSB:
statistical significance bar using the Tukey HSD test.
Fig. 3. Evolution of yeast (A), mesophilic aerobic bacteria (B), Enterobacteriaceae (C)
and coliforms (D) during cold storage of the studied batches: BS (CDB cultivar treated
with soybean flour extract) and NS (CDN cultivar treated with soybean flour extract).
SSB: statistical significance bar using the Tukey HSD test.
Fig. 4. Firmness evolution throughout cold storage and weight loss in the different
batches: BS (CDB cultivar treated with soybean flour extract) and NS (CDN cultivar
treated with soybean flour extract). SSB: statistical significance bar using the Tukey
HSD test.
Fig. 5. PC1 and PC2 of the PCA for BS (CDB cultivar treated with soybean flour
extract) and NS (CDN cultivar treated with soybean flour extract) figs and the score plot
showing the physicochemical parameters and sensory attributes. The loading plot
indicates the samples analyzed using sensory tests.
236
IV.- Resultados
NS BS
Film Days TSSC (ºBrix)
TA (mg citric
acid/100 g) pH TSSC
(ºBrix)
TA (mg citric
acid/100 g) pH
C 0 20.60 0.11 5.44 17.23 0.09 5.88
7 24.772a 0.121 5.45 18.8323a 0.101ab 5.871
14 27.831a 0.092 5.46 18.8023a 0.092a 5.851
17 28.501a 0.1012 5.48 19.2712a 0.092ab 5.8212 21 28.001ª 0.092 5.50 19.401a 0.0823b 5.792 C-AB 7 21.9023c 0.111 5.43 18.671a 0.091bc 5.871
14 22.872c 0.111 5.43 18.5712ab 0.091a 5.822
17 27.501a 0.1012 5.45 18.831ab 0.091ab 5.832 21 27.771a 0.1012 5.47 18.801ab 0.0812ab 5.812 M50 7 23.002bc 0.121 5.42 17.332b 0.111a 5.871
14 23.9012b 0.1112 5.44 18.5712ab 0.083ab 5.812
17 24.0012c 0.1112 5.46 18.931ab 0.092a 5.812 21 24.601c 0.092 5.47 18.971ab 0.092a 5.812 M-AB 7 20.434d 0.111 5.44 17.332b 0.082c 5.891
14 21.833d 0.1012 5.45 18.3712b 0.091a 5.901
17 24.8312bc 0.092 5.45 18.871ab 0.091ab 5.8712 21 25.631b 0.092 5.46 18.901ab 0.082b 5.812
p tr ***
*** ***
p days *** ** *** *** **
p int ***
*** ***
Table 1. Mean values of total soluble solid concentration (TSSC), titratable acidity (TA) and pH during cold storage for the studied batches: BS (CDB cultivar treated with soybean meal extract) and NS (CDN cultivar treated with soybean meal extract).
In each column, different numbers indicate that there is a significant difference between treatments on every day of storage (p>0.05).
In each column, different letters indicate that there is a significant difference between storage days in every batch (p>0.05).
237
IV.- Resultados
a 10 is the highest intensity and 0 is the lowest intensity.
b Means of the trained descriptive analysis panel (10 members).
c Correlation with the mean of the untrained panel for overall acceptability (15 members).
Sensory NS attributes Initial values Range Overall acceptability
Mean SD Min Max Correlation p External
appearance 7.55 0.66 6.66 8.39 0.24 Skin color 7.63 0.61 6.18 8.41 0.22 Flesh color 6.67 0.70 5.31 8.04 0.22
Flavor 5.96 0.94 4.23 7.63 0.64 * Sweetness 5.26 1.51 3.80 8.55 0.76 ** Sourness 1.77 0.71 0.44 3.33 -0.37
Bitterness 1.53 0.73 0.38 2.95 -0.08 Juiciness 5.36 1.16 3.39 7.97 0.42 Firmness 4.81 1.33 2.89 6.44 -0.46
Seeds 3.32 1.01 1.23 5.30 -0.25 Sensory BS attributes Initial values Range Overall acceptability
Mean SD Min Max Correlation p External
appearance 7.69 0.65 7.00 8.55 0.27 Skin color 7.20 0.78 6.51 8.17 0.36 Flesh color 7.56 0.84 6.32 8.36 -0.02
Flavor 6.79 0.57 6.07 7.46 0.61 Sweetness 7.29 0.59 6.65 7.94 0.61 Sourness 0.69 0.52 0.22 1.50 -0.93 * Bitterness 0.44 0.20 0.13 0.64 -0.41 Juiciness 6.88 0.84 6.17 7.89 0.53 Firmness 2.82 0.68 2.08 3.55 0.52
Seeds 5.30 0.91 3.79 6.19 0.04
Table 2. Initial values, range during cold storage, and correlation with overall acceptability of the studied quality parameters for BS (CDB cultivar treated with soybean meal extract) and NS (CDN cultivar treated with soybean meal extract).
238
IV.- Resultados
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20
KPa
Days
BS
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20
KPa
Days
NS
O2 C O2 M50 O2 C-AB O2 M5-AB
CO2 C CO2 M50 CO2 C-AB CO2 M5-AB
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.15)
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.60)
Figure 1
239
IV.- Resultados
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
3.5
4.0
4.5
Log
CFU
/g m
ou
lds
0 5 10 15 20
Days
0102030405060708090
0 5 10 15 20
Dis
sord
ers
(%
)
Days
NS
BS
C M50 C-AB M50-AB
C M50 C-AB M50-AB
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.03)
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.76)
Figure 2
240
IV.- Resultados
0 5 10 15 20
Days
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
0 5 10 15 20
Log
CFU
/g c
olifo
rms
Days
0 00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
Log
CFU
/g E
nte
rob
acte
riac
eae
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
0 5 10 15 20
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
0 5 10 15 20
0 5 10 15 20
Log
CFU
/g m
esop
hile
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c ba
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yea
stLo
g CF
U/g
Ent
erob
acte
riac
eae
Log
CFU
/g c
olifo
rms
C M50 C-AB M50-AB
C M50 C-AB M50-AB
NS
BS
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.55)
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.01)
0.05 Tukey HSDSSB (± 3.26)
0.05 Tukey HSDSSB (± 3.74)
A
C
D
B
Figure 3
241
IV.- Resultados
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.14)
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.13)
Figure 4
242
IV.- Resultados
Figure 5
External appearance
Skin colorFlesh color
Fruit flavorSweetness
SournessBitterness
JuicinessFirmness
Seeds
Overall acceptability
d0
Cd7
M50d7
C-ABd7
M50-ABd7
C-ABd14
M50-ABd14
-2.000
-1.500
-1.000
-0.500
0.000
0.500
1.000
1.500
2.000
-2.000 -1.500 -1.000 -0.500 0.000 0.500 1.000 1.500 2.000
Prin
cipa
l com
pone
nt 2
(79%
)
Principal component 1 (50.25%)
External appearance
Skin color
Flesh color
Fruit flavor
Sweetness
Sourness
Bitterness
Juiciness
Firmness Seeds
Overall acceptability
d0
Cd0
M50d7
C-ABd7
M50ABd7
Cd14
M50d14
C-ABd14
M50-ABd14
M50d17C-ABd17
M50-ABd17
M50-ABd21
-2.5
-2
-1.5
-1
-0.5
0
0.5
1
1.5
2
2.5
-2 -1.5 -1 -0.5 0 0.5 1 1.5 2
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(59.
26%
)
Principal components (42.49%)
NS
BS
243
244
IV:- Resultados
IV.2.4.- Nutritional characteristics and health-promoting properties of three fig
cultivars (Ficus carica L.) stored in passive modified atmosphere
María del Carmen Villalobosa, Manuel Joaquín Serradillab*, Alberto Martína, Margarita
López Corralesb, Cristina Pereirab, María de Guía Córdobaa
aNutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. bCentro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX),
Áreas de Vegetales y Hortofruticultura, Gobierno de Extremadura, Autovía Madrid-
Lisboa s/n, 06187 Badajoz, Spain
Abstract
The effects of 3 biaxially oriented polypropylene (BOPP) microperforated films of
different transmission rates (3 (M50), 5 (M30), and 16 (M10) holes; Ø = 100 µM)
on the maintenance of nutritional characteristics and health-promoting properties
of three fig cultivars were studied in comparison with macroperforated film during
cold storage. Figs from ‘San Antonio’, ‘Cuello Dama Blanco’ and ‘Cuello Dama
Negro’ were stored at 0 ºC and 90–95% RH in darkness during 21 days, sampling
at 0 (fresh sample), 7, 14, 17, and 21 days. Gas concentration in trays, skin colour,
phenolic compounds, antioxidant activity, sugars and organic acids were
measured. Results revealed that figs packaged in microperforated films, especially
M50, showed a delay of the postharvest ripening process, avoiding the senescence
of fruit, and also enhanced the health-promoting properties such as the
concentrations of cyanidin-3-O-rutinoside and quercetin-rutinoside or rutin, the
main phenolic compounds found in figs.
Keywords: figs, MAP, poliphenols, antioxidant activity, sugars, organic acids
1. Introduction
Nowadays, demand on fresh figs (Ficus carica L.) have increased greatly
because these fruits have become in important constituents of a balanced diet due to
their essential properties on human nutrition and health since are an good source of
minerals, vitamins and dietary fibre; they are fat and cholesterol-free and contain a high
number of amino acids (Stover et al., 2007; Veberic et al., 2008). Figs are also fairly
245
IV:- Resultados
rich in sugars (Vinson, 1999), predominantly fructose and glucose (Melgarejo et al.,
2003; Genna et al., 2008). Additionally, Veberic et al. (2008) have also reported that
figs include organic acids whose concentrations have a positive effect on the fruit
quality. However, in recent years, figs, as other fruit, have been the focus of numerous
studies to evaluate their properties in terms of bioactivity since figs are considered as an
excellent source of polyphenols, mainly monomers of (epi)catechin and dimers (Dueñas
et al., 2008; Pascula-Teresa et al., 2000; Russo, Caporaso, Paduano, and Sacchi, 2014;
Vallejo et al., 2012; Veberic et al., 2008; Vision, 1999).
In recent years, fruits have gained much attention because of their marked
antioxidant capacity and his relation with the prevention of cardiovascular disease and
cancer due to the presence of secondary metabolites, which provide a line of defense in
cellular response to abiotic and biotic stresses to protect cellular constituents (Cisneros-
Zevallos, 2003; Cramer et al., 2011), including carotenoids, chlorophylls, and phenolic
compounds as flavonoids (Tomás-Barberán and Espín, 2001; Kalt, 2001). The majority
of these compounds contribute to colour, taste and aroma of fresh and dried fruit. In
dark-coloured fig cultivars such as ‘Brown Turkey’ and ‘Black Mission’, skin colour
turn into dark during ripening, increasing the hue angle (h*) parameter, which has been
related to an increase of anthocyanins, mainly in skin, in figs (Crisosto et al., 2010).
Accordingly, dark-coloured fig cultivars exhibit higher polyphenol content, particularly
anthocyanins, compared with lighter-coloured fig cultivars, and subsequently higher
antioxidant activity (Solomon et al., 2006). Anthocyanins such as cyanidin-3-O-
rutinoside and other pigments in lesser extend such as cyanidin-3,5-diglucoside and
pelargonidin-3-O-rutinoside were found in flesh and skin of different fig cultivars with
diverse colour skin (black, red, yellow and green) by several authors (Puech et al., 1975;
Solomon et al., 2006; del Caro and Piga, 2008). In addition, proanthocyanidins, the
polymers of flavan-3-ols, were found in fig, which mainly contribute to astringent
flavour (Vallejo et al., 2012). On the other hand, some carotenoids have been found in
fig fruit, including lutein, cryptoxanthin, lycopene, α-carotene, and β-carotene (Su,
Rowley, Itsiopoulos, O’Dea, 2002).
In spite of the increasing consumer interest in fresh figs due to the attractive
taste and nutritive and healthy values of these fruit, their postharvest naturally life is
short (5–7 days) due to that the thin fruit skin is easily ruptured and therefore leading to
rapid loss of nutritional and functional characteristics and an increase of postharvest
246
IV:- Resultados
infections (Crisosto, Ferguson, Bremer, Stover, and Colelli, 2011). Accordingly,
postharvest techniques are necessary to extend the postharvest life of figs. Several
studies have demonstrated (Bouzo, Travadelo and Gariglio, 2012; Crisosto and Kader,
2007; Colleli et al., 1991; Tsantily et al., 2003; Villalobos et al., 2014) that with a
combination of cooler conditions and CO2-enriched atmospheres, the fruit can be stored
for up to 2–3 weeks preserving fruit quality and sensorial properties. Additionally, it has
also been reported that the content of phenolic compounds and antocyanins in fruit is
heavily dependent on preharvest conditions such as training systems, hours of sun
exposure, etc. (Veberic et al., 2005) as well as postharvest conditions such as
postharvest handling, and processing and storage (Valero and Serrano, 2010; Vallejo et
al., 2003). Fawole and Opara (2013), Ayhan and Esturk (2009), D’Aquino et al. (2010),
and Peña et al. (2013) found that the modified atmospheres packaging (MAP) delayed
the total phenolic content increase during storage of pomegranate, which might be due
to the effect of MAP (low O2 and high CO2) on delaying the postharvest ripening
process. This behavior has also been reported for sweet cherry, plum, peach and
nectarine (Di Vaio et al., 2008; Díaz-Mula et al., 2009; Serrano et al., 2009).
Conversely, some authors have also reported the accumulation of total phenols and
anthocyanins as a response by biotic and abiotic stresses, such as UV-B radiation,
pathogen attack or low temperature (Cisneros-Zevallos, 2003; Mancinelli, 1983;
Romero, Sánchez-Ballesta, Maldonado, Escribano, and Merodio, 2008; Winkel-Shirley,
2001). Peretto et al. (2014) reported that the strawberries treatment with antimicrobial
vapors caused a controlled stress that produced an increase in both total phenolic
content and antioxidant activity at the end of storage period. Moreover, Romero et al.
(2008) reported that the use of high CO2 pretreatment in preventing fungal attack in
table grape was related with the effect on the synthesis of protective phenolic
compounds. In CO2-treated grapes, antioxidant activity was higher than in non-treated
fruit. Consequently, the use of different abiotic stresses, such as cold storage and stored
in MAP have been proposed to induce accumulation of targeted phytochemicals with
health beneficial properties (Cisneros-Zevallos, 2003).
As far as we know, the effect of high CO2 concentrations and the evolution of
the nutritional and functional properties of figs stored in MAP throughout storage has
not been studied. Therefore, the aim of this work was to study the effect of different
247
IV:- Resultados
modified atmospheres by using films with three distinct numbers of microperforations
on nutritional and functional properties during 21 days of cold storage.
2. Materials and methods
2.1. Plant material
Samples of fig fruit (F. carica L.) were harvested at random from multiple 6-
year-old fig trees of ‘San Antonio’ (dark fig) cult, ‘Cuello Dama Blanco’ (green fig also
called ‘Kadota’) and ‘Cuello Dama Negro’ (dark purple fig known as ‘Black Mission’)
cultivars, from an experimental orchard at an altitude of 223 m above sea level in the
research centre Finca La Orden-Valdesequera (latitude 38º 85′ 19″ N, longitude -6º 68′
28″ W, Guadajira, Badajoz, Spain). Fruits were harvested (handpicked) at the
commercial ripening stage according to their firmness and skin colour, early in the
morning and immediately transferred to the laboratory under cold conditions. The soy
and rape aqueous extracts were obtained from meals for animal supply bought to a
commercial distributor.
2.2. Packaging of Fig Fruit
For each cultivar, ten fruits (approximately 400 g) homogeneous in colour and
size and without visual defects were selected and packaged in polyethylene (PE)
punnets (26 x 16 cm, 416 cm2) and sealed with different microperforated 40-µm thick
biaxially oriented polypropylene (BOPP) films obtained from ACSA Films (Valencia,
Spain) under atmospheric conditions. Packaging batches for each cultivar were as
follows: macroperforated film with five holes (ø=9 mm) for the control batch;
microperforated BOPP film with one hole per 10 mm (a total of 16 holes, ø=100 µm)
for M10; microperforated BOPP film with one hole per 30 mm (a total of 5 holes,
ø=100 µm) for M30; and microperforated BOPP film with one hole per 50 mm (a total
of 3 holes, ø=100 µm) for M50.
All batches of the three cultivars were stored in a chamber at 0 ºC and 90–95%
RH in darkness and six punnets of each batch were randomly selected for sampling at 0
(fresh sample), 7, 14, 17, and 21 days. The samples were analysed in triplicate for all
determinations.
248
IV:- Resultados
2.3. Analysis of Gas Composition of the Headspace
A Checkmate 3 headspace gas analyzer (PBI Dansensor, Denmark) was used for
monitoring the CO2 and O2 concentrations of the headspace inside the packages. Three
replicates were used to determine the gas composition. The gas analyzer needle was
inserted through an impermeable rubber seal attached on the outside of the film and the
results were expressed as kPa O2 and kPa CO2
2.4. Physicochemicals quality parameters
2.4.1. Colour
The skin and flesh colours of 3 fruits from each batch were measured using a
CR-400 tristimulus colourimeter (Minolta, Tokyo, Japan), with an 8 mm diameter
viewing area and using illuminant C. Chromatic analyses were conducted in accordance
with the CIE (Commission Internationale de l’Eclairage) system of 1976. Values of L*,
a* and b* were used to define a three-dimensional colour space and interpreted as
follows: L* indicates lightness, with values ranging from 0 (completely opaque or
’black’) to 100 (completely transparent or ’white’); a positive a* value indicates redness
on the hue circle (-a* = greenness) and a positive b* value indicates yellowness (-b* =
blueness) (Hutchings, 1994; Voss, 1992). The hue angle (h*), calculated as arctg
(b*/a*), expresses the colour nuance (Voss, 1992) and values are defined as follows:
red-purple: 0; yellow: 90; bluish-green: 180; blue: 270 (McGuiere, 1992). The chroma
(C*), obtained as (a*2 + b*2)1/2, is a measure of chromaticity, each datum represents the
average of 4 measures taken at equidistant points in flesh and skin of the respective
fruit.
2.5. Functional properties
2.5.1. Total phenolic (TP) content determination
Phenols were extracted from 2 g of skin and 5 g of flesh from each homogenate,
following the method described by Lima et al. (2005), and determined using the Folin-
Ciocalteu reagent in a UV-2401PC spectrophotometer (Shimadzu Scientific
Instruments, Columbia, MD, USA). Gallic acid was used as standard. Results are
expressed as mg 100 g-1 fresh weight.
249
IV:- Resultados
2.5.2. Total antioxidant activity (TAA)
Total antioxidant activity (TAA) was evaluated using two methods. The ABTS
method was quantified based on the procedure described by Cano, Hernández- Ruiz,
García-Cánovas, Acosta, and Arnao (1998) which enables determination of TAA due to
both hydrophilic (H-TAA) and lipophilic (L-TAA) compounds in the same extraction. 1
g of skin or 5 g of flesh tissues were homogenized in 5mL of 50mM phosphate buffer
pH 7.8 and 3 mL of ethyl acetate, and then centrifuged. The upper fraction was used for
L-TAA while the lower fraction for H-TAA quantification using the enzymatic system
composed of the chromophore 2,2-azino-bis-(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid)
diammonium salt (ABTS), horseradish peroxidase enzyme (HRP) and its oxidant
substrate (hydrogen peroxide).
Moreover, the TAA also was quantified by using DPPH (2,2-diphenyl-1-
picrylhydrazyl) assay according to Teixeira, Canelas, do Canto, Teixeira, Dias, (2009).
The stock solution was prepared adjusting DPPH radical to 100 µm L-1 with 100 mL of
methanol. The solution absorbance was adjusted at 0.7 ± 0.02 in 515 nm using an UV–
Vis spectrophotometer. 2.950 mL of DPPH radical were placed in a test tube and 50 µL
of the antioxidants extract previously obtained for the TP determination were added
(methanol was used as blank). The decrease in absorbance at 515 nm was measured
after 30 min.
Calibration curve was prepared using Trolox for both methods and results are
expressed as mmol Trolox 100 g-1 fresh weight.
2.5.3. Phenolic compounds determination
The identification and quantification of individual phenolics was carried out
according to Vallejo et al. (2012) slightly modified which enables determination of both
phenolics compounds and oligomeric proanthocyanidins depolymerized in the presence
of phloroglucinol (phloroglucinolysis). For the extraction of anthocyanins and phenolic
compounds, 10 g of flesh and 5 g of skin form each batch were homogenizated. Then 40
mL of extraction solution (acetone/formic acid; 95/5, v/v) were added to each of the
three replicates. Supernatants were concentrated under vacuum and filtered through a
C18 Sep-Pak cartridge (Waters Corp, Milford, MA, USA). Samples (50 µL) were
analysed on an Agilent liquid chromatograph mod. 1100 Series and DAD/FLD/ESI-MS
detectors. Separations were achieved on a C18 column (Phenomenex, 5 μm, 150 mm x
250
IV:- Resultados
4.6 mm). The mobile phase was a mixture of water-formic acid (95:5 for VWR-Merck
and 98:2 for Agilent, v/v) (A) and methanol (B). The flow rate was 1 mL/min and a
linear gradient, started with 5 % B at 5 min, 8 % B at 10 min, 13 % B at 15 min to reach
15 % B at 19 min, 40% B at 47 min, 65 % B at 64 min and 98 % B at 69 min.
The depolimerization procedure using phloroglucinol was performed with 100
mg of skin and 50 mg of flesh. The reaction started adding 1.6 ml of phloroglucinol
solution as described Vallejo et al. (2012). Samples (10 µL) were analysed by the
reversed phase on the same HPLC–ESI-MS in negative mode. The mobile phase was a
water-acetic acid (97.5:2.5 v/v) (A) and acetonitrile (B) mixture. The flow rate was 1.0
mL/min and the following gradient was applied, starting with 3% B, 9% B linear
gradient at 5 min, 16% B linear at 15 min, to reach 50% B at 45 min, followed by
washing and reconditioning the column with 3% B at 52 min up to 57 min. A
chromatogram was recorded at 280 nm.
2.5.4. Chlorophyll determination
Chlorophyll a and b contents were extracted following the method described by
Fernández-León et al. (2013) and determined using multivariate calibration by means of
Partial Least Squares (PLS) (Fernández-León, Lozano, Ayuso, Fernández-León, &
González-Gómez, 2010). The results were expressed as mg 100 g-1 of fresh weight
(FW).
2.6. Nutritional properties
2.6.1. Sugars and organic acids determination
Sugars were determined in flesh and skin by high performance liquid
chromatography (HPLC) with refractive index (RI) detector, using 1 g of homogenate
prepared from 3 fruits (Lozano et al., 2009). Glucose and fructose results are expressed
as g kg-1 fresh weight.
Organic acids were analysed with an HP 1100 liquid chromatograph (Agilent
Technologies, Palo Alto, CA, USA), using an Aminex HPX-87H 300 _ 7.8 mm column
(Bio-Rad, Hercules, CA, USA) and a UV detector set at 210 nm. Calibrations were
carried out for each acid: malic, citric and succinic acids were purchased from Sigma
Aldrich (Madrid, Spain). Results are expressed as g kg-1 fresh weight.
251
IV:- Resultados
2.7. Statistical analysis
Statistical analysis of the data was carried out using SPSS for Windows, 15.0
(SPSS Inc., Chicago, IL, USA). Mean values of the interaction factor ‘batch*storage
day’ for gases within packages, weight loss, % disorder, microbial counts,
physicochemical parameters and firmness were studied by one-way analysis of variance
(ANOVA). Mean values were analyzed by Tukey’s honestly significant difference
(HSD) test (p≤0.05).
3. Results and discussion
3.1. Effect of passive modified atmosphere on colour skin and flesh
Colour is considered as one of the most important visual attributes for the fresh
consumption in figs. The cultivar CDN exhibits black and pink colours for skin and
flesh respectively, while CDB and SA present from green to yellow-green depending on
ripening stage for skin colour and amber for flesh colour. In addition, SA also exhibits a
purple colour as Fruit skin overcolour (Pereira et al., 2015). There were significant
effects of storage time and treatments on colour parameters of fruit after 21 days of cold
storage (Tables 1 and 2). L* values declined during the storage for all cultivars and
treatments, but L* values were significantly higher in MAP samples for all cultivars in
both skin and flesh, especially films M30 and M50.
Concerning C* values, a similar evolution was found for this parameter,
decreasing from fresh samples to Control and MAP samples (Tables 1 and 2). In
general, fruits stored in microperforted films showed significantly higher values than
Control samples. Accordingly, the tone of fruit packed in MAP was remained during the
21 days of cold storage. h* values fluctuated throughout storage period, showing
different behaviour depending on cultivar. The cultivar CDN did not show differences
between at harvest and at the end of storage for this parameter in the skin. However, in
the flesh, this parameter showed a significant increase although this increase in MAP
samples was lower than Control samples. For CDB, MAP samples exhibited h* values
similar to fresh samples both in skin and in flesh after 21 days of storage (Tables 1 and
2), although MAP samples retained a green colour characteristic of freshly harvested
figs better than Control samples. With respect to the bicolour SA, h* values decreased
in the skin at the end of storage, showing a loss of green colour due to chlorophyll
degradation in Control samples. For flesh, a significant increase was observed for all
252
IV:- Resultados
treatments, being much higher in MAP samples. This effect could be attributed to the
action of that low O2 on reducing browning mediated by the inhibition of
polyphenoloxidase (PPO) (Beaudry, 2000).
These results were similar to those obtained by other authors in previous reports
(Amorós et al., 2008; Selcuk and Erkan, 2014; Valero and Serrano, 2010) who reported
that a positive effect of MAP was observed on colour preservation during cold storage
due to the delay in pigments biosynthesis and also in degradation of themselves.
3.2. Effect of passive modified atmosphere on total phenolic compounds
Different concentrations were found among cultivars, types of tissue, treatments
and storage time. Concerning cultivars, the dark variety CND contained the highest
levels of TPC, followed the bicolour variety SA and finally the green variety CDB at
haverst and also under cold storage conditions (Tables 3 and 4). These results are
consistent with those obtained by Solomon et al. (2006) and Vallejo et al. (2012) who
reported that the dark varieties showed higher TPC levels than the green varieties.
Concerning types of tissue, important differences existed between skin and
flesh, being skin tissue the major contributor to the total phenolic content (Tables 3 and
4), up to 3-26 fold higher in skin than in flesh (depending on cultivar). TPC at harvest
ranged from 180.94 mg 100g-1 FW (CDN) to 29.56 mg 100g-1 FW (CDB) in the skin,
while in the case of flesh, values at harvest varied between 7.86 mg 100g-1 (CDB) and
6.84 mg 100g-1 (CDN). These findings are in agreement with those obtained by other
authors (Solomon et al., 2006; Vallejo et al., 2012).
During cold storage, MAP effects were less clear and different behaviours were
observed among films, types of tissues and cultivars. TPC in the skin decreased in the
first 14 days followed by an increase until the end of storage for the dark cultivar CDN
and green cultivar CDB, while the bicolour cultivar SA showed a decrease after 21 days
of storage for the skin tissue. This decline of TPC during the first 14 days of storage in
our study it could be attributed to low CO2 and high O2 concentrations accumulated in
the modified atmosphere punnets that did not reduce the activity of the main enzymes
responsible of polyphenol degradation (Pourcel, Routaboul, Cheynier, Lepiniec, &
Debeaujon, 2007). Additionally, significantly higher levels were observed in M50 fruits
packed, especially for CDN in both skin and flesh and for CDB in the skin after 21 days
of storage if compared to Control samples (Tables 3 and 4), although there was no
253
IV:- Resultados
significant difference between TPC at the beginning and the end of storage. These
results are in agreement with previous reports by Lara, Camats, Comabella and Ortiz
(2015) and Serrano et al. (2006) for sweet cherry and broccoli respectively. On the
contrary however, Díaz-Mula et al. (2011a) and Selcuk and Erkan (2014) reported that
MAP combined with low temperature provided a delay in phenolics accumulation when
compared to Control. In our study, this effect was not observed clearly maybe because a
proper air composition was not reached during the first stage of storage and therefore it
only partly slowed the ripening process. As far as we know, almost no information
exists on the effect of MAP on TPC content of fig, but our results suggest that the use of
MAP to maintain the fruit quality is dependent on the respiration rate and
microperforated surface to establish quickly a low O2 and high CO2 atmosphere suitable
to delay the ripening process during storage period. Although more works are needed to
elucidate the effects of MAP packaging on the variation of TPC in figs.
3.3. Effect of passive modified atmosphere on total antioxidant activity
The antiradical efficiency of figs was measured in both hydrophilic (H-TAA)
and lipophilic (L-TAA) fractions for both skin and flesh tissues using for the ABTS
assay. In addition, the DPPH assay was also assessed. H-TAA was higher than L-TAA
in all cultivars, showing the darker fruits the highest levels of H-TAA in both skin and
flesh. However, concerning L-TAA, SA presented the highest concentration in the skin
with 6.08 mmol 100 g-1 FW at harvest, while CDB showed higher L-TAA levels with
4.47 mmol 100 g-1 FW at harvest (Table 3). On the other hand, H-TAA and L-TAA
were always higher in skin than in flesh. This first time that L-AA was measured in figs,
hence our data cannot be compared, although our results are consistent with those of
Díaz-Mula et al. (2011a) in plum.
Regarding storage period, M30 and M50 showed higher H-TAA levels than the
Control at the end of storage in both skin and flesh for all cultivars, ranging between
134.91 mmol 100 g-1 FW and 33.32 mmol 100 g-1 FW for CDN and CDB in the skin
respectively and between 51.05 mmol 100 g-1 FW and 9.22 mmol 100 g-1 FW for CDN
and SA in the flesh. Serrano et al. (2006) also reported that the losses of H-TAA were
minimized in broccoli packaged in microperforated films (Valero and Serrano, 2010).
This could be related to rapid fruit senescence when is stored in air.
254
IV:- Resultados
Concerning L-TAA, changes in L-TAA showed no clear tendency to increase or
decrease during storage, although were dependent on cultivar. Similar findings were
found in plum (Díaz-Mula et al., 2011a). By the end of storage, L-TAA in the dark
variety CND stored in M30 increased 14 % (skin) and 22 % (flesh) of the original
content. This is in contrast with the results obtained from the skin and flesh of purple
plum cultivars by Díaz-Mula et al. (2011a) who reported that L-TAA in these cultivars
decreased throughout storage period.
DPPH assay presented a similar fluctuation pattern as ABTS assay. This method
also showed differences among cultivars in both skin and flesh at harvest. The darker
fruits showed higher values in the skin while the green cultivar CDB and dark cultivar
CDN presented levels similar in the flesh at harvest (Tables 3 and 4). Obviously,
antioxidant activity by DPPH showed that was 2-3 fold higher in the skin than in the
flesh. During the storage at 0 ºC, a decrease of DPPH scavenging activity was observed
for all cultivars in both skin and flesh, except in the flesh for CDN, which maintained
similar values between at the beginning and the end of storage. By the end of storage,
significant differences were found in the skin for CDB and SA stored in M30 and M50
in comparison with Control, showing higher values than the Control.
3.4. Effect of passive modified atmosphere on anthocyanins
Anthocyanins have been identified as the main phenolic compounds in the skin
for dark cultivars (Vallejo et al., 2012). A total of 4 anthocyanins were identified using
HPLC-DAD/ESIMS, as shown in Figure 1. The primary anthocyanin for dark and
bicolour cultivars was cyanidin-3-O-rutinoside (red-purple colour), a finding consistent
with those of other authors (Dueñas et al., 2008; Russo et al., 2014; Vallejo et al., 2012).
It was detected both in skin and in pulp. The rest of anthocyanins such as cyanidin-3-O-
glucoside, pelargonidin-3-O-rutinoside and peonidin-3-O-glucoside were only identified
in the dark cultivar CDN in both skin and flesh (Figure 1). Obviously, the green cultivar
CDB no anthocyanins were detected. Additionally, skin showed higher values than flesh
for all anthocyanins identified. These findings are in agreement with Dueñas et al.
(2008) and Vallejo et al. (2012) who reported the same proportion. On the other hand,
there were significant effects of storage time and MAP application on anthocyanins.
In general, a consistent tendency to increase during cold storage was observed
for the dark cultivar CDN in both skin and flesh for all anthocyanins identified except in
255
IV:- Resultados
the flesh for cyanidin-3-O-glucoside. Nevertheless, the bicolour cultivar SA showed a
general trend of a decrease both in skin and in flesh for the cyanidin-3-O-rutinoside
(Figure 2). The concentration of cyanidin-3-O-rutinoside in the dark cultivar CDN
ranged from 23.36 mg 100 g-1 FW (at harvest) to 187.61 mg 100 g-1 FW (at the end of
storage) in the skin, while in the flesh the concentration varied from 8.15 (at harvest)
mg 100 g-1 FW to 26.82 (at the end of storage) mg 100 g-1 FW.
Cyanidin-3-O-rutinoside levels reached in this cultivar were was slightly higher
than those described by Vallejo et al. (2012) for dark cultivars. By contrast, the bicolour
cultivar SA showed a different pattern for this anthocyanin in both skin and flesh,
showing a decrease throughout storage, although fruits packed with microperforated
films showed higher values than the Control at end of storage in the skin (Figure 2),
where pigments are usually concentrated.
The rest of anthocyanins identified showed a general trend of an increase in
fruits stored in microperforted films, specially M50, showing significant differences
throughout storage period when compared to Control samples. Nevertheless, cyanidin-
3-O-glucoside levels presented a decrease pattern in the flesh. It is already known that
anthocyanin synthesis continues after harvesting and also in low-temperature storage
due mainly to the advance of ripening process, but with a much lower rate than ripening
on the tree (Kalt, Forney, Martin, Prior, 1999; Valero and Serrano, 2010). These
findings are consistent with those obtained from sweet cherries, blackberries and
pomegranates (Lara et al., 2015; Selcuk and Erkan, 2014; Veazie and Collins, 2002).
Conversely, many studies have been reported that MAP packaging delay or inhibit
postharvest increase of anthocyanin concentrations in different fruit (Díaz-Mula et al.,
2011a; Remón, Ferrer, López-Buesa, Oria, 2004) since low O2 and CO2 concentrations
have a effect on the delay in phenylalanine ammonia lyase (PAL) and other key
enzymes in the biosynthesis pathway of phenolic compounds (Desjardins, 2008).
However, it has been reported that PAL activity as well as PAL mRNA levels are
dependent on environmental conditions such as UV irradiation, mechanical wounding,
low temperatures, and light (Romero et al., 2008). In addition, Cisneros-Zevallos (2003)
and Caldwell, Britz, and Mirecki (2005) also reported that different postharvest abiotic
stresses, as atmospheres with reduced O2 and/or elevated CO2, induced the
accumulation of phytochemicals (e.g., phenolics) with potential health-promoting
benefits. On the other hand, several studies on carrots have reported that the storage
256
IV:- Resultados
atmosphere is crucial for the regulation of the de novo biosynthesis of phenolic
compounds Alasavar et al. (2005) and Simões et al. (2011). Accordingly, the increase of
anthocyanin content and TPC would explain the increase of antioxidant activity showed
by dark fruits packed with M50 during cold storage, so that the evolution during storage
was similar.
3.5. Effect of passive modified atmosphere on chlorophylls
The content of chlorophyll a and b was determined for CDB and SA cultivars
(Figure 3). Differences between cultivars were observed. The bicolour cultivar SA
showed a content of chlorophyll a higher than the green cultivar CDB. By contrast,
CDB presented higher amounts of chlorophyll b than SA. In general, our results are in
agreement with the ratio 3:1 (a/b) described for these pigments (Chen and Chen, 1993)
since the concentration of chlorophyll a was higher than b for both cultivars.
Concerning storage period, different behaviour was observed for each cultivar.
In the case of SA, fruits packaged in microperforated films, remained without
significant changes to those obtained in the fresh samples for the chlorophyll a.
Conversely, the content of chlorophyll a in Control samples decreased throughout
storage, showing a loss of green colour due to chlorophyll degradation. Similar finding
were reported by Fernández-León et al. (2013) and Serrano et al. (2006) in broccoli. On
the other hand, the green cultivar CDB presented a different pattern to SA in both
chlorophylls. A decrease was observed for all treatments (Figure 3), ranging from 2.68
mg 100 g-1 FW (at harvest) to 1.08 mg 100 g-1 FW (M30 after 21 storage days) for
chlorophyll a and from 0.51 mg 100 g-1 FW (at harvest) to 0.24 mg 100 g-1 FW (M30
after 21 storage days) for chlorophyll b. This decline of chlorophyll content was related
to the yellowing process presented by this cultivar throughout cold storage for all
treatments, fruits turned into yellow-green skin colour at the end of storage. These
results are also consistent with those of Fernández-León et al. (2013) and Serrano et al.
(2006) in broccoli.
3.6. Effect of passive modified atmosphere on phenolic compounds
The influence of cultivar, types of tissue, and storage conditions on the
concentrations of phenolic compounds is summarized in Tables 5 and 6, where these
257
IV:- Resultados
compounds have been arranged according to their chemical structure, as flavonols,
phenolic acids, and flavan-3-ols.
Regarding flavonols, the most abundant was quercetin-rutinoside or rutin, which
showed an overall increase in its concentration throughout storage, except in Control
samples for the bicolour cultivar SA. This can be due to induction of the synthesis of
phenolic compounds, or also called “environmental compounds” according to Vallejo et
al. (2012), in direct response to stressful conditions as high CO2 concentrations
(Cisneros-Zevallos, 2003; Caldwell et al., 2005). In addition, the dark cultivar CDN
showed the highest concentrations of quercetin-rutinoside, while in the skin was
observed higher levels than in the flesh for all cultivars and treatments. These findings
are consistent with those obtained by Piga et al. (2008) and Oliveira et al. (2009) who
have also reported that skin showed higher concentrations than flesh. During cold
storage, fruits stored in microperforated films showed higher concentrations than the
Control for all cultivars, while a similar pattern was observed in the flesh (Table 6).
This phenolic compound has an important antioxidant property and moreover is easily
taken up by the human body in the form of glycosides (Veberic et al., 2008). In
addition, quercetin-rutinoside, likely along with antocyanins, seems to have a great
influence on TPC in figs (Veberic et al., 2008). Other flavanol identified was
quercetine-acetoglocoside that showed no significant differences throughout the storage
at 0 ºC among treatments and types of tissue for both CDN and CDB. Nevertheless, the
bicolour SA presented significant differences between micropeforted films and Control
in the skin during storage.
Concerning phenolic acids, chlorogenic acid was the only hydroxycinnamic acid
identified both in skin and in flesh for all cultivars. The results obtained in fresh
samples were comparable to those obtained by Veberic et al. (2008). In general, there
were some significant differences and a clear tendency to greater values with increasing
storage time, showing M30 and M50 the highest values for CDN and CDB cultivars at
the end of storage. Other phenolic acid identified as hydroxybenzoic acid was elagic
acid. There was no significant differences among storage time, types of tissue and
treatments.
A total of 2 flavan-3-ols were identified (Tables 5 and 6), (-)-epicatechin and
(+)-catechin. A general trend of a significant increase in both constituents was observed
in the skin and in the flesh for CDN and CDB. Therefore, microperforated films helped
258
IV:- Resultados
enhancing the levels of constituents that are considered as a very important group of
compounds in the Mediterranean diet (Veberic et al., 2008). By contrast, the bicolour
cultivar SA both in skin and in flesh the content of both compounds decreased during
cold storage. However, this cultivar showed higher (-)-epicatechin and (+)-catechin
concentrations than CDN and CDB. In general, our results are agreement with those
obtained by Veberic et al. (2008) who reported that figs contain more (+)-catechin than
(-)-epicatechin. Additionally, the amount of (+)-catechin and (-)-epicatechin found in
fresh, Control and MAP fig samples was higher than those described by Vallejo et al.
(2012) and Veberic et al. (2008).
3.7. Effect of passive modified atmosphere on sugars and organic acids
The contents of fructose and glucose in the skin and in the flesh for each cultivar
are shown in Figures 4 and 5. Glucose was identified as the main sugar in the skin for
all cultivars throughout cold storage, while in the flesh was observed a similar pattern
although the green cultivar CDB showed glucose and fructose levels very similar. In
general, Control samples showed a tendency to increase during storage time for all
cultivars in both types of tissue. Nevertheless, this increase was delayed in figs stored in
M30 and M50, showing a positive effect on delaying the development of the
postharvest ripening process. These results are in agreement in part with those obtained
from loquat fruit by Amorós et al. (2008).
With respect to organic acids, the content of acids organic was also
characterized by cultivar and type of tissue and the effect of the influence of storage was
also studied (Figures 6 and 7). The main organic acids were citric, malic, and succinic
acids. The highest amounts were exhibited by malic acid, and in turn, responsible for its
total acidity, followed by succinic and citric in a very small amount for all cultivars in
both skin and flesh with the exception of CDB and SA that presented higher citric acid
levels than succinic acid in the skin (Figure 6). Differences existed at harvest among
cultivars and types of tissue. The dark cultivar CDN showed the highest values (10.50 g
kg-1) for malic acid in the flesh, while the bicolour cultivar SA was characterized by the
highest values of malic acid found in the skin. For all cultivars, organic acids decreased,
with the exception of the citric acid values in the skin for CDB and SA, during storage
with malic acid losses in Control samples being 31.38 % for CDB, 60.57 % for CDN
and 62.62 % for CDB in the flesh at the end of the experiment (Figure 7). In general, the
259
IV:- Resultados
loss of organic acids was delayed by the use of MAP, with slightly higher retention in
those figs packed in films M30 and M50 than in film M10. These findings were in
accordance with those obtained from other fruit such as nectarine, peach loquat, and
plum by Akbudak and Eris (2004), Amorós et al. (2008), and Díaz-Mula et al. (2011b)
respectively, who reported about a delay in fruit metabolism due mainly to an effect of
MAP on the maintenance of respiration substrates and therefore, in turn, on delaying the
postharvest ripening process.
4. Conclusions
The storage of figs in different microperforated films, especially M50, was more
effective than Control in maintaining skin colour and nutricional quality. Additionally,
figs packaged in M50, mainly in CDN, increased the content of phenolic compounds,
especially cyanidin-3-O-rutinoside and quercetin-rutinoside, in response to postharvest
abiotic stresses, such as low temperature and high CO2 concentrations. Finally, these
results confirmed that fruit skin showed higher polyphenols content than flesh.
However, further studies on the effect of these microperforated films on phenolic
compound content in figs are needed to confirm these results.
Acknowledgments
This work was supported by Grant RTA2010-00123-C02-02 from the Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de Ciencia e
Innovación (Spain) and FEDER. M.C. Villalobos is the beneficiary of a predoctoral
grant from the Extremadura Regional Government (Spain). The authors are grateful to
M. Cabrero and J. Barneto for technical assistance.
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266
IV:- Resultados
Winkel-Shirley, B. (2001). Flavonoid biosynthesis. A colourfull model for genetics,
biochemistry, cell biology, and biotechnology. Plant Physiology, 126, 485-493.
Figure 1. Evolution of anthocyanins both in skin and flesh in ‘Cuello Dama Negro’ fig
cultivar during cold storage for the studied batches. SSB: Statistical significance bar
using the Tukey HSD test.
Figure 2. Evolution of anthocyanins both in skin and flesh in ‘San Antonio’ fig cultivar
during cold storage for the studied batches. SSB: Statistical significance bar using the
Tukey HSD test.
Figure 3. Chlorophyll pigments changes in skin for ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and
‘San Antonio’ (SA) fig cultivars during cold storage under MAP conditions. Data are
the mean (n=3). SSB: Statistical significance bar using the Tukey HSD test.
Figure 4. Fructose and glucose changes in skin during storage of different fig cultivars,
‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA),
under MAP conditions. Data are the mean (n=3). SSB: Statistical significance bar using
the Tukey HSD test.
Figure 5. Fructose and glucose changes in flesh during storage of different fig cultivars,
‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA),
under MAP conditions. Data are the mean (n=3). SSB: Statistical significance bar using
the Tukey HSD test.
Figure 6. Organic acids changes in skin during storage of different fig cultivars, ‘Cuello
Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA), under
MAP conditions. Data are the mean (n=3). SSB: Statistical significance bar using the
Tukey HSD test.
Figure 7. Organic acids changes in flesh during storage of different fig cultivars, ‘Cuello
Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA), under
MAP conditions. Data are the mean (n=3). SSB: Statistical significance bar using the
Tukey HSD test.
267
IV:- Resultados
Table 1. Mean values (n=3) of skin colour parameters (L*, C*, and h*) during cold storage for the studied batches of ‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA) fig cultivars.
Packaginng CDN CDB SA L* C* h* L* C* h* L* C* h*
Harvest 22.88 4.68 22.04 64.61 52.26 108.59 55.99 37.66 95.01
Control 14 21.06a 2.99a 32.381 63.122b 52.732c 108.912 32.982a 26.492a 71.702a 21 21.88ab 2.95a 37.302 59.181a 50.441b 102.621 30.111a 10.331a 49.021a
M10 14 21.23a 4.252c 36.7012 59.18a 47.261a 111.302 47.002b 40.952b 94.942c 21 21.39a 3.731b 34.792 59.50a 50.242b 105.291 29.711a 12.681b 58.111c
M30 14 21.921b 3.991bc 34.022 63.072b 51.24b 110.9212 50.442bc 40.822b 90.942b 21 22.972b 4.352c 28.841 59.341a 51.37bc 107.021 32.891b 13.131b 54.741b
M50 14 21.41ab 3.68b 36.542 56.871a 47.312a 110.2112 53.142c 44.382c 95.782c 21 21.29a 3.64b 30.341 61.832b 45.681a 109.331 31.491ab 13.421b 59.511c
pdías * *** *** *** * *** *** *** ***
ptr * * *** * *** *** *** pint * *** *** ***
In each column, the different letters indicate that there is significant difference among treatments in every day of storage (p<0.05). In each column, the different numbers indicate that there is significant difference among storage days in every batch (p<0.05). 1p *: (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p days of cold storage -treatments interaction values: + (p<0.1); * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001).
268
IV:- Resultados
Table 2. Mean values (n=3) of flesh colour parameters (L*, C*, and h*) during cold storage for the studied batches of ‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA) fig cultivars.
Packaging CDN CDB SA L* C* h* L* C* h* L* C* h*
Harvest 46.48 25.53 59.41 60.57 25.62 88.12 61.02 22.22 77.38
Control 14 43.572ab 25.372 67.661b 45.432b 25.19 84.12 47.151a 29.352ab 81.822b 21 36.461a 23.621 72.952c 41.961ab 28.80 85.02 52.752b 25.111b 77.831a
M10 14 47.612b 26.412 60.951a 51.012bc 29.15 84.881 49.921ab 29.172ab 83.15b 21 38.171a 23.781 69.752b 43.171b 26.76 87.012 53.092b 24.561a 80.99ab
M30 14 43.76ab 26.522 64.142ab 47.322b 27.54 83.81 61.782b 30.302b 86.341c 21 44.79b 25.171 62.281ª 38.671a 25.62 83.52 56.841c 24.861ab 88.282c
M50 14 40.862a 25.472 60.451a 39.63a 24.82 80.691 47.73ª 27.362ª 73.911a 21 38.541a 22.991 70.912bc 41.69ab 26.35 86.072 47.92ª 24.991a 82.552b
pdías *** *** *** *** *** *** ** ***
ptr *** * *** *** *** *** pint *** ** *** *** *** ***
In each column, the different letters indicate that there is significant difference among treatments in every day of storage (p<0.05). In each column, the different numbers indicate that there is significant difference among storage days in every batch (p<0.05). 1p *: (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p days of cold storage -treatments interaction values: + (p<0.1); * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001).
269
IV:- Resultados
Table 3. Mean values (n=3) in skin of total phenolic content (TPC), DPPH, hydrophilic (H-TAA) and lipophilic (L-TAA) fractions in the skin during cold storage for the studied batches of ‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA) fig cultivars.
In each column, the different letters indicate that there is significant difference among treatments in every day of storage (p<0.05). In each column, the different numbers indicate that there is significant difference among storage days in every batch (p<0.05). 1p *: (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p days of cold storage -treatments interaction values: + (p<0.1); * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001).
Packaging CDN CDB SA
Harvest 14 21 pdays Harvest 14 21 pdays Harvest 14 21 pdays
TPC
C 180.94 143.871a 181.942b *** 29.56 12.591a 15.4412a * 48.42 38.672c 31.811b ** M10 140.611a 156.762ª ** 18.891b 20.8712b * 32.412b 27.851a *** M30 164.712b 147.161ª *** 19.261b 26.562bc *** 29.17a 29.17ab M50 174.991c 191.302c ** 13.801a 25.6512bc * 28.461a 31.7512b ***
ptr *** *** * ** *** **
DPPH
C 109.65 100.03 100.42 52.19 42.892a 36.111a *** 49.46 32.2112b 30.481a *** M10 100.8512 95.591 ** 46.992ab 36.031a *** 30.391a 37.472c *** M30 102.262 91.171 *** 55.852c 42.481ab *** 39.32c 38.39c M50 103.532 89.721 *** 53.412b 36.361a *** 31.961ab 33.482b ***
ptr ** * ** **
H-TAA
C 90.67 109.081ª 121.162ª *** 31.18 37.062b 33.321a *** 67.56 52.182 49.231 *** M10 115.341b 128.582ab ** 41.792bc 33.411a *** 53.572 44.901 *** M30 124.671c 134.912c *** 44.402c 39.681b *** 58.342 48.171 *** M50 121.411c 131.972b *** 33.72a 34.20a 47.611 49.4712 **
ptr *** * *** ***
L-TAA
C 4.01 4.51 4.11 2.52 5.252 3.631 *** 6.08 4.52a 5.48a M10 3.82 3.99 5.7212 4.741 * 5.68b 5.28a M30 3.60 4.57 5.13 5.03 6.07b 5.33a M50 3.68 3.60 5.2912 4.841 * 6.35bc 7.19b
ptr ** **
270
IV:- Resultados
Table 4. Mean values (n=3) in flesh of total phenolic content (TPC), DPPH, hydrophilic (H-TAA) and lipophilic (L-TAA) fractions in the flesh during cold storage for the studied batches of ‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA) fig cultivars.
In each column, the different letters indicate that there is significant difference among treatments in every day of storage (p<0.05). In each column, the different numbers indicate that there is significant difference among storage days in every batch (p<0.05). 1p *: (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p days of cold storage -treatments interaction values: + (p<0.1); * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001)
Packaging CDN CDB SA
Harvest 14 21 pdays Harvest 14 21 pdays Harvest 14 21 pdays
TPC
C 6.84 8.671a 11.442a *** 7.86 3.38 3.36 7.76 10.36c 10.44b M10 10.801ab 12.342ab *** 5.2412 4.941 * 9.2212b 8.851a * M30 11.711b 13.562b *** 5.082 4.671 ** 7.921a 8.982a * M50 13.681c 15.722c *** 4.872 3.771 ** 8.10a 8.56a
ptr *** *** *** ***
DPPH
C 38.49 40.791 41.6912 * 41.25 31.102 18.141 *** 18.16 11.531a 13.7412a *** M10 43.902 41.981 ** 32.902 17.531 *** 18.57c 18.08c *** M30 44.282 40.291 *** 30.082 20.761 ** 17.5512bc 15.261b *** M50 43.1212 42.001 * 32.592 14.031 *** 14.77b 13.31a ***
ptr *** ***
H-TAA
C 32.59 34.441 42.702 *** 24.77 22.772 9.461 *** 12.01 11.112a 9.221a * M10 31.551 51.052 *** 21.732 12.601 *** 12.8512b 11.031ab * M30 31.951 45.312 *** 22.732 12.951 *** 12.93b 13.03b M50 31.931 39.962 ** 22.762 11.941 *** 12.222ab 11.721ab *
ptr *** ***
L-TAA
C 3.91 3.111c 4.372b *** 4.73 3.232 2.851 *** 3.08 2.76a 2.57a M10 1.911a 3.412a *** 3.162 2.281 *** 2.60a 2.36a M30 2.181ab 4.772b *** 4.192 2.631 *** 3.122ab 2.351a * M50 1.931a 3.292a *** 4.392 2.821 *** 3.77b 3.83b
ptr *** *** *** ***
271
IV:- Resultados
Cultivar Packaging Flavonols Phenolic acids
Proanthocyanins
Quercetin- Quercetine- Chlorogenic Elagic Epicatechin Catechin
rutinoside acetoglocoside acid acid
CDN
Harvest 8.88 2.24 0.62 2.22 2.10 5.41
Control 14 21.91a 1.97
1.231a 1.62 1.591ª 6.35ab
21 34.93a 2.37
1.4212ab 1.62 2.7512ab 7.08
M10 14 76.91b 2.54
1.06ª 2.01 3.71bc 8.45ab
21 110.48b 2.20
1.16ª 1.71 3.88bc 7.58
M30 14 149.36c 2.42
1.511b 1.56 3.301b 8.84b 21 177.60c 2.83
1.8212b 2.40 5.012cd 8.21
M50 14 176.40c 2.67
1.44b 2.03 3.211b 9.212b 21 177.00c 2.53 1.37ab 1.93 5.282d 6.311
CDB
Harvest 5.20 1.10 2.18 1.77 8.34 10.71
Control 14 17.24ª 0.81 2.3812ab 1.47 7.3712ª 13.33ª 21 26.46ª 0.34 1.761ª 1.27 1.991ª 25.80bc
M10
14 48.23c 1.39 3.07ab 1.02 14.8712ab 21.50ab 21 53.31c 1.17 3.14ab 1.40 11.031ab 28.26c
M30
14 35.98b 0.52 2.80ab 1.29 16.91bc 22.03ab 21 42.99b 1.46 3.56ab 1.51 16.87bc 22.60abc
M50
14 62.90d 0.80 5.5512b 1.38 24.961c 22.75ab 21 54.64c 1.23 3.871ab 1.40 31.1912d 23.48abc
SA
Harvest 8.72 4.68 1.79 3.24 14.62 8.94
Control 14 16.222c 3.6612ab 1.40ab 2.18 6.812ab 6.9312c 21 4.011ª 2.361ª 1.40ab 1.79 1.241ª 5.571bc
M10
14 17.791c 8.602c 2.2912b 3.19 2.88ª 4.061ª 21 19.3612d 6.601c 1.981bc 2.83 2.60ª 6.482c
M30
14 3.921ª 2.331ª 1.141ª 1.72 2.03ª 4.93ab 21 9.142b 2.7212ab 1.4812ab 1.71 1.03ª 4.74ab
M50
14 6.821ab 2.74ab 1.49ab 1.85 4.151ª 5.0412ab 21 14.122c 3.52ab 1.39a 1.84 6.572b 3.401a
Table 5. Mean values (n=3) of phenolic compounds in skin during cold storage under MAP conditions for the studied batches of ‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘San Antonio’ (SA) fig. cultivars.
272
IV:- Resultados
0123456789
10
0 5 10 15 20 25
mg 1
00g.1
0
10
20
30
40
50
60
70
80
mg 1
00g.1
020406080
100120140160180200
mg 1
00g.1
0
10
20
30
40
50
60
70
80
mg 1
00g.1
C M10 M30 M50
00.20.40.60.8
11.21.41.61.8
2
0
5
10
15
20
25
30
00.20.40.60.8
11.21.41.61.8
2
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0.3
0 5 10 15 20 25
Skin Flesh
Cya
nidi
n3-
O-G
luco
side
Cya
nidi
n3-
O-R
utin
osid
ePe
larg
onid
in3-
O-R
utin
osid
ePe
onid
in3-
O-G
luco
side
0.05 Tukey HSDSSB (± 3.14)
SSB (± 19.21)
SSB (± 12.31)
SSB (± 2.18)
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.12)
SSB (± 9.78)
SSB (± 0.24)
SSB (± 0.11)
Days
0.50
0.60
0.70
0.80
0.90
1.00
1.10
1.20
1.30
1.40
1.50
1.60
0 5 10 15 20
mg C
y 3-
O-R
ut 1
00g-
1
0.000
0.100
0.200
0.300
0.400
0.500
0.600
0.700
0 5 10 15 20 25
Skin Flesh
C M10 M30 M50
Days
Figure 1
Figure 2
273
IV:- Resultados
2
3
4
5
6
7
8
mg 1
00g.1
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
CDB
0.00
0.10
0.20
0.30
0.40
0.50
0.60
0 5 10 15 20
0 5 10 15 20
D
SA
Days
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.37)
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.76)
SSB (± 1.32) SSB (± 0.72)
C M10 M30 M50
Cho
roph
ylla
2
3
4
5
6
7
8
mg 1
00g.1
Cho
roph
yllb
Figure 3
274
IV:- Resultados
10
20
30
40
50
60
70
g Kg-
1
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
g Kg-
1
0 5 10 15 20
C M10 M30 M50
CDN
Fruc
tose
Glu
cose
0 5 10 15 20
CDB SA
Days
0.05 Tukey HSDSSB (± 15.55)
SSB (± 16.52)
0.05 Tukey HSDSSB (± 7.35)
SSB (± 6.10)
0.05 Tukey HSDSSB (± 21.14)
SSB (± 17.53)
Figure 4
275
IV:- Resultados
C M10 M30 M50
CDN
Fruc
tose
CDB SA
Days
0
10
20
30
40
50
60
70
g Kg-
1
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
g Kg-
1
0 5 10 15 20
0
0
0
0
0 5 10 15 20
Glu
cose
0.05 Tukey HSDSSB (± 9.09)
SSB (± 16.10)
0.05 Tukey HSDSSB (± 9.24)
SSB (± 11.96)
0.05 Tukey HSDSSB (± 6.38)
SSB (± 13.87)
Figure 5
276
IV:- Resultados
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
1.20
1.40
g Kg-
1
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
8.00
g Kg-
1
0.00
0.50
1.00
1.50
2.00
2.50
3.00
3.50
4.00
0 5 10 15 20
g Kg-
1
Citr
icac
idM
alic
acid
Succ
inic
acid
0 5 10 15 20
0 5 10 15 20
0.05 Tukey HSDSSB (± 013)
SSB (± 1.71)
SSB (± 1.42)
0.05 Tukey HSDSSB (± 010)
SSB (± 1.14)
SSB (± 0.70)
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.24)
SSB (± 1.95)
SSB (± 0.84)
CDN CDB SA
C M10 M30 M50
Days
Figure 6
277
IV:- Resultados
0.000.200.400.600.801.001.201.401.601.802.00
g Kg-
1
0.00
2.00
4.00
6.00
8.00
10.00
12.00
g Kg-
1
0.000.200.400.600.801.001.201.401.601.802.00
0 5 10 15 20
g Kg-
1
Citr
icac
idM
alic
acid
Succ
inic
acid
0 5 10 15 20
C M10 M30 M50
CDN CDB SA
0 5 10 15 20
Days
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.26)
SSB (± 2.13)
SSB (± 0.22)
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.11)
SSB (± 1.20)
SSB (± 0.37)
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.30)
SSB (± 3.38)
SSB (± 0.35)
Figure 7
278
IV.- Resultados
IV.2.6.- Influence of postharvest technologies in the microbial population of breba
and fig during storage
María del Carmen Villalobosa, Manuel Joaquín Serradillab, Santiago Ruíz-Moyanoa,
Alejandro Hernández-Leóna, Alberto Martína, Cristina Pereirac, María de Guía Córdobaa
aNutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. bInstituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de
Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain.
Abstract
The purpose of this work was to investigate the effect of the fig and breba
fruits packaging under modified atmospheres as well as their combination with
phenolic extracts on the microbial quality regarding both bacterial and fungal
population throughout time storage in diverse cultivars of fig and breba crops.
Changes in microbial population were monitored during cold storage for 21 days.
Regarding the microbial population Pseudomonas gesardii, Pantoea agglomerans
and Enterobacter asburiae were the main species of bacteria found in all the cases
studied, although the most of the strains isolated belonged to Control and M50
films, while the main yeast species, Aureobasidium pulullanas and Cryptococcus
adeliensis were isolated mainly from Control and M10 in higher levels than in
fruits packaged in M50 films or combined with soybean antimicrobial extracts. In
the same way, Cladosporium cladorporoides and Alternaria tenuissima were the
most abundant species of molds, isolated mainly from Control fruits, while a clear
anti fungal effect was observed for M50 and M50 + SOY treatments.
Keywords: Fig, breba crop, modified atmospheres, antimicrobial extracts, microbial
population, microbial quality
IV.- Resultados
1. Introduction
Both breba and fig fruits (Ficus carica L.) are a climacteric fruit classified as a
kind of syconium which is characterized by is high perishability. The thin fruit skin is
easily ruptured, leading to rapid loss of fig or breba fruit contents and increased
permeability for microbial entry for infections due to the elevate nutrients content, as
sugars, water and to the pH nearby neutrality. Moreover, these fruits present an opening
ostiole through. These factors allows the rapid microbiological infection and growth
(Crisosto et al., 2006; Doster et al.,1996; Hong and Chen, 2003; Subbarao and
Michailides, 1996). Among the microbial microorganisms found in fig fruits, bacterias
such as mesophilic aerobic, psychrotrophs, lactic acid bacteria (LAB), Staphylococcus
spp., Enterobacteriaceae spp., Pseudomonas spp., Acetobacter spp., Echerichia coli o
Bacillus cereus have been described in a lesser extend as part of the microbial
population in ripen fruits and vegetables, what can be responsible of fruit decay as well
as a danger for human healthy (Abadias et al., 2008; Akbasa y Ozdemirb, 2008; Badosa
et al., 2008). Nevertheless, moulds and yeasts have been described as the predominant
microflora of fresh fruits. Specifically, yeast such as Hanseniaspora, Metschnikowia,
Candida, Saccharomyces, Pichia, Rhodotorula and Cryptococcus have been reported in
fruits (Chand-Goyal and Spotts, 1996; Deák, 1998; Tournas and Katsoudas, 2005; Van
der Steen et al., 2002: Venturini et al., 2002). Among the molds described mainly in
fruits, species such as Botrytis cinerea, Monilinia laxa, Alternaria alternata, Fusarium
moniliforme, Rhizopus stolonifer, Aspergillus niger, Cladosporium herbarum or
Phytophora palmivora have been described as the main cause of fruit decay. Moreover,
pathogens molds such as Aspergillus flavus and Aspergillus parasiticus, have also been
reported as micotixins producers (Doster y Michailides, 2007; Coviello y col., 2009,
Cantín y col, 2011). Thus, the main diseases reported in breba and fig fruits we can find:
endosepsis caused by Fusarium lactis, which makes the pulp soft, watery and brown;
smut caused in dried fruit by Aspergillus niger, producing abundant black powdery
conidia in the fig cavity; Alternaria rot (caused by Alternaria alternata or other
Alternaria spp. and often associated with other fungi such as Cladosporium herbarum
or Ulocladium atrum and souring or fermentation caused by various yeasts and bacteria
including species in the genus Hanseniaspora, Saccharomyces, Pichia or Bacillus
(Cantín et al., 2011).
IV.- Resultados
Consequently, due to the high susceptibility of breba and fig fruits to decay,
fermentation and rots, which limit their shelf life (Karabulut et al., 2009), new storage
methods have been developed to allow the shelf life extension. Moreover, is important
to notice that microbial growth depends on different factors, among which the cultivar
characteristics and the ripening stage can have an important influence on the microbial
growth as they determine intrinsic properties such as aw, pH, antimicrobials or
nutrients, although also the extrinsic properties such as headspace composition, storage
temperature or relative humidity can have influence on that (King and Bolin, 1989;
Ronk, Carson and Thompson, 1989; Ahvenainen, 1996). In particular, the use of
packaging under modified atmosphere (MAP) has been reported to reduce the
respiration rate, with the benefit of delaying senescence, and reducing metabolic
activity, but also to reduce the microbial proliferation, extending the shelf life (Beaudry,
1999; Jacxsens et al., 2001, 2002; Brecht et al., 2003; Saltveit, 2003; Valero et al.,
2008). Thus, atmospheres with low O2 levels inhibit the growth of most aerobic
microorganisms, whose growth usually warns consumers about spoilage, while the
growth of pathogens, especially the anaerobic psychrotrophic, non-proteolytic
clostridia, may be allowed or even stimulated (Farber, 1991). For that reason, the use of
another technologies such as the application of biocontrol agents and natural
compounds such as essential oils or aqueous phenolic extracts have been use in food
preservation due to their antimicrobial properties (Isman, 2000; Korsten et al., 1991,
Janisiewicz et al., 2001). These compounds inhibits postharvest pathogens mainly due
to their direct effect on the mycelial growth of the pathogens molds and spore
germination and by affecting the cellular metabolism of the pathogens (Serrano et al.,
2005; Tzortzakis, 2007a, 2007b, Regnier et al., 2010). Moreover, the combination of
both technologies renders them more effective in to prolonging the postharvest life as
well as the safety of the horticultural produce (Serrano et al., 2008).
As far as we know, the knowledge about the influence of postharvest
technologies such as modified atmospheres or antimicrobial treatments on the
microbiological population of fruits is still lacking. Thus, the aim of the present study is
to investigate the effect of both modified atmosphere packaging and antimicrobial
application during cold storage of diverse cultivars of fig and breba crops on microbial
population.
IV.- Resultados
2. Materials and methods
2.1. Plant material
For the assessment of this study, different types of fruits were used, although all
the samples were harvest at random from 6-year-old fig trees from an experimental
orchard at an altitude of 223 m above sea level in the research centre Finca La Orden-
Valdesequera (latitude 38º 85′ 2015) 19″ N, longitude -6º 68′ 28″ W, Guadajira,
Badajoz, Spain).
Regarding breba fruits, the cultivars employed were ‘San Antonio’ (SA) and
‘Banane’ (BN) breba crops (Villalobos et al., 2014), while for figs, the cultivars
selected were ‘San Antonio’ (SA), ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB) and ‘Cuello Dama
Negro’ (CDN). Moreover, ‘Cuello Dama Blanco’ and ‘Cuello Dama Negro’ cultivars
were chosen for antimicrobial application of natural phenolic compounds from soybean
defatted flour. All fruits were harvested (handpicked) at the commercial ripening stage
according to their firmness and skin colour, early in the morning and immediately
transferred to the laboratory under cold conditions.
The soybean aqueous extracts came from flours obtained as a derivate from the
soybean oil extraction, bought to a commercial distributor (ACOREX, Spain).
2.1.1. Experimental procedure
2.1.2. Phenolic compounds extraction
The phenolic compounds were extracted from soybean meal (500 g approx.)
with ethanol 80% at room temperature (20-25ºC) until exhaustion according to the
method described by Lima et al. (2005), with some modifications. To determine the
total phenolic content of the extract, the Folin-Ciocalteu colorimetric method was used
according to Lima et al. (2005) and was adjusted to 1000 ppm by diluting the extract
with distilled water, obtaining an aqueous extract with a pH around 4.5.
2.1.3. Application of extracts and fruits packaging
For the experimental design of this study different lots were assessed:
• Breba and fig fruits packaged under MAP: For each cultivar, ten fig fruits
(approximately 400 g) and eight breba fruit (approximately 300 g) homogeneous
in color and size and without visual defects were selected and packaged in
polyethylene (PE) punnets (26 x 16 cm, 416 cm2) and sealed with different
IV.- Resultados
microperforated 40-µm thick biaxially oriented polypropylene (BOPP) films
obtained from ACSA Films (Valencia, Spain) under atmospheric conditions.
Packaging batches for each cultivar of both breba and fig fruits were as follows:
o Control batch (C): Macroperforated film with five holes (ø=9 mm)
o M10 batch: Microperforated film with one hole per 10 mm (a total of 16
holes, ø=100 µm)
o M30 batch: Microperforated film with one hole per 30 mm (a total of
five holes, ø=100 µm)
o M50 batch: Microperforated film with one hole per 50 mm (a total of
three holes, ø=100 µm)
• Fig fruits treated with aqueous phenolic extracts combined with MAP. The
application of the aqueous extracts was carried out by dipping both fig cultivars
for 30 s at a refrigeration temperature of 7ºC. Then, the figs were drained and
dried at room temperature for 30 min. Ten fruits (approximately 400 g) were
packaged in polyethylene (PE) punnets (26 x 16 cm, 416 cm2) as has been
previously described. Packaging batches for each cultivar were as follows:
o Control batch (C): Figs packaged in macroperforated film with five holes
(ø=9 mm)
o M50: Figs packaged with film with one hole per 50 mm (a total of three
holes, ø=100 µm)
o C + SOY: Figs treated with aqueous extract and packaged in
macroperforated film with five holes (ø=9 mm)
o M50 + SOY: Figs treated with aqueous soybean extracts and packaged
with film with one hole per 50 mm (a total of three holes, ø=100 µm)
All batches were stored in a chamber at 0 ºC and 90–95% RH in darkness and
six punnets of each batch were randomly selected for sampling. The microbial counts
were monitored at 0 (fresh sample), 7, 14, 17, and 21 days, while the microorganisms
isolation and identification was carried out from the initial crop as well as after 14 and
21 days of cold storage. The samples were analysed in triplicate for all determinations
days. The samples were analysed in triplicate for the microbial counts.
IV.- Resultados
2.2. Physicochemical parameters
The disorders considered for the measurement of fruit quality were fruit skin
damage (side cracking and ostiole-end splitting), endosepsis, fungal rot, smut, and
souring (or fermentation). Disordered fruits were visually selected and measured by
weighing fruits with visible damage (expressed as a percentage of the original weight of
the packaged fruit).
Total soluble solids (TSS), pH and titratable acidity (TA) were measured for
each independent homogenate from each assay and batch, obtained from three fresh
fruits homogenized using a lab blender (Moulinex, Madrid, Spain). The TSS values
were measured by refractometry using a PZ0 RL2 (Warszawa, Poland) digital
refractometer at 20ºC and the results are expressed as the mean °Brix. TA and pH were
determined for each homogenate in 5 g aliquots diluted in 50 mL of deionized water
from a Milli-Q water purification system (Millipore, Bedford, MA). Analyses were
conducted using a T50 automatic titrator (Mettler Toledo, Madrid, Spain). Samples
were titrated with 0.1 mol L-1 NaOH up to pH 7.8. The results are expressed as g citric
acid per 100 g fresh weight.
Firmness was determined using a TA.XT2i Texture Analyzer (Stable Micro
Systems, Godalming, UK) connected to a computer. The measurement was done
randomly selecting samples (n=5) from each punnet for the firmness determination.
Force was applied to produce a 6% deformation by a 100 mm aluminum plate. The
slope was determined in the linear zone of the force-deformation curve and the results
are expressed as N mm-1.
2.3. Microbial counts and isolations
For the microbial counts and isolates, three independent replicates of 10 g of
fruit samples per batch were homogenised in 90 Ml sterile 0.1% (p/v) peptone water in
a Stomacher (Lab Blender, Model 4001, Seward Medical, London, UK) for 30 s. Serial
10-fold dilutions were prepared from the same solution with 0.1% (p/v) peptone water,
and 0.1 mL of aliquots were inoculated onto agar plates under the following conditions.
The mesophilic aerobic bacteria counts were done on Plate Count Agar (PCA, Oxoid,
Unipath, Basingstoke, UK) for 48 h at 30 ± 1 °C. Total enterobacteria (Gram-negative
and cytochrome oxidase-negative) were inoculated on Violet Red Bile Glucose Agar
(VRBGA; Oxoid), the plates were covered with a layer of the same medium before
IV.- Resultados
incubation at 30 °C ± 1 °C for 24 h, and colonies that were rose-coloured and
surrounded by a halo of purple precipitate were counted. Violet Red Bile Agar (VRBA)
was used for coliform counts and the inoculated plates of this medium were also
covered with a layer of the same medium before incubation at 37 °C for 48 h. Typical
dark red colonies (>0.5 mm in diameter) surrounded by a zone of precipitated bile acids
were considered as coliforms for the counts. Yeasts and molds were counted on Potato
Dextrose Agar (PDA, Oxoid) and Rose Bengal (RB) and incubated at 25 ± 1 °C for 4
days. For proper counting, plates with 30 to 300 colony forming units (CFUs) were
considered, expressing the results as log CFU g-1.
The colonies from the plates with 30 to 300 colonies in the highest dilutions were
isolated at random on 5 mL of nutrient broth to collect strains. The strains isolated were
conserved at -80ºC.
2.4. Microbial identification
2.4.1. DNA extraction
The different colonies isolated from the fruit were identified by 16S rRNA gene
sequencing analysis. The cell pellet was resuspended in 10 ml of TE buffer (40 mM
Tris-HCl pH 8.0; 1 mM EDTA) according to Benito et al. (2008a,b) and Ruiz-Moyano
et al. (2009).
2.4.2. PCR-RFLP analysis of the 16S rDNA intergenic transcribed spacer
The spacer region between the 16S rDNA was amplified by using primers for
conserved regions, pA (5´- AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3´) and pH (5´-
AAGGAGGTGATCCAGCCGCA-3´). The amplification products were digested with
Hha I or Cfo I, Taq I and Hinf I or Dde I restriction enzymes according to Rodrigues et
al. (2003) with some modifications and then separated by electrophoresis in 2% agarose
gel and visualized by UV. Subsequently, the fragment profiles obtained by the
restriction enzymes allowed establish a greater number of operational taxonomic units
(OTUs).
IV.- Resultados
2.4.3. Sequence analysis of V2-V3 region from 16s ADN ribosomal internal
transcribed spacers
One member of each OTU was sequenced in both directions (primers pA and
pH) at the Sequence Centre SECUGEN S.L., Madrid, Spain, and proper identification
was obtained by comparison in the GenBank database using the BLAST algorithm.
2.5. Molds and yeast identification
2.5.1. DNA extraction.
Genomic DNA isolation of molds was performed following the method
described by Ruiz-Moyano et al. (2006), while the DNA yeast extraction was
performed by the method described by Querol et al. (1992).
2.5.2. PCR-RFLP analysis of the ribosomal internal transcribed spacers (ITS)
and the 5.8S rRNA region.
The ITS region amplifications were performed with primers ITS1 (5′-
TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3′) and ITS4 (5′-TCC TCCGCTTATTGATATGC-3′)
(White et al., 1990). PCR products were digested with the restriction enzyme Taq I and
Hha I for molds and with the restriction enzymes Cfo I, Hae III, and Hinf I for yeasts in
three independent reactions. Subsequently, the fragment profiles obtained by the
restriction enzymes Cfo I, Hae III, and Hinf I allowed us to establish a greater number
of operational taxonomic units (OTUs).
2.6.3. Sequence analysis of the 26S ribosomal internal gene.
One member of each OTU was analysed by sequencing of the D1 and D2
domains of the 26S rRNA gene. For this purpose, PCR amplification of the 26S rRNA
gene using the primers NL1 (5’-GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3’) and NL4
(5’- GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3’) and the 5.8S rRNA region primers (primers
ITS 1 and ITS 4) was performed, and the resulting products were commercially
sequenced. The corresponding sequences were finally compared with the sequences
present in public data libraries (GenBank) using the Blast search programme to
determine their closest known relatives; http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/).
IV.- Resultados
2.6. Statistical analysis
Statistical analysis of the microbiological data was carried out using a two-way
analysis of variance. The means were separated by Tukey's honest significant difference
test using SPSS for Windows, 15.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, USA).
The sequences analysis was carried out with the specific programs Chromas Pro,
versión 1,49 Beta (Technelysium Pty Ltd) and DNA Star Lasergene EditSeq version
7.1.0. (44)
3. Results and discussion
3.1. Physicochemical changes
The physicochemical changes throughout storage time are shown in tabe 1. As
can be seen , the percentage of disorders did not present significant differences between
types or fruits, although the most sensitive cultivars were reported to be ‘Cuello Dama
Negro’ and ‘San Antonio’ due to the own characteristics of these cultivars. Otherwise,
the highest disorders were found for Control followed by M10 treatments, reaching
values of 77 and 61% respectively after 21 days, while M50 + SOY followed by M50
and M30 reported the lowest disorders, with values of 14.1, 17.4 and 17.9 %
respectively. The lowest incidence of disorders in the treatments packaged in MAP with
high CO2 and low O2 concentrations as well as the combination with phenolic extracts
could be due to the inhibitory effect of the atmospheres in the micelial growth, as molds
growth is the main cause of disorders (Crisosto y Kader, 2007; Jacxsens, y col., 2001;
Soliva-Fortuny y Martín-Belloso, 2003). Moreover, the sinergycal effect of the
combination of MAP with phenolic extracts by reducing the microbial growth and
improving quality has been reported (Serrano et al., 2005; Skandamis and Nychas,
2001; Valero et al., 2006)
Regarding physicochemical parameters such as titrable acidity and pH, no
significant or very low differences were found between types of fruits, cultivars, days of
storage or treatments. Meanwhile, the solid soluble concentration (SSC) showed
significant differences between all these parameters, in such a way that the lowest
values were reported for M50 and M30 treatments, what can be related with a delay in
the ripening process due to the effect of the packaging under high CO2 and low O2
concentrations in MAP (Bouzo et al., 2012), although this effect was not observed for
IV.- Resultados
firmness parameter, which did not reported significant differences between treatments,
in spite significant differences were observed between days and cultivars.
3.2. Microbial counts and identifications
Microbial counts throughout storage time for the different treatments and types
of fruits employed are represented in Table 2.
Regarding the total mesophilic aerobic bacteria counts, the use of MAP did not
present important effects for the aerobic bacteria growth control nor days throughout
storage time. Nevertheless, a slight increase was observed during the storage time, in
such a way that after 21 days, the highest counts were found for Control and M10
batches (4.5 and 4.8 log CFU g-1). Moreover, significant differences were found
between cultivars. Thus, ‘San Antonio’ cultivars, both fig and breba crops, presented
the highest counts, reaching maximum mean values of 6.1 cfu/g after 14 days of storage
while ‘Cuello Dama Negro’ and ‘Cuello Dama Blanco’ usually presented the lowest
levels, from 4.1 to 3.3 log CFU g-1 and from 2.5 to 4.9 log CFU g-1 respectively. The
increase of these microorganisms has also been reported in blueberries, in which an
increase of the microbial counts was reported after 6 weeks of storage (Day et al., 1990)
followed by a plateau. These authors explained this behaviour due to the presence of
facultative anaerobic bacteria among the microbial population, which are able to grow
in spite of the low oxygen concentrations. Nonetheless, mesophilic aerobic counts
remained inside range reported for raw vegetables (3–7log CFU/g) (Garg et al., 1990)
and below the limit of 7 log CFU/g established by the Spanich Legislation (BOE, 2001).
According to the microbial counts obtained,the main specie identified from the
45 strains isolated from PCA was Pseudomonas gessadii was identified with 99% of
identity (Fig. 1), which was mostly found in control fruits for both fig and breba crop.
Thus, control ‘San Antonio’ breba crop after 21 days of cold storage presented an
incidence of P. gessadii of 20% of the total population (Fig. 1). The presence of this
specie was reported by Verhille et al. (1999) in mineral waters, although has been
placed as part of the group of P. fluorescens (Anzai et al., 2000), which has been
associated with suppress plant diseases by protecting the seeds and roots (O' Sullivan
and O'Gara, 1992). Additionally, Stenotrophomonas maltophilia was identified as the
second specie present in PCA with a 99% of identity. The highest percentages of
IV.- Resultados
isolations of S. maltophilia were found especially in M10 and M30 treatments for
‘Cuello Dama Negro’, with a 7 and 18% of incidence after 14 days of storage.
Moreover, no strains were identified from figs treated with aqueous phenolic extracts,
what is consistent with the microbial counts found. This specie is known as a human
pathogen occurring in hospitals (Holt et al., 1994), but was also widely isolated from
leaves of Solanum tuberosum (Wilson et al., 1999). Furthermore, also Krimm et al.,
(2005) reported the presence of diverse species from Pseudomanos genus,
Stenotrophomonas and Bacillus as dominant epiphytic bacteria of strawberry plants
(leaves, flowers and berries).
Concerning Enterobacteriaceae and coliforms counts, cultivars and types of
fruits presented significant differences between them. Thus, fig fruits showed higher
Enterobacteriaceae counts log CFU/g, than breba. Moreover, according to the results
reported for total mesophilic bacteria, San Antonio’ and ‘Cuello dama Blanco’ cultivars,
reported the highest counts for both Enterobacteriaceae and coliforms, reaching mean
values of 5.1 and 3.8 log CFU/g respectively after 21 days of storage, while ‘Cuello
Dama Negro’ fig cultivar `reached mean values of 2.1 log CFU/g. The high
microbiological levels found in ‘San Antonio’ cultivars could be attributed to the easily
damaged skin of this cultivar and the wide opening of the ostiole, which is characteristic
of this cultivar. This allows the access of microorganisms and insects and causing
infections, what makes this cultivar highly sensitive to decay (Crisosto et al., 2006). On
the other hand, significant differences were observed between the diverse treatments
applied after 21 days. The fig treated with natural antimicrobial compounds and
packaged in macroperforanted punnets showed the mean counts of 2.3 log CFU g-1
respectively, while fruits stored under MAP reported a slight increase in the
Enterobacteriaceae and coliforms counts, reaching counts around 3.6 and 3.2 log CFU
g-1 respectively in the case of M50 batch after 21 days of cold storage. Actually, several
authors (Fisher and Phillips, 2008; Guitiérrez et al., 2009; Serrano et al., 2005; Siroli et
al., 2014; Valero et al., 2006; Yang et al., 2014) reported the antimicrobial activity of
phenolic extracts against bacteria, usually showing higher antimicrobial activity against
Gram-positive than Gram-negative bacteria. On the other hand, Allende et al. (2004)
and Babic and Watada (1996) reported that Enterobacteriaceae were not seriously
affected by the gas concentration employed for MAP and controlled atmosphere storage
respectively. Futhermore, low levels of O2 and high levels of CO2 have been associated
IV.- Resultados
with the development of anaerobic microorganisms (Soliva-Fortuny et al., 2004).
Regarding the microbial identification of these microorganisms, the study of th 60 and
50 strains isolated from VRBGA, and VRBA agar respectively revealed 7 different
species belonging to Enterobacteriaceae family and 3 for coliform genera. Regarding
the strains isolated from VRBG agar (Fig. 2), the main genus identified were Pantoea
and Erwinia. Specifically, Pantoea agglomeras (99% identity) was the main specie
identified in all the types of fruits, cultivars and treatments studied, although M50
treatments showed the highest incidence of this specie, particularly in the case of ‘San
Antonio’ and ‘Cuello Dama Negro’ cultivars, with a 25% and 15% of the isolations
respectively after 21 days of cold storage in M50 batches, what is in agreement with the
microbial counts previously reported. Moreover, P. agglomeras also was found at
important percentages in treatments such as M10 and M30 (5 and 10% respectively for
‘san Antonio cultivar after 21 days) as well as in Control and C+SOY, although in a
lesser extend (5%). Other species such as Pantoea ananatis and Pantoea dispersa were
found only in fig fruits in a lower incidence. Both species were mostly found in Control
fruits and M50 and even in ‘Cuello Dama Blanco’ fruit treated with soybean extracts
(M50+SOY), probably due to the stimulating effect of the low O2 concentrations
reached during this storage, although was just identified as the 5% of the strains
isolated. Erwinia aphidicola was also found in all the types of fruits, although the
highest percentages of isolations were found for M50 treatments of ‘Banane’ breba
crop. Nevertheless E. aphidicola was also found in Control fruits.
Among the coliforms isolated from VRBA agar (Fig. 3), Enterobacter asburiae
(99%) was identified as the specie with the highest incidence among the strains isolated,
particularly in fruits packaged under MAP treatments, such as M50. Thus, ‘Cuello
Dama Blanco’ presented an incidence of the 17% and 20% of isolations for M50 and
M50+SOY treatments. The presence of this specie was also detected in ‘Cuello Dama
Negro’ fig, with a 16% and 15% of the strains isolated from Control and M10
treatments respectively after 14 days of storage. Otherwise, a lower number of strains
were identified as Enterobacter ludwigii in fig and breba crops, while Enterobacter
cloacae was only found in fig fruits. Both species were mainly found in ‘Cuello Dama
Negro’ cultivar after 21 days of cold storage under MAP. Those findings are in
agreement with other authors such as Jensen et al. (2013) and Serradilla et al., (2013)
who described the presence of Pseudomonas spp., Rhanella spp. and Enterobacter spp.
IV.- Resultados
among the main microorganism isolated in organic and conventional grown of
strawberries and sweet cherries stored under controlled atmospheres respectively. In a
lesser extent also other microorganisms have been reported in strawberrie, such as
Pantoea agglomerans. Erwinia carotovora (Jensen et al., 2013) and Enterobacter
cloacae (Tanprasert and Reed, 1998).
3.3. Yeasts counts and identifications
Yeasts counts (Table 2) showed significant differences between treatments. The
effects of the storage under high CO2 and low O2 concentration and the application of
antimicrobial extracts showed a control for the growth of yeasts throughout storage
time. Thus the highest counts were found for Control batches reaching mean levels of 5
log CFU g-1, while M50 and M50+Soy batches reported mean counts of 3.5 and 2.4 log
CFU g-1 after 21 days of cold storage, with the particularity that these batches remained
steady throughout the storage time. Moreover, cultivars and types of fruits showed
significant differences after 14 days of storage. As expected, ‘San Antonio’ showed the
highest mean values for yeasts followed by ‘Banane’ and ‘Cuello Dama Blanco’ with
mean values of 5.4, 3.7 and 3.4 log CFU g-1 respectively.
Among the 150 strains isolated from from PDA and RB, the main specie was
Aureobasidium pullulans (100% of identity) found both in breba and fig fruits (Table 3,
4 and 5). The highest number of A. pullulans strains were isolated mainly from Control
fruits, although also was found in the other treatments applied. Thus, 25% and 12% of
the strain belonged to Control batch isolated from ‘Banane’ and ‘San Antonio’ (Table
3). This trend also was observed for fig, in which the 30%, 20% and 10 % of the strains
isolated belonged to controls from ‘Cuello dama Negro’, ‘Cuello Dama Blanco’ and
‘San Antonio’ cultivars respectively after 21 days of storage (Table 4). A poor presence
of this yeast was observed in the fruits stored under MAP, especially in those treatments
with the lowest oxygen concentrations such as M30 and M50. Moreover, the presence
of this specie was also observed in fruits treated with antimicrobial extracts, although in
lower levels than other treatments, with just a 6% of the strains from C+SOY identified
as A. pullulans (Table 6). Aureobasidium pullulans has been widely reported in fruits.
Chand-Goyal and Spotts (1996) reported the presence of this yeast in pears orchards as
one of the most abundant yeast/yeast-like fungi in the fruit surface. Also has been
identified in blueberries (Tournas and Katsoudas, 2005) and apples (Andrews and
IV.- Resultados
Kenerley, 1978) as one of the most aggressive colonizer. Serradilla et al. (2013) also
described the presence of this yeast as the dominant population in sweet cherries stored
both under controlled atmospheres (8%O2+10%CO2) as Control and a lower presence in
the controlled atmospheres containing 5% O2 + 10%CO2. On the other hand, C.
Adeliensis (99% of identity) was the second most abundant specie identified. Although
was not found in ‘Cuello Dama Negro’ figs, a high number of strains were identified
from Control (20% of the strains isolated) an M50 (15% of the strains) treatments in
‘Cuello Dama Blanco’ cultivars and even in those treated with antimicrobial
compounds, being the 10% of the strains isolated from both M50+SOY and C+SOY
treatments after 21 days of cold storage (Table 5). Furthermore, C. carnescens (97%)
and C. macerans (99%) were only identified in fig fruits from ‘Cuello Dama Blanco’
and ‘Cuello Dama Negro’ cultivars. Although the number of strains identified was low
and no significant differences were found among treatments. Thore results are in
agreement with studies in which diverse species of Cryptococcus has been reported to
commonly colonize grapes (Le Roux, 1973), strawberries (Jensen et al., 2013) and
apple (Davenport, 1976). Others yeasts isolated from fig and breba fruits in lower
percentages were Saccharomyces cerevisiae, Meyerozyma caribbica, Sporobolomyces
ruberrimus and Hanseniasporaa uvarum. Although ‘Banane’ breba crop and ‘San
Antonio’ fig cultivars showed the lowest incidence of these microorganisms, the most
of them were isolated from MAP batches. Thus, ‘San Antonio’ breba crops showed an
incidence around the 5% for S. Cerevisiae after 21 days of cold storage. Yeasts such as
S. cerevisiae and H. uvarum have been related with fermentation process in diverse
fruits, especially gapes (Fleet et al., 2002) although Hanseniaspora uvarum has also
been identified as part of the microbial population of strawberries (Jensen et al., 2013).
Otherwise, M. caribicca is closely related with Candida guilliermondii, which has been
reported as a important yeast in strawberries (Jensen et al., 2013; Van der Steen et al.,
2002) among other species belonging Candida genera.
3.4. Molds counts and identifications
Regarding molds, the microbial counts presented strong interactions between the
different cultivars and treatments (Table 2). Even though ‘San Antonio’ cultivar showed
the highest mean values for molds, reaching levels of 3.5 log CFU/g versus mean
values of 2.6 log CFU g-1 for ‘Cuello Dama Negro’ after 21 days of storage, in all the
IV.- Resultados
cases the effects of the storage under high CO2 and low O2 concentration and the
application of antimicrobial extracts showed a control for the micelial growth The use
M50 film showed the lowest mean values for molds throughout storage time, reaching
values of 2 log CFU g-1 after 21 days of cold storage, while Control fruits showed
values of 4.1 log CFU g-1 respectively at the end of the cold storage. M30 also seem to
be effective in the control of molds development, reporting mean counts of 2.5 log log
CFU g-1 after 21 days of storage. In the same way the application of soybean extracts
allowed the control of molds counts, specially when the extracts were combined with
M50 film, reporting mean values for M50+SOY treatment of 1.4 log log CFU g-1for
molds after 21 days while Those results have been related to the fungistatic or antifuncal
effect of the packaging under low oxygen concentrations, which has been widely
reported to inhibit growth of most aerobic spoilage microorganisms. Thus, molds and
gram-negative aerobic bacteria are highly sensitive to CO2 (Jacxsens, et al., 2001; Rico
et al., 2007; Soliva-Fortuny and Martìn-Belloso, 2003).Similar results were observed by
Villanueva et al. (2005) in asparagus packaged in MAP, reporting differences between
the molds and yeasts levels, allowing to extend the shelf-life storage under MAP until
33–26 days, while the refrigerated samples only lasted 14–16 days. Also other authors
as Day et al. (1990) and Svircev et al. (1984) reported stabilization in molds and yeasts
counts at lower levels than control in blueberries stored under MAP conditions. In
addition, the use of phenolic extracts as antimicrobial compounds has been widely
reported to decrease or control yeast and mold growth in both fresh and minimally
processed fruits (Corbo et al., 2000; Siroli et al., 2014), being effective in reducing
food-spoilling microorganism, spoilage, mycotoxigenic fungi and dimorphic yeast
(Dorman and Deans, 2000). Moreover, the combination of both phenolic compounds
and MAP has been reported as a good option for quality and safety maintenance due to
the inhibitory synergic effect of essential oils in combination with MAP found in fruits
such as table grapes (Valero et al., 2006) and cherries (Serrano et al., 2005).
Regarding the 147 strasin isolated from PDA and RB agar, a total of 13 species
were identified. Accordingly with the mold counts observed, the most of the strains
isolated came from Control batches. Thus, ‘San Antonio’ and ‘Banene’ breba fruits
presented Cladosporim cladosporides, Alternaria tenuissima and Penicillium
corylophilim (Table3) as the main species, found the most of the in Control and M10
batches (40% of the strains isolated of A. tenuissima came from Control). In the same
IV.- Resultados
way, the predominant species for fig fruits were C. Cladosporides and P. Expansum
which were mostly isolated from Control, with a 35 and 37% respectively of total
incidence for ‘Cuello Dama Negro’ cultivars (Table 5). The lowest presence of these
molds was found in fruits packaged under M30 and M50 treatments followed by the
batches with antimicrobial compounds from soybean extracts (Table 6). Moreover,
other molds species such as C. ossifragi was not found in breba crop. Other minority
species such as C. macrocarpun and Sistotrema brinkmannii, were mainly found in
Control and M10 fig fruits, but also the presence of a low number of strains exclusively
found in fig and breba crops stored under MAP was observed. These results revealed a
limited number of strains resistant to the storage conditions, such as P. rastrickii, P.
thomii, Aspergillus dimorphicus, Alternaria alternata, Pleospora herbarum and
Peyronellaea glomerata.
Therefore, the main species reported in both breba and fig fruits are consistent
with those reported by other authors. Thus, the presence of molds such as Botrytis,
Alternaria, Cladosporium, Penicillium, Aspergillus and Fusarium have been described
as the main fungi found in berries and grapes (Tournas and Katsoudas, 2005) and
strawberries (Jensen et al., 2013). Cladosporium has been described as responsible of
significant spoilage in fruits that are kept for an extended period of time, even under
refrigeration due their capability of growing at refrigeration temperatures. Moreover
Tournas and Katsoudas (2005) observed the Cladosporium growing even in hard skin
grapes, which mean that this specie is able to break the skin barriers, invade the fruit
tissues and establish growth before other molds. Serradilla et al. (2013) also reported
the presence of Cladosporium spp. in cherries stored under air conditions as well as
under controlled atmospheres although in less proportions. Likewise, Penicillium spp.
was found equally in all treatments, even if the cherries stored 8%O2 + 10% CO2
conditions reported the highest strains identified. Also a wide range of Penicillium
species were identified by Venturini et al. (2002) in cherries and Jensen et al. (20013) in
berries as one of the most important pathogens of of those fruits. Moreover, several of
this species are known as mycotoxin producers, such as P. expansum. On the other
hand, the high presence of Alternaria in blueberries was explained by the absence of
other fast-growing molds such as Botrytis. Moreover, Stinson et al. (1980) described the
presence of Alternaria as a problem due to their ability to produce mycotoxins.
Moreover, the presence of species belonging to Penicillium, Aspergillus and Alternaria
IV.- Resultados
genera have been described in diverse vegetables and fruits (Jensen et al., 2013;
Tournas, 2005) and could be highly condition-resistants. Other species such as
Pleospora herbarum and Peyronellaea glomerata have a cosmopolitan distribution and
are considered fungal endophytes as well as plant pathogen infecting several hosts
including alfalfa, apples, asparagus, tomatoes, citruses and chickpea. Nevertheless, the
low counts recovered in the survey cannot be considered as relevant as affecting fruit
quality or safety.
3.5. Effects of the treatments, cultivars and physicochemical parameters on
microbial population
In order to characterise and compare the effects of the cultivars and treatments
on the species identified, a PCA was performed with the physicochemical parameters of
sound fruit (Fig 4). The presence of mold species such as P.corylophilum, A. tenuissima
and C.cladosporoides was related withe the Control samples as well as with the fruit
storage after 21 days. In the same way, the last days of storage and the Control
treatment was related with the presence of bacterias such as P.gesardii and E.ludwigii.
Moreover, Control samples and 21 days of storage were also positively related to the
highest presence of disorders, which were also associated with the two most sensitive
cultivars, ‘San Antonio’ and ‘Cuello Dama Blanco’. On the other hand, the fig fruits
and the high presence of SSC were mainly related to the presence of bacteria such as P.
ananatis, E.asburiae and P.agglomerans, as well as to yeast such as A.pullulans.
Conversely, a negative correlation was observed between the presence of the most of
species identified and treatments such as M30, M50+S and C+S as well as with the
initial day of harvest (d0). Additionally, these treatments were positively related to the
highest firmness.
4. Conclusions
We can conclude that the storage under MAP and the treatments with
antimicrobial compounds as well as their combination, allows the shelf life extension
for the different fig and breba corp cultivars studied by controlling or inhibiting the
microbial growth, specially molds and yeasts. Thus, M30 and M50 films and soybean
extracts application showed the lowest microbial counts throughout storage time as well
as the lowest disorders. In the same way, those treatments reports a lower presence of
IV.- Resultados
molds such as Cladosporium cladorporoides and Alternaria tenuissima as well as yeast
such as Aureobasidium pulullanas and Cryptococcus adeliensis compared to Control
and M10 treatments.
Acknowledgements
This work was supported by Grant RTA2010-00123-C02-02 from the Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de Ciencia e
Innovación (Spain) and FEDER. M.C. Villalobos is the beneficiary of a predoctoral
grant from the Ministerio de Ciencia e Innovación (Spain). The authors are grateful to
M. Cabrero and J. Barneto for technical assistance
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IV.- Resultados
Fig. 1. Identification of Total mesophiles aerobes isolated from all the batches studied
for diverse cultivars of breba crop (a), fig (b) and fig treated with antimicrobial
compounds (c).
Fig. 2. Identification of Enterobacteries spp. aerobes isolated from all the batches
studied for diverse cultivars of breba crop (a), fig (b) and fig treated with antimicrobial
compounds (c).
Fig. 3. Identification of coliforms isolated from all the batches studied for diverse
cultivars of breba crop (a), fig (b) and fig treated with antimicrobial compounds (c)
Fig. 4. PC1 and PC2 of PCA. For all cultivars and treatments studied. Loading and
score plot showing the physicochemical parameters and the main species identified.
IV.- Resultados
Fruit type Cultivars Treatment Breba Fig BN SA CDN CDB C M10 M30 M50 C + SOY M50 + SOY ptype pcult pttr pint
Disorders 0 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01
14 25.12b 12.32a 22.22b 28.12c 1.41a 21.32b 42.62 13.52 7.11 5.01 5.41 0.01 * *** *** ty*cul*tt*d 21 48.73 41.53 43.93b 53.53bc 20.72a 68.33d 77.03 61.83 17.42 17.92 65.82 14.112 *** *** cul*tt*d
pdays *** *** *** *** *** *** *** ** ** ** *** **
SSC 0 14.41aª 19.41a 13.71a 15.11b 20.91d 19.11c 18.01ª 17.61a 17.61a 18.01a 18.91b 18.91b *** *** * ty*cul*tt
14 16.52a 21.012b 14.92a 18.12b 23.22d 20.22c 20.82c 19.012ab 18.61a 19.512b 20.712c 20.112b *** *** ** ty*cul*tt 21 18.13a 22.52b 16.33a 20.02b 26.23c 20.82b 22.73c 21.012b 20.02a 19.812a 23.32d 22.32c *** *** ** ty*cul*tt
pdays *** *** ** ** *** * * * * * * *
TA 0 0.12 0.10 0.162 0.08 0.11 0.08 0.10 0.11 0.11 0.10 0.10 0.10 *
14 0.12 0.10 0.141 0.09 0.10 0.09 0.10 0.11 0.11 0.10 0.10 0.09 * 21 0.10 0.09 0.111 0.08 0.10 0.08 0.10 0.10 0.10 0.09 0.09 0.08
pdays
pH 0 5.3b 4.61a 4.51b 6.1c 5.4bc 3.41a 4.81 5.5 5.5 4.81 4.21 4.2 * *** ty*cul
14 5.4 5.62 5.12a 5.8b 5.5ab 5.72b 5.62 5.4 5.5 5.62 5.62 5.7 ** 21 5.6 5.72 5.52a 5.7b 5.5a 5.92b 5.52 5.5 5.8 5.72 5.62 5.2 **
pdays * * ** * * **
Firmness 0 1.62 1.32 1.82c 1.32b 1.92c 0.812a 1.42 1.212 1.212 1.42 1.72 1.72 ** cul*d
14 0.81 0.71 1.112b 0.51a 1.01b 0.51a 0.71 0.81 0.81 0.71 0.71 0.81 ** cul*d 21 0.61 0.61 0.81b 0.31a 0.81b 0.51a 0.51 0.51 0.61 0.61 0.71 0.71 * cul*d
pdays *** *** *** *** ** ** *** ** * ** ** **
Table 1. Mean values disorders (%), Solid soluble Content (SSC), Tritable acidity (mg ascorbic acid 100 g-1), pH nad firmness (N mm-1) for the different fig and breba crop cultivars stored under diverse treatments at different stages.
In each column, different number indicates that there is significant difference between days of cold storage in every batch (p>0.05). In each row, different letter indicates that there is significant difference between types of fruits, cultivars or between treatments during storage (p>0.05). 1p values: * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p types of fruits, cultivars and treatments interaction values: Normal letters (p<0.05); italics letters (p<0.01); bold letters (p<0.001)
IV.- Resultados
Fruit type Cultivars Treatment
Breba Fig BN SA CDN CDB C M10 M30 M50 C + SOY M50 + SOY ptype pcult pttr pint
Mesoph. aerobes
0 3.81 3.8 3.8 4.61 4.1 2.51 3.81 3.81 3.81 3.8 3.81 3.81
14 5.12 4.4 4.3ª 6.12b 4.1ª 3.72ª 4.62 4.52 4.92 4.3 4.62 4.62 *** ** cul*tt
21 4.52 4.3 4.2b 5.33c 3.3ª 4.9bc 4.52ab 4.82c 4.212ab 4.2ab 4.31ab 4.42ab
***
pdays *** ***
***
Enterobacteriaceae
0 0.51a 2.31b 1.01 1.81 2.5 1.31 1.81 1.81 1.81 1.8 1.8 1.81 **
14 2.92a 3.32ab 2.42a 4.12b 2.9ª 3.12b 3.02 2.92 3.32ab 3.2ab 3.0 3.42 *** *** ty*cul
21 3.53 3.42 3.33ª 5.13b 2.1ª 3.82b 3.32bc 4.03d 4.03cd 3.6cd 2.3abc 3.22bc
*** * cul*tt
pdays *** ** *** ***
*** *** *** ***
*
Coliforms
0 0.01 1.71 0.01 1.21 1.8 1.11 1.31 1.31 1.3 1.3 1.3 1.31
14 2.52 2.82 1.62a 3.92c 2.4ab 2.72b 2.62 2.62 2.5 3.0 2.7 2.82
***
21 3.03ab 2.73b 2.53b 4.43d 1.5ª 2.32c 2.42ab 3.53b 2.7b 3.2b 2.3ab 3.323b *** *** ** ty*cult*tt
pdays *** ** *** ***
** *** ***
*
Yeasts
0 2.31 2.21 2.51b 2.71b 2.5b 1.11a 2.21 2.21 2.21 2.2 2.2 2.2 **
14 4.12b 3.32a 3.72b 5.42c 2.3ª 3.42b 4.02c 4.22c 3.32bc 3.4bc 3.7c 2.4ab *** *** *** cul*tt
21 4.93 3.83 4.33b 5.62c 2.7ª 4.43b 5.03d 4.32cd 4.33cd 3.5bc 4.1c 2.4ab *** *** cul*tt
pdays *** *** *** *** *** *** ** ***
Molds
0 1.21 1.61 0.01a 1.21ab 2.11b 1.71ab 1.51 1.5 1.5 1.51 1.5 1.5
**
14 2.52ab 2.12a 2.32ab 2.22ab 2.01a 2.52b 3.22d 2.6cd 2.2bcd 1.61bc 2.3bcd 0.0ab *** *** *** ty*cul*tt
21 3.43b 2.83a 3.023ab 3.53b 2.62a 2.93a 4.13d 3.3cd 2.5abc 2.012b 3.7cd 1.4a * *** *** ty*cul*tt
pdays *** *** *** *** *** *** *** **
Table 2. Mean values (log CFU/g) of the mesophilic aerobic bacteria, Enterobacteriaceae spp., coliforms, yeasts and molds count for the different fig and breba crop cultivars stored under diverse treatments at different stages.
In each column, different number indicates that there is significant difference between days of cold storage in every batch (p>0.05). In each row, different letter indicates that there is significant difference between types of fruits, cultivars or between treatments during storage (p>0.05). 1p values: * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). 2pint: p types of fruits, cultivars and treatments interaction values: Normal letters (p<0.05); italics letters (p<0.01); bold letters (p<0.001)
IV.- Resultados
Isolations (%)
Isolations (%) Banane San Antonio Identification
Days Treatment
Species-Accesion nos C M10 M30 M50 C M10 M30 M50
Yeasts isolated from PDA and RB
0 - - - - 5 4 4 6 Aureobasidium pullulans (100%) EF690466.1 14 15 - 5 - 5 10 7 3
21 25 20 10 8 12 6 8 6 0 6 5 5 4 - - - -
Cryptococcus adeliensis (99%) AF137603.1 14 20 - - - - 7 - -
21 - 15 - - - - - -
0 - - - - 5 4 6 5 Saccharomyces cerevisiae (99%) KJ530642.1 14 - - - - - - 6 -
21 - - - - - - - -
0 - - - - - - - - Meyerozyma caribbica (99%) JQ686909.1 14 - - - - 9 - - 5
21 - - - - - - - -
0 - - - - - - - - Sporobolomyces ruberrimus (100%) HG008767.1
14 - - - - 10 - 7 -
21 - - - - - - - 5
0 - - - - - - - - Hanseniaspora uvarum (99%) DQ659342.1 14 - - - - 8 - - -
21 - - - - 10 - - 7
Molds isolated from PDA and RB
0 - - - - 7 5 5 4 Cladosporium cladosporioides (99%) HM210839.1 14 - - 12 - - - 12 -
21 20 - - 15 30 - - -
0 - - - - 5 6 5 7 Alternaria tenuissima (100%) KC337038.1 14 - - - - 10 5 - 12
21 - - - - 25 20 15 10
0 6 5 7 4 5 3 5 6 Penicillium corylophilum (100%) JN585947.1 14 11 - - - - - 10 -
21 - - - - - 15 20 -
0 - - - - - - - - Peyronellaea glomerata (100%) JN850981.1 14 - - - - - - - -
21 - 10 - - - - - -
Table 3. Identification of yeasts and molds isolated for different breba crop cultivars.
IV.- Resultados
Isolations (%) Cuello Dama Negro Cuello Dama Blanco San Antonio Identification
Days Treatment
Species-Accesion nos C M10 M30 M50 C M10 M30 M50 C M10 M30 M50
Yeasts isolated from PDA and RB 0 4 5 6 5 15 12 16 15 - - - -
14 10 9 6 5 9 16 9 3 9 5 5 3 Aureobasidium pullulans (100%) EF690466.1 21 8 16 12 20 18 7 7 5 10 10 7 -
0 - - - - 5 4 6 4 4 5 5 4 Cryptococcus adeliensis (99%) AF137603.1 14 - - - - - 5 3 - - - 5 3
21 - - - - - - - - - - 5 -
0 - - - - - - - - - - - - 14 - - - - - 7 - - - - - - Meyerozyma caribbica (99%)
JQ686909.1 21 - - - - - - - - - - - -
0 - - - - - - - - - - - - Sporobolomyces ruberrimus (100%) HG008767.1
14 - 6 - - - - - 5 - - - -
21 - - - - - - 7 - - - - -
0 - - - - - - - - - - - - Hanseniaspora uvarum (99%) DQ659342.1 14 - - - - - 5 - - - - - -
21 - - - 10 14 - 5 - - - - -
0 5 7 6 5 - - - - - - - - 14 - - - - 10 - - - - - - 5 Torulaspora delbruekii
(100%) D89605.1 21 - - - - - - - - - - - -
0 - - - - - - - - - - - - Cryptococcus carnescens (97%) JX188120.1
14 - - - - - - - - - - - -
21 - - 15 - - - - 10 - - - -
0 - - - - - - - - - - - - Cryptococcus macerans (99%) FR717868.1 14 - - - - - - - - - - - -
21 - - - - - - 5 - - - - -
Table 4. Identification of yeasts isolated from all the batches studied for different fig cultivars.
IV.- Resultados
Isolations (%)
Cuello Dama Negro Cuello Dama Blanco San Antonio Identification
Days Treatment Species-Accesion nos
C M10 M30 M50 C M10 M30 M50 C M10 M30 M50 Molds isolated from PDA and RB
0 5 6 5 5 6 7 6 8 - - - - Cladosporium
cladosporioides (99%) HM210839.1
14 10 7 5 - 4 8 - - 10 - - - 21 20 25 - - 15 5 - 3 15 - - - 0 - - - - - - - - - - - - Alternaria tenuissima
(100%) KC337038.1 14 - - - 5 - 5 - - - - - - 21 8 - - - 7 - - 10 - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Cladosporium ossifragi
(99%) JX981486.1 14 10 - - 5 8 4 - 8 - - - - 21 - - - - 4 2 - - - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Penicillium corylophilum
(100%) JN585947.1 14 - - - - 10 8 4 - - 10 - - 21 10 20 - - - - - - - - - - 0 12 10 9 10 - - - - - - - - Penicillium expansum
(99%) HM469423.1 14 25 20 - - 8 4 - - - - - - 21 - - 8 - 10 - - 1 - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Epicoccum nigrum (99%)
KC311470.1 14 - - 10 - - - - - - - - - 21 - 12 - - - - - - - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Aspergillus dimorphicus
(99%) FR727119.1 14 - - - - - - - - - - - - 21 - - - 5 - - - - - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Sistotrema brinkmannii
(96%) HQ717718.1 14 - - - 15 - - - - - - - - 21 - - - - - - - - - - - - 0 - - - - 8 5 5 6 - - - - Alternaria alternata
(96%) KF293887.1 14 - - - - - - - 3 - - - - 21 - - - - - 4 - - - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Cladosporium
macrocarpum (99%) KC311478.1
14 - - - - 10 4 - - - - - - 21 - - - - - - - - - - - - 0 - - - - - - - - - - - - Pleospora herbarum
(99%) FN868457.1 14 - - - - - - - 5 - - - - 21 - - - - - - - - - - - - 0 - - - - - - - - 5 4 3 5 Peyronellaea glomerata
(100%) JN850981.1 14 - - - - - - - - - - - - 21 - - - - - - - - - 8 - - 0 - - - - - - - - - - - - Penicillium thomii (99%)
KM396384.1 14 - - - - - - 8 - - - 15 - 21 - - - - - - - - - - - -
Table 5. Identification of molds isolated from all the batches studied for different fig cultivars.
IV.- Resultados
Isolations (%)
Cuello Dama Negro Cuello dama Blanco Identification
Days Treatment
Species-Accesion nos C M50 C+SOY M50+SOY C M50 C+SOY M50+SOY
Yeasts isolated from PDA and RB 14 15 9 - - - - - - Aureobasidium pullulans (100%)
EF690466.1 21 20 9 6 3 15 10 - -
14 - - - - 20 15 10 5 Cryptococcus adeliensis (99%) AF137603.1
21 - - - - - - 10 10
14 3 - - - - - - - Saccharomyces cerevisiae (99%) KJ530642.1
21 - 6 - - - - - -
14 10 - - - - - - - Hanseniaspora uvarum (99%) DQ659342.1
21 - - - - - - - -
14 3 - - - - - - - Torulaspora delbruekii (100%) D89605.1
21 - - - - - - - -
14 5 3 - - - - - - Cryptococcus carnescens (97%) JX188120.1
21 - 5 - - - - - -
Moulds isolated from PDA and RB 14 - - 8 5 20 15 - - Cladosporium cladosporioides (99%)
HM210839.1 21 20 10 - - 25 - - -
14 12 10 15 - - - 15 - Alternaria tenuissima (100%) KC337038.1
21 - - 10 5 - - - -
14 - - - - - - - - Penicillium corylophilum (100%) JN585947.1 21 10 - - - - - - -
14 15 - - - - - - - Sistotrema brinkmannii (96%) HQ717718.1
21 - 5 - - - - - -
14 - 5 - - - - - - Penicillium raistrickii (99%) FR670335.1
21 - - - - - - - -
Table 6 Identification of yeasts and molds isolated from all the batches studied for different fig cultivars treated with natural antimicrobial extracts.
IV.- Resultados
15
20
150
10
20
30
40
50
60
70
80
0 14 21 0 14 21
Pseudomonas gessardii (99%) KC790322.1
Stenotrophomonas maltophilia (99%) KM108478.1
Iso
lati
on
s (%
)
12 76
1816
1012
6
0 14 21 0 14 21
Pseudomonas gessardii (99%) KC790322.1
Stenotrophomonas maltophilia (99%) KM108478.1
C M10 M30 M50 ‘Banane’
C M50 C+SOY M50+SOY ‘Cuello Dama Negro’
a b c
C M10 M30 M50 ‘San Antonio’
C M50 C+SOY M50+SOY ‘Cuello Dama Blanco’
C M10 M30 M50 ‘Cuello Dama Negro’
C M10 M30 M50 ‘San Antonio’
C M10 M30 M50 ‘Cuello Dama Blanco’
7 10 1210 6
15
0 14 21
Pseudomonas gessardii (99%) KC790322.1
c
Figure 1
IV.- Resultados
510
15
20 2010
5105
8 10
1425
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 14 21 0 14 21
Pantoea agglomerans (99%) EU931561
Erwinia aphidicola (99%) AB907777.1
Iso
lati
on
s (%
)
10 1612 5
306
4 1230
10
10
6
8
5
18
12
0 14 21 0 14 21 0 14 21 0 14 21
Pantoea agglomerans (99%)
Pantoea ananatis (99%) KC178592.1
Pantoea dispersa (98%) JQ311983.1
Erwinia aphidicola (99%) AB907777.1
C M10 M30 M50 ‘Banane’
C M50 C+SOY M50+SOY ‘Cuello Dama Negro’
a b c
C M10 M30 M50‘San Antonio’
C M50 C+SOY M50+SOY ‘Cuello Dama Blanco’
C M10 M30 M50 ‘Cuello Dama Negro’
C M10 M30 M50 ‘San Antonio’
C M10 M30 M50 ‘Cuello Dama Blanco’
5 3
308
59
4
10
1534 7
85
0 14 21 0 14 21 0 14 21
Pantoea agglomerans (99%) EU931561
Pantoea ananatis (99%) KC178592.1
Erwinia aphidicola (99%) AB907777.1
c
Figure 2
IV.- Resultados
8 1565
5 10
14
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 14 21 0 14 21
Enterobacter asburiae (99%) HQ242720.1
Enterobacter ludwigii (99%) KF817747.1
Isol
atio
ns (%
)
2067 10 6 9 12
4 596 8
10
18
57
6 7 12
8
13
0 14 21 0 14 21 0 14 21
Enterobacter asburiae (99%) HQ242720.1
Enterobacter ludwigii (99%) KF817747.1
Enterobacter cloacaceae (99%) JQ435862.1
C M10 M30 M50 ‘Banane’
C M50 C+SOY M50+SOY ‘Cuello Dama Negro’
a b c
C M10 M30 M50‘San Antonio’
C M50 C+SOY M50+SOY ‘Cuello Dama Blanco’
C M10 M30 M50 ‘Cuello Dama Negro’
C M10 M30 M50 ‘San Antonio’
C M10 M30 M50 ‘Cuello Dama Blanco’
166 3
15
9
18
6 8 3 5
312
17
20
0 14 21 0 14 21 0 14 21
Enterobacter asburiae (99%) HQ242720.1
Enterobacter ludwigii (99%) KF817747.1
Enterobacter cloacaceae (99%) JQ435862.1
c
Figure3
IV.- Resultados
Disorders
SSC
pH
Firmness
P.gesardii
S.maltophilia
P.agglomeransP.ananatis
E. asburiae
E.ludwigiiA.pullulans
C.adeliensis
C.cladorporoideA.tenuissima
P.corylophilum
P.expansum
-1
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
-1 -0.5 0 0.5 1
Prin
cipal
com
pone
nt 2
(57.
41%
)
Principal component 1 (44.13%)
Breba
Fig
'Banane'
'San Antonio'
CDN
CDB CM10
M30
M50
C+SM50+S
d0
d14
d21
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Principal component 1 (44.13%)
Figure
IIVV..33-- TTÉÉCCNNIICCAASS AALLTTEERRNNAATTIIVVAASS DDEE SSEECCAADDOO (Artículos 8 y 9)
313
314
IV.- Resultados
IV.3.1.- Búsqueda de sistemas alternativos al secado al sol para higos (Ficus carica
L.)
Villalobos, M.C.1, Serradilla, M.J.2, Ruíz-Moyano, S.1, Martín, A.1, Pereira, C.2, López-
Corrales, M.2, Córdoba, M.G.1
1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. 2Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX). Áreas de Hortofruticultura y Vegetales. Gobierno de Extremadura. Autovía Madrid-Lisboa s/n, 06187 Badajoz, Spain.
Resumen
El objetivo de este trabajo fue el estudio del efecto del secado sobre las
características de calidad del higo seco obtenido mediante distintos tipos de secado
artificial alternativos al secado tradicional al sol. Los higos frescos fueron
sometidos a diferentes tratamientos de secado: secado en estufa a diferentes
temperaturas; deshidratación mediante soluciones osmóticas a distintas
concentraciones; secado mediante la aplicación de K2CO3 + aceite de oliva
individualmente o en combinación con soluciones osmóticas; secado mediante la
aplicación de ultrasonidos a distintos tiempos, individualmente o en combinación
con soluciones osmóticas y secado al sol (Control). De forma general, los higos
secados mediante los tratamientos de secado artificial sólo necesitaron entre 1 y 3
días para alcanzar la humedad requerida en este producto (24 %), mientras que
los higos Control necesitaron 15 días de secado. Los mejores resultados en cuanto a
textura, presencia de mohos y calidad sensorial se observaron para los
tratamientos con carbonato potásico y ultrasonidos, ya que permitieron obtener el
producto seco con valores de humedad y actividad de agua aceptables, superiores a
los obtenidos en los higos secados al sol. En consecuencia, estos tratamientos
podrían ser una buena alternativa al secado natural.
Palabras clave: Higos, técnicas de secado, pre-tratamientos, velocidad de secado,
humedad, calidad sensorial
315
IV.- Resultados
1. Introducción
El proceso de secado al sol es una de las técnicas más empleadas desde la
antigüedad (Shafiur y Rahman, 2003), especialmente en los países mediterráneos. Su
principal objetivo es el aumento de la vida útil del producto mediante la disminución del
contenido de humedad y actividad del agua a niveles de seguridad que permitan la
inhibición del crecimiento microbiano y de la actividad enzimática (Aguilera y col.,
2003; Cano - Chauca y col., 2004). Sin embargo, este proceso requiere largos tiempos
de secado dependiendo en gran medida de las condiciones climatológicas, lo que puede
provocar diversos problemas en el producto, principalmente por el desarrollo de
microorganismos, al tiempo que se puede producir la pérdida de compuestos
nutricionales, con la consiguiente pérdida de calidad del producto (Raouzeos y
Saravacos, 1986; Shafiur y Rahman, 2003). La presencia de bacterias como coliformes,
Escherichia coli, bacterias esporuladas mesofílicas y termofílicas, Bacillus cereus,
Clostridium perfringens y bacterias ácido lácticas, entre otras, se encuentra entre los
microorganismos que son necesarios controlar en los productos secos. Sin embargo, los
microorganismos predominantes de las frutas deshidratadas son, sobre todo, levaduras
como Candida, Hanseniaspora, Pichia, Saccharomyces y Zygosaccharomyces y mohos
como Aspergillus, Chrysosporium, Eurotium, Fusarium, Penicillium y Xeromyces. De
hecho, el mayor problema en este tipo de producto está asociado al desarrollo de mohos
y, por consiguiente, al riesgo de producción de micotoxinas (Oztekin y col., 2006) en
condiciones favorables de crecimiento, generalmente como un prolongado e inadecuado
almacenamiento a elevada actividad de agua y temperatura. El desarrollo de estos
metabolitos secundarios ocasiona un importante riesgo para la salud humana, así como
importantes pérdidas económicas debido a sus efectos sobre la productividad de los
animales y el comercio nacional e internacional.
Por ello, cada vez es mayor la demanda del desarrollo de técnicas de secado que
permitan acortar el tiempo de secado y garanticen un mayor control sobre el producto
final (Raouzeos y Saravacos, 1986). Se han descrito numerosas técnicas de secado
artificial en diversos frutos. Así el secado mediante el empleo de secaderos artificiales
de aire caliente ha sido estudiado en frutas como melocotones, ciruelas, uvas, banana,
cerezas, etc. (Babalis y Belessiotis, 2004; Krokida y col., 2003), permitiendo un secado
rápido, uniforme y además un control de las condiciones higiénicas, si bien en algunos
casos se ha observado que a temperaturas superiores a 65 ºC se puede producir una
316
IV.- Resultados
degradación visual y de calidad del producto. Por otra parte, la aplicación de distintas
sustancias, previas al secado, ha demostrado ser efectiva. El pre-tratamiento químico
con emulsiones de etilo y metil éster o álcali en soluciones acuosas de KOH, NaOH o
K2CO3 han reportado buenos resultados en el secado de frutas como melocotones, uvas
y moras debido al aumento de la permeabilidad de la cutícula tras el tratamiento
(Doymaz, 2002, 2003, 2004, 2006; Williams, 1989), lo cual puede mejorar las
características de firmeza del producto, si bien se puede producir una disminución del
sabor por la pérdida de solutos del producto (Doymaz, 2006). De igual modo, los pre-
tratamientos de deshidratación osmótica han sido estudiado en varias frutas tropicales
como papaya, mango y banano dulce (Jiokap Nono y col, 2001; Jiokap Nono y col.,
2002), así como en manzanas, seguido del secado con aire (Lenart, 1996, Nieto y col.,
1998; Reppa y col., 1999), proporcionando unas características nutricionales y
organolépticas satisfactorias ya que suponen un efecto perjudicial mínimo sobre la
calidad de los alimentos, logrando la estabilidad del producto, la retención de nutrientes
y la mejora del sabor y la textura del alimento. Resulta también en una menor
decoloración de las frutas por pardeamiento enzimático oxidativo y satisface la
demanda de los consumidores de productos mínimamente procesados, mientras que,
además, facilita los procesos industriales, que requieren la reducción de los tiempos de
secado (Lerici y col, 1985; Rault-Wack, 1994; Torreggiani, 1993; Velic y col, 2004).
Asimismo, la aplicación de ultrasonidos para el pre-secado de fruta ha mostrado un
efecto positivo sobre las características de secado de frutas y vegetales (De la Fuente-
Blanco y col., 2006; Khmelev y col., 2008; Ortuño y col., 2010; Riera-Franco de Sarabia
y col., 2002), debido a la minimización de la resistencia a la difusión de agua (Mulet y
col., 2003). Este tratamiento ha mostrado un efecto positivo sobre la calidad del
producto, manteniendo sus propiedades. Así, Fernandez y col. (2009) observaron que el
tratamiento en piña, no solo aumenta la velocidad de secado, sino que permite un
mantenimiento de la textura, así como un mayor sabor dulce del producto cuando es
combinado con soluciones osmóticas.
Pocos han sido los estudios sobre el secado artificial en higos. Concretamente, el
comportamiento del secado artificial en estufa de higos, tanto enteros como cortados,
fue estudiado por Xanthopoulos y col. (2007). Asimismo, Xanthopoulos y col. (2010)
también analizaron el comportamiento de secado de higos con y sin piel. Rezaee y col.
(2005) compararon diferentes métodos de secado de higos, revelando que el uso de
317
IV.- Resultados
temperaturas de 60 ºC durante 12 horas seguido por 9 horas de secado a 65 ºC resulta
adecuado para el secado de estos frutos. Babalis y Belessiotis (2005) también indicaron
que las temperaturas del aire de secado tienen una vital importancia durante el mismo,
especialmente durante las primeras etapas del secado, disminuyendo su efecto en las
horas posteriores (tras 10-15 horas). Asimismo, también establecieron la importancia de
la velocidad del aire de secado al inicio del proceso, mientras que deja de ser importante
en etapas posteriores, recomendando un flujo de aire de 1–2 m/s como el más adecuado
para el secado de higos en secaderos industriales.
Sin embargo, no se ha encontrado literatura a cerca del secado artificial de higos
mediante técnicas alternativas, como las anteriormente descritas para otras frutas.
Debido a la falta de trabajos que estudien el desarrollo de estos tipos de secados
en higos, así como sus efectos sobre la calidad del producto final, resulta necesario el
estudio de los mismos como alternativa al secado al sol. Así, el objetivo de este trabajo
ha sido evaluar la efectividad de distintos tratamientos de secado para conseguir una
reducción del tiempo de secado y un producto sensorialmente adecuado con unas
características de calidad apropiadas en higos del cultivar ‘Cuello Dama Blanco’
empleado para el secado al sol.
2. Materiales y métodos
2.1. Material vegetal
Los frutos necesarios para realizar este estudio fueron obtenidos de los campos
de ensayo localizados en la Finca ‘La Orden’ perteneciente al Centro de Investigaciones
Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX). El cultivar estudiado fue
‘Cuello Dama Blanco’, una variedad de doble aptitud empleada tanto para la producción
de higo seco como fresco. Los higos frescos en estado óptimo de maduración fueron
recogidos manualmente de los árboles y transportados a continuación al laboratorio
donde fueron almacenados en refrigeración a hasta su procesado.
2.2. Ensayos preliminares de secado
Los higos seleccionados para los tratamientos fueron aquellos homogéneos en
color y peso y sin defectos visuales. Éstos fueron dejados a temperatura ambiente antes
de realizar los tratamientos de secado. Un total de 420 higos fueron empleados para la
318
IV.- Resultados
realización de 5 lotes, cada uno de los cuales con 20 higos para cada uno de los
tratamientos realizados dentro de cada lote del siguiente modo (Tabla 1):
- Lote 1: Secado en estufa. Para el secado de higos frescos se emplearon distintas
temperaturas de secado (40 ºC, 50 ºC, 60 ºC, 70 ºC), así como rampas de
temperatura (50 ºC + 30 ºC; 50 ºC + 60 ºC + 70 ºC) con un 15 % de humedad
relativa (HR).
- Lote 2: Secado mediante deshidratación osmótica. Los higos frescos fueron
sumergidos durante 24 horas a 30 ºC en soluciones osmóticas con distintas
concentraciones de sacarosa (50 %, 60 %, 70 % p/v) así como de sacarosa y
NaCl (60 % p/v sacarosa + 10 % p/v NaCl; 55 % p/v sacarosa + 5 % p/v NaCl;
50 % p/v sacarosa + 20 % p/v NaCl). Posteriormente, los higos fueron secados
en estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Lote 3: Secado químico con K2CO3 + aceite de oliva (AO). Los higos frescos
fueron sumergidos en emulsiones de K2CO3 y AO durante 24 horas a una
temperatura de 30 ºC a distintas concentraciones (5 % p/v K2CO3 + 0,5 % v/v
AO; 10 % p/v K2CO3 + 1 % v/v AO). Éstas emulsiones también fueron
combinadas con soluciones osmóticas a distintas concentraciones (10 % p/v
K2CO3 + 1 % v/v AO + 60 % p/v sacarosa). Finalmente se procedió al secado en
estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Lote 4: Secado mediante ultrasonidos: Los higos frescos fueron tratados con
ultrasonidos (U) durante diversos tiempos (10 minutos y 30 minutos). Además,
se combinó la aplicación de éstos ultrasonidos con el posterior pre-secado por
ósmosis, sumergiendo los frutos en soluciones osmóticas de distintas
concentraciones durante 24 horas a 30 ºC (10 minutos U + 50 % p/v sacarosa; 30
minutos U + 50 % p/v sacarosa; 10 minutos U + 60 % p/v sacarosa; 30 minutos
U + 60 % p/v sacarosa). Finalmente, se realizó el secado en estufa a 60 ºC con
un 15 % HR.
- Lote 5: Secado al sol. El secado realizado tradicionalmente al sol fue empleado
como tratamiento control. Éstos fueron recogidos del árbol y del suelo una vez
estuvieron totalmente secos.
Los muestreos fueron realizados al inicio del proceso de secado, a mitad
(coincidiendo con la salida del producto de las soluciones osmóticas y pre-tratamientos
319
IV.- Resultados
realizados) y al final del mismo, finalmente las muestras fueron escaldadas 1 minuto a
100 ºC. Todas las muestras fueron analizadas por triplicado para todas las
determinaciones llevadas a cabo.
2.3.- Análisis físico-químicos
2.3.1. Determinación de humedad y actividad de agua
Las pérdidas de peso y el porcentaje de humedad fueron monitoreados a lo largo
del almacenamiento y calculados mediante la siguiente fórmula;
Humedad (%) = (Wo − Wf / Wo) × 100
Donde Wo es el peso inicial de la barqueta, (T0), y Wf es el peso de la barqueta en
cada fecha.
Tratamientos
Lote 1
40 ºC E1 50 ºC E2 60 ºC E3 70 ºC E4
50 ºC + 60 ºC + 70 ºC 50 ºC + 30 ºC
E5 E6
Lote 2
50 % sacarosa O1 60 % sacarosa O2 70 % sacarosa O3
60% sacarosa + 10% NaCl O4 50% sacarosa + 10% NaCl O5 55% sacarosa + 5% NaCl O6
Lote 3
5% K2CO3 + 0.5% AO T1 10% K2CO3 + 1% AO T2
10% K2CO3 + 1% AO + 60% sacarosa T3 5% K2CO3 + 0.5% AO +60 % sacarosa T4
Lote 4
10' U1 30' U2
10' + 50% sacarosa U3 30' + 50% sacarosa U4 10' + 60% sacarosa U5 30' + 60% sacarosa U6
Lote 5 Secado natural al sol SN
Tabla 1. Lotes y nomenclatura de los distintos tratamientos empleados para el secado a partir de higos frescos del cultiva ‘Cuello Dama Blanco’.
320
IV.- Resultados
La actividad de agua fue medida mediante el analizador Novasina AW Sprint TH
500.
2.3.2. Firmeza
Se realizó un análisis de la firmeza en un total de 10 frutos por cada tratamiento.
Para ello, se empleó un texturómetro mod. TA.XT2i de la marca Stable Micro Systems,
aplicándose un 6 % de deformación. Cada fruto se sometió a una fuerza con un disco de
compresión de aluminio de 100 mm de diámetro, determinándose la pendiente en la
zona lineal de la curva de fuerza-deformación y los resultados se expresaron como N
mm-1.
2.4. Análisis microbiológico
Se pesaron asépticamente 10 g de higo para cada uno de los tratamientos de
secado, tanto antes como después del escaldado, en bolsas con filtro y se suspendieron
en 90 mL de agua de peptona. A continuación, las muestras se homogeneizaron en un
homogeneizador Stomacher. A partir de estas, se realizaron tres diluciones seriadas en
tubos de ensayo con 9 mL de agua de peptona, desde las cuales se sembraron 1 mL en
placas de medio de cultivo específicos para cada microorganismo. Los recuentos de las
bacterias aerobias mesófilas se realizó en medio agar recuento en placa (PCA, Oxoid,
Unipath, Basingstoke, UK) durante 48 horas a 30 ºC. Los recuentos de enterobacterias
totales se realizaron mediante la inoculación en agar biliado rojo violeta glucosa
(VRBG, Oxoid), cubriéndose a continuación cada placa con una fina capa de agar antes
de su incubación a 30 ºC durante 24 horas, mientras que los recuentos de coliformes se
realizaron en agar biliado-rojo neutro-cristal violeta (VRBA, Oxoid), cubriéndose a
continuación cada placa con una fina capa de agar antes de su incubación a 37 ºC
durante 48 horas. Por último, los recuentos de mohos y levaduras fueron llevados a cabo
en agar patata dextrosa (PDA, Oxoid) a pH 4 ajustado con ácido tartárico y agar rojo
bengala suplementado con cloranfenicol tras su incubación a 25 ºC durante 4 días. Los
recuentos de todos los microorganismos se realizaron en aquellas placas que
presentaron recuentos de entre 30 y 300 colonias, expresándose los resultados como el
logaritmo de unidades formadoras de colonia por gramo de muestra (log UFC g-1).
321
IV.- Resultados
2.5. Análisis sensorial
Para la determinación de la calidad sensorial de cada uno de los tratamientos
realizados, 10 panelistas previamente entrenados se incluyeron en el panel de cata para
la evaluación de las muestras mediante un análisis descriptivo de acuerdo con la norma
(ISO 4121-2006, 2006). Para el análisis sensorial 2 frutos de cada uno de los
tratamientos tras el escaldado fueron seleccionados y presentados a los catadores en
orden aleatorio. Los panelistas juzgaron las muestras mediante una escala numerada (de
1 a 10 puntos) de los siguientes descriptores: apariencia externa, color del fruto, sabor a
fruta, sabor dulce, sabor ácido, sabor amargo, sabor salado, jugosidad, textura y
presencia de semillas.
Además se realizó un test hedónico llevado a cabo por 15 consumidores no
entrenados para evaluar la aceptabilidad de las muestras.
2.6. Análisis estadístico
El análisis estadístico se realizó por medio del programa estadístico SPSS para
Windows, 15.0 (SPSS Inc Chicago, IL, USA). Los valores medios del factor lote se
estudiaron mediante análisis unidireccional de la varianza (ANOVA). Los valores
medios fueron separados mediante el test de Tukey (HSD) (p<0.05). Las relaciones
entre los parámetros de calidad estudiados fueron evaluadas por el coeficiente de
correlación de Pearson.
3. Resultados y discusión
3.1.- Porcentaje de humedad y actividad de agua
En la figura 1 se representan los valores de humedad durante las distintas etapas
de secado para los distintos sistemas de secado estudiados. De forma general, todos los
tratamientos alternativos aplicados permitieron el secado del producto en tiempos
significativamente inferiores a los del secado al sol (Lote 5), el cual necesitó
aproximadamente 15 días para alcanzar una humedad final tras el escaldado del 22,68 %
y una actividad de agua (Aw) de 0,75 (Tabla 1). De acuerdo con el Reglamento CEE nº
1709/84 de la Comisión Europea, que establece la clasificación y normas de calidad de
los higos secos, el contenido de humedad de los higos secos no deberá ser superior al 24
%. La mayor eficiencia en cuanto a tiempo de secado se encontró en los lotes de secado
322
IV.- Resultados
mediante K2CO3 y ultrasonidos (Lotes 3 y 4), que emplearon entre 24 y 48 horas para el
secado final del producto. En cuanto a la aplicación de emulsiones de K2CO3, esta sólo
resultó parcialmente efectiva en el caso del secado de higos, ya que los tratamientos
realizados únicamente con K2CO3 y aceite de oliva no alcanzaron los porcentajes de
humedad adecuados tras 24,5 horas de secado (27,6 % y 26 % respectivamente), si bien
si presentaron Aw adecuadas para la estabilidad del producto (0,50). Por el contrario, la
combinación de K2CO3con soluciones osmóticas de sacarosa (T3 y T4) mostraron los
valores finales de humedad más adecuados (23,75 % y 22,67 % respectivamente) tras
48 horas de secado, siendo el más adecuado en cuanto a eficacia de secado el lote T3
debido a que presentó también una baja Aw (0,49). Éste rápido secado fue favorecido
por la aplicación de la emulsión alcalina utilizada, que permitió aumentar la
permeabilidad de la piel mediante la eliminación de la cutícula de ceras presente,
permitiendo posteriormente una mayor velocidad de secado debido a un incremento en
la velocidad de intercambio de agua durante el proceso (Doymaz, 2004; Williams,
1989). Estos resultados son similares a los observados por otros autores, que
encontraron que el empleo de emulsiones de oleato de etilo y metilo en soluciones
acuosas de NaOH y K2CO3 resultó efectivo para el secado de frutas como uva de mesa
(Doymaz y Pala, 2002a; Doymaz, 2006) y cerezas (Doymaz, 2007), combinado con el
posterior secado en estufa a temperaturas de entre 55 ºC y 65 ºC. En cuanto a los
tratamientos basados en la aplicación de ultrasonidos (Lote 4), mientras que el
tratamiento de secado mediante la aplicación de 30 minutos de ultrasonidos e inmersión
en solución osmótica (50 % p/v sacarosa) (U4) resultó ser el que mayores valores de
humedad registró tras el escaldado (44 %), los tratamientos significativamente mejores
fueron los de aplicación directa de ultrasonidos durante 10 minutos, así como la
combinación de 30 minutos de ultrasonidos e inmersión en solución osmótica (60 % p/v
sacarosa) (Lotes U1 y U6, respectivamente) alcanzando unos porcentajes de humedad
de 21 % y 35 % tras 24 horas y 48 horas de secado respectivamente, alcanzado ambos
unos valores de Aw aceptables (0,63 y 0,77 respectivamente). Resultados similares
fueron encontrados por Schössler y col. (2012), que comprobaron que la aplicación de
ultrasonidos en manzana y pimiento rojo mejoraba la difusividad del agua. También
Fernandes y col. (2009), estudiaron la aplicación de ultrasonidos asistido con osmosis
con diferentes concentraciones de azúcar y concluyeron que la pérdida de humedad
aumentaba conforme aumentaba el tiempo de aplicación de ultrasonidos y la
323
IV.- Resultados
concentración de azúcar utilizada para la osmosis. Dentro de los tratamientos de secado
en estufa (Lote 1), el secado con rampa de temperatura de 50 ºC+ 30 ºC (E5) presentó
un secado más eficiente, alcanzando en 48 horas un contenido de humedad del 22,3 %
con una actividad de agua de 0,58 que garantiza la estabilidad del producto, mientras
que el tratamiento E1 (40 ºC) fue el que mayor tiempo de secado necesitó (90 horas),
sin llegar a alcanzar los niveles de humedad y actividad estipulados para el producto,
con valores de 31 % y 0,94 respectivamente. Algunos de los estudios de secado de higos
en estufa realizados presentaron resultados similares a los obtenidos en este estudio.
Rezaee y col. (2005) observaron que el secado de higos a temperaturas iguales o
inferiores a 50 ºC resulta insuficiente para el secado total de higos en estufa. Sin
embargo, el secado a 60 ºC durante 12 horas seguido por 9 horas de secado a 65 ºC
parece mostrar unos buenos resultados. Asimismo, el secado mediante deshidratación
osmótica (Lote 2) también demostró una reducción en el tiempo de secado del producto,
consiguiendo alcanzar unos valores de humedad y Aw adecuados tras 72 horas de
secado. Los tratamientos de ósmosis más efectivos resultaron ser los de secado con 70
% (p/v) de sacarosa (O3) y de 50 % (p/v) sacarosa + 10 % (p/v) NaCl (O5), con valores
de humedad de 22,83 y 22.79 % respectivamente y una Aw de 0,58 en ambos casos,
mientras que los tratamientos de 60 % (p/v) sacarosa + 10 % (p/v) NaCl (O4) y 55 %
(p/v) sacarosa + 5 % (p/v) NaCl (O6) mostraron la peor capacidad de deshidratación,
probablemente debido al uso de concentraciones de sacarosa demasiado elevadas en
combinación con NaCl, tal y como han descrito otros autores como Ehabe y col. (2006),
quienes estudiaron en banana que cuanto mayor era la concentración de solutos de la
solución de inmersión, mayor era el contenido de humedad debido a su capacidad para
unirse y conservar la humedad aún disminuyendo la actividad de agua. También
observaron que el empleo de soluciones simples de azúcar o de cloruro sódico, ambas al
10 % (p/v), así como la combinación de ambas (5 % (p/v) azúcar + 5 % (p/v) cloruro
sódico) favorece la pérdida de agua, inhibiendo además el crecimiento de mohos en la
superficie tras su posterior secado en estufa a 70 ºC.
3.2. Firmeza
En la Tabla 2 se presentan los valores de firmeza de los higos secos durante las
distintas etapas de los diferentes tratamientos de secado realizados. Los mejores valores
de firmeza se encontraron en los lotes de secado mediante K2CO3 y ultrasonidos (Lotes
324
IV.- Resultados
3 y 4). Concretamente, los tratamientos que mostraron unos valores de firmeza más
bajos fueron los tratamientos con 10 % (p/v) K2CO3+ 1 % (v/v) AO (T2) así como con
10 % (p/v) K2CO3+ 1 % (v/v) AO + 60 % (p/v) sacarosa (T3), con valores de 0,85 N
mm-1 en ambos casos, frente a valores de firmeza de 1,97 N mm-1 obtenidos en los higos
secados al sol. Además, los tratamientos con 30 minutos de ultrasonidos (U2) y 30
minutos + 60 % (p/v) sacarosa (U6) pertenecientes al Lote 4 mostraron niveles de
firmeza de 1,12 y 1,05 N mm-1 respectivamente. Los valores de firmeza más bajos en
los higos tratados con ultrasonidos así como con carbonato potásico pueden estar
relacionados con la acción que ejercen dichos tratamientos sobre las estructuras
celulares de la fruta, produciendo un debilitamiento de las mismas. La aplicación de
ultrasonidos ha sido anteriormente descrita como una técnica que permite reducir la
viscosidad (Greguss, 1963) y reducir el espesor de la capa de difusión de la humedad
(Mulet y col., 2003). En el caso de la aplicación de ultrasonidos combinados con
ósmosis, Fernandes y col (2009) observaron en piña una pérdida de adhesión celular
debido a la solubilización de pectinas, lo cual crea canales intercelulares y contribuyen a
la pérdida de firmeza del fruto.
Con respecto al secado en estufa (Lote 1), los mejores valores de firmeza tras el
escaldado fueron los obtenidos para los tratamientos de secado a 40 ºC (E1) y de 50 ºC
+ 60 ºC + 70 ºC (E5) con valores de 1,14 N mm-1 y 1,63 N mm-1, respectivamente, los
cuales fueron significativamente inferiores a los obtenidos en los tratamientos de secado
en estufa con valores de hasta 2,90 y 2,72 N mm-1 para los tratamientos de secado a 70
ºC y de rampa de temperatura 50 ºC + 30 ºC, respectivamente. Sankat y col. (1996)
también observaron un endurecimiento de los frutos durante su secado a altas
temperaturas, sobre todo en aquellos que presentan una alta concentración de solutos
como es el caso de los higos. Asimismo, se observó que la velocidad del secado
aumentaba a medida que aumentaba la temperatura. Sin embargo, cuando la
temperatura de secado era superior a 70 ºC no se seguía este comportamiento,
probablemente debido a que el secado a elevadas temperaturas produce una pérdida del
agua superficial y con ella una movilización de los solutos desde el interior, además de
una gelatinización del almidón en la superficie del fruto, lo cual produce un
endurecimiento del mismo.
En el caso de los tratamientos de deshidratación osmótica (Lote 2). Los mejores
resultados en este lote fueron para los tratamientos con un 70 % (p/v) de sacarosa (O3) y
325
IV.- Resultados
con un 55 % (p/v) de sacarosa + 5 % (p/v) NaCl (O6), con valores de 1,06 y 1,16 N mm-
1, respectivamente. Por el contrario, los tratamientos con 50 % (p/v) sacarosa (O1) y 60
% (p/v) sacarosa (O2) mostraron peores valores de firmeza (1,94 N mm-1 y 1,93 N mm-1
respectivamente). Jiokap Nono y col. (2001) demostraron que el pre-tratamiento
osmótico tenía un efecto beneficioso sobre la firmeza de las manzanas rehidratadas que
anteriormente habían secado al aire a 50 ºC. Sin embargo, otros autores (Mandala y col.,
2005; Saravacos y col., 1990; Uzman y Sahbaz, 2000) informaron de un posible efecto
negativo sobre la textura de diversas frutas como banana o manzana deshidratadas
mediante esta técnica. Este efecto fue relacionado con una cristalización de los azúcares
en las capas superiores de la fruta, así como una ruptura celular y de los gránulos de
almidón, lo cual provoca una gelatinización del mismo cuando las temperaturas de
secado empleadas son superiores a 65 ºC, repercutiendo en una disminución de la
velocidad de secado así como en un mayor endurecimiento superficial.
3.3. Recuentos microbiológicos
Tal y como se refleja en la figura 2, la carga microbiológica de los higos secos
fue, en general, superior antes del escaldado. A pesar de que la mayoría de bacterias no
crecen por debajo de una actividad de agua de 0,91 y que los mohos dejan de crecer por
debajo de 0,80 (Falconi, 2008), se detectó la presencia de diversos microorganismos
debido probablemente a contaminaciones cruzadas, bien durante el proceso de secado o
a causa de una elevada carga microbiológica inicial. Así, aunque los recuentos de
bacterias y levaduras disminuyeron hasta niveles por debajo del índice de detección tras
el escaldado, cabe destacar que los recuentos iniciales más elevados antes del escaldado
se encontraron, en todos los casos, en los higos secados al sol. Concretamente, la
presencia de bacterias aerobias mesófilas fue de 5,2 log UFC g-1, si bien fue elevada en
la mayoría de tratamientos, seguido por otros tratamientos como los lotes de secado por
deshidratación osmótica, los cuales presentaron recuentos de hasta 3,9 log UFC g-1 para
el tratamiento de deshidratación en soluciones osmóticas con un 50 % (p/v) sacarosa +
10 % (p/v) NaCl (O5). Por otra parte, los lotes de higos a los que se realizó la aplicación
de ultrasonidos obtuvieron los recuentos más bajos, de modo que el tratamiento de
ultrasonidos durante 10 y 30 minutos asistidos por ósmosis en solución osmótica con un
60 % (p/v) de sacarosa (U5 y U6) obtuvieron recuentos ˂ 2 log UFC g-1. En cuanto a los
326
IV.- Resultados
recuentos de enterobacterias y coliformes, los niveles más elevados se observaron
también para SN, alcanzando recuentos de hasta 2,5 y 2,3 log UFC g-1, mientras que en
el resto de tratamientos no se detectó la presencia de estos microorganismos. Del mismo
modo, los recuentos de levaduras más elevados se encontraron en los higos secados al
sol, con recuentos de 4,6 log UFC g-1, seguidos por los tratamientos en estufa a 40 ºC
(E1) y de deshidratación osmótica con 70 % (p/v) de sacarosa (O3), que mostraron
recuentos en torno a 2,5 log UFC g-1en ambos casos. Así, la presencia de
microorganismos como bacterias aerobias mesófilas, enterobacterias y coliformes
durante el proceso de secado puede dar lugar a alteraciones indeseables en el fruto, con
la consecuente pérdida de calidad. Asimismo, la presencia de enterobacterias y
coliformes pueden ser indicadores de contaminación externa durante la recolección o el
procesado (Nguyen-The y Carlin, 1994), por lo que las condiciones higiénicas
mantenidas durante todas estas etapas serán decisivas en la carga microbiológica de
frutas y hortalizas (García-Villanova y col., 1987).
El tratamiento de escaldado al que fueron sometidos los higos tras el secado ha
sido descrito como un tratamiento eficaz para la reducción del número de bacterias,
tanto patógenas como alterantes (Rusell, 2003), si bien su efectividad depende del
tiempo y la temperatura del tratamiento, así como de la carga microbiana inicial
presente en el producto. Asimismo, varios autores han observado que el escaldado
también favorece la inactivación de las enzimas, remueve aromas y sabores indeseables
y fija el color (Díaz de Tablante y col., 1993; Tapia y col., 1996). Sin embargo, el
escaldado no siempre es suficiente para la eliminación de bacterias esporuladas, así
como de mohos y sus esporas. Esto se pone de manifiesto en el caso de los recuentos de
mohos obtenidos en nuestro estudio. Mientras que todos los tratamientos de secado
mediante ultrasonidos (Lote 4), presentaron unos recuentos de mohos ˂ 2 log UFC g-1,
en el resto de tratamientos se observó la presencia de mohos antes y después del
escaldado, excepto en los tratamientos de secado con rampas de temperatura a 50 ºC +
60 ºC + 70 ºC (E5), y 50 ºC + 30 ºC (E6), así como mediante la deshidratación osmótica
en solución osmótica con un 70 % (p/v) de sacarosa, en los que los recuentos de mohos
también disminuyeron al mínimo tras el escaldado. Sin embargo, en el resto de
tratamientos realizados no se consiguió reducir el número de recuentos por debajo del
límite de detección, si bien todos los tratamientos artificiales presentaron unos recuentos
menores a los observados en los higos secados al sol, con recuentes de 4,2 log UFC g-1
327
IV.- Resultados
antes del escaldado y de 2,3 log UFC g-1 tras el escaldado. Esto confirma que la
aplicación de tratamientos como los ultrasonidos permite una reducción de los recuentos
microbianos debido a posibles daños celulares. Chemat y col., 2011, informaron de que
el uso de ultrasonidos combinado con un tratamiento térmico se puede acelerar la
velocidad de esterilización de los alimentos. Por lo tanto, reduce la duración y la
intensidad del tratamiento térmico así como los daños resultantes, lo cual explicaría que
en los higos pre-tratados mediante ultrasonidos no se detectara la presencia de mohos.
3.4. Análisis sensorial
En la figura 3 se puede observar los resultados del test descriptivo realizado a los
distintos tratamientos, donde se puede observar que el lote con una mejor puntuación en
la mayoría de los parámetros analizados fue el perteneciente a los higos tratados
mediante ultrasonidos (Lote 4). El tratamiento de ultrasonidos durante 10 minutos
asistido por ósmosis en solución osmótica con un 60 % (p/v) de sacarosa fue uno de los
mejor valorados en cuanto a color de la pulpa y el sabor de la fruta seguido por
tratamientos como 30 minutos de ultrasonidos + ósmosis en solución osmótica con un
50 % (p/v) de sacarosa (U4) y 30 minutos asistido por ósmosis en solución osmótica
con un 60 % (p/v) de sacarosa (U6), presentado puntuaciones de hasta 8,7 en la
valoración del color de la pulpa, frente a los 2,8 puntos obtenidos por el secado al sol.
Asimismo, estos tratamientos también presentaron una mejor textura y jugosidad, de
modo que mientras que los tratamientos U4, U5 y U6 obtuvieron unas puntuaciones
para la jugosidad en torno a 657, SN obtuvo una puntuación de 1,5. Esta mejora de la
textura y la jugosidad de los frutos podría estar relacionada, nuevamente, con la
creación de canales microscópicos y el debilitamiento de estructuras que a su vez
favorece la pérdida de agua (Fernandes y col., 2008; Fuente-Blanco y col., 2006;
Tarleton, 1992), así como con la solubilización de pectinas (Fernandes y col., 2009). Por
otra parte, se observó una pérdida del sabor dulce en los higos pre-tratados,
especialmente en aquellos pre-tratados únicamente con ultrasonidos como U1
(tratamiento mediante 10 minutos de ultrasonidos), el cual obtuvo una disminución
significativa para el parámetro sabor dulce. Fernandes y Rodrigues (2007) informaron
que durante el secado mediante ultrasonido de láminas de banana, éstas perdieron
azúcar debido al intercambio osmótico producido como resultado de la creación de
canales intercelulares. Por ello, es interesante acompañar este tipo de pre-tratamiento de
328
IV.- Resultados
secado con otros como el de osmosis mediante soluciones osmóticas como la sacarosa
para mejorar las características organolépticas del producto. Fernandes y col. (2009)
compararon la aplicación de ultrasonidos con la aplicación de ultrasonidos asistidos con
osmosis en piña y observaron esta pérdida de azúcar únicamente cuando se aplicaban
sólo ultrasonidos. Además, demostraron que la absorción de azúcares del producto era
mayor cuanto mayor era la concentración de azúcar utilizada y cuanto mayor era el
tiempo de aplicación de ultrasonidos, lo cual coincide con los resultados de este estudio.
El segundo lote con mejores resultados en el test descriptivo realizado fue el
correspondiente al tratamiento con K2CO3 (Lote 3). Las principales diferencias se
encontraron en los parámetros color, sabor a fruta y jugosidad. Concretamente, el
tratamiento realizado con 10 % (p/v) K2CO3 + 1 % (v/v) AO + 60 % (p/v) sacarosa (T3)
seguido por el tratamiento 10 % (p/v) K2CO3 + 1 % (v/v) AO (T2) fueron los mejor
valorados, con puntuaciones para el color de pulpa en torno a 7 en ambos casos, frente
a puntuaciones de 5 en el caso del secado al sol. Sin embargo, en los tratamientos en los
que no se llevó a cabo la combinación del tratamiento de carbonato potásico con
solución osmótica (T1 y T2), la percepción del sabor dulce fue menor. Este resultado
probablemente sea debido a la pérdida de solutos del fruto hacia la solución, ya que el
tratamiento con carbonato potásico aumenta la permeabilidad de la cutícula y disminuye
su resistencia (Doymaz, 2006; Pangavhane y col., 1999), lo cual puede provocar
cambios texturales como el endurecimiento de las frutas y la contracción.
En cuanto a los tratamientos de secado mediante ósmosis (Lote 2), los
tratamientos mejor valorados fueron los de solución osmótica simple con un 70 % (p/v)
de sacarosa (O3) y de solución osmótica doble con un 50 % (p/v) sacarosa + 10 % (p/v)
NaCl (O5). Estos dos tratamientos fueron algunos de los que mostraron las
puntuaciones más altas en cuanto a aspecto externo y color de la pulpa, si bien O3 fue
peor valorado en cuanto a textura, siendo O5 el único tratamiento por ósmosis que no
mostró diferencias significativas con respecto al secado al sol. Por otra parte, se detectó
un ligero sabor salado en aquellas muestras en las que se empleó una solución osmótica
de sacarosa combinada con NaCl, como es el caso de los tratamientos O4 y O6, lo que
además repercutió en una disminución del sabor dulce percibido por los catadores. La
percepción más elevada del sabor dulce fue encontrada para los tratamientos con
soluciones osmóticas simples de 50, 60 y 70 % (p/v) de sacarosa respectivamente (O1,
O2 y O3), aunque sus puntuaciones no llegaron a ser significativamente superiores a las
329
IV.- Resultados
obtenidas en el secado al sol como habría cabido esperar. El mejor aspecto externo y
color de los frutos deshidratados mediante ósmosis ha sido previamente descrita y
relacionada con la capacidad de reducir el pardeamiento enzimático oxidativo (Lerici y
col., 1985; Rault-Wack, 1994; Torreggiani, 1993; Velic y col., 2004), así como la
pérdida de compuestos volátiles, la acidez y el daño causado por el calor (De Souza
Silva y col, 2011). Sin embargo, aunque la deshidratación osmótica, está relacionada
con un intercambio de solutos, así como con la absorción de azúcar al tejido (Nieto y
col, 2013), durante el proceso de deshidratación también se puede producir una salida
de los solutos del fruto hacia la solución osmótica en el caso de frutos con una alta
concentración de solutos, como puede ser el caso de los higos (Rooult-Wack, 1994), lo
cual finalmente puede repercutir en una pérdida del sabor dulce sino se realiza una
renovación de la solución durante el tratamiento de ósmosis, lo que podría justificar el
menor sabor dulce encontrado en alguno de los tratamientos.
Por último, en lo referente a los ensayos de secado en estufa (Lote 1), el
tratamiento de secado mediante rampa de temperatura E5 (50 ºC + 60 ºC + 70 ºC)
obtuvo los resultados más similares a los observados para el secado al sol, siendo
significativamente mejores que otros tratamientos de secado en estufa realizados. Los
parámetros descriptivos mejor valorados para el tratamiento E5 fueron color, sabor a
fruta y jugosidad. Asimismo, en comparación con el secado natural, el secado en estufa
redujo el sabor amargo significativamente con respecto al secado tradicional, bajando la
puntuación de dicho sabor hasta 1 punto en el caso del secado con rampa de temperatura
(E5). Por otra parte, los tratamientos E1 (secado a 40 ºC) y E3 (secado a 60 ºC)
obtuvieron peores resultados en cuanto al color de la pulpa (con unas puntuaciones de
2,6 y 2,1 respectivamente), si bien no llegaron a ser unas diferencias significativas en
comparación con otros tratamientos, salvo para E5 y SN, los cuales fueron los mejor
valorados, con una puntuación de de 6,2 y 6, respectivamente. Diversos autores también
observaron el efecto negativo del secado en estufa a elevadas temperaturas sobre el
color y la textura de diversos frutos (Boudhrioua y col., 2002; Demirel y Thuran, 2003;
Tsami y Katsioti, 2000), ya que promueve el pardeamiento por caramelización y
reacciones de Maillard, al tiempo que produce desecación de la superficie del producto,
lo cual puede afectar tanto al color como a la textura del producto. Leitea y col. (2007)
estudiaron el efecto de temperaturas de 60 ºC y 70 ºC en el secado de plátano y
obtuvieron resultados similares a los de este estudio, concluyendo que la perdida de
330
IV.- Resultados
compuestos químicos como la glucosa era mayor a temperaturas de 70 ºC. Esta pérdida
de azúcares las atribuyeron a las reacciones de Maillard, las cuales son favorecidas por
el uso de temperaturas elevadas. Lo cual supone no sólo una pérdida del valor nutritivo
de las proteínas implicadas en la reacción con los azúcares reductores, sino una pérdida
de calidad organoléptica por causa del pardeamiento del producto, acelerado por el uso
de altas temperaturas (Van Dender y col, 1986). Sin embargo, el uso de rampas de
temperatura parece minimizar en cierto modo estos efectos, probablemente debido al
aumento gradual de la temperatura.
En cuanto a los resultados obtenidos en el test hedónico realizado (Figura 4), los
higos mejor valorados de forma global fueron los obtenidos mediante los tratamientos
de secado mediante ultrasonidos durante 10 ó 30 minutos asistidos por ósmosis en
solución osmótica con un 60 % (p/v) de sacarosa (U5 y U6), con una puntuación en
torno a 7,5, siendo significativamente mejores en comparación con el secado al sol, el
cual obtuvo una puntuación media de 2,5. Asimismo, el tratamiento 10 % (p/v) K2CO3
+ 1 % (v/v) AO + 60 % (p/v) sacarosa (T3) fue el segundo tratamiento mejor valorado,
probablemente debido a que tanto U5 y U6 como T3 presentaron las puntuaciones más
elevadas en cuanto a textura, color y sabor, lo cual se vio reflejado el test hedónico. En
cuanto al secado mediante deshidratación osmótica, el tratamiento en solución osmótica
con un 70 % (p/v) de sacarosa (O3) fue el mejor valorado en el test hedónico, con una
puntuación media de 7,1, seguido por el tratamiento de 50 % (p/v) sacarosa + 10 %
(p/v) NaCl (O5), que obtuvo una puntuación de 6,6 frente a los 5,8 puntos obtenidos en
el secado al sol para este lote. En el caso del secado en estufa, el secado mediante rampa
de temperatura 50 ºC + 60 ºC + 70 ºC (E5) fue el mejor valorado entre todos los
tratamientos en estufa, si bien no llegaron a superar al secado al sol, aunque no hubo
diferencias estadísticamente significativas entre ambos, obteniendo una puntuación de 5
en el caso del tratamiento de rampa de temperatura E5 frente a los 5,8 puntos obtenidos
en el caso de SN.
3.5. Efecto de las diferentes técnicas de secado sobre las características
sensoriales del higo seco
Con la finalidad comparar los distintos tratamientos y caracterizar aquellos que
más afectan a los parámetros sensoriales del producto se realizó un análisis de
componentes principales o ACP o PCA, el cual se muestra en la figura 5.
331
IV.- Resultados
Parámetros como el sabor a fruta, el color de la pulpa y la jugosidad estuvieron
explicados en un 39,68 % por el eje principal (Componente principal 1) del ACP. Estos
parámetros estuvieron claramente relacionados con los higos secos pertenecientes al
Lote 4, obtenidos mediante tratamiento únicamente con ultrasonidos (U2), así como
mediante la combinación de éstos con deshidratación osmótica (U4, U5, U6). También
el secado al sol (SN), así como algunos tratamientos pertenecientes al Lote 3
pertenecientes a la aplicación de carbonato potásico combinado con soluciones
osmóticas (T3) estuvieron relacionados con estos parámetros sensoriales.
Por otra parte, otros aspectos menos positivos del producto como una elevada
firmeza vienen explicados por el eje principal (Componente principal 1) del ACP,
estando relacionada principalmente con los tratamientos de secado pertenecientes al
Lote 1, realizados en estufa (E1, E2, E3, E4 y E6), excepto en el caso del tratamiento de
secado mediante rampa de temperatura E5. Asimismo, el sabor salado estuvo
relacionado, como era de esperar con algunos tratamientos de ósmosis pertenecientes al
Lote 3, concretamente aquellos consistentes en la combinación de sacarosa y NaCl,
como es el caso de los tratamientos O4 y O6.
En base a estos resultados, dado que parámetros sensoriales como sabor, aspecto
externo y el color son propiedades importantes en las frutas deshidratadas, ya que la
primera valoración que hacen los consumidores sobre la calidad del producto está
basada en ambos parámetros (López y col., 1997), los lotes con puntuaciones más altas
en estos parámetros coinciden en la mayoría de los casos con los que presentan una
mayor valoración global. Así, la valoración global estuvo positivamente relacionada con
tratamientos como U5, U6, T3 y SN.
4. Conclusiones
La aplicación de técnicas de secado alternativas al secado al sol han demostrado
ser efectivas en cuanto a la reducción del tiempo de secado para los higos del cultivar
‘Cuello Dama Blanco’, permitiendo el secado del producto en un margen de tiempo de
1 a 3 días frente a los 15 días de media necesarios para el secado del producto al sol.
Asimismo, muchos de los tratamientos alternativos realizados permitieron la obtención
de un producto final más controlable, con unas características físico-químicas,
sensoriales y microbiológicas más estables en un corto periodo de tiempo. De este
modo, los tratamientos que mostraron unos mejores resultados de los parámetros
332
IV.- Resultados
analizados para cada lote fueron: secado en estufa a temperaturas de 50 ºC + 60 ºC + 70
ºC (E5); secado mediante la aplicación de emulsiones con 10 % (p/v) de K2CO3
combinadas con un 60 % (p/v) sacarosa (T3); deshidratación osmótica mediante
soluciones osmóticas con un 70 % (p/v) de sacarosa (O3, así como con 50 % (p/v) de
sacarosa + 10 % (p/v) NaCl (O5) y secado mediante la aplicación de ultrasonidos
durante 30 minutos combinado con solución osmótica con un 60 % de sacarosa (U6).
Concretamente, los lotes consistente en pre-tratamientos de secado mediante la
aplicación de carbonato potásico (K2CO3), así como de ultrasonidos, ambos combinados
con deshidratación osmótica, mostraron en general unos buenos resultados en cuanto
textura, calidad microbiológica y aceptabilidad por parte del consumidor. Así, estos
tratamientos podrían ser una buena alternativa al secado natural, si bien son necesarios
más estudios futuros en los que se deberían estudiar más en profundidad las distintas
condiciones de secado, el cultivar a tratar, así como el comportamiento de los mismos a
lo largo del tiempo de almacenamiento del producto seco, por lo que han sido
seleccionados para posteriores estudios de vida útil en higo seco.
Agradecimientos
Investigación financiada por el proyecto RTA2007-00096-C03-03 del Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Ministerio de
Educación y Ciencia y fondos FEDER.
M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 del Gobierno de
Extremadura.
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Figura 1. Valores de humedad (%) obtenidos a lo largo del proceso de secado del
producto para cada uno de los tratamientos realizados.
Figura 2. Recuentos microbiológicos (expresados en log UFC g-1 ) de bacterias aerobias
mesófilas, levaduras y mohos procedentes de los tratamientos seleccionados antes y
después del escaldado, comparándolos con el secado al sol.
Figura 3. Evaluación de las características sensoriales de los distintos tratamientos.
Figura 4. Valoración global distintos tratamientos.
Figura 5. Análisis de componentes principales, PC1 y PC2 (39,68% y 55,65% de la
varianza respectivamente) referente al análisis físico-químico y sensorial de los distintos
tratamientos realizados.
339
IV.- Resultados
Días de secado
Firmeza (N mm-1) Aw
Fresco Inicio Mitad Final pdias Fresco Inicio Mitad Final pdías
Lote 1
E1 1.57 2.272h 2.963h 1.141b *** 0.98 0.95b 0.92e 0.94e
E2 2.081g 2.582f 2.422g *** 0.95b 0.92e 0.93e
E3 2.181gh 2.782g 2.652gh * 0.93b 0.87d 0.87de
E4 2.241h 2.902h 2.922i ** 0.872ab 0.751c 0.751c *
E5 1.7712e 1.972c 1.631de * 0.782a 0.581ab 0.591ab *
E6 2.681i 3.792i 2.721h *** 0.772a 0.561a 0.581ab *
Lote 2
O1 1.57 1.471b 2.012c 1.942f *** 0.98 0.962b 0.581ab 0.591ab ***
O2 1.831f 2.0812c 1.931f * 0.952b 0.561a 0.571ab ***
O3 1.532c 1.582b 1.061b ** 0.912b 0.561a 0.591ab ***
O4 1.291a 2.753g 1.852e *** 0.952b 0.581ab 0.591ab ***
O5 1.551c 3.552f 1.281c *** 0.952b 0.581ab 0.581ab ***
O6 1.881f 3.482f 1.161b *** 0.912b 0.561a 0.561a ***
Lote 3
T1 1.57 1.662d 1.322a 0.981ab ** 0.98 0.781a 0.522a 0.532a ***
T2 1.763e 1.322a 0.851a *** 0.962b 0.481a 0.501a ***
T3 1.852f 1.932c 0.851a *** 0.942b 0.481a 0.491a ***
T4 1.952g 2.122cd 0.991ab *** 0.962b 0.731c 0.731c **
Lote 4
U1 1.57 1.47b 1.52b 1.51d 0.98 0.962b 0.621b 0.631b ***
U2 1.832f 2.243d 1.151b ** 0.962b 0.651b 0.651b ***
U3 1.53bc 1.55b 1.54d 0.962b 0.8612d 0.8712de **
U4 1.663d 1.362a 1.131b ** 0.962b 0.761c 0.771c **
U5 1.69de 1.52b 1.56d 0.962b 0.8312d 0.8312d *
U6 1.722e 1.772bc 1.051ab *** 0.962b 0.771c 0.771c **
Lote 5 SN 1.57 1.781ef 2.322de 1.971f *** 0.98 0.972b 0.701c 0.751c **
ptr *** *** *** * *** ***
En cada columna, las diferentes letras indican que hay diferencias significativas entre los tratamientos (p>0.05). En cada fila, los diferentes números indican que hay diferencias significativas entre los días de secado para cada tratamiento 1p * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001). ptr: Diferencias entre tratamientos pdías: Diferencias entre los días durante el proceso de secado
Tabla 2. Valores medios de firmeza y actividad de agua (Aw) obtenidos en distintos momentos del proceso de secado para los diferentes tratamientos realizados en cada uno de los lotes estudiados a partir de higos frescos.
340
IV.- Resultados
0102030405060708090
0 1 2 3 4 8 15
Hum
edad
(%)
Días
E1 E2 E3 E4 E5 SN
0 1 2 3 4 8 15
Días
O1 O2 O3 O4 O5 O6 SN
Lote 1 Lote 2
0102030405060708090
0 1 2 3 4 8 15
Hum
edad
(%)
Días
T1 T2 T3 T4 SN
Lote 3
0 1 2 3 4 8 15
Días
U1 U2 U3 U4 U5 U6 SN
Lote 4
Figura 1
341
IV.- Resultados
d
cbc
bcb
a
d
0
1
2
3
4
5
6
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
E1 E2 E3 E4 E5 E6 SN
log
UFC
g-1 bc
c
ab
a
bc
ab
d
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
O1 O2 O3 O4 O5 O6 SN
b bab
a
c
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
T1 T2 T3 T4 SN
b bbc bc
ab
a
d
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
U1 U2 U3 U4 U5 U6 SN
cdc
c
b
c
a
e
00.5
11.5
22.5
33.5
44.5
5
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
E1 E2 E3 E4 E5 E6 SN
log
UFC
g-1
d
cd
c
cd
a
ab
de
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
O1 O2 O3 O4 O5 O6 SN
b bbc
a
d
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
T1 T2 T3 T4 SN
a a a a a a
b
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
U1 U2 U3 U4 U5 U6 SN
Lote 1 Lote 2 Lote 3 Lote 4
Bac
teri
as a
erob
ias
mes
ófila
sL
evad
uras
c
bc bcb
c
a
b
a
b
a a a
cd
bc
00.5
11.5
22.5
33.5
44.5
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
E1 E2 E3 E4 E5 E6 SN
log
UFC
g-1
bc
c
bc
a
a
c
b
ac
ab
b
d
cd
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
O1 O2 O3 O4 O5 O6 SN
b
b
ab
a
a
a
ab
c
c
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
T1 T2 T3 T4 SN
a a a a a a a a a a a a
b
b
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
Seca
do
Esca
ldad
o
U1 U2 U3 U4 U5 U6 SN
Moh
os
Figura 2
342
IV.- Resultados
0.01.02.03.04.05.06.07.08.0
Aspecto Externo
Color pulpa
Sabor fruta
Sabor salado
Sabor dulce
sabor ácido
Sabor amargo
Jugosidad
Textura
Semillas
O1 O2 O3 O4 O5 O6 SN
0.01.02.03.04.05.06.07.08.09.0
Aspecto Externo
Color pulpa
Sabor fruta
Sabor dulce
sabor ácidoSabor amargo
Jugosidad
Textura
Semillas
U1 U2 U3 U4 U5 U6 SN
0.001.002.003.004.005.006.007.008.00
Aspecto Externo
Color pulpa
Sabor fruta
Sabor salado
Sabor dulce
sabor ácido
Sabor amargo
Jugosidad
Textura
Semillas
T1 T2 T3 T4 SN
0.01.02.03.04.05.06.07.08.0
Aspecto Externo
Color pulpa
Sabor fruta
Sabor dulce
sabor ácidoSabor amargo
Jugosidad
Textura
Semillas
E1 E2 E3 E4 E5 E6 SN
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.72)
0.05 Tukey HSDSSB (± 3.03)
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.82)
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.52)
Lote 1 Lote 2
Lote 3 Lote 4
Figura 3
343
IV.- Resultados
a aa
ab aba
abc
0
2
4
6
8
10
E1 E2 E3 E4 E5 E6 SN
Valo
ració
n gl
obal
Lote 1
b b
c
bbc
a
b
O1 O2 O3 O4 O5 O6 SN
Lote 2
ab a
b
aab
0
2
4
6
8
10
T1 T2 T3 T4 SN
Valo
ració
n gl
obal
Lote 3
b
cdc c
cdde
a
U1 U2 U3 U4 U5 U6 SN
Lote 4
Figura. 4
344
IV.- Resultados
HumedadFirmeza (N
mm-1)
Aspecto externo
Color pulpa
Sabor fruta
Sabor salado
Sabor dulceSabor ácido
Sabor amargo
Jugosidad
Textura
Semillas
Valoración global
-1.00
-0.80
-0.60
-0.40
-0.20
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
-1.00 -0.50 0.00 0.50 1.00
Com
pone
nte
prin
cipal
2 (5
5.65
%)
Componente principal 1 (39.68%)
SNE1E2
E3
E4
E5E6
O1
O2
O3
O4
O5
O6
T1
T2
T3
T4
U1
U2U3
U4 U5
U6
-3
-2
-1
0
1
2
3
-2.5 -1.5 -0.5 0.5 1.5 2.5
Com
pone
nte
prin
cipa
l 2
(55.
65%
)
Componente principal 1 (39.68%)
Figura. 5
345
346
IV.- Resultados
IV.3.2.- Evaluación de la calidad microbiológica, funcional y sensorial durante la
vida útil de higos secos de los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’
obtenidos mediante secado artificial
Villalobos, M.C.1, Serradilla, M.J.2, Prieto, L.1, Casquete, R.1, Martín, A.1, Pereira, C.2,
Córdoba, M.G.1
1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. 2Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX). Áreas de Hortofruticultura y Vegetales. Gobierno de Extremadura. Autovía Madrid-Lisboa s/n, 06187 Badajoz, Spain.
Resumen
El objetivo de este estudio fue evaluar la calidad microbiológica, funcional y
sensorial durante la vida útil de higos secos obtenidos mediante distintos sistemas
de secado alternativos al secado al sol. Los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama
Blanco’ fueron secado mediante distintas técnicas: secado en estufa, secado
mediante deshidratación osmótica en distintas soluciones concentradas, secado
mediante la aplicación de K2CO3 + aceite de oliva en combinación con solución
osmótica, secado mediante la aplicación de ultrasonidos asistidos por ósmosis y
secado al sol. Los lotes fueron envasados en barquetas macroperforadas y
almacenados durante 90 días a temperatura ambiente, realizándose mensualmente
el análisis de humedad, firmeza, pérdidas de peso, recuentos microbiológicos,
estudio de micotoxinas en el producto, concentración de fenoles totales, actividad
antioxidante y calidad sensorial. Además, se aisló e identificó la flora fúngica
presente a lo largo de la vida útil y se evaluó su capacidad para producir
micotoxinas. Los mejores resultados se obtuvieron para el cultivar ‘Calabacita’, el
cual presentó una mejor aptitud para la aplicación de los distintos secados así
como para su almacenamiento. Los lotes tratados mediante emulsiones de K2CO3
así como con ultrasonidos mostraron unos valores de firmeza similares al control
en torno a 1,3 N mm-1 que se mantuvieron estables durante el almacenamiento,
mientras que los lotes de ósmosis y secado en estufa mostraron un aumento de la
firmeza alcanzando valores de hasta 4 N mm-1. Además, los lotes de salmueras
junto con el secado al sol presentaron recuentos de mohos en torno a 3 log UFC g-1,
mientras que los higos tratados por ultrasonidos presentaron recuentos por debajo
347
IV.- Resultados
del límite de detección. En todos los lotes las especies mayoritarias identificadas
fueron Cladosporium cladosporioides, seguido de Aspergillus fumigatus y
Penicillium raistrickii, si bien los higos secado al sol presentaron también mayor
diversidad de especies minoritarias pertenecientes en su mayoría al género
Penicillium. Asimismo, este género fue el productor de las principales micotoxinas
encontradas (ácido penicílico, griseofulvina y roquefortina). A pesar de que los
menores contenidos en fenoles totales y actividad antioxidante fueron encontrados
en los lotes control, con concentraciones de 257,1 mg de ácido gálico 100 g-1,
similares a las obtenidas tras el tratamiento con ultrasonidos frente a los niveles de
544,7 mg de ácido gálico 100 g-1 encontrados en el secado en estufa, los niveles
encontrados en todos los casos estuvieron dentro de la normalidad, siendo además
los higos tratados por ultrasonidos los mejor valorados sensorialmente, mientras
que los tratados en estufa o soluciones osmóticas obtuvieron una aceptabilidad más
baja. Por ello, el empleo de ultrasonidos asistidos por ósmosis resultó ser el sistema
de secado más efectivo efectivos para el secado y almacenamiento de los higos de
los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’, permitiendo el mantenimiento
de las características sensoriales y físico-químicas, así como el control del
crecimiento de mohos.
Palabras clave: Higo seco, secado artificial, parámetros de calidad, micotoxinas, vida útil
1.- Introducción El higo seco, uno de los frutos cultivados más antiguos, es uno de los productos
deshidratados más importantes. Dentro de la Europa continental, España, junto con
Grecia y Portugal, han sido históricamente los mayores productores de higo seco.
Concretamente, Extremadura es la primera comunidad autónoma española en extensión
y producción de higos, con 5.220 hectáreas de higueras y una producción anual de 8.272
toneladas, casi el 29 % del total español. Entre las principales variedades utilizadas para
secado, bien por su interés comercial o por la ocupación de grandes superficies de
cultivo en Extremadura, destacan ‘Calabacita’, ‘Picholetera’, ‘La Casta’ y ‘Cuello
Dama Blanco’, presentando esta última una doble aptitud tanto para secado como
consumo en fresco.
Los higos secos son muy bien valorados desde el punto de vista nutricional
debido a su aporte de azúcares y vitaminas (A, B, C). Además, presentan un alto
contenido en fibra dietética que ayuda al proceso digestivo, así como cantidades
348
IV.- Resultados
significativas de hierro, potasio, calcio y beta-caroteno (Callejo, 2002; Flores y Jiménez,
2007). Cabe destacar la mayor presencia en los frutos secos de compuestos fenólicos,
entre ellos flavonoides, así como una mayor actividad antioxidante en comparación con
el producto fresco, debido a la concentración de todos estos compuestos como
consecuencia del proceso de secado. De hecho, autores como Slatnar y col. (2011)
observaron que mientras que el contenido de total de fenoles en higo fresco era de
aproximadamente 74,9 mg ácido gálico kg-1, la concentración tras el secado era de hasta
530 mg ácido gálico kg-1. Además, Vallejo y col. (2012) observaron la presencia de los
mismos compuestos encontrados en fresco. Entre los polifenoles encontrados destaca la
quercetina-rutinósido, la cual ha sido descrita como el principal compuesto fenólico
tanto en higo seco como fresco. Por otra parte, otros atributos como los carbohidratos
junto con los volátiles y la textura son los principales responsables del sabor y la
aceptación del producto por parte del consumidor (Alasalvar y col., 2001).
Tanto los procesos de secado como el tiempo de almacenamiento del producto
pueden provocar cambios indeseables en el producto. Durante el almacenamiento
pueden tener lugar distintas alteraciones asociadas a transformaciones sufridas por los
componentes mayoritarios de estas frutas, como azúcares, ácidos orgánicos, sustancias
aromáticas, pectinas, celulosa, hemicelulosa, compuestos fenólicos y sustancias
minerales a causa de diversos procesos enzimáticos, dando lugar a alteraciones
fisiológicas, y consecuentemente, pérdida de calidad del producto (Batisse y col., 1996;
Serrano y col., 2009). La aparición de coloraciones marrones frecuentemente
indeseadas, se asocia a reacciones de pardeamiento no enzimático (reacción de
Maillard, propiciada por las altas temperaturas), pardeamiento de tipo enzimático y el
producido por la caramelización de los azúcares, en la superficie del alimento, lo que
puede afectar en forma negativa a la presentación y al sabor de los productos (Guerrero
y Nuñez, 1991). En cuanto a la textura, durante los procesos de secado, así como
durante el almacenamiento, la pérdida de agua y los cambios de temperaturas provocan
el encogimiento celular y por consiguiente cambios en la textura del producto.
Sin embargo, el principal problema de los higos secos es la presencia de hongos
xerofílicos con capacidad de crecer por debajo de una actividad de agua (Aw) de 0,85, lo
que puede causar deterioro de los alimentos (Abellana y col., 1999) como malos
sabores, decoloración, la descomposición, así como la producción de micotoxinas, lo
cual supone el problema de mayor gravedad en productos secos. La producción de estos
metabolitos secundarios puede ocasionarse tanto en fase precosecha como postcosecha,
349
IV.- Resultados
ya que se producen cuando se dan las condiciones favorables de crecimiento,
generalmente como un prolongado e inadecuado almacenamiento a elevada actividad de
agua y temperatura. En general, la producción de toxinas es máxima entre los 24 ºC y
28 ºC. Además, por ser termoestables y resistentes, pueden persistir durante el secado,
así como durante el almacenamiento. Entre las micotoxinas más relevantes se
encuentran, la ocratoxina A (OTA), la patulina (PAT), las fumonisinas (FBs), la
zearalenona (ZEA) y las aflatoxinas (AFs), siendo estas últimas unas de las micotoxinas
más tóxicas producidas predominantemente por Aspergillus flavus y Aspergillus
parasiticus (Bennett y Papa, 1988). Otros géneros productores de micotoxinas son
Penicillium spp., Fusarium spp. y Claviceps spp. No obstante, cada día existen más
países que presentan leyes o recomendaciones para regular este problema. La
legislación española establece según El Reglamento (UE) No 1058/2012 de la Comisión
de 12 de noviembre de 2012 por el que se modifica el Reglamento (CE) no 1881/2006
en los higos secos límites máximos de aflatoxinas totales en 10 μg/kg y en 6 μg/kg para
la aflatoxina B1. Así, para evitar el desarrollo de micotoxinas, es indispensable aplicar
buenas prácticas de procesado, secado y almacenamiento, destacando la importancia del
control del crecimiento de mohos durante el secado y almacenamiento.
Por ello, cada vez es mayor la demanda del desarrollo de técnicas de secado que
permitan un mayor control sobre el producto final, que minimice los riesgos de pérdidas
y reduzca los riesgos higiénico-sanitarios en el producto (Ertekin y Yaldiz, 2004). Con
el fin de mejorar los aspectos negativos del secado natural, controlar la producción de
micotoxinas y preservar la calidad de las frutas, algunos autores han estudiado el efecto
distintos sistemas de secado artificial. El empleo de ciertos pre-tratamientos previos a la
operación de secado mediante la aplicación de deshidratación asistida por ósmosis ha
sido estudiada en papaya, mango, banano dulce y manzana (Jiokap Nono y col., 2002;
Reppa y col., 1999), la aplicación de emulsiones de carbonato potásico y/o sódico en
melocotones, uvas y moras (Doymaz, 2004, 2006) y la aplicación de ultrasonido en piña
y manzana (Fernandes y col., 2007, 2008, 2009) han sido descritos como eficaces, no
sólo en la reducción del tiempo de secado, sino también en la preservación y estabilidad
de ciertos atributos de calidad como el color, aroma, sabor o textura. Sin embargo,
ninguna de estas técnicas de secado ha sido estudiada para el secado de higos. Tan solo
el empleo de de secaderos artificiales de aire caliente ha sido estudiada en higos
(Babalis y Belessiotis, 2004; Rezaee y col., 2005).
350
IV.- Resultados
Asimismo, ninguna de las técnicas de secado descritas para otras frutas ha
estudiado el comportamiento de estos productos secados a lo largo de un periodo de
almacenamiento, de modo similar a como se puede hacer en la industria hasta su
transporte o venta. Por ello, dado la falta de estudios sobre la vida útil de higos secos
obtenidos mediante secado artificial, el objetivo de este trabajo fue evaluar la calidad
microbiológica, funcional y sensorial durante la vida útil de higos secos obtenidos
mediante distintos sistemas de secado alternativos al secado al sol para los cultivares de
higos ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’ en comparación con los higos secados al
sol.
2.- Materiales y métodos
2.1.- Material vegetal
Los frutos pertenecientes a los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’
(CDB) fueron obtenidos de árboles de seis años de edad de los campos de ensayo
localizados en laFinca ‘La Orden-’ pertenecientes al Centro de Investigaciones
Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX). Los higos frescos fueron
escogidos en su estado óptimo de maduración, siendo recogidos manualmente de los
árboles y transportados a continuación al laboratorio donde fueron almacenados en
refrigeración a hasta su procesado.
2.2.- Preparación de lotes
Los higos seleccionados para los tratamientos fueron aquellos homogéneos en color
y peso y sin defectos visuales, los cuales fueron dejados a temperatura ambiente antes
de realizar los tratamientos de secado. Los diversos tratamientos y las condiciones en las
que se aplicaron fueron seleccionados en base a los resultados obtenidos en estudios
previos (Artículo 9). Un total de 1920 higos para cada cultivar fueron empleados para la
realización de 6 lotes. Para cada tratamiento y día de muestreo se realizaron 4 barquetas
con 20 higos del siguiente modo:
- Lote 1: Secado en estufa. Los higos frescos pertenecientes a los dos cultivares
estudiados fueron secados mediante rampa de temperatura (24 horas 50 ºC + 8
horas a 60 ºC, 12 horas 70 ºC) con un 15 % de humedad relativa (HR).
- Lote 2: Pre-tratamiento de secado por ósmosis simple. Los higos frescos
pertenecientes a los dos cultivares estudiados sumergidos durante 24 horas a 30
351
IV.- Resultados
ºC en solución osmótica de 70 % (p/v) sacarosa. Posteriormente, los higos
fueron secados en estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Lote 3: Pre-tratamiento de secado por ósmosis doble. Los higos frescos
pertenecientes a los dos cultivares estudiados sumergidos durante 24 horas a 30
ºC en solución osmótica compuesta por 50 % (p/v) sacarosa + 10 % (p/v) NaCl.
Posteriormente, los higos fueron secados en estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Lote 4: Pre-tratamiento de secado mediante la aplicación de carbonato potásico.
Los higos frescos pertenecientes a los dos cultivares estudiados fueron
sumergidos durante 24 horas a 30 ºC en una emulsión compuesta por 10 % (p/v)
K2CO3 + 1 % (v/v) aceite de oliva (AO) combinada con salmuera de sacarosa 60
% (p/v) mediante inmersión de los frutos durante 24 horas a 30 ºC. Finalmente
se procedió al secado en estufa a 60 ºC con un 15% HR.
- Lote 5: Pre-tratamiento de secado mediante ultrasonidos: Los higos frescos
pertenecientes a los dos cultivares estudiados fueron tratados con ultrasonidos
durante 30 minutos en combinación con solución osmótica de sacarosa 60 %
(p/v) mediante inmersión de los frutos durante 24 horas a 30 ºC. Finalmente, se
realizó el secado en estufa a 60 ºC con un 15 % HR.
- Lote 6: Secado al sol. El secado realizado tradicionalmente al sol fue empleado
como tratamiento control. Éstos fueron recogidos del árbol una vez estuvieron
totalmente secos.
Tras el secado, todos los lotes fueron sometidos a escaldado de 1 minuto a 100 ºC y
a un enharinado. Posteriormente, el producto final fue envasado en barquetas de
polietileno (PE) (26 x 16 cm, 416 cm2) selladas con film macroperforado (6 agujeros,
ø=9 mm) de poliprolileno biorientado (BOPP) suministrados por ACSA Films
(Valencia, España). Cada uno de los lotes envasados se almacenó a temperatura
ambiente durante 90 días. A lo largo de ese periodo de almacenamiento se tomaron
muestras cada 30 días aproximadamente para su análisis físico-químico,
microbiológico, nutricional y sensorial. Todos los análisis fueron realizados por
triplicado.
352
IV.- Resultados
2.3.- Análisis físico-químicos
2.3.1.- Determinación de la pérdida peso
Tres barquetas de cada lote y variedad fueron pesadas tanto al inicio del
almacenamiento como en el día de muestreo correspondiente. Las pérdidas de peso de
las muestras a lo largo del almacenamiento fueron expresadas en % y calculadas
mediante la siguiente fórmula;
Pérdidas de peso (%) = (Wo − Wf / Wo) × 100
Donde Wo es el peso inicial de la barqueta, (T0), y Wf es el peso de la barqueta en
cada fecha.
2.3.2.- Determinación de humedad
Las pérdidas de peso y el porcentaje de humedad fueron monitoreados a lo largo
del almacenamiento y calculados mediante la siguiente fórmula;
Humedad (%) = (Wo − Wf / Wo) × 100
Donde Wo es el peso inicial de la barqueta, (T0), y Wf es el peso de la barqueta en
cada fecha.
2.3.3.- Determinación de la concentración de sólidos solubles, acidez
titulable y pH.
La determinación de la concentración de sólidos solubles (CSS), acidez titulable
(AT) y pH. Las tres determinaciones se realizó a partir de 5 g de homogeneizado diluido
con 50 mL de agua Milli-Q.
En el caso de la acidez, las muestras se valoraron con 0,1 mol L-1 NaOH hasta
pH 7,8, utilizando un pH-metro. Los resultados se expresaron como g de ácido cítrico
100 g-1 de peso seco. Para el pH se utilizó un medidor de pH automático. Para la
medición del contenido en sólidos solubles totales se utilizó un refractómetro digital.
Los resultados fueron expresados en ºBrix.
2.3.4.- Firmeza
Se realizó un análisis de la firmeza en un total de 10 frutos por cada tratamiento.
Para ello, se empleó un texturómetro modelo TA.XT2i de la marca Stable Micro
Systems , aplicándose un 6 % de deformación. Cada fruto se sometió a una fuerza con
una placa de 100 mm de aluminio.. La pendiente se determinó en la zona lineal de la
curva de fuerza-deformación y los resultados se expresan como N mm-1.
353
IV.- Resultados
2.4.- Análisis microbiológico
Se pesaron asépticamente 10 g de higo para cada uno de los tratamientos de
secado, tanto antes como después del escaldado, en bolsas con filtro y se suspendieron
en 90 mL de agua de peptona. A continuación, las muestras se homogeneizaron en un
homogeneizador Stomacher. A partir de estas, se realizaron tres diluciones seriadas en
tubos de ensayo con 9 mL de agua de peptona, desde las cuales se sembraron 1 mL en
placas de medio de cultivo específicos para cada microorganismo. Los recuentos de las
bacterias aerobias mesófilas se realizó en medio Plate Count Agar (PCA, Oxoid,
Unipath, Basingstoke, UK) durante 48 horas a 30 ºC. Los recuentos de enterobacterias
totales se realizaron mediante la inoculación en agar biliado rojo violeta glucosa
(VRBGA; Oxoid), cubriéndose a continuación cada placa con una fina capa de agar
antes de su incubación a 30 ºC durante 24 horas, mientras que los recuentos de
coliformes se realizaron en agar biliado-rojo neutro-cristal violeta (VRBA; Oxoid),
cubriéndose a continuación cada placa con una fina capa de agar antes de su incubación
a 37 ºC durante 48 horas. Por último, los recuentos de mohos y levaduras fueron llevado
a cabo en agar patata dextrosa (PDA, Oxoid) a pH 4 ajustado con ácido tartárico y agar
rojo bengala suplementado con cloranfenicol tras su incubación a 25 ºC durante 4 días.
2.5.- Identificación microbiológica de mohos aislados
2.5.1.- Extracción del ADN
A partir de las placas de medio de cultivo PDA que presentaron entre 30 y 300
colonias se realizó el aislamiento de las mismas en función de su tamaño, color y forma.
En total se aislaron un total de 103 cepas de mohos.
La extracción del ADN de mohos previamente aislados fue llevado a cabo
siguiendo el método descrito por Ruiz-Moyano y col. (2006).
2.5.2.- Caracterización de mohos de la región ITS1-5,8S ADNr-ITS2
mediante técnicas de PCR-RFLP
Del material genético extraído de mohos, las regiones ITS1-5,8S ADNr-ITS2
fueron amplificadas mediante PCR-RFLP de acuerdo al método descrito por White y
col. (1990), mediante una reacción en cadena de la polimerasa (PCR) que utilizó las
parejas de cebadores ITS1 (5’-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3’) -ITS4 (5’-
TCCTCCGCTTATTGATATGC-3’). Una vez llevada a cabo la PCR de las regiones de
interés, se realizó el corte de las mismas mediante la incubación con las enzimas de
354
IV.- Resultados
restricción Taq I y Hha I en dos reacciones independientes. Los mohos fueron
agrupados de acuerdo a los perfiles generados.
2.5.3.- Secuenciación de la región D1/D2
Finalmente, fue secuenciada la región D1/D2 del rRNA 26S de de cepas
seleccionadas de cada uno de los perfiles obtenidos, empleando los cebadores NL1 (5′-
GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3′) y NL4 (5′-
GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3′). Una vez recibidas las secuencias de ácidos
nucléicos, estas fueron manipuladas con los programas informáticos: Chromas Pro,
versión 1,49 Beta (Technelysium Pty Ltd) y DNA Star Lasergene EditSeq version 7.1.0.
y se completó la identificación de los aislamientos mediante su comparativa con la
EMBL Y GenBank base de datos usando el Blast algorithm.
2.6.- Determinación de la presencia y producción de micotoxinas
2.6.1.- Determinación de micotoxinas presentes higos secos
La determinación de la presencia de micotoxinas se realizó tomando un total de
3 frutos de cada una de las barquetas de cada lote analizado en cada uno de los días de
almacenamiento. Para la extracción de las aflatoxinas y ocratoxinas presentes en el
producto, se pesaron 5 g de muestra de higo perfectamente homogeneizada y se añadió
1 g de cloruro sódico y 20 mL de metanol 80 % (v/v) y se filtró. A continuación se
añadieron 18 mL de Tween 20 (10 % v/v) a 2 mL del extracto filtrado. En el caso de la
extracción de otras posibles micotoxinas presentes en la muestra, el extracto obtenido a
partir del homogeneizado de muestra con cloruro sódico y metanol 80 % (v/v), fue
añadido a 20 mL de cloroformo. Éste fue agitado y decantado en matraz y
posteriormente filtrado con lana de vidrio y sulfato sodio anhidro. Finalmente, el
cloroformo se evaporó en un rotavapor y el extracto obtenido fue resuspendido en 1 mL
de metanol. Por otra parte, para la extracción de patulinas, 5 g de muestra se añadieron a
15 mL de agua desionizada. Posteriormente, se agitó en el vortex, se centrifugó 10
minutos a 10000 rpm y se filtró el extracto obtenido.
En todos los casos, para la obtención de las micotoxinas aflatoxinas, ocratoxinas
y patulinas, se emplearon columnas de afinidad de la marca R-Biopharm Rhône Ltd
previamente activadas con 2 mL de acetonitrilo y 1 mL de agua desionizada. Para la
obtención de aflatoxinas, 10 mL del extracto final se añadieron a las columnas de
inmunoafinidad seguidos de 20 mL de tampón PBS. Finalmente, para eluir las
355
IV.- Resultados
aflatoxinas se pasó 1 mL de metanol y 1 mL de agua desionizada a través de la
columna, que fueron recogidos en viales color ambar para su análisis mediante
cromatografía HPLC. Para la extracción de las patulinas, se pasaron por las columnas 5
mL del filtrado y se lavó la columna con 4 mL de ácido acético 1 % (v/v) y 4 mL de
agua. Se dejó pasar aire y se pasaron 500 μL de dietileter 100 % de pureza. Para eluir
las patulinas retenidas en la columna se pasaron 2 mL de etil acetato 100 % de pureza
que fueron recogidos en un tubo de ensayo. El extracto obtenido se evaporó totalmente
mediante corriente de nitrógeno y el resultado fue resuspendido en 1 mL de ácido
acético 0,1 % (p/v) para su posterior análisis mediante HPLC-MS.
La separación cromatográfica se realizó en un cromatógrafo Agilent 1100 Series
(Agilent Technologies Inc., Palo Alto, CA, USA) con una columna C18 (Phenomenex,
5 µm, 150 mm x 4,6 mm) termostatizada a 40 ºC acoplada a un detector de
fluorescencia (FLD) (Agilent). Las fases móviles estaban compuestas por agua
desionizada:metanol 55:45 v/v (canal A) y 20:80 v/v (canal B), con un caudal de 0,8
mL/min durante los 50,5 minutos de carrera. El volumen inyectado de muestra fue de
10 µL. Las aflatoxinas y ocratoxina A fueron identificadas en función de los tiempos de
retención en comparación con micotoxinas patrón (suministradas por Sigma). Para el
estudio del resto de micotoxinas se utilizó un método basado en el HPLC-MS descrito
por Acosta y col., (2009) con algunas modificaciones. Las fases móviles estaban
compuestas por agua desionizada (canal A) y acetonitrilo + TFA al 0,05 % (v/v) (canal
B), con un caudal de 0,8 mL/min durante los 50,5 minutos de carrera. El volumen
inyectado de muestra fue de 5 µL.
2.6.2.- Determinación de la capacidad micotoxigénica de los mohos aislados
Las cepas previamente identificadas fueron seleccionadas en base a su potencial
capacidad para producir micotoxinas. Estas cepas fueron crecidas durante 21 días en
estufa a 25 ºC en agar extracto de malta. El contenido de las placas crecidas se extrajo
añadiendo 200 mL de cloroformo, siendo homogeneizado en un Stomacher durante 5
minutos y se dejó reposar la mezcla durante una hora. A continuación el extracto fue
filtrado sobre sulfato sódico anhidro y evaporado a 45 ºC. El residuo obtenido se
resuspendió en un volumen de 3-4 mL de cloroformo, el cual fue evaporado en una
campana de gases bajo corriente de nitrógeno y se resuspendió en 300 μL. Para el
estudio de las micotoxinas por HPLC-MS se utilizó el equipo y las condiciones
descritas anteriormente.
356
IV.- Resultados
2.7.- Análisis de propiedades funcionales
2.7.1.- Determinación de fenoles totales
La determinación de los fenoles totales se llevó a cabo siguiendo el método
descrito por Lima y col. (2005) con algunas modificaciones. Para la extracción de los
extractos de higos, se pesaron 2 g de frutas de cada replicado y cada lote en cada día de
muestreo, a los que se añadieron 30 mL de solución de etanol (80 % v/v) y ácido
clorhídrico (1% v/v), usando un homogenizador (Heidolph Silent Crusher M
Homogeniser P/N-595-06000-00, Germany). Las muestras homogeneizadas fueron
incubadas 20 minutos en agitación y posteriormente se recogió la fase líquida. Esto se
repitió hasta tres veces, obteniéndose un volumen total de filtrado 90 mL. Una vez
obtenido el sobrenadante final, se llevó a cabo la medición del contenido de fenoles
totales en la muestra. 1mL de la muestra, 10 mL de agua desionizada y 1 mL del
reactivo Folin–Ciocalteu. Después de 3 minutos, se añadió 2 mL de carbonato sódico
saturado y se enrasó en un matraz aforado de 25 mL. La reacción fue llevada a cabo en
oscuridad durante 1 hora. La absorbancia final fue medida por un espectrofotómetro
BioMate 3 (Thermo Fisher Scientific, MA, USA) a una longitud de onda de 760 nm.
Los resultados fueron expresados en mg de ácido gálico 100 g-1 de peso seco.
2.7.2.- Determinación de la actividad antioxidante
La actividad antioxidante de las muestras fue analizada mediante dos métodos.
La determinación de la actividad antioxidante mediante el método DPPH fue
llevada a cabo según lo descrito por Scherer y Teixeira (2008), por la cual se mide la
capacidad de neutralizar el radical DPPH, (2,2-difenil-1-picrilhidrazilo). Esta capacidad
se midió usando los extractos previamente extraídos para la determinación del
contenido en fenoles totales. 2950 µL de la solución del radical DPPH y 50 µL de la
muestra correspondiente fueron incubados durante 30 minutos en oscuridad. La
posterior medición espectrofotométrica se realizó a una longitud de onda de 515 nm en
un espectofotómetro.
En cuanto a la determinación de la actividad antioxidante mediante el método
ABTS, ésta fue llevada a cabo siguiendo el método descrito por Cano y col. (1998),
mediante el cual se mida la capacidad de neutralización del compuesto ABTS* (2,2-
azino-bis (3-ethylbenzothiazolina ácido)) previamente radicalizado. Esta actividad fue
determinada tanto en la fracción hidrófila como en la fracción lipófila de los frutos. Para
ello, se pesaron 5 g de fruto y se extrajeron mediante el la adición de 10 mL de una
357
IV.- Resultados
disolución de tampón fosfato a pH de 7,5. (para la extracción de la fracción hidrófila) y
6 mL de acetato de etilo (para la extracción de la fracción lipófila). 20 μL de cada una
de las fases se hicieron reaccionar con 1 mL de ABTS* (reactivo cromóforo), midiendo
la caída de absorbancia a 730 nm tras 20 minutos y a una temperatura de 20 ºC en un
espectrofotómetro.
En ambos casos la cuantificación de la actividad antioxidante total se determinó
mediante el empleo de una recta patrón con TroloxTM (ácido 6-hidroxi-2, 5, 7, 8-
tetrametilcromano-2-carboxílico), expresando los resultados como mmoles de Trolox
100 g-1 de peso seco.
2.8.- Análisis sensorial
Para la determinación de la calidad sensorial de cada uno de los tratamientos
realizados, un panel de cata formado por 10 panelistas previamente entrenados
evaluaron las muestras mediante un análisis descriptivo de acuerdo con la norma (ISO
4121-2006, 2006). 2 frutos de cada uno de los tratamientos tras el escaldado fueron
seleccionados y presentados a los catadores en orden aleatorio. Los panelistas juzgaron
las muestras mediante una escala numerada (de 1 a 10 puntos) de los siguientes
descriptores: apariencia externa, color del fruto, sabor a fruta, sabor dulce, sabor ácido,
sabor amargo, sabor salado, jugosidad, textura y presencia de semillas. Además, se
realizó un test hedónico llevado a cabo por 15 consumidores no entrenados para evaluar
la aceptabilidad de las muestras.
2.9.- Análisis estadístico
El análisis estadístico se realizó por medio del programa estadístico SPSS para
Windows, 15.0 (SPSS Inc Chicago, IL, USA). Los valores medios del factor lote se
estudiaron mediante análisis unidireccional de la varianza (ANOVA). Los valores
medios fueron separados por la diferencia honestamente significativa de Tukey prueba
(HSD) (p<0.05). Las relaciones entre los parámetros de calidad estudiados fueron
evaluadas por el coeficiente de correlación de Pearson.
3.- Resultados y discusión
3.1.- Pérdidas de peso
La tendencia general para todos los lotes en ambos cultivares fue la del aumento
de la pérdida de peso durante el tiempo de almacenamiento de los higos secos, tal y
como se presenta en la figura 1, con diferencias significativas entre tratamientos en
358
IV.- Resultados
ambos cultivares, especialmente al final del almacenamiento. Los lotes en soluciones
osmóticas (2 y 3) experimentaron las mayores pérdidas de peso en el cultivar
‘Calabacita’, llegando a unas pérdidas de en torno al 6 % tras 90 días de
almacenamiento, mientras que las menores pérdidas se observaron en el lote con K2CO3
(lote 4), que perdió menos del 2 % de su peso inicial al final del almacenamiento,
mostrando una mayor estabilidad. Mandala y col. (2005) y Reppa y col. (1999)
observaron que cuanto mayor era la concentración de glucosa o sacarosa empleada para
la deshidratación osmótica, mayor era la pérdida de agua, y por consiguiente, de peso
debido a la creación de canales vacios en los tejidos del fruto, aumentando la porosidad.
En el cultivar CDB, fue también el lote 4 junto con el lote de ultrasonidos (Lote 5), el
que mostró las menores pérdidas de peso, si bien los higos secos de este cultivar
mostraron en general una susceptibilidad más elevada a la pérdida de peso. Asimismo,
los lotes en estufa y secado al sol sufrieron pérdidas de peso significativamente mayores
en este cultivar, llegando a ser de hasta el 8 % tras 90 días de vida útil. La mayor
pérdida de peso en algunos lotes puede estar asociado a ciertas transformaciones
sufridas por los componentes mayoritarios de estas frutas, como azúcares, ácidos
orgánicos, sustancias aromáticas, pectinas, celulosa, hemicelulosa, compuestos
fenólicos y sustancias minerales a causa de diversos procesos enzimáticos que dan lugar
a alteraciones fisiológicas, y consecuentemente, pérdida de calidad en el fruto (Batisse y
col., 1996; Serrano y col., 2009).
3.2.- Evolución de la humedad, CSS, AT y pH durante la vida útil
La evolución de la humedad, concentración de sólidos solubles (CSS), acidez
titulable (AT) y pH en los higos secados mediante los distintos tratamientos a lo largo
del periodo de almacenamiento se muestra en la Tabla 1.
En cuanto a los valores de humedad observados, los diferentes cultivares
mostraron diferencias significativas entre ellos, siendo el cultivar CDB el que mostró
unos valores medios de humedad más bajos que el cultivar ‘Calabacita’. Igualmente,
también se observaron diferencias significativas entre tratamientos, así como a lo largo
del almacenamiento. Los tratamientos de secado que permitieron unos valores de
humedad más bajos y estables durante la vida útil fueron los correspondientes a los lotes
K2CO3 y ultrasonidos (Lotes 4 y 5) con valores de humedad de 24,97 % y 23,20 %
respectivamente para el cultivar ‘Calabacita’ y de 22,62 % y 20,41 % para el cultivar
CDB respectivamente. Fernandes y col. (2008, 2009) y Fernandes y Rodrigues (2007),
359
IV.- Resultados
observaron que la aplicación de ultrasonidos en piña, manzana y banana permitió no
sólo un menor tiempo de secado, sino también una mayor pérdida de agua debido a que
el tejido de la fruta ofrece una menor resistencia a la difusión del agua, con lo que se
consiguen menores contenidos de humedad final en el producto. Asimismo, también
informaron de que la fruta previamente tratada con ultrasonidos mostraba unas mejores
características de calidad, así como una mejor capacidad de conservación. Por otra
parte, el lote 6 o control también mostró unos valores de humedad más o menos
constantes, si bien en todos los casos hubo una ligera tendencia al aumento. Sin
embargo, este lote presentó unos porcentajes de humedad ligeramente superiores (en
torno al 25,5 % tras 90 días de almacenamiento para ambos cultivares). Por otras parte,
ambos lotes de soluciones osmóticas mostraron un aumento de los valores de humedad
durante el almacenamiento en ambos cultivares, llegando a valores de 29,86 % y 35,86
% para ‘Calabacita’ y CDB, respectivamente, higos pertenecientes al lote 3 tras 90 días
de almacenamiento, lo cual hace que este producto sea poco estable debido a un mayor
riesgo de crecimiento de microorganismos al presentar una mayor humedad. Se ha
comprobado que la adición de ciertos productos como es el caso de azúcares y sales,
aunque permiten bajar la actividad de agua, pero puede suponer un aumento de
porcentaje de humedad (Sloan y Labuza, 1976). Ehabe y col (2006) estudiaron en
banana que cuanto mayor era la concentración de solutos de la solución de inmersión,
mayor era el contenido de humedad debido a su capacidad para unirse y conservar la
humedad aún disminuyendo la actividad de agua.
En el caso de la CSS (Tabla1), estos valores no mostraron diferencias
significativas a lo largo de los días de almacenamiento, si bien si existieron diferencias
entre tratamientos y cultivares. El cultivar ‘Calabacita’ presentó en general los valores
medios más elevados. Asimismo, en ambos cultivares los tratamientos correspondientes
a los lotes de secado con solución osmótica simple, K2CO3 y ultrasonidos mostraron los
valores más elevados, en torno a 39 ºBrix durante toda la vida útil, mientras que en el
caso del cultivar CDB la CSS fue menor en todos los casos, siendo los lotes de
soluciones osmóticas doble y simple, así como ultrasonidos, los que presentaron unos
mayores valores en comparación con el secado al sol.
En cuanto a la evolución de los valores de AT y pH, en los lotes de secado en
estufa, así como ambas soluciones osmóticas, se pudo observar un aumento de la acidez
a lo largo del almacenamiento. Estos lotes mostraron una acidez significativamente
mayor a los lotes de K2CO3, ultrasonidos y secado al sol, a los 70 y 90 días del
360
IV.- Resultados
almacenamiento, los cuales tuvieron valores constantes en torno a 1,84, 1,78 y 2,34 g de
ácido cítrico 100 g-1 de peso seco respectivamente al final del almacenamiento,
indicando una mayor estabilidad del producto para ambos cultivares.
Consecuentemente, los valores de pH más elevados para ambos cultivares se
encontraron en los lotes K2CO3, ultrasonidos y secado al sol, con valores de 6,21, 6,42 y
5,53, respectivamente en el cultivar ‘Calabacita’, frente a valores de 4,11 alcanzados en
el lote 2 tras 90 días de almacenamiento a temperatura ambiente. Sen y col. (2010)
comprobaron que parámetros como CSS y AT en higos secos permanecieron estables
sin mostrar diferencias después de 4 meses de almacenamiento, lo cual coincide con los
resultados obtenidos en nuestro estudio para la mayoría de los lotes. Por otra parte, el
aumento de la acidez experimentado en algunos de los lotes estudiados podría estar
asociado con una pérdida de la calidad de los mismos a causa del crecimiento
microbiano, lo cual podría ser consecuencia de un aumento en la humedad del producto,
tal y como fue observado en los lotes con soluciones osmóticas en los últimos
muestreos realizados para ambos cultivares.
3.2.- Evolución de la firmeza durante la vida útil
La evolución de la firmeza a lo largo del almacenamiento es mostrada en la
figura 2. En ambos cultivares, los lotes de ambas soluciones osmóticas presentaron un
aumento significativo de la firmeza durante el almacenamiento, con valores de hasta 4,2
N mm-1 para ‘Calabacita’ y 4,9 N mm-1para CDB tras 90 días de almacenamiento frente
a valores en torno a 1,3 N mm-1 observados en los lotes ultrasonidos y secado al sol
durante todo el periodo de almacenamiento. El aumento de la firmezaen productos
deshidratados mediante pre-tratamiento osmótico ha sido previamente observado.
Autores como Nieto y col. (2013) y Mandala y col. (2005), observaron en manzana que,
al aumentar la concentración de glucosa en la solución donde se sumergía el producto,
la firmeza aumentó. Esto ha sido atribuido al aumento en el contenido de sólidos, los
cuales podrían cristalizar en el producto, lo cual provoca un endurecimiento del
producto. Este mismo comportamiento también fue descrito por Ehabe y col. (2006) en
láminas de banana secadas mediante deshidratación osmótica combinada con secado en
estufa. Por otro lado, Fernandes y col (2009) observaron que la formación de
microcanales y ruptura de las células en piña tras su tratamiento repercutía en una
disminución de la firmeza del producto debido a la pérdida de adhesión de las células a
causa de la solubilización de las pectinas, principales responsables de la firmeza del
361
IV.- Resultados
fruto. Esto se corresponde con lo obtenido en este estudio, siendo los tratamientos de
ultrasonidos los que presentaron unos valores de firmeza más adecuados, así como una
mayor estabilidad de la misma a lo largo de la vida útil del producto.
3.3.- Recuentos microbiológicos a lo largo de la vida útil
El resultado del estudio de bacterias aerobias mesófilas, enterobacterias,
coliformes y levaduras fue < 2 log UFC g-1 durante todo el periodo de vida útil ya que,
como era de esperar, tras el escaldado de los frutos la población microbiana se redujo
significativamente (Rusell, 2003), unido además a la baja actividad de agua
característica de estos frutos secos, lo cual impide el crecimiento bacteriano (Falconi,
2008). Sin embargo, aunque al inicio del periodo de almacenamiento los recuentos de
mohos también estuvieron por debajo de los límites de detección, éstos fueron capaces
de desarrollarse a lo largo de la vida útil de los higos en la mayoría de los tratamientos
(Figura 3).
Aunque algunos autores han indicado que la aplicación de soluciones osmóticas
favorece la inhibición del crecimiento de mohos (Ehabe y col., 2006), en nuestro estudio
los recuentos de mohos más elevados se observaron generalmente en los higos secados
mediante deshidratación osmótica (lotes 2 y 3), especialmente para el cultivar
‘Calabacita’, en el cual se alcanzaron recuentos cercanos a 3 log UFC g-1, mientras que
en el cultivar CDB los máximos recuentos alcanzados fueron de 2 log UFC g-1 tras 60
días de almacenamiento (Figura 2). Del mismo modo, el lote de secado al sol mostró un
comportamiento similar, es decir, no mostró diferencias significativas con estos lotes al
igual que con el lote 4, con recuentos en torno a 2 log UFC g-1 a los 30 y 60 días de
almacenamiento en el cultivar ‘Calabacita. Esto puede ser debido a la capacidad de
muchos mohos de crecer en condiciones xerofílicas, con actividades de agua inferiores a
0,85 (Abellana y col., 1999), como puede ser este caso. Además, el aumento de la
humedad de estos higos durante su almacenamiento, favorecería el crecimiento y la
germinación de las posibles esporas presentes en los frutos.
Por otra parte, los recuentos de mohos significativamente más bajos fueron
detectados en el lote de ultrasonidos de ambos cultivares, en los que los niveles
permanecieron por debajo del límite de detección, salvo a los 30 días de
almacenamiento en el Cultivar ‘Calabacita’ y a los 60 para CDB, con recuentos
cercanos a 1 log UFC g-1 en ambos casos (Figura 3). La aplicación de ultrasonidos ha
sido propuesta como una técnica novedosa capaz no sólo de favorecer la pérdida de
362
IV.- Resultados
agua, sino también de eliminar la actividad microbiana, especialmente cuando se
combina con un tratamiento térmico, acelerando la velocidad de esterilización de los
alimentos (Chemat y col., 2011).
3.4.- Aislamiento e identificación de mohos presentes en higo seco
De las placas con recuentos de mohos entre 30 y 300 UFC g-1 obtenidas a lo
largo de los días de almacenamiento se aislaron las colonias con características
diferentes. Las colonias aisladas se clasificaron en función de sus características
macroscópicas y microscópicas. En total se aislaron 103 cepas de mohos que fueron
caracterizadas mediante técnicas de PCR-RFLP. Estos dos métodos de identificación
permitieron obtener una caracterización de la flora de mohos desarrollada durante la
vida útil de los diferentes lotes ensayados y así poder conocer los géneros y especies de
mohos relacionadas presentes en los higos secos durante su vida útil.
La mayoría de las especies identificadas procedían de los tratamientos de secado
mediante ósmosis (lotes 2 y 3) así como de los higos secados mediante pre-tratamiento
con carbonato potásico (lote 4), debido a que en estos lotes se encontraron los mayores
recuentos durante la vida útil. De igual forma, se observó que las cepas aisladas
procedían de muestreos a los 30 y 60 días de almacenamiento (Tabla 2).
La especie mayoritaria encontrada fue Cladosporium cladosporioides con un
porcentaje de similitud del 99 %, seguida por las especies Aspergillus fumigatus (99 %)
y Penicillium raistrickii (99 %) (Tabla 2). Estas especies se encontraron en todos los
lotes para ambos cultivares. Incluso en el los lotes de menores recuentos, como es el
caso del lote de ultrasonidos, en el cual sólo se encontraron 2 especies predominantes:
P. raistrickii (el 80 % de las cepas aisladas en el lote 5) y C. cladosporioides. En cuanto
a las especies predominantes en el caso de los mohos aislados de higos pertenecientes al
lote 6 o secado al sol, para el cultivar ‘Calabacita’, el 20 % de las cepas fueron
identificadas como C. cladosporioides y el 55 % como A. fumigatus. El 25 % de las
cepas restantes fueron identificadas como especies minoritarias pertenecientes al
género Penicillium (Tabla 4). Por otra parte, en el caso de las cepas aisladas del lote 1 o
secado en estufa, el 30 % de los aislamientos realizados fueron identificados como
Epicoccum nigrum para el cultivar ‘Calabacita’ y como Penicillium spinullosum el 65
% de las cepas aisladas de CDB, seguidas en ambos casos por C. cladosporioides y A.
fumigatus. En el caso del lote 4, la especie mayoritaria encontrada para el cultivar
‘Calabacita’ fue A. fumigatus (70 % de las cepas) seguida de C. cladosporioides.
363
IV.- Resultados
También se detectó la presencia de otras especies como Penicillium corylophilum,
aunque se detectó sólo en el 10 % de las cepas aisladas en dicho lote. Otras cepas
minoritarias encontradas en los higos CDB del lote 4 (K2CO3) fueron Penicillium
griseofulvum (9 %) y Eurotium amstelodami. Sin embargo, fueron los lotes de
deshidratación osmótica (lotes 2 y 3) los que presentaron una mayor diversidad en
cuanto a especies identificadas. Entre las especies mayoritarias en estos dos lotes se
encontró Penicillium corylophilum, siendo el 28 % y el 39% de las cepas aisladas de
higos de los cultivares ‘Calabacita’ y CDB respectivamente pertenecientes al lote 3
(Tabla 3). AsImismo, dado que el cultivar ‘Calabacita’ presentó recuentos más
elevados, también se identificaron otras especies como Cladosporium uredinicola (20 %
de las cepas aisladas del lote 3) y P. raistrickii (36 %). En el caso de las cepas aisladas
del lote 2, cabe destacar que en los higos del cultivar CDB 29 % de las cepas aisladas
fueron identificadas como Sistotrema brinkmannii (96%). En este mismo lote también
se identificaron en el cultivar ‘Calabacita’ algunas especies de mohos como Aspergillus
tritici y Penicillium nigrum (Tabla 2).
La presencia de especies pertenecientes a los géneros Cladosporium,
Penicillium, Alternaria y Aspergillus son una de las principales causas de deterioro de
la fruta, habiendo sido ampliamente descrita en diversos tipos de frutas, tanto frescas
como secas, como moras o uvas (Tournas y Katsoudas, 2005), además de haber sido
identificados como posibles productores de micotoxinas (Jackson y Al-Taher, 2008). En
higos secos, Steiner y col (1988) identificaron a A. flavus y A. parasiticus como especies
frecuentemente aisladas en higos, mientras que A. fumigatus y A. niger se encontraron
en unas proporciones menores. Esta importante presencia de especies pertenecientes al
género Aspergillus en higos secos ha sido también observada por otros autores como
Heperkan (2006) y Zorlugenç y col. (2008), quienes además identificó otras especies
como Byssochlamyys fulva, Cladosporium clodosporiodes, Mucor hiemalis, M.
plumbeus Bon. y Scopulariopsis bain,entre otras, a partir de higos secos en Turquia.
Asimismo, Abdel-Sater y Saber (1999) también informaron de que Aspergillus fue el
grupo mayoritario entre todos los mohos aislados de higos secos, suponiendo
prácticamente el 100 % de la contaminación de los mismos, mientras que Penicillium
supuso el 30 %. Sin embargo, Penicillium también ha sido descrito como uno de los
principales mohos patógenos de frutas como cerezas Venturini y col. (2002), siendo
identificadas como responsables de la producción de micotoxinas, como P. expansum.
Zohri y Abdel-Gawad (1993) encontraron que Penicillium fue el género predominandte
364
IV.- Resultados
entre las cepas aisladas e identificadas de otros frutos secos como albaricoques y
ciruelas pasas, presentando 4 especies mayoritarias entre las cuales P. chrysogenum fue
la más común
3.5.- Detección e identificación de micotoxinas
En cuanto a la detección e identificación de micotoxinas en higos, no se detectó
la presencia de ninguna de las micotoxinas estudiadas (aflatoxinas, ocratoxinas,
patulinas, ácido penicílico, ácido micofenólico, griseofulvina y roquefortina) en
ninguno de los lotes ni días de muestreo para ambos cultivares.
Por otra parte, dado que el estudio bibliográfico previamente realizado indicaba
que algunas de las especies de mohos identificadas en el estudio eran productores de
micotoxinas (Labuda y col., 2005; Malmstrom y col., 2000; Rundberget y col., 2004), se
llevó a cabo un estudio del potencial micotoxigénico de los mohos identificados. Para
ello, se seleccionaron cepas de los grupos productores de micotoxinas según la
bibliografía y se realizó la extracción e identificación de las mismas, revelando que la
mayoría de las cepas estudiadas proceden de lotes de secado natural, secado con
carbonato potásico y secado con osmosis eran productores de micotoxinas, siendo ácido
penicílico, ácido micofenólico, griseofulvina y roquefortina las mayoritariamente
producidas (Tabla 3).
Aunque el género Aspergillus ha sido identificado como uno de los principales
productores de micotoxinas (concretamente aflatoxinas), sobre todo por 3 especies
pertenecientes a la sección Flavi: Aspergillus flavus, Aspergillus parasiticus y
Aspergillus nomius, también otras especies no incluidas en esta sección han sido
identificadas como productoras, como es el caso de especies pertenecientes a cuatro
secciones distintas a la sección Flavi: Aspergillus (Eurotium amstelodami, Eurotium
chevalieri, Eurotium rubrum), Fumigati (Aspergillus fumigatus), Terrei (Aspergillus
terreus) y Candidi (Aspergillus candidus) (Abarca y col, 2000) productoras de la
Aflatoxina B1.
En nuestro estudio, las cepas identificadas como Aspergillus fumigatus y
Aspergillu triciti procedentes de los lotes de solución osmótica simple y K2CO3 (2 y 4)
no produjeron micotoxinas (Tabla 3). Sin embargo, en las cepas de .A fumigatus
procedentes del secado al sol se detectó la producción de gliotoxina. Por otro lado,
aunque las cepas de Eurotium amstelodami han sido identificadas como productoras de
365
IV.- Resultados
micotoxinas (Al-Julaifi, 2003), no se detectó dicha producción en las cepas de esta
especie aisladas en nuestro estudio.
En el caso de las especies pertenecientes al género Penicillium, muchas de ellas
han sido reconocidas como productoras de patulina, griseofulvina y roquefortina, como
el caso de P. griseofulvum (Rundberget y col, 2004; Labuda y col, 2005), si bien no se
detectó la producción de micotoxinas en nuestro caso. Tampoco se detectó la presencia
de ningún metabolito en las especies identificadas como P. purpurogenum y P.
citrinum, a pesar de estar descritas como productoras de ocratoxina A (Ueno y col.,
1991) y citrinina (Malmstrom y col., 2000; Rundberget y col., 2004) respectivamente.
En cuanto a la especie Penicillium corylophilum, esta produjo únicamente ácido
penicílico en las cepas estudiadas, la mayoría de ellas pertenecientes a cepas del lote de
secado mediante solución osmótica doble (Lote 3) de ambos cultivares. Malmstrom y
col. (2000) atribuye a esta especie la producción no sólo del ácido penicílico, sino de
también otros metabolitos secundarios como citreoisocoumarinol, orthosporina y
fomenona, que en este caso no fueron detectados. En cuanto a las cepas de Penicillium
raistrickii analizadas, los principales metabolitos secundarios producidos fueron el
ácido penicílico y la griseofulvina, siendo éstos los principales metabolitos encontrados
generalmente en esta especie (Brian y col., 1955; Labuda y col., 2005). La mayoría de
las cepas productoras identificadas procedían en su mayoría de los lotes 2 y 3. Tan solo
una de las cepas de P. raistrickii procedentes del secado en estufa (lote 1) en
‘Calabacita’ produjeron roquefortina además de griseofulvina. De igual modo,
Penicillium pinophilum también produjo griseofulvina como principal metabolito,
mientras que Penicillium spinullosum produjo ácido penicílico. Por otra parte, especies
como Penicillium brevicompactum han sido descritas como productoras de ácido
micofenólico (Frisvad y Thrane, 1995; Jensen y col., 2013), coincidiendo con lo
observado en nuestro estudio. Por último, Penicillium thomii fue identificado en este
estudio como productor ocratoxina A, aunque no en todas las cepas estudiadas sino sólo
en aquellas procedentes del lote 1, aunque Barkai-Golan (2008) lo describen como
productor principalmente de ácido penicílico.
Algunas de las cepas de mohos aisladas a la largo de la vida útil han mostrado
capacidad de producir micotoxinas en condiciones favorables, lo cual debe ser tenido en
consideración, ya que bajo determinadas condiciones de humedad y Aw las micotoxinas
podrían producirse durante el almacenamiento del higo seco, lo cual pone de manifiesto
la necesidad de un producto con las características físico-químicas adecuadas y estable a
366
IV.- Resultados
lo largo del tiempo. Además, el hecho de que algunos de los mohos estudiados descritos
como productores no hayan producido ningún metabolito secundario en nuestro estudio
puede deberse a al genotipo específico de cada cepa estudiada o bien a las condiciones
ambientales durante el estudio. Por otro lado, la estabilidad de la capacidad toxigénica
también puede perderse como consecuencia del manejo en laboratorio (Abarca y col.,
2000).
3.6.- Evolución del contenido de fenoles totales y actividad antioxidante
En la Tabla 4 se muestra la evolución del contenido de fenoles para cada uno de
los lotes y a lo largo de los días de almacenamiento. En general, la concentración de
fenoles totales en ambos cultivares fue más elevada en los tratamientos de secado
alternativo en comparación con el secado al sol. Así, el mayor contenido de fenoles
totales fue observado en los higos secos pertenecientes al secado en estufa (Lote 1),
alcanzando valores de 544,7g de ácido gálico 100 g -1 peso seco tras 90 días de vida útil,
seguidos por los lotes en solución osmótica simple y de K2CO3 (2 y 4), mientras que el
lote de secado al sol presentó unos valores en torno a 207-257,17g de ácido gálico 100 g -1 de peso seco, siendo ligeramente inferiores a los encontrado en los lotes de solución
osmótica doble y ultrasonidos (Lotes 3 y 5), los cuales se mantuvieron además estables
a lo largo del almacenamiento. En el caso del cultivar CDB, este mostró diferencias
significativas con respecto al cultivar ‘Calabacita’, presentando unos valores de fenoles
totales inferiores, si bien las diferencias entre tratamientos fueron muy similares, con
valores de 353,5 g de ácido gálico 100 g -1 peso seco para el tratamiento en estufa,
mientras que el secado control presentó unos valores de 248,1 7g de ácido gálico 100 g -1 peso seco. Sin embargo, a pesar de las variaciones en el contenido en fenoles totales,
se puede considerar que no se han producido pérdidas significativas de estos
compuestos durante el secado o almacenamiento, ya que todos los resultados obtenidos
estuvieron dentro de los rangos observados normalmente en higos secos. Autores como
Bennett y col. (2011) y Vallejo, Marín, Tomás-Barberán (2012) observaron que
lasconcentraciones de fenoles totales en higo seco variaron entre 192 y 529 g de ácido
gálico 100 g -1 peso seco, dependiendo del origen de los mismos así como de la
variedad.
Las diferencias observadas en la concentración de fenoles totales entre los
distintos lotes de secado pude deberse a diferencias entre cultivares. Asimismo, los
tratamientos empleados también podrían haber afectado a la concentración de fenoles.
367
IV.- Resultados
Aunque el efecto de las distintas técnicas de secado sobre el contenido en fenoles y su
actividad antioxidante no está demasiado descrito y puede diferir enormemente unos de
otros, existen diversas teorías al respecto. Autores como Munuroglu y col. (2003)
indicaron que el contenido en compuestos fenólicos viene íntimamente relacionado con
las distintas condiciones a las que ha estado expuesto el fruto, de modo que un estrés
ambiental como radiación ultravioleta o elevadas temperaturas pueden inducir un estrés
metabólico que provoque el aumento del contenido de estos compuestos, ya que estos
compuestos actúan como mecanismo de defensa. Esto coincide con lo con lo descrito
por otros autores como Slatnar y col. (2011), quienes observaron que el contenido en
diversos compuestos fenólicos como epicatequinas o ácido clorogénico, entre otros, así
como el contenido de fenoles totales en higos secados mediante estufa fue mayor que en
el caso de los higos secados al sol, llegando a alcanzar un contenido de fenoles totales
cercano a 900 mg de ácido gálico 100 g-1 peso seco , frente a los valores de 440 mg de
ácido gálico 100 g-1 peso seco obtenidos en el secado natural, lo que también explicaría
los mayores valores observados en los lotes 1, 3 y 4 de nuestro estudio. Por otra parte,
Bennett y col. (2011) observaron que el contenido en fenoles totales junto con la
capacidad antioxidante de uvas pasas difirió en función del tipo de secado, así como en
función de su procedencia y tiempo de almacenamiento. Concretamente, observaron que
la aplicación de dichas emulsiones en combinación con el secado podría favorecer un
cierto efecto protector sobre el contenido en fenoles, así como sobre la actividad
antioxidante en comparación con los métodos de secado natural.
Por el contrario, Nicoli, Anese y Parpinel (1999) destacaron que las condiciones
durante el procesado y el almacenamiento repercutirán en los procesos químicos y
enzimáticos del producto, de modo que también pueden provocar la pérdida de
compuestos fenólicos y la generación de derivados químicos que pueden tener una
actividad antioxidante igual, inferior o incluso superior a los compuestos iniciales.
Además, algunos tratamientos de secado pueden causar cambios sobre las proporciones
de diversos compuestos como los fenoles, así como sobre la libertad de dichos
polifenoles totales (Vinson y col, 2005), lo cual también influirá en la capacidad
antioxidante de los mismos.
Asimismo, los valores de fenoles totales más bajos encontrados en los lotes 5 y 6
podrían estar relacionados con la alteración de las estructuras celulares debido al tipo de
de secado. Dado que los compuestos fenólicos suelen estar contenidos en las vacuolas
de las células, sobre todo en la piel del fruto, la rotura de las mismas debido a la
368
IV.- Resultados
aplicación de tratamientos físicos provoca la liberación de estos compuestos, que
quedarán expuestos al oxígenos y a enzimas como la polifenoloxidasa (PPO),
provocando una disminución en el contenido de compuestos fenólicos (Bennett y col.,
2011).
En cuanto a la actividad antioxidante total de los higos procedentes de los
diversos tratamientos (Tabla 4), se observaron diferencias entre tratamientos, así como
entre cultivares, siendo el cultivar ‘Calabacita’ el que mostró una actividad antioxidante
un poco más elevada. Por otra parte, los valores de actividad antioxidante obtenidos
mediante el método ABTS fueron ligeramente superiores a los obtenidos mediante el
método DPPH, aunque ambos métodos mostraron las mismas tendencias entre
tratamientos. Así, la mayor capacidad antioxidante encontrada para la fracción acuosa o
hidrófila mediante las técnicas DPPH y ABTS en ambos cultivares, se observó en los
higos tratados mediante los sistemas artificiales de secado, de modo que los lotes de
deshidratación osmótica y K2CO3 (Lotes 2, 3 y 4) mostraron un aumento a lo largo de
los días, así como unos valores superiores. Concretamente, lotes como los obtenidos
mediante secado por ósmosis (Lote 2) alcanzaron valores de actividad antioxidante de
hasta 232,6 mmoles de Trolox 100g-1 peso seco para el cultivar ‘Calabacita’ tras 90 días
de almacenamiento, mientras que los higos de secado al sol presentaron una actividad
antioxidante menor en todos los casos, con valores de valores de 97,6 mmoles de de
Trolox 100g -1 peso seco.
En cuanto a la actividad antioxidante observada en la fracción lipofílica de los
frutos, los valores más elevados también se encontraron en los lotes 2 y 3, mientras que
los lotes 4 y 6 mostraron valores significativamente inferiores en ambos cultivares. Así,
para el cultivar ‘Calabacita’, el lote 2 presentó unos valores de actividad antioxidante de
entre 11,2 y 9,11 mmoles de Trolox 100g-1 peso seco, mientras que el lote 6 o control
presentó valores de entre 6,6 y 4,5 mmoles de Trolox 100g-1 peso seco. Sin embargo, en
esta fracción, la actividad antioxidante de todos los lotes se mantuvo más o menos
estable durante la vida útil sin diferencias significativas entre los días de
almacenamiento.
3.7.- Análisis sensorial
En cuanto a la evaluación de la calidad sensorial de los higos secos a lo largo del
almacenamiento (Figuras 4 y 5), no se observaron grandes diferencias significativas
369
IV.- Resultados
entre los cultivares estudiados, pero si entre los tratamientos y tiempos de
almacenamiento en los parámetros evaluados.
Al inicio del almacenamiento, los tratamientos de secado mediante ultrasonidos
y secado al sol (lotes 5 y 6) fueron los mejor valorados para el cultivar ‘Calabacita’,
presentando las mayores puntuaciones en cuanto a color de la pulpa y sabor a fruta
(Figura 4). Además, el lote 5 también destacó por presentar unos valores de sabor dulce
significativamente superiores al resto, con puntuaciones medias de 8 puntos. Ehabe y
col. (2006) comprobaron que el tratamiento con soluciones de azúcar mejora el gusto
frente a los tratamientos con soluciones salinas, si bien en la deshidratación con
soluciones de azúcar influye en la absorción de azúcar el tejido tratado (Nieto y col,
2013). En productos que presentas una elevada concentración de solutos, durante el
proceso de deshidratación se puede producir una salida de los solutos del fruto hacia la
salmuera (Rooult-Wack, 1994), lo cual finalmente puede repercutir en una pérdida del
sabor dulce sino se realiza una renovación de la solución durante el tratamiento de
ósmosis. Fernandes y col. (2009) demostraron que la absorción de azúcares del
deshidratado mediante ultrasonidos asistido por ósmosis no experimentó ninguna
pérdida de sabor dulce, siendo mayor cuanto mayor era la concentración de azúcar
utilizada y cuanto mayor era el tiempo de aplicación de ultrasonidos. Con respecto al
color, Osorio y col. (2006) informaron que la utilización del azúcar como agente en la
deshidratación ayuda a reducir la coloración producida por las altas temperaturas, lo que
explica que los lotes con ultrasonido asistido con osmosis del 50 % (p/v) presentan un
color bien valorado. Además, Chemat y col. (2011) observaron que la aplicación de
ultrasonidos reduce el tratamiento térmico y con ello, disminuye el deterioro de aspectos
como el color y el sabor del producto.
Por otra parte, las peores puntuaciones las obtuvieron los lotes de secado en
estufa y en solución osmótica simple (Lotes 1 y 2), a los que se les atribuyó los peores
valores de textura. Esta tendencia se mantuvo de forma más o menos similar a lo largo
de todo el almacenamiento, si bien cabe destacar que la valoración del lote de secado al
sol empeoró a lo largo del almacenamiento, pasando de puntuaciones de en torno a 8
para color de la piel y el sabor a fruta hasta puntuaciones de 6 tras 60 días de
almacenamiento. De igual modo, los lotes de soluciones osmóticas simples y dobles así
como el lote de secado en estufa también empeoraron ligeramente en su valoración a lo
largo del almacenamiento en parámetros como la textura y la jugosidad. Además, en el
lote de solución osmótica doble destacó el aumento de la detección del sabor ácido y
370
IV.- Resultados
amargo en los higos, con puntuaciones en torno a 4, 5 y 4 tras 30 días de
almacenamiento, coincidiendo con los resultados físico-químicos y microbiológicos
observados anteriormente. Sin embargo, el lote 5, aunque sufrió una ligera disminución
en la valoración del parámetro sabor dulce, mantuvo estables la mayoría de sus
características sensoriales.
En cuanto a los resultados obtenidos para el cultivar CDB (Figura 5), al inicio
del almacenamiento no se encontraron demasiadas diferencias significativas entre
tratamientos, salvo en el caso del secado mediante K2CO3 (lote 4), el cual presentó una
valoración significativamente superior en parámetros como aspecto externo, color de la
pulpa y sabor a fruta. Sin embargo, tras 30 días de almacenamiento, la puntuación
atribuida a estar parámetros pasó de 8 a 6 hasta el final del almacenamiento, mientras
que los lotes 5 y 6 obtuvieron las mejores valoraciones, si bien éstas no llegaron a ser
significativas en comparación con los otros tratamientos. El color de las frutas
deshidratadas viene determinado en gran parte por el tratamiento de secado aplicado,
especialmente por la temperatura y el tiempo. Megías-Perez y col. (2014), explican que
un cambio importante en la coloración de frutas secas es debido a la reacción de
Maillard, que puede ocurrir durante el secado y el almacenamiento de los productos
finales. Esta reacción está influenciada por factores tales como la actividad de agua
(Aw), temperatura, pH y composición química de los alimentos, así como por la
exposición al aire de secado a alta temperatura y por los largos tiempos de secado, lo
que hará que la valoración tanto del aspecto externo como del color empeore. Además,
las reacciones enzimáticas cambian el color de la fruta a un tono más oscuro debido a la
oxidación de fenoles a quinonas (Beveridge y Harrison, 1984). Esto puede explicar que
el secado por rampa de temperatura sea el que peor color presenta en ambas variedades,
ya que se utilizan temperaturas más elevadas para el procesado.
Por otra parte, como era de esperar, los lotes de secado por ósmosis (2 y 3)
fueron los que peor textura mostraron en el análisis sensorial, a los que se le atribuyó
hasta 8 puntos tras 60 días de almacenamiento, siendo significativamente superior al
resto. Además, en el lote 3 también se detectó un mayor sabor salado, así como ácido y
amargo, con puntuaciones de 2, 4, 3 y 4 respectivamente tras 60 días de
almacenamiento. De Souza y col. (2011) verificaron que los tratamientos de
deshidratación osmótica de calabaza en solución de azúcar mantuvieron o incluso
aumentó la firmeza de los tejidos. También otros autores (Mandala y col., 2005;
Saravacos y col., 1990) observaron que la deshidratación osmótica puede causar un
371
IV.- Resultados
empeoramiento de la textura de frutos como banana o manzana debido a la
cristalización de los azúcares y a la ruptura celular y de los gránulos de almidón, lo cual
provoca una gelatinización del mismo cuando las temperaturas de secado empleadas son
superiores a 65 ºC.
Todos estos resultados se vieron reflejados en los resultados del test hedónico
realizado a los consumidores, ya que la valoración global del producto viene
determinada por la totalidad de los parámetros en conjunto. Esto explica que los higos
secos mejor valorados fueran los pertenecientes al lote 5 seguido por los lotes de K2CO3
y secado al sol (Lotes 4 y 6) en ambos cultivares (Figura 6). En el caso del cultivar
‘Calabacita’, la valoración global del lote 5 se mantuvo estable a lo largo de su vida útil,
con puntuaciones en torno a 8, mientras que los lotes 4 y 6 obtuvieron puntuaciones de
7 al inicio del almacenamiento, disminuyendo durante el almacenamiento,
especialmente en el caso del lote 6, que descendió hasta una valoración de 6 puntos. Por
otra parte, los lotes 1 y 3 obtuvieron unos valores de aceptabilidad significativamente
inferiores durante todo el periodo de vida útil, con valores de 2,5 a los 0 y 30 días de
vida útil en el lote 3 si bien aumentó hasta un valor de 5 a los 90 días. El lote 2 presentó
valoración que, aunque fue estable, fue similar a la del lote 6 al final del
almacenamiento. Unos resultados muy similares se observaron en el caso de la
aceptabilidad de los higos del cultivar CDB, si bien en este cultivar se observó una
disminución de la valoración global de los higos en todos los tratamientos a medida que
transcurría el tiempo de almacenamiento. El aspecto y el color son propiedades
importantes en las frutas deshidratadas, ya que la primera valoración que hacen los
consumidores sobre la calidad del producto está basada en ambos parámetros. Un color
fuera de lo normal puede provocar el rechazo del consumidor (Lopez y col., 1997). Esto
explica que los lotes con puntuaciones bajas en aspecto externo y color coincidan en la
mayoría de los casos con los que presentan una menor valoración global.
3.7.- Interacción entre las características físico-químicas y sensoriales
Con el fin de caracterizar y comparar los distintos tratamientos, se llevó a cabo
el análisis de los componentes principales (APC) con los parámetros físico-químicos y
sensoriales de los frutos mostrados en la figura 7.
Atributos sensoriales como aspecto externo, jugosidad, cantidad de semillas y
textura vienen explicados principalmente por el primer eje (CP1, 40,38%), estando
asociados con el almacenamiento tras 30 y 60 días. Asimismo, estos días de
372
IV.- Resultados
almacenamiento se correlacionaron positivamente con los tratamientos de ultrasonidos
(lote 5) y secado natural (lote 6). Sin embargo, los tratamientos de deshidratación por
ósmosis (lotes 2 y 3) están asociados con mayores valores de humedad así como con la
presencia de sabor amargo y ácido. Por otro lado, se puede apreciar como el secado
natural está relacionado con valores de pH. Por el contrario, los 90 días de
almacenamiento estuvieron relacionados con la pérdida de peso así como con el
aumento de la firmeza de los frutos, los cuales vienen explicados en un 62,40% en el
segundo eje del gráfico, al igual que el lote 1, que estuvo relacionado con atributos
como la humedad, acidez y firmeza.
Otros parámetros como sabor dulce, color y sabor a fruta también se encuentran
relacionados con los tratamientos pertenecientes al lote 5, estando relacionado
positivamente con la valoración global, especialmente al inicio y a los 30 días de
almacenamiento. De igual modo, el cultivar ‘Calabacita’ fue el que presentó una
relación positiva con todos estos parámetros, mientras que el cultivar CDB mostró no
ser tan adecuado para la aplicación de ciertos tratamientos de secado.
4.- Conclusiones
El empleo de pre-tratamientos de secado combinado con un secado final como
en el caso de los tratamientos mediante emulsiones de carbonato potásico así como con
ultrasonidos asistidos por ósmosis resultaron ser efectivos para el secado de higos
pertenecientes a los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’, permitiendo
alcanzar niveles adecuados de humedad, que se mantuvieron estables a lo largo de su
vida útil. Asimismo, estos dos tratamientos de secado artificial presentaron la menor
dureza, los menores recuentos de mohos, así como las mejores características
sensoriales y aceptabilidad, especialmente en higos del cultivar ‘Calabacita’, el cual
mostró una buena aptitud para este tipo de secado. Por otra parte, la caracterización de
la flora fúngica reveló la presencia de tres especies de mohos mayoritarias:
Cladosporium cladosporioides, seguido de Aspergillus fumigatus y Penicillium
raistrickii. Además, el estudio del potencial micotoxigenico desveló que especies como
Penicillium corylophilum y Penicillium raistrickii fueron productores de micotoxinas,
como ácido penicílico, griseofulvina y roquefortina.
373
IV.- Resultados
Agradecimientos
Investigación financiada por el proyecto RTA2007-00096-C03-03 del Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Ministerio de
Educación y Ciencia y fondos FEDER.
M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 del Gobierno de
Extremadura.
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Figura 1. Pérdidas de peso (%) a lo largo de la vida útil para cada unos de los lotes
estudiados en los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB).
Figura 2. Evolución de los valores de firmeza (N mm-1) a lo largo de la vida útil para
cada unos de los lotes estudiados en los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’
(CDB).
Figura 3. Evolución de los valores de los recuentos de mohos (log UFC g-1) a lo largo
de la vida útil para cada unos de los lotes estudiados en los cultivares ‘Calabacita’ y
‘Cuello Dama Blanco’ (CDB).
Figura 4. Características sensoriales obtenidas tras las realización del test descriptivo a
lo largo de la vida útil para cada unos de los lotes estudiados en los cultivares
‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB).
Figura 5. Evolución de la aceptabilidad global a lo largo de la vida útil para cada unos
de los lotes estudiados en los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dama Blanco’ (CDB).
Figura 6. Análisis de componentes principales, PC1 y PC2 (40.87% y 62.40% de la
varianza respectivamente) referente al análisis fisicoquímico y sensorial de los distintos
tratamientos realizados.
379
IV.- Resultados
Cultivar1 Tto2 Humedad (%) Concentración sólidos solubles totales (ºBrix) Acidez (g ácido cítrico 100 g-1) pH 0 30 70 90 0 30 70 90 0 30 70 90 0 30 70 90 pdías pdías pdías pdías
Calb
Lote 1 24.701c 25.592c 26.813b 27.243c ** 36.33ª 36.66ª 37.22ª 37.10ª 2.76b 2.74c 2.72b 2.73ab *** 5.36ab 5.34ª 5.31ª 5.32ª Lote 2 24.701c 27.562d 30.112d 29.662d ** 39.00c 39.59c 39.16b 39.55c 2.001a 3.002c 3.482c 3.682c *** 4.34ª 4.62ª 4.23ª 4.11ª Lote 3 24.431c 28.042d 28.282c 29.862d *** 37.93b 37.54ª 36.99ª 37.59ª 1.721ª 1.911ª 3.142c 3.192b *** 4.72ª 4.44ª 4.27ª 4.66ª Lote 4 21.201ª 24.622b 23.172ª 24.972b ** 38.01b 38.21b 38.26b 38.00b 1.75ª 1.81ª 1.88ª 1.84ª 6.26b 6.23b 6.19b 6.21b Lote 5 24.791c 25.662c 23.551ª 23.201ª * 38.34b 38.54b 38.21b 39.12c 1.71ª 1.76ª 1.80ª 1.78ª 6.55b 6.47b 6.38b 6.42b Lote 6 22.221b 21.861ª 24.502ab 25.542b ** 37.67b 37.89b 37.99ab 37.24ª 2.22ab 2.30b 2.38ab 2.34ª 5.71ab 5.59ª 5.47ab 5.53ª
ptr *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** ***
CDB
Lote 1 23.271ª 27.372cd 30.153c 29.593c *** 34.00b 34.15ª 34.12ª 34.75ª 2.71b 2.70b 2.69b 2.70b 5.20ª 5.16ª 5.11b 5.13ab Lote 3 22.731ªb 29.882d 32.102c 33.322d *** 34.93b 35.12ab 35.55ab 35.66b 2.531b 2.031ª 2.281ab 3.542c ** 4.74ª 4.25ª 3.82ª 3.86ª Lote 2 24.551b 30.872d 33.793c 35.863de *** 35.77c 35.87b 35.98b 35.76b 2.201ab 3.102b 3.332b 3.212c ** 4.22ª 4.28ª 4.00a 4.28ª Lote 4 22.431ª 25.362b 25.082b 22.621ª * 34.33b 34.55ª 34.39ª 34.98ª 1.75ª 1.79ª 1.83ª 1.81ª 6.26b 6.15b 6.04c 6.10b Lote 5 23.251b 23.411ª 23.071ª 20.411ª * 35.00b 35.13ab 35.26ab 35.54b 1.61ª 1.64ª 1.67ª 1.66ª 4.22ª 4.21ª 4.20ª 4.21ª Lote 6 22.641ª 25.772b 25.462b 25.592b * 33.00a 33.58ª 33.87ª 33.79ª 1.64ª 1.66ª 1.69ª 1.68ª 5.42ª 5.45a 5.48b 5.46b
ptr *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** pvar *** *** *** ***
1Cultivar: Calabacita (Calb.) y Cuello Dama Blanco (CDB) 2Tto: Lote 1: secado mediante rampa de temperatura; Lote 2: pre-tratamiento en salmuera de sacarosa (70%); Lote 3: pre-tratamiento en salmuera de sacarosa (50%) + NaCl (10%); Lote 4: pre-tratamiento con solución de 10% carbonato+1% aceite + salmuera de sacarosa (60%); Lote 5: pre-tratamiento con ultrasonidos (30 min) + osmosis salmuera de sacarosa (60%); Lote 6: Secado al sol (Control). En cada fila, los diferentes números indican que hay diferencias significativas entre los tratamientos en cada día de almacenamiento (p>0.05). En cada columna, las diferentes letras indican que hay diferencias significativas entre los días de almacenamiento en cada tratamiento p * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001).
Tabla 1. Valores medios de humedad (%), Concentración de sólidas solubles (ºBrix), acidez titulable (g ác. Cítrico 100 g-1) y pH en cada uno de los lotes estudiados a lo largo de los días de almacenamiento para los dos cultivares ensayados
380
IV.- Resultados
IdentificaciónLote 1 Lote 2 Lote 3 Lote 4 Lote 5 Lote 6 Lote 1 Lote 2 Lote 3 Lote 4 Lote 5 Lote 6
Mohos aislados de agar PDA y RB30 20 34 5 13 860 8 15 12 20 30 590 14 20 7 15 12 8 530 10 25 3560 35 2030 40 80 860 14 7090 15 36 12 1030 23 10 22 8 560 10 5 16 1730 18 Simplicillium sympodiophorum (99%) NR 111027.160 830 1260 10 790 7 530 890 1060 5 20 Cladosporium uredinicola (99%) KF876824.130 30 7 Epicoccum nigrum (99%) JX981489.130 6 18 12 Eurotium amstelodami (99%) HQ728257.160 15 Penicillium pinophilum (99%) GU566197.160 23 50 15 Penicillium citrinum (99%) JQ712839.160 9 Penicillium griseofulvum (99%) JQ781768.130 7 5 Penicillum purpurogenum (99%) FN868483.160 10 Aspergillus tritici (99%)HG915891.130 15 Cladosporium macrocarpum (100%) KC311478.130 4 Penicillium brevicompactum (99%) DQ123640.160 25 Penicillium nigrum (99%) JX981489.190 8 Sporidiobolus paroseus (99%) HQ670681.160 65 Penicillium spinullosum (99%) KF646101.130 50 Pseudocercosporella fraxini (99%) GU214682.130 7 Penicillium glabrum (99%) HE802528.130 8 Peyronellaea glomerata (100%) JN850981.1
Penicillium thomii (99%) JN624909.1
Cladosporium cladosporioides (99%) HM210839.1Cladosporium cladosporioides (99%) HM210839.1
Aspergillus fumigatus (99%) GU566242.1
Penicillium raistrickii (99%) FR670335.1
Penicillium corylophilum (100%) JN585947.1
Aislamientos (%)Calabacita Cuello Dama Blanco
Sistotrema brinkmannii (96%) HQ717718.1Sistotrema brinkmannii (96%) HQ717718.1
Días
Lote 1: secado mediante rampa de temperatura; Lote 2: pre-tratamiento en salmuera de sacarosa (70%); Lote 3: pre-tratamiento en salmuera de sacarosa (50%) + NaCl (10%); Lote 4: pre-tratamiento con solución de 10% carbonato+1% aceite + salmuera de sacarosa (60%); Lote 5: pre-tratamiento con ultrasonidos (30 min) + osmosis salmuera de sacarosa (60%); Lote 6: Secado al sol (Control).
Tabla 2. Especies de mohos encontrados en cada uno de los lotes para los dos cultivares estudiados
381
IV.- Resultados
Abundancia (% )
Calb Lote 4 60 5 -Calb Lote 6 30 2 -CDB Lote 6 60 7 GliotoxinaCDB Lote 4 30 2 -Calb Lote 6 30 5 -
Penicillium pinophilum Calb Lote 4 60 2 GriseofulvinaPenicillum griseofulvum CDB Lote 4 60 2 -
Calb Lote 6 60 7 -CDB Lote 5 60 2 -CDB Lote 6 60 2 -Calb Lote 4 60 5 Ácido PenicílicoCalb Lote 2 60 2 Ácido PenicílicoCDB Lote 2 30 5 Ácido PenicílicoCDB Lote 3 30 7 Ácido PenicílicoCDB Lote 3 60 8 Ácido PenicílicoCalb Lote 3 30 10 Ácido PenicílicoCalb Lote 3 30 7 Ácido PenicílicoCalb Lote 3 60 2 Ácido PenicílicoCalb Lote 3 60 7 Ácido penicílico y griseofulvinaCalb Lote 3 90 2 Ácido penicílico y griseofulvinaCalb Lote 2 90 5 GriseofulvinaCDB Lote 2 30 2 GriseofulvinaCDB Lote 4 60 2 -Calb Lote 1 60 4 Roquefortina y griseofulvinaCalb Lote 5 60 2 Ácido penicílico y griseofulvina
Penicillium spinullosum CDB Lote 1 60 2 Ácido PenicílicoCalb Lote 6 30 3 -CDB Lote 6 30 5 -
Aspergillus tritici Calb Lote 2 90 2 -Penicillium brevicompactum Calb Lote 3 30 2 Ácido micofenólico
CDB Lote 1 90 5 Ocratoxina ACDB Lote 3 30 2 -
Penicillium thomii
Penicillium corylophilum
Penicillium raistrickii
Penicillum purpurogenum
Identificación Cultivar1 Tto2 Días
Aspergillus fumigatus
Eurotium amstelodami
Penicillium citrinum
Micotoxina detectada
Tabla 3. Micotoxinas producidas por las distintas especies identificadas a partir de las cepas aisladas de los diversos lotes de higos secos para los dos cultivares
1Cultivar: Calabacita (Calb.) y Cuello Dama Blanco (CDB) 2Tto: Lote 1: secado mediante rampa de temperatura; Lote 2: pre-tratamiento en salmuera de sacarosa (70%); Lote 3: pre-tratamiento en salmuera de sacarosa (50%) + NaCl (10%); Lote 4: pre-tratamiento con solución de 10% carbonato+1% aceite + salmuera de sacarosa (60%); Lote 5: pre-tratamiento con ultrasonidos (30 min) + osmosis salmuera de sacarosa (60%); Lote 6: Secado al sol (Control).
382
IV.- Resultados
Cultivar1 TtO2 Fenoles totales (g ác. gálico 100g -1) DPPH (mmoles ET 100g -1) ABTS hidrófilo (mmoles ET 100g -1) ABTS lipófilo (mmoles ET 100g -1)
0 30 60 90 0 30 60 90 0 30 60 90
0 30 60 90
pdías pdías pdías pdías
Calb
Lote 1 445.11c 514.412c 532.72bc 544.72c *** 97.512b 97.812bc 92.01ab 104.32d *** 131.23b 137.03b 112.11b 127.82ª *** 7.5c 6.8b 5.6ª 6.5b
Lote 2 543.32d 500.51c 457.61b 461.01b * 81.8ª 80.6ª 97.2b 106.8d *** 121.21c 223.02c 215.12d 232.62c * 11.22e 7.81c 8.51c 9.112c * Lote 3 272.4ª 206.2ª 239.9ª 182.2ª 87.91ª 95.112b 83.51ª 104.62d *** 128.5b 159.3b 141.8c 144.3b
9.3d 7.7c 7.7b 8.9c
Lote 4 303.91b 504.72c 470.82b 481.92b *** 91.0b 91.3b 88.1ª 91.9c
137.51c 203.53c 158.82c 162.62b *** 5.6ª 4.8ª 5.2ª 4.5ª
Lote 5 213.7ª 331.5b 211.2ª 225.4ª 95.2b 93.8b 91.7ab 84.3b
127.02b 117.81ab 94.11ª 130.83ª
5.0a 5.5ª 4.4ª 5.4ª
Lote 6 207.4ª 251.5ª 222.9ª 257.1ª 84.8ª 85.4ª 86.2ª 76.1ª
103.6ª 97.2ª 98.1ª 97.6ª
6.6b 5.1ª 4.1ª 4.5ª
ptr *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** ***
CDB
Lote 1 400.82b 410.42b 338.11ab 353.51b ** 86.51b 87.51ab 98.22b 111.53c *** 133.52ab 143.12bc 109.71ª 108.11ª *** 4.5ª 4.4ª 5.0a 4.8b
Lote 2 327.9ª 285.2ª 235.4ª 244.8ª 115.9c 97.9b 100.9b 103.8bc
161.82b 154.52c 166.82c 133.61c ** 4.11ª 4.71ª 5.512ª 7.83c *** Lote 3 435.0b 435.4b 419.4b 425.4b 81.8ab 97.3b 86.6ª 105.6bc
159.33b 139.42b 147.83b 125.21b *** 7.81c 10.72b 8.612b 11.73d ***
Lote 4 313.41ª 336.91ab 406.92b 373.812b ** 77.31ª 81.11ª 92.52ab 94.02b *** 114.11ª 137.12b 125.92b 123.92b *** 5.0a 4.3ª 5.7ª 3.8ª
Lote 5 226.3ª 256.6ª 286.7ª 239.8ª 72.51ª 73.51ª 85.12ª 94.83b *** 105.2ª 133.6b 106.1ª 131.9b
6.2b 4.8ª 4.4ª 5.0b
Lote 6 243.7ª 265.8ª 240.2ª 248.1ª 86.7b 85.8ab 99.0b 84.4a
114.3ª 111.3ª 101.1ª 118.1ª
4.3ª 4.8ª 5.4ª 6.1bc ptr *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** *** ***
*** *** *** ***
pvar * * ***
Tabla 4. Valores medios de concentración de fenoles totales (g ác. Gálico 100 g -1) y actividad antioxidante mediante los métodos DPPH (mmoles Equivalentes de Trolox 100g -1) y ABTS para las fracciones hidrófilas y lipófilas DPPH (mmoles Equivalentes de Trolox 100g -1) en cada uno de los lotes estudiados a lo largo de los días de almacenamiento para los dos cultivares ensayados
383
IV.- Resultados
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.68)
Lote 1 Lote 2 Lote 3
Lote 4 Lote 5 Lote 6
Calabacita CDB
0
1
2
3
4
5
0 20 40 60 80 100
log
UFC
g-1
Días de almacenamiento
0 20 40 60 80 100
Días de almacenamiento
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.75)
.0
2.0
4.0
6.0
8.0
10.0
0 20 40 60 80 100
Pérd
ida
de p
eso
(%)
Días de almacenamiento
0 20 40 60 80
Días de almacenamiento
Lote 1 Lote 2 Lote 3
Lote 4 Lote 5 Lote 6
Calabacita CDBSSB (± 0.64)
0
1
2
3
4
5
0 20 40 60 80 100
Firm
eza
(N m
m-1
)
Título del eje
20 40 60 80
Título del eje
0.05 Tukey HSDSSB (± 0.28)
Lote 1 Lote 2 Lote 3
Lote 4 Lote 5 Lote 6
Calabacita CDB
Figura 1
Figura 2
Figura 3
384
IV.- Resultados
02468
10Aspecto externo
Color pulpa
Sabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácidoSabor amargo
Sabor salado
Jugosidad
Textura
02468
10Aspecto externo
Color pulpa
Sabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácidoSabor amargo
Sabor salado
Jugosidad
Textura
02468
10Aspecto externo
Color pulpa
Sabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácidoSabor amargo
Sabor salado
Jugosidad
Textura
Calabacita
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.06)
SSB (± 1.46)
SSB (± 0.96)
0 días
60 días
90 días
Lote 1
Lote 2
Lote 3
Lote 4
Lote 5
Lote 6
Figura 4
385
IV.- Resultados
02468
10Aspecto externo
Color pulpa
Sabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácidoSabor amargo
Sabor salado
Jugosidad
Textura
02468
10
Aspecto externo
Color pulpa
Sabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácidoSabor amargo
Sabor salado
Jugosidad
Textura
02468
10
Aspecto externo
Color pulpa
Sabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácidoSabor amargo
Sabor salado
Jugosidad
Textura
CDB
0.05 Tukey HSDSSB (± 2.06)
SSB (± 1.46)
SSB (± 0.96)
0 días
60 días
90 días
Lote 1
Lote 2
Lote 3
Lote 4
Lote 5
Lote 6
Figura 5
386
IV.- Resultados
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Lote 1 Lote 2 Lote 3 Lote 4 Lote 5 Lote 6
0.05 Tukey HSDSSB (± 1.91)
Lote 1 Lote 2 Lote 3 Lote 4 Lote 5 Lote 6
0 30 60 90
Calabacita CDB0.05 Tukey HSDSSB (± 1.61)
Humedad
Firmeza (N mm-1)
AT
pH
Pérdida de peso
Aspecto externo
Color pulpaSabor a fruta
Sabor dulce
Sabor ácido
Sabor amargo
Jugosidad
Textura
Semillas
Valoración global
-1.0
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
-1.0 -0.5 0.0 0.5 1.0
Com
pone
nte
prin
cipal
2 (6
2.40
%)
Componente principal 1 (40.87%)
Lote 4
Lote 1
Lote 6Lote 5
Lote 3Lote 2
Día 0
Día 30Día 60
Día 90
Calb
CDB
-1.5
-1
-0.5
0
0.5
1
1.5
-2 -1.5 -1 -0.5 0 0.5 1 1.5 2
Com
pone
nte
prin
cipal
2 (6
2.40
%)
Componente principal 1 (40.87%)
Figura 6
Figura 7
387
388
VV..-- DDIISSCCUUSSIIÓÓNN
389
390
V.- Discusión
V.1.- Estudios in vitro
V.1.1.- Contenido fenólico, capacidad antioxidante y composición
El contenido de fenoles totales de los extractos obtenidos a partir de harina de
soja fue 0.859 mg GAE g-1 de materia seca (Artículo 1). Aunque no existe bibliografía
sobre la concentración de fenoles de estas harinas, los resultados obtenidos fueron
similares a los obtenidos en otros estudios realizados con semillas de soja (Kim y col.,
2012; Žilić y col., 2013). Por otra parte, los principales compuestos identificados en los
extractos obtenidos a partir de la harina de soja, se encontraron isoflavonas y ácidos
fenólicos, que supusieron entre el 60.47% y el 28.25% de los compuestos, cuya
presencia coincide con lo descrito por otros estudios(Seo y Morr, 1984).
Concretamente, dentro de las isoflavonas se encontraron principalmente agliconas
seguidas por malonilglucósidos, β-glucósidos y acetylglucósidos. Además, entre las
agliconas, la mayor concentración fue encontrada para la daidzeina (149.487 μg g-1),
seguido de genisteina (121.391 μg g-1) y gliceteina (58.340 μg g-1). Estudios realizados
en otros productos a base de soja (Beddows y col., 1987; Lee y col., 2009; Riedl y col.,
2005; Vaidya y col., 2007) han descrito que el perfil de isoflavonas encontrado puede
diferir del descrito normalmente para semillas de soja, en el que los malonilglucósidos
son los compuestos predominantes. De hecho, varios estudios han demostrado que el
tratamiento térmico realizado en las harinas de soja promueve la conversión de casi la
totalidad de los compuestos malonilglucósidos a β-glucósidos, siendo un proceso
altamente dependiente de la temperatura (Coward y col., 1993; Aguiar y col., 2012).
Pero además, el proceso de extracción de los compuestos fenólicos puede causar una
modificación en el perfil de isoflavonas obtenido, dado que la extracción a pH ácido
puede favorecer la rotura de los β-glucósidos (Fazary y Ju, 2007; Lopes Barbosa y col.
2006), lo cual justificaría la presencia mayoritaria de agliconas encontradas en el
estudio. Por otra parte, la presencia considerable de otros ácidos como siríngico,
cumárico, ferrúlico y vanílico también han sido descritos en semillas de soja (Kim y
col., 2006; Xu y Chang, 2008; Žilić y col., 2013) y harinas (Dabrowski y col., 1984; Seo
y Morr, 1984).
En cuanto a la actividad antioxidante de los extractos obtenidos, estos
presentaron unos valores de entre 5.226 y 5.026 mg Troloxg-1 de materia seca. Estos
resultados estuvieron de acuerdo con lo descrito por otros autores como Barbosa y col.
391
V.- Discusión
(2006) y Lee y col. (2011) en semillas de soja desgrasadas o harinas. Esta actividad
antioxidante ha sido relacionada principalmente con el contenido de isoflvonas (Lee y
col., 2005; Sakthivelu y col., 2008). Concretamente, la actividad antioxidante de los
extractos de soja obtenidos en nuestro estudio podría deberse a la presencia de
agliconas, que se encontraron entre las isoflavonas más abundantes, ya que autores
como Naim y col. (1976) y Lee y col. (2005) demostraron que compuestos como las
agliconas presentan una gran capacidad antioxidante, aunque su actividad mayor ha sido
descrita para sus formas glicosiladas. Además, los fenoles ácidos encontrados en el
extracto estudiado también podrían jugar un papel importante en cuanto a la actividad
antioxidante del extracto, siendo incluso mayor que en el caso de las isoflavonas, ya que
se ha descrito que éstas contribuyen a la capacidad antioxidante total (Cos y col., 2003).
V.1.2.- Capacidad antimicrobiana de los extractos frente a microorganismos
patógenos y alterantes
Los extractos mostraron tener una capacidad de inhibición para bacterias
patógenas de entre el 100 y el 50% a concentraciones mayores de 1.25 g L-1 y 0.5 g L-1,
respectivamente (Artículo 1). Concretamente, la mayor capacidad inhibitoria del
extracto se encontró para bacterias como L. monocytogenes, B. cereus y E. faecalis,
cuyo crecimiento fue inhibido al 50% incluso con las concentraciones más bajas de
extracto (0.15 g L-1). Esta mayor sensibilidad de las bacterias Gram positivas a los
extractos estudiados incluso a las concentraciones más bajas estuvo en concordancia
con la suposición de que las bacterias Gram negativas generalmente son más resistentes
a compuestos antimicrobianos debido a la presencia de lipopolisacáridos. Sin embargo,
en nuestro estudio también se observó la capacidad del extracto de inhibir algunas de las
bacterias Gram negativas estudiadas, como Y. enterocolitica y S. entérica, las cuales
mostraron una sensibilidad a los extractos similar a otras bacterias Gram positivas, de
modo que con 3 g L-1 del extracto estudiado se consiguió el 50% de inhibición de estas
dos bacteria. Este efecto inhibitorio de los extractos fenólicos sobre el crecimiento
bacteriano ha sido atribuido, en el caso de otros extractos procedentes de otras plantas,
al efecto sinérgico de varios compuestos (Gurjar y col., 2012). Además, es ampliamente
conocido que las isoflavonas presentan diversas actividades biológicas, incluida la
actividad antimicrobiana, por lo que su presencia habría podido afectar al crecimiento
392
V.- Discusión
de las bacterias estudiadas. Verdrengh y col. (2004) y Hong y col. (2006) observaron
que compuestos como la genisteina, fitoestrógeno perteneciente a la categoría de las
isoflavonas, tuvieron capacidad de inhibir el crecimiento de S. aureus y B. cereus in
vitro. También Wang y col. (2010) mostraron que las isoflavonas presentes en semillas
de soja inhibían la síntesis de ácidos nucleicos en S aureus. Por otro lado, los fenoles
ácidos también han sido ampliamente descritos como compuestos con capacidad
antimicrobiana. Alves y col. (2013) y Saavedra y col. (2010) observaron que ácidos
como siríngico, cumárico y vanílico presentan una importante actividad antimicrobiana
frente a bacterias tanto Gram positivas como Gram negativas, por lo que la capacidad
inhibitoria de los extractos estudiados podría deberse a un efecto conjunto tanto de las
isoflavonas como de los ácidos fenólicos presentes en el mismo.
En cuanto a la capacidad de inhibir el crecimiento de levaduras del extracto
estudiado, se comprobó que especies como Torulaspora spp. Cryptococcus spp. y
Rhodotorula spp. fueron inhibidas en un 50% a concentraciones de 1.5 g L-1, si bien la
capacidad inhibitoria más significativa fue para A. pullulans y Debaryomyces spp. para
las que la inhibición al 48% del crecimiento se consiguió con 0.75 g L-1 del extracto
estudiado (Artículo 1). Esta actividad frente a bacterias se ha atribuido a la capacidad de
algunos de estos compuestos fenólicos para inhibir la síntesis de ácidos nucleícos , la
actividad enzimática, funciones de la membrana citoplasmática y metabolismo y con
ello afectar al crecimiento del microorganismos (Tim y Lamb, 2005).
Por otra parte, la mayor capacidad inhitoria del crecimiento de mohos del
extracto estudiado se observó para M. laxa la cual exhibió una inhibición mayor del
65% a concentraciones de 25 g L-1, mientras que para el resto de las especies de mohos
estudiadas se consiguió un 30% de inhibición (Artículo 1). Estos resultados
coincidieron con lo encontrado en otros estudios, en los que se observó que la
aplicación de extractos fenólicos procedentes de plantas presentó una capacidad
antifúngica limitada (Alves y col., 2013; Saavedra y col. 2010). Teniendo en cuenta que
algunos estudios revelan que la aplicación de ácidos fenólicos, presentan una menor
capacidad de inhibición de mohos que otros compuestos fenólicos (Zabka y col. 2013),
la capacidad antifúngica del extracto estudiado probablemente sería debida
principalmente a la elevada concentración de isoflavonas presentes. De hecho, algunas
de las isoflavonas encontradas en el extracto fenólico de soja, como la daizeína y la
393
V.- Discusión
gliceteína han sido relacionadas con un cierto efecto antifúngico o fungistático.
Concretamente, la daizeína mostró capacidad para inhibir el crecimiento fúngico de la
especie Fusarium culmorum, mientras que la gliceteína pueden retardar crecimiento de
especies como Aspergillus ochraceus (Kramer y col., 1984).
V.2.- Prolongación de la vida útil de brevas e higos
V.2.1- Concentración de gases y tasas respiratorias
El envasado con films microperforados tanto de brevas como de higos produjo
un aumento de la concentración de CO2 y una disminución del O2 en el interior del
envase, cuyas concentraciones variaron en función del número de microperforaciones,
siendo el film M50 (1 microperforación cada 50 mm, con un total de 3 agujeros)
seguido por M30 (1 microperforación cada 30 mm, con un total de 5 agujeros) el que
permitió una mayor acumulación de CO2 y menores niveles de O2 en todos los casos
estudiados (Artículos 2 y 3). Estos resultados obtenidos estuvieron de acuerdo con los
observado por Kartal y col. (2012) y Sanz y col, (2002) en fresa entera, en donde la
concentración de CO2 acumulada en el espacio de cabeza del envase dependió de
número de microperforaciones o área microperoforada mostrada por los films
empleados y la tasa de respiración del vegetal empleado. Similares resultados también
fueron observados en otras frutas como ciruelas (Díaz-Mula y col., 2011) a causa del
metabolismo respiratorio de los frutos. Caner y col. (2008) también afirmaron que el
éxito de la prolongación de la vida útil de productos frescos se basa en el uso de
películas de envasado con una permeabilidad adecuada al CO2 y al O2 para establecer
una atmósfera adecuada que actúe equilibrando la tasa de respiración del producto. En
el caso de los higos, estudios previos han establecido que los niveles de gases más
adecuados para el almacenamiento prolongado se encuentran en valores de entre 5-10%
de O2 y 15-20% de CO2 (Chessa, 1997; Crisosto y Kader, 2007). De este modo, higos
del cultivar ‘Black Mission’ almacenados en MAP activas con concentraciones de 15 ó
20 % de CO2, permitieron conservar los frutos hasta un total de 4 semanas a 0 ºC
(Colelli y col., 1991).
Además, se ha observado que la cantidad de gases acumulados en el espacio de
cabeza del envase viene fuertemente determinada por las características fisiológicas del
cultivar estudiado. Asimismo, en función de la tasa respiratoria de cada fruto, se
394
V.- Discusión
modificará la concentración de gases acumulada en el espacio de cabeza del envase, por
lo que aquellos frutos con una menor tasa respiratoria necesitará un mayor número de
horas y/o días de almacenamiento para alcanzar una atmósfera de equilibrio, como fue
el caso del cultivar ‘San Antonio’ tanto en higos como en brevas (Tabla V.1.1.1.1).
Estudios previos en higos de los cultivares ‘Brown Turkey’ (Sozzi y col., 2005) y
‘Black Mission’ (Marei y Crane, 1971) mostraron unas tasas respiratorias similares a las
obtenidas en el presente estudio.
En consecuencia, se ha observado que la atmósfera creada en el interior de los
envases así como su dificultad para alcanzar el equilibrio dependerá no sólo de las
características intrínsecas del film, sino también de las características fisiológicas y
estado de maduración en el que se encuentre el fruto, coincidiendo con lo ya descrito
por otros autores (Beaudry 1999; Díaz-Mula y col., 2011). De este modo, cuanto antes
se alcance en el interior del envase una atmósfera cercana al equilibrio, mayor será la
probabilidad de extender la vida útil del producto, ya que una composición de atmósfera
adecuada puede reducir la tasa de respiración de la fruta y el crecimiento de
microorganismos con una mínima alteración de las propiedades organolépticas
(Almenar y col., 2007)
En cuanto a los higos envasados en MAP en combinación con la aplicación de
extractos fenólicos procedentes de harinas de soja, el aumento de la concentración de
CO2 y diminución de O2 en los envases a lo largo del periodo de almacenamiento a
causa de la respiración de los frutos se produjo sin diferencias significativas entre los
Cultivar Tasa de respiración (mL CO2 Kg-1 h-1)
0-2 ºC 25-30 ºC
Brevas ‘San Antonio’ 13.85±1.10 37.23±3.79 ‘Banane’ 18.75±1.94 61.95±4.60
Higos ‘Cuello Dama Blanco’ 25.07 ± 1.82 101.49 ± 2.39 ‘Cuello Dama Negro’ 28.43 ± 1.60 91.44 ± 3.55 ‘San Antonio’ 17.14 ± 1.85 128.44 ± 2.49
Tabla V.2.1.1. Valores medios de las tasas de respiración (mL CO2 Kg-1 h-1) de los diversos cultivares estudiados, tanto de higos como de brevas, tras su recolección en el campo así como tras su almacenamiento en refrigeración durante 24 horas.
395
V.- Discusión
lotes M50 y M50-AB (envasado en film M50 combinado con la aplicación de los
extractos) para ambos cultivares (Artículo 4). Esto pone de manifiesto que el
tratamiento de los higos con los extractos fenólicos no afectó significativamente a la
tasa de respiración de los frutos. Unos resultados similares fueron observados por
Sivakumar y col. (2008), quienes no encontraron diferencias en la composición de gases
entre frutos de litchi almacenados únicamente en film BOPP y aquellos tratados además
con agentes antimicrobianos. De igual modo, Valero y col. (2006) observaron que las
uvas de mesa tratadas con aceites esenciales y envasadas en MAP no presentaron
diferencias en la composición del espacio de cabeza comparadas con los frutos no
tratados. Por tanto, la aplicación de los extractos fenólicos parece no tener una
influencia significativa para el desarrollo de la atmósfera modificada en el interior del
envase.
V.2.2.- Características físico-químicas de los frutos
El almacenamiento en MAP mediante el empleo de films microperforados
permitió reducir el porcentaje de pérdidas de peso de los frutos, tanto en brevas como
en higos, de modo que los lotes M30 y M50 presentaron, en ambos frutos, las menores
pérdidas de peso para todas los cultivares estudiados (Artículos 2 y 3). Esto puede ser
debido a que el empleo de films microperforados con altas barreras al intercambio
gaseoso y bajas tasas de transmisión de vapor de agua crea un entorno en el envase con
una alta humedad relativa, además de las elevadas concentraciones de CO2 y bajas de
O2. Todos estos factores evitan la pérdida de humedad y ralentizan la respiración de los
frutos (Toiven, 1997). Los resultados obtenidos coinciden con los presentados por
Bouzo y col. (2012) para higos del cultivar ‘Brown Turkey’, los cuales sufrieron una
pérdida de peso de hasta el 19 % tras 21 días de almacenamiento en higos envasados en
film macroperforado, mientras que aquellos frutos envasados en films de polietileno
tereftalato (PET) sin permeabilidad a CO2 ni al O2 y PE con absorbedores de etileno
presentaron las pérdidas de peso más bajas seguidos por los higos envasados en MAP.
Sin embargo, otros autores no encontraron diferencias significativas en higos del
cultivar ‘Bursa Siyahi’ envasados en distintas atmósferas modificadas tanto activas
como pasivas (Ayhan y Kara-Cay, 2011). Por otra parte, también se observó que la
aplicación de los extractos fenólicos estudiados disminuyó las pérdidas de peso incluso
396
V.- Discusión
cuando los frutos fueron envasados con film macroperforado (C-AB) (Artículo 4), lo
que sugiere un efecto positivo del extracto aplicado en la retención de agua y en el
control de la transpiración, por lo que en cierto modo podría actuar como un
recubrimiento comestible, probablemente debido a la presencia de otros componentes
en los extractos utilizados como las proteínas. Por otra parte, el hecho de que las
menores pérdidas de peso se produjesen en los lotes M50 y M50-AB sugiere que el
principal factor responsable en la conservación de humedad en los frutos fue el film
empleado, si bien la aplicación de los extractos fenólicos pueden contribuir ligeramente
al retraso de la deshidratación, coincidiendo con estudios realizados en uva de mesa
(Valeverde y col., 2005) y aguacates (Sellamuthu y col., 2013) tratados con aceites
esenciales como eugenol/timol y timol/mentol respectivamente, combinados con MAP.
Por lo que respecta a los resultados de firmeza se pudo observar como las brevas
almacenadas en los film M50 y M30 mantuvieron los valores de firmeza más elevados
en comparación con el control. Asimismo, los higos pertenecientes al cultivar ‘San
Antonio’ también mostraron un mejor mantenimiento de la firmeza durante el
almacenamiento en los lotes M30 y M50. En el caso de los cultivares ‘Cuello Dama
Blanco’, M50 presentó los mejores valores, mientras que ‘Cuello Dama Negro’presentó
la mejor firmeza con los films M10 (1 microperforación cada 10 mm, con un total de 16
agujeros) y M30. El mantenimiento de la firmeza en los frutos ha sido relacionado con
el efecto de las altas concentraciones de CO2 sobre la inactivación de enzimas
responsables de la degradación de componentes de la pared celular, si bien los
mecanismos de acción aún no están claros (Alemar y col., 2007). Por otra parte, los
cambios en la firmeza de los frutos también han sido relacionados con las pérdidas de
peso, y por tanto, con las tasas de respiración y de transpiración de agua (Paniagua y
col., 2013). De este modo, debido a la reducción en las pérdidas de peso junto con la
disminución de las tasas de respiración y transpiración, se mejora el mantenimiento de
la firmeza del fruto (Toiven 1997), ya que la condiciones creadas por el empleo de films
microperforados puede conservar la adhesión entre las células, mantener la resistencia
de las paredes celulares y la turgencia celular (Alemar y col., 2007; Cia y col., 2006).
Esto justifica el hecho de que en la mayoría de los casos el film M50 muestre la mejor
capacidad para mantener la firmeza de los frutos, probablemente debido a la reducción
de la tasa respiratoria como consecuencia de las concentraciones de gases establecidas
397
V.- Discusión
dentro del rango óptimo para higos (15–20 % de CO2 y 5-10% de O2), retrasando la
senescencia y por tanto el ablandamiento (Cia y col., 2006; Crisosto y col., 2011). En el
caso del empleo de otros films con un número intermedio de microperforaciones como
M10 y M30 esto dependerá de las características del cultivar empleado, y de la
concentración de gases alcanzada en el envase, coincidiendo con lo observado en
algunos casos en fresas, ya Kartal y col., (2012) observaron que las fresas envasadas en
films polipropileno biorientado (BOPP) sin microperforaciones presentaron unos
valores de firmeza menores que aquellos frutos envasados en films con 7 o 9
microperforaciones. También Toivenen (1997) encontró que las fresas en films
perforados mostraron una firmeza mayor que los lotes envasados en film PP sin
perforaciones. Además, la aplicación de los extractos fenólicos en combinación con
MAP (M50-AB) permitió una retención de la firmeza a lo largo del almacenamiento de
ambos cultivares, por lo que los extractos podrían tener un efecto positivo sobre el
retraso del ablandamiento, ya que los lotes C-AB también mostraron una mejor firmeza
que los lotes control sin tratar (Artículo 4). Resultados similares fueron observados por
Siroli y col. (2014), quienes encontraron que la aplicación de compuestos como
hexanal/2-(E)-hexenal y citral/2-(E)-hexenal en manzanas permitía una mayor retención
de la firmeza durante el almacenamiento. Aunque los mecanismos responsables del
mantenimiento de la firmeza debido a la aplicación de compuestos fenólicos no han sido
aún totalmente esclarecidos, trabajos previos han asociado el ablandamiento de los
frutos con un aumento de la actividad de enzimas como poligalacturonasas, β-
galactoxidasas y pectin metilesterasas (Batisse y col., 1996; Remón y col., 2003), por lo
que es posible que tanto el efecto de los compuestos fenólicos como las altas
concentraciones de CO2 estén relacionadas con una influencia sobre la actividad de
estas enzimas, retrasando la degradación de las paredes celulares, especialmente cuando
la aplicación de estos compuestos es combinada con MAP (Serrano y col., 2005). Así
mismo, el retraso del ablandamiento también podría ser atribuido a la mayor humedad
relativa encontrada en el interior de los envases MAP (Kappel y col., 2002), lo cual
podría ser potenciado por el ligero efecto conservados de la humedad que podría tener la
aplicación de los extractos fenólicos al actuar de un modo similar a un recubrimiento.
En cuanto al comportamiento de parámetros físico-químicos como la
concentración de sólidos solubles (CSS), acidez titulable (AT) y pH en los distintos
398
V.- Discusión
lotes y cultivares estudiados, su evolución debido al proceso de maduración
postcosecha, fue significativamente superior en los lotes Control de todos los cultivares
de higos y brevas y menor en los lotes almacenados en MAP, especialmente en los lotes
M30 y M50 (Artículos 2 y 3). Esto denota un efecto positivo de estas atmósferas sobre
el retraso del proceso de maduración, lo cual permitió además preservar la calidad de
los frutos. Concretamente, los valores más bajos en CSS encontrados en los lotes M30 y
M50 para la mayoría de cultivares, tanto en higos como el brevas, pueden ser
justificados por el efecto que ejerce el almacenamiento en altas concentraciones de CO2
y bajas de O2, unido además a la menor pérdida de agua durante el almacenamiento,
mientras que los frutos control pueden presentar una mayor concentración de solutos
debido a esta pérdida de agua así como a un mayor estado de maduración. Del mismo
modo, mientras que no se observaron diferencias especialmente significativas en los
valores de pH, si se observó un mantenimiento de la acidez titulable en el caso de los
frutos almacenados en films M30 y M50, lo que de concuerda con los menores valores
de CSS encontrados en estos lotes como indicador de un retraso en la maduración.
Diversos autores han descrito el aumento en la concentración de azúcares en las últimas
fases de maduración o almacenamiento del fruto, al tiempo que la AT disminuía y los
valores de pH aumentaban como un comportamiento normal en el proceso de
maduración del higo (Tsantili, 1990; Irfan y col., 2013; Marpudi y col., 2013). Por otro
lado, este efecto sobre el retraso de la maduración ha sido observado en diversos frutos
envasados en diferentes films microperforados (Amorós y col., 2008; Akbudak y Eris,
2004; Clark y MacFall, 1996; Díaz-Mula y col., 2011). Concretamente, Bouzo y col.
(2012) informaron de que los higos pertenecientes al cultivar ‘Brown Turkey’
envasados en MAP presentaron unos valores de CSS menores a los higos control tras 7
días de almacenamiento en refrigeración. Este mismo efecto de MAP también ha sido
descrito en el caso del retraso de la pérdida de acidez y aumento de pH. La retención de
los valores de AT ha sido observada en distintos tipos de frutos como en caquis
almacenados con film de polietileno (PE) (Cia y col., 2006) o como en fresas (Sanz y
col., 1999) debido al efecto simultaneo ejercido por las bajas concentraciones de O2 y
las altas de CO2, contribuyendo a ralentizar el metabolismo del fruto. Mientras que en
higos almacenados en MAP, Ayhan y Kara- Cay (2011), observaron una disminución
de los niveles de AT tras 5 días de almacenamiento en todos los casos, si bien luego
399
V.- Discusión
éstos se mantuvieron constantes a lo largo del almacenamiento. Del mismo modo,
también pareció observarse un retraso en la maduración de los frutos tratados con
extractos fenólicos en combinación con MAP (M50-AB), ya que este lote presentó
menores niveles de SCC y mayores de AT que el Control (Artículo 4). Sin embargo,
este efecto no fue tan notable en el lote tratado únicamente con el extracto fenólico (C-
AB), por lo que parece ser que el principal responsable de este efecto sea el
almacenamiento en MAP, si bien la aplicación de estos extractos pudo tener una cierta
contribución, coincidiendo con lo descrito en fresas tratadas con extractos fenólicos
acuosos procedentes de hojas de moras, las cuales mostraron ligeras diferencias entre
tratamientos, especialmente cuando estos extractos eran combinados con quitosano,
permitiendo mantener estables los niveles de AT (Yang y col., 2014), coincidiendo
también con lo descrito por Valero y col. (2006) en uvas de mesa , quienes observaron
que la combinación de MAP con aceites esenciales también mostró una disminución en
la maduración fisiológica de los frutos durante el almacenamiento.
V.2.3.- Contenido en azúcares y ácidos orgánicos.
El azúcar mayoritario encontrado tanto en piel como en pulpa de higos fue la
glucosa, la cual se encontró en mayores cantidades en los lotes Control mientras que el
aumento de este azúcar se retrasó en el caso de los lotes M30 y M50 (Artículo 5),
comportamiento que coincide con lo descrito por Amorós y col. (2008).
En cuanto a los ácidos orgánicos, su contenido resultó característico del cultivar
así como del tipo de tejido y del almacenamiento, de modo que el ácido mayoritario
encontrado fue el ácido málico seguido del cítrico y succínico. Como era de esperar, la
concentración de estos ácidos disminuyó a lo largo del almacenamiento, si bien el
almacenamiento en MAP, especialmente en los lotes M30 y M50 retrasó dicha pérdida,
lo cual coincide con los resultados obtenidos en otras frutas como nectarinas,
melocotones y ciruelas (Akbudak y Eris, 2004; Díaz-Mula y col., 2011b), donde se
atribuyó este efecto sobre el retraso de la pérdida de ácidos orgánicos a una
ralentización en el metabolismo del fruto a causa del efecto de MAP sobre la respiración
y, en consecuencia, sobre el proceso de maduración de los frutos.
400
V.- Discusión
V.2.4.- Población microbiana y alteraciones postcosecha
En cuanto al el crecimiento de bacterias aerobias mesófilas, en general se
encontró que los lotes almacenados en MAP presentaron recuentos ligeramente
inferiores al Control, si bien los resultados llegaron a ser similares al final del
almacenamiento (Artículos 2, 3 y 7). La tendencia observada en nuestro estudio al
aumento de los recuentos a lo largo del tiempo de almacenamiento está en consonancia
con lo descrito por otros autores como Sagardoy y col. (2005) en espárragos
almacenados en MAP, así como en otros vegetales crudos, en los que los niveles de
recuentos más frecuentes de estas bacterias se encuentran entre 3 y 7 log UFC g-1 (Garg
y col., 1990). Por otra parte, la similitud en los recuentos entre los lotes estudiados fue
atribuido a que, si bien durante el proceso de almacenamiento se puede producir una
reducción de algunos microorganismos aerobios debido a las bajas concentraciones de
O2 (Day y col., 1990), la presencia de microorganismos de carácter aerobio facultativo
puede causar un mantenimiento o incremento en los recuentos de estos
microorganismos (Garg y col., 1990). Del mismo modo, también se observó un cierto
efecto inhibidor del crecimiento en los lotes tratados con los extractos fenólicos (C-AB
y M50-AB) (Artículos 4 y 7). Este efecto podría deberse a la presencia de compuestos
antimicrobiano como las isoflavonas (Hong y col., 2006; Verdrengh y col., 2004) o
ácidos fenólicos (Alves y col., 2013). Sin embargo, los recuentos de bacterias aerobias
mesófilas permanecieron en todos los casos en niveles por debajo de 7 log UFC/g
durante el almacenamiento, límite establecido por la legislación española (BOE, 2001).
La mayoría de las cepas aisladas de agar PCA fueron identificadas como
Pseudomonas gessadii seguidas por Stenotrophomonas maltophilia (Artículo 7). Todas
las cepas de P. gesardii procedieron de frutos Control debido a su capacidad de crecer
en condiciones de aerobiosis, pudiendo llegar a ser un importante alterante. Asimismo,
esta especie tampoco fue encontrada en los lotes tratados con extractos fenólicos (C-
AB), lo que podría asociarse a un posible efecto inhibidor del extracto, mientras que la
especie S. maltophilia fue encontrada tanto en los lotes Control de la mayoría de
cultivares estudiados así como lotes M30 y M50 en ‘Cuello Dama Negro’. Ambas
especies han sido descritas junto con Bacillus, como algunas de las bacterias epifíticas
predominantes en las fresas, tanto en hojas, flores como en frutos (Krimm y col., 2005),
401
V.- Discusión
así como en aguas minerales (Verhille y col., 1999) en el caso de P. gessadii y en
patatas (Wilson y col., 1999) en el caso de S. maltophilia.
Los recuentos de enterobacterias y coliformes mostraron una evolución similar a
los lotes Control en los cultivares ‘San Antonio’, ‘Banane’ o ‘Cuello Dama Blanco’,
mientras en el cultivar ‘Cuello Dama Negro’, los lotes M30 y M50 presentaron
recuentos un poco superiores. Por otra parte, la aplicación de los extractos fenólicos
estudiados mostró unos recuentos de enterobacterias y coliformes menores a los
observados en M50, especialmente en el caso los higos tratados con los extractos
fenólicos y envasados en film macroperforado (C-AB), mientras que no se observaron
diferencias significativas en el caso de las bacterias ácido lácticas (Artículo 4). Del
mismo modo, en estos dos lotes también se encontraron los recuentos más elevados de
bacterias ácido lácticas (Artículos 2, 3 y 7). Este comportamiento pudo deberse a que el
crecimiento de estos microorganismos se vio favorecido en algunos casos debido al
carácter anaerobio facultativo de las mismas, pudiendo crecer fácilmente con bajas
concentraciones de O2. De hecho, los bajos niveles de O2 y altos de CO2 han sido
asociados con el desarrollo de microorganismos anaerobios (Day y col., 1990; Soliva-
Fortuny y col., 2004). Allende y col. (2004) y Babic y Watada (1996) observaron que el
crecimiento de las enterobacterias no se vio seriamente afectado por las atmósferas
modificadas o controladas. Asimismo, la capacidad de diversos extractos fenólicos de
inhibir el crecimiento bacteriano, especialmente a las bacterias Gram positivas, ha sido
ampliamente descrito (Fisher y Phillips, 2008; González-Gómez y col., 2014; Guitiérrez
y col., 2009; Serrano y col., 2005; Siroli y col., 2014; Valero y col., 2006; Yang y col.,
2014) en estudios in vitro, mientras que su comportamiento in vivo parece diferir entre
diversos estudios. Yang y col. (2014) observaron que la aplicación en fresas de
quitosano enriquecido con extractos fenólicos de carácter acuoso obtenidos a partir de
hojas de moras mostraba un efecto inhibidor del crecimiento bacteriano. Sin embargo,
otros estudios sugieren una escasa efectividad de los compuestos sobre productos como
lechugas, de modo que Guitiérrez Barry-Ryan y Bourke (2009) y Bagamboula,
Uyttendale y Debevere (2004), encontraron que la aplicación de aceites esenciales como
timol no produjeron una reducción en los recuentos microbianos, probablemente debido
a la adhesión de la flora indígena a las hojas y a la formación de biofilms en su
402
V.- Discusión
superficie, lo cual podría justificar el escaso efecto de los extractos fenólicos observados
en nuestro estudio sobre el crecimiento bacteriano.
A partir de cepas aisladas de agar VRBG y VRBA en higos y brevas se
observaron que mayoritariamente pertenecían a los géneros Enterobacter spp y Pantoea
spp (Artículo 7), que han sido descritos en su mayoría como parte de la flora microbiana
natural presente en otros frutos (Jensen y col., 2013; Serradilla y col., 2013). Esto
justifica que la mayoría de las especies identificadas se encontraron en frutas control, y
también en el resto de los lotes estudiados. Concretamente, las especies Pantoea
agglomeras y Erwinia aphidicola destacaron como las especies de enterobacterias
mayoritarias en todos los tratamientos tanto de higos como de brevas, mientras que las
especies de coliformes encontradas fueron Enterobacter asburiae, Enterobacter
ludwigii y Enterobacter cloacae. Estos resultados coinciden con lo observado por
Serradilla y col. (2013), quienes también describieron la presencia de Enterobacter spp.,
Pantoea spp. y Rhanella spp. en cerezas almacenadas tanto en atmósferas modificadas
como en aire. Además, otras especies como Pantoea agglomerans, Erwinia carotovora
(Jensen y col,. 2013) y Enterobacter cloacae (Tanprasert y Reed, 1998) también han
sido encontradas en fresas, aunque en una menor proporción. Por otra parte, especies
como Pantoea agglomerans y Enterobacter asburiae fueron también encontradas en los
higos tratados con extractos fenólicos. De igual modo, otras especies encontradas como
Pantoea annanatis, Enterobacter ludwigii, Erwinia aphidicola y E. cloacae han sido
descritas como parte de los géneros frecuentemente encantados en fresas (Jensen y col.,
2013; Tanprasert y Reed, 1998) o cerezas (Serradilla y col., 2013), si bien en el caso de
los lotes tratados con extractos fenólicos los porcentajes de incidencia encontrados
fueron menores a los de otros lotes.
Ha sido ampliamente descrito que en frutas la mayor parte de las alteraciones se
deben al desarrollo de levaduras y mohos, siendo estos últimos los mayores
responsables de alternaciones postcosecha, principalmente debido a podredumbres y
crecimiento de micelios (Cantín y col.,2011; Crisosto y col., 2011; Hertog y col., 1999;
Sanz y col., 1999). Esto explica porqué los mayores porcentajes de daños se encontraron
en la mayoría de los cultivares en los lotes Control y M10 (Artículos 2, 3 y 7), lo cual ha
sido relacionado con el crecimiento de mohos y levaduras (Chessa, 1997), ya que fueron
estos lotes los que presentaron unos recuentos más elevados tanto de mohos como de
403
V.- Discusión
levaduras. Por el contrario, los lotes M30 y M50 en todos los cultivares estudiados
presentaron los menores recuentos tanto de mohos como de levaduras y, por tanto,
presentaron unos porcentajes de daños significativamente inferiores a otros lotes (Figura
V.2.4.1).
Este resultado se puede atribuir a que los lotes envasados en MAP, como M30 y
M50, fueron los que presentaron unas concentraciones más elevadas de O2 y mayores de
CO2. Las elevadas concentraciones de CO2 ejercen un efecto inhibitorio sobre el
crecimiento de microorganismos, especialmente mohos, por su carácter aerobio
(Crisosto y Kader, 2007; Jacxsens, y col., 2001; Rico y col., 2007; Soliva-Fortuny y
Martín-Belloso, 2003). Así, la inhibición del crecimiento de estos microorganismos
permitirá en consecuencia un retraso en el deterioro de higos y brevas tal y como se ha
observado en nuestro estudio y como ha sido descrito en diversas frutas (Jacxsens y col.,
2001; Serradilla y col., 2013). En higos, estos resultados están de acuerdo con los
obtenidos en trabajos previos (Bouzo y col., 2012; Crisosto y Kader, 2007; Colelli y
col., 1991) en los que se expuso que el almacenamiento a altas concentraciones de CO2
mostró un efecto altamente fungistático.
Fig. V.2.4.1. Efecto del envasado en MAP en los distintos films microperforados para los cultivares de higos ‘Cuello Dama Negro’ (A) y ‘Cuello Dama Blanco’ (B). De izquierda a derecha de cada foto: Control, M10, M30 y M50 tras 21 días de almacenamiento en refrigeración a 0 ºC con una humedad relativa del 95 %.
404
V.- Discusión
En cuanto a la aplicación de los extractos fenólicos, lotes C–AB de ambos
cultivares presentase un porcentaje de daños, así como unos recuentos de mohos y
levaduras, menores que el lote Control. Es decir, la aplicación individual del extracto
tuvo efecto en la prevención o retraso de la aparición de alternaciones en los higos, así
como en el crecimiento de mohos y levaduras. Este puede ser debido a que diversos
tipos de extractos naturales han sido relacionados con una capacidad antimicrobiana
atribuidos a la presencia de compuestos fenólicos (Lattanzio y col., 1994, 1996; Bendini
y col., 2006), permitiendo controlar o incluso disminuir el crecimiento de mohos y
levaduras en frutas frescas así como mínimamente procesadas (Corbo y col., 2000;
López-Reyes y col., 2010; Siroli y col., 2014). Resultados similares fueron encontrados
por otros autores como Agnioni y col. (1998), Bergeron y col. (1995) y Tripathi y col.
(2002), quiénes observaron que la aplicación de extractos acuosos de carácter fenólico
obtenidos a partir de plantas presentaba una actividad antifúngica para diversas
especies de mohos. En particular, la combinación de los extractos fenólicos estudiados
con MAP resultó ser muy efectiva tanto para el control de los recuentos de mohos y
levaduras con para el retraso de aparición de daños (Artículo 4). De este modo, los lotes
tratados con extractos fenólicos y combinados con MAP (M50-AB) seguidos por M50
presentaron un porcentaje de daños mínimo, especialmente en el cultivar ‘Cuello Dama
Negro’ (Figura V.2.4.2). Estos resultados en M50-AB pueden estar relacionados con un
efecto sinérgico entre la aplicación de los extractos y el almacenamiento en MAP con
altas concentraciones de CO2 y bajos niveles de O2, de acuerdo con lo observado por
diversos autores que han indicado que la combinación de MAP con extractos fenólicos
como aceites esenciales presentan un efecto sinérgico sobre la conservación (Skandamis
y Nychas, 2001), permitiendo un mantenimiento de la calidad y seguridad alimentaria
de frutas como uvas de mesa (Valero y col., 2006) y cerezas (Serrano y col., 2005).
405
V.- Discusión
Las dos especies mayoritarias encontradas en ambos cultivares (Artículo 7),
Cladosporim cladosporides y Alternaria tenuissima presentaron una mayor incidencia
Entre las especies de levaduras aisladas de agar PDA y RB destacan especies
como Aureobasidium pullulans y Cryptococcus adeliensis, las cuales fueron
encontradas mayoritariamente en los lotes Control, aunque también fueron identificadas
en el resto de lotes en menores proporciones. Asimismo, estas dos especies fueron las
dos únicas encontradas en los lotes tratados con extractos antimicrobianos, tanto en los
combinados con MAP como en los tratados individualmente (C-AB y M50-AB)
(Artículo 7). Ambas especies han sido ampliamente descritas como especies presentes
en frutas, lo que justifica la elevada presencia de estas dos especies en todos los lotes y
cultivares estudiados. Concretamente, la presencia de A. pullulans ha sido observada en
diversos tipos de frutas (Andrews y Kenerley, 1978; Chand-Goyal y Spotts, 1996;
Tournas y Katsoudas, 2005. Además, la presencia de esta especie en todos los lotes
puede ser debido a que A. pullulans ha sido descrito como uno de los colonizadores más
agresivos, con capacidad de desarrollarse durante el periodo de almacenamiento en
refrigeración incluso bajo atmósferas controladas, tal y como describió Serradilla y col.
(2013) en cerezas, lo cual podría estar también relacionado con los daños encontrados
en algunos frutos, principalmente en muestras Control, como la presencia de
podredumbres o alteración. Del mismo modo, diversas especies pertenecientes al género
Cryptococcus han sido normalmente identificadas entre la flora microbiana de uvas (Le
Fig. V.2.4.2. Efecto de la aplicación de extractos fenólicos procedente de harina de soja solo o combinado con el envasado en MAP para los cultivares de higos ‘Cuello Dama Negro’ y ‘Cuello Dama Blanco’. De izquierda a derecha de cada foto: Control, M50, C-AB y C-M50 tras 21 días de almacenamiento a 0 ºC con una humedad relativa del 95 %.
406
V.- Discusión
Roux, 1973), fresas (Jensen y col., 2013) y manzanas (Davenport, 1976). Otras especies
como Saccharomyces cerevisiae, Torulaspora delbruekii, Cryptococcus carnescens y
Hanseniasporaa uvarum, fueron encontradas tanto en lotes Control como en M30 y
M50. Algunas de estas especies han sido relacionadas con condiciones de anerobiosis y
fermentación (Fleet y col., 2002), lo que podría justificar el hecho de que muchas de las
cepas identificadas procediesen de los lotes MAP además de Control, dada la capacidad
de estas especies a crecer fácilmente en ambientes con bajas concentraciones de O2. Sin
embargo, no se detectaron procesos de fermentación o alteración graves en los frutos
almacenados en MAP, debido al bajo número de cepas encontradas pertenecientes a
estas especies. Asimismo, muchas de estas especies han sido descritas como parte de la
flora natural de fresas (Jensen y col., 2013; Van der Steen y col., 2002). Por otra parte la
ausencia de estas levaduras en los lotes tratados con extractos antimicrobianos (C-AB y
M50-AB) podría estar relacionada con una inhibición del crecimiento de las mismas a
causa de la presencia del extracto fenólico. Si bien serían necesarios más estudios
específicos acerca de la capacidad de inhibición de los extractos sobre estas especies, es
cierto que algunos extractos acuosos estudiados por otros autores sí han descrito una
actividad inhibitoria en el crecimiento de levaduras como Candida albicans y
Saccharomyces cerevisiae (Stanisavljevic y col., 2009).
En cuanto a las especies de mohos identificados, la especie mayoritaria,
Cladosporim cladosporides, fue encontrada en un mayor porcentaje en las los lotes
Control de todos los cultivares estudiados (Artículo 7). Esta especie ha sido
ampliamente descrita como responsable de alteraciones en frutas almacenadas durante
largos periodos de tiempo, incluso en refrigeración debido a su capacidad de crecer a
bajas temperaturas. Tournas y Katsoudas (2005) observaron que esta especie era capaz
de crecer sobre la piel de uvas, lo cual indica su capacidad para romper las barreras de la
piel e invadir los tejidos antes que otras especies de mohos, lo que podría explicar que
esta especie se encontrara en la mayoría de los lotes estudiados por encima de otras
especies, lo cual justificaría que también se encontrase en otros lotes como M10, o
incluso en M30 y M50 aunque en muy bajas proporciones. Así mismo, esta amplia
ubicuidad y su facilidad de crecimiento podrían ser la causa por las que estas especies
también fueron encontradas en los lotes macroperforados tratados con extractos
fenólicos (C-AB), aunque la aplicación del extracto fenólico redujo el número de cepas
407
V.- Discusión
encontradas. Por otra parte, la presencia de ambas especie si se vio reducida por la
combinación del extracto fenólico con MAP (M50-AB), especialmente en el caso del
cultivar ‘Cuello Dama Blanco’, coincidiendo con el efecto sinérgico sobre la inhibición
del crecimiento fúngico descrito anteriormente en otras frutas. Más concretamente,
Bergeron y col. (1995) han descrito la capacidad de algunos extractos fenólicos acuosos
de inhibir el crecimiento fúngico de especies pertenecientes al género Cladosporium
mediante estudios in vitro. Esto, unido a la capacidad antifúngica descrita para las altas
concentraciones de CO2 y bajas de O2 (Bouzo, Travadelo y Gariglio, 2012; Colelli y
Kader, 1994; Colelli, Mitchell y Kader, 199; Crisosto y Kader, 2007) podría ser la causa
de la presencia limitada de mohos en los lotes M50-AB. Otras especies mayoritarias
encontradas principalmente en los lotes Control y M10 fueron Alternaria tenuissima y
Penicillium corylophilim, el aproximadamente el 40% de la población. Asimismo, P.
Expansum también fue encontrada en el 35% de los higos Control del cultivar ‘Cuello
Dama Negro’. Estas especies también han sido descritas en otros frutos como moras,
uvas y fresas (Jensen y col., 2013; Tournas y Katsoudas, 2005) como las principales
especies de mohos encontradas junto con otras como Aspergillus y Fusarium. Además,
otros trabajos han descrito un amplio número de especies pertenecientes al género
Penicillium como patógenos postcosecha en frutas, como es el caso de las cerezas
(Venturini y col., 2002), lo que podría explicar porque estas especies se encontraron en
mayores porcentajes en los frutos pertenecientes a los lotes Control y M10, los cuales
presentaron los mayores porcentajes de daños postcosecha durante el almacenamiento.
Además, diversas especies de los géneros Penicillium y Alternaria han sido descritas
como productores de micotoxinas (Abarca y col, 2000; Labuda y col, 2005; Malmstrom
y col., 2000; Rundberget y col, 2004). Por otra parte, la presencia de otras especies de
mohos encontradas en los frutos almacenados en MAP, como es el caso de P. rastrickii,
P. thomii, Aspergillus dimorphicus, Alternaria alternata, Pleospora herbarum y
Peyronellaea glomerata, presentan una incidencia tan baja que no pueden ser
considerados como relevantes en cuanto a la pérdida de calidad del fruto.
V.2.5.- Evolución del color en piel y pulpa
Los valores más elevados en cuanto al parámetro L*tanto en piel como en pulpa
de los tras cultivares de higos se encontraron en los lotes M30 y M50, mientras que los
408
V.- Discusión
lotes Control mostraron una mayor pérdida de luminosidad (Artículo 5). En general, la
disminución de la luminosidad ha sido atribuida a una maduración de los frutos, ya que
los higos más inmaduros suelen tener un color más brillante (Solomon y col., 2006).
Además, la retención de la luminosidad en MAP también pudo estar relacionado con las
menores pérdidas de humedad en estos frutos, ya que el parámetro L* también ha sido
relacionado con el contenido en agua de los frutos. Asimismo, el mantenimiento de los
parámetros Chroma y h* en los frutos almacenados en MAP, especialmente en M30 y
M50, reflejan una retención del color en el almacenamiento durante más tiempo.
Autores como Sanz y col. (1999) y Mozetic y col. (2004) explicaron que las diferentes
concentraciones de CO2 y O2 alcanzadas en el envase pueden afectar a la síntesis o
degradación de pigmentos como las antocianinas o clorofilas (Caner y col., 1999). Por
otra parte, el aumento de h* observado en la pulpa en los higos almacenados en MAP
podría atribuirse a la acción que presentan las bajas concentraciones de oxígeno en la
reducción del pardeamiento debido al efecto inhibitorio sobre la acción de enzimas
como la polifenoloxidasa (PPO) (Beaudry, 2000). Estos resultados concuerdan con los
obtenidos en otras frutas en los que se evidencia que el empleo de MAP permite una
retención del color durante un mayor periodo de tiempo (Amorós y col., 2008; Selcuk y
Erkan, 2014; Serrano y col., 2006 Valero y Serrano, 2010), debido a su efecto sobre las
rutas metabólicas responsables de la producción de metabolitos secundarios como los
pigmentos (Kader, 1989 y Watkins, 2000).
V.2.6.- Contenido en fenoles totales y actividad antioxidante
Las mayores concentraciones de de fenoles totales (CFT) fueron encontradas
tanto en piel como en pulpa de los lotes M50 de los cultivares ‘Cuello Dana Negro’ y
‘Cuello Dama Blanco’ (Artículo 5). Así mismo, el cultivar ‘Cuello Dama Negro’
presentó los valores de CFT más elevados seguidos del cultivar ‘San Antonio’,
coincidiendo con lo descrito por otros autores, como Solomon y col. (2006) y Vallejo y
col. (2012), que describieron que las mayores cantidades de fenoles totales en la piel de
los frutos, al tiempo que las variedades de piel oscura presentaron unos mayores valores
de CFT en comparación con las variedades verdes. Por otra parte, si bien autores como
Díaz-Mula y col. (2011a) y Selcuk y Erkan (2014) han observado que el
almacenamiento en MAP a bajas temperaturas permite el retraso de la acumulación de
409
V.- Discusión
compuestos fenólicos en comparación en el control, en nuestro estudio, los mayores
valores de CFT encontrados en los lotes M50 tanto en piel como en pulpa en
comparación con los higos Control coincide con lo observado por otros autores como
Serrano y col. (2006), quienes han informado de resultados similares a los de nuestro
estudio en cereza. Este comportamiento podría estar relacionado con el estrés abiótico
causado por el almacenamiento en MAP (Caldwell y col., 2005; Cisneros-Zevallos,
2003), si bien la tendencia observada en todos los casos a disminuir a lo largo del
tiempo de almacenamiento puede ser debido a que los niveles de CO2 y O2 alcanzados
en el interior de los envases no fueron suficientemente elevados como para producir la
inhibición de las enzimas responsables de la degradación de los polifenoles (Pourcel y
col., 2007).
Del mismo modo, la actividad antioxidante total en la fracción hidrófila (H-
TAA) también fue mayor para los higos almacenados en M30 y M50 en comparación
con el Control, tanto de piel como de pulpa en los cultivares estudiados (Artículo 5).
Esta mayor capacidad de los lotes almacenados en MAP de conservar la actividad
antioxidante durante el almacenamiento en la mayoría de los cultivares coincide con lo
descrito por Serrano y col. (2005), quienes también observaron que las pérdidas en la H-
TAA también fueron minimizadas en brócoli durante su almacenamiento en films
microperforados (Valero y Serrano, 2010).
En cuanto a la actividad antioxidante de la fracción lipófila (L-TAA), se
observaron grandes variaciones entre cultivares, si bien en general, las concentraciones
más elevadas se observaron en los lotes M30 y M50 en los últimos días de
almacenamiento. Aunque no existe bibliografía al respecto en higos, las claras
diferencias entre los cultivares observadas en nuestro estudio coincidieron con lo
indicado por Díaz-Mula .y col. (2011a) en ciruelas, si bien estos autores observaron que
los valores de L-TAA descendieron a lo largo del almacenamiento, contrariamente a lo
observado en nuestro estudio.
V.2.7.- Compuestos fenólicos y pigmentos
En cuanto al grupo de los flavonoles, el compuesto mayoritario fue la quecitina-
rutinósido o rutín. Las concentraciones de este compuesto fueron también más elevadas
en los lotes M30 y M50, especialmente en el cultivar de piel oscura. El incremento de
410
V.- Discusión
este compuesto en los lotes de MAP a lo largo del almacenamiento puede ser debido a
una inducción en la síntesis de compuestos fenólicos, o también llamados “compuestos
ambientales” (Vallejo y col., 2012) como una respuesta directa a las condiciones de
estrés a causa de las altas concentraciones de CO2 y bajas de O2 (Cisneros-Zevallos,
2003; Caldwell y col., 2005). Esta mismo puede explicar los mayores niveles de (+)-
atequinas y (-)-epicatequinas tanto en la piel como en pulpa de los frutos envasados en
MAP, especialmente en los lotes M50. Además, los niveles encontrados de estos
compuestos pertenecientes a los 2 flavan-3-oles coinciden con lo descrito por otros
autores como Veberic y col. (2008) quienes también observaron que el contenido de
(+)-catequinas en el fruto era mayor que el de (-)-epicatequinas, si bien las cantidades
encontradas en nuestro estudio fueron superiores a las observadas por Vallejo y col.
(2012) y Veberic y col (2008).
Por otra parte, entre polifenoles identificados como mayoritarios en nuestro
estudio destaca la cianidina-3-O-rutinósido, la cual fue el compuesto principal en los
cultivares de piel oscura, siendo uno de los compuestos responsables del color de
cultivares como ‘Cuello Dama Negro’ y ‘San Antonio’ (Artículo 5). Las elevadas
concentraciones de esta antocianidina tanto en piel como en pulpa encontradas en
nuestro estudio, así como la presencia del resto de antocianidinas (cianidina-3-O-
glucósido, pelargonidina-3-O-rutinósido y peonidina-3-O-glucósido) en menores
proporciones, coincidieron con lo descrito por Dueñas y col. (2008) y Vallejo y col.
(2012). Además, los mayores niveles de antocianidinas tanto en piel como en pulpa
fueron encontrados en los lotes M50 en ambos cultivares, los cuales tendieron además a
aumentar a lo largo del almacenamiento en el caso del cultivar ‘Cuello Dama Negro’.
Diversos autores han observado una tendencia al incremento en la concentraciones de la
mayoría de antocianidinas debido a la capacidad de los frutos de sintetizar antocianinas
incluso durante el almacenamiento en refrigeración una vez recolectados debido al
proceso de maduración, aunque en menor grado que en el árbol (Kalt y col., 1999;
Valero y Serrano, 2010). Por otra parte, diversos estudios han asociado el
almacenamiento en MAP con el retraso de la producción de antocianidinas en diferentes
frutas (Díaz-Mula y col., 2011a; Remón y col., 2004) debido al efecto inhibidor del
almacenamiento en bajas concentraciones de O2 y altas de CO2 sobre enzimas como la
fenilalanina amonio liasa (PAL) entre otras enzimas implicadas en la biosíntesis de
411
V.- Discusión
compuestos fenólicos (Desjardins, 2008). Sin embargo, autores como Cisneros-Zevallos
(2003) y Caldwell y col. (2005) también observaron que diferentes tipos de estrés
abiótico, como la diferente composición atmosférica, pueden inducir la acumulación de
fitoquímicos, como por ejemplo los polifenoles. Por otra parte, varios estudios en
zanahorias han informado de que el almacenamiento en atmósferas es crucial para la
regulación de la síntesis de novo de compuestos fenólicos (Alasavar y col., 2005;
Simões y col., 2011), lo que hace suponer que las concentraciones más elevadas de
cianidina-3-O-rutinósido encontradas en nuestro estudio en los lotes M30 y M50 en
comparación con el control, podrían ser debidas al estrés abiótico producido en los
frutos a causa del envasado en altas concentraciones de CO2 y bajas de O2.
En lo referente a la concentración de clorofilas responsables del color de los
cultivares ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘San Antonio’, la proporción entre clorofilas a y b
encontrada en todos los casos fue de 3:1 en todos los casos, ya que la clorofila a fue la
encontrada en mayores proporciones, de acuerdo con lo descrito por Chen y Chen,
(1993). Por otra parte, la clorofila a disminuyó antes en los lotes Control, mientras que
se mantuvo en los lotes M30 y M50. Esta disminución fue asociada a una degradación
de las clorofilas, cuyo comportamiento coincide con lo descrito por Fernández-León y
col. (2013) y Serrano y col. (2006) en brócoli. En el caso del cultivar ‘Cuello Dama
Blanco’, aunque también se observó el efecto protector del almacenamiento en MAP
sobre las clorofilas, la tendencia a disminuir a lo largo del tiempo en todos los casos se
debió al cambio de color hacia una tonalidad más amarilla característica de este cultivar.
En resumen, el efecto del envasado en atmósferas modificadas sobre los
polifenoles y compuestos responsables del color de los distintos cultivares de higos
estudiados se puede observar en el análisis de componente principales (Figura V.2.7.1),
de modo que para los cultivares ‘Cuello Dama Negro’ (CDN), ‘Cuello Dama Blanco’
(CDB) y ‘San Antonio’ (SA) la mayor concentración de fenoles totales así como la
actividad antioxidante estuvo relacionada en el almacenamiento el MAP tal y como se
ha descrito anteriormente, lo cual se ve explicado por el primer eje del gráfico.
Asimismo, la presencia de quercitina-rutinósido, (+)-catequinas y (-)-epicatquinas
generalmente también fue relacionada con el envasado en MAP, especialmente con los
films M30 y M50. Además, la presencia de esta quecitina-rutinósido, probablemente
junto con las antocianinas, parece tener una importante influencia en la concentración
412
V.- Discusión
de fenoles totales en higos (Veberic y col., 2008), lo cual justificaría los resultados
obtenidos en nuestro estudio. Del mismo modo, el efecto potenciador de MAP también
se puede apreciar en el análisis de componentes principales sobre otros compuestos
como antocianidinas y clorofilas. Así, la concentración de antocianidinas fue
directamente relacionada con el almacenamiento en films microperforados como M30 y
M50, mientras que en el caso de SA estos films estuvieron más relacionados con la
conservación de la clorofila a, al igual que en la variedad CDB, mientras que el control
estuvo más asociado a la actividad antioxidante lipífila, con la presencia de quercitinas
en pulpa y con la presencia de antocianidinas en el caso del cultivar SA, lo que se puede
atribuir a un mayor estado de maduración de los frutos. Por ello, se podría decir que el
envasado en MAP potenció en la mayoría de los casos la síntesis de compuestos
considerados como parte de un importante grupo de compuestos que forman parte de la
dieta mediterránea (Veberic y col., 2008).
413
V.- Discusión
TP SkinTP Flesh
H-TAA Flesh
H-TAA SkinL-TAA Flesh L-TAA Skin
Chl. b
Chl. a
Quercetin SkinQuercetin Flesh
Catechin Skin
Epicat. Skin
Catechin Flesh
Epicat. Flesh
-1
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
-1 -0.5 0 0.5 1
Prin
ciap
ñ co
mpo
nent
2 (7
5.67
%)
Princiapal component 1 (58.86%)
TP SkinTP Flesh
H-TAA Flesh
H-TAA Skin
L-TAA FleshL-TAA Skin
Cy-3-O-Glut Skin
Cy-3-O-Rut SkinPelarg SkinPeon. Skin
Cy-3-O-Gluc Flesh
Cy-3-O-Rut FleshPelarg. Flesh
Peon. Flesh
Quercetin Skin
Quercetin Flesh
Catechin Skin
Epicat. Skin
Catechin FleshEpicat. Flesh
-1
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
-1 -0.5 0 0.5 1
Prin
cipa
l com
pone
nt 2
(70.
30%
)
Principal component 1 (52.33%)
Cd0
Cd14
M10d14 M30d14
M50d14
Cd21
M10d21
M30d21
M50d21
-2.5
-2
-1.5
-1
-0.5
0
0.5
1
1.5
2
2.5
-2 -1 0 1 2
Prin
ciap
l com
pone
nt 2
(10.
30%
)
Principal comopnent 1 (52.33%)
CDN
Cd0Cd14
M10d14
M30d14
M50d14
Cd21
M10d21
M30d21M50d21
-3
-2
-1
0
1
2
3
-1.5 -1 -0.5 0 0.5 1 1.5
Prin
ncia
pl c
ompo
nent
2 (7
5.67
%)
Principal component 1 (58.86%)
CDB
TP Skin
TP Flesh
H-TAA Flesh
H-TAA Skin
L-TAA Flesh
L-TAA Skin
Cy-3-O-Rut
Cy-3-O-Rut Flesh
Chl. a
Chl. b
Quercitin Skin
Quercetin FleshCatechin Skin
Epicat. Skin
Catechin Flesh
Epicat. Flesh
-1
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
-1 -0.5 0 0.5 1
Prin
cipa
l com
pone
nt 2
(72.
10%
)
Principal component 1 (51.58%)
Cd0
Cd14
M10d14
M30d14M50d15
Cd21
M10d21
M30d21
M50d21
-2.5
-2
-1.5
-1
-0.5
0
0.5
1
1.5
2
2.5
-2 -1 0 1 2
Prin
cipa
l com
pone
nt 2
(72.
10%
)
Princiapl component 1 (51.58%)
SA
Fig. V.2.7.1. análisis de componente principales referente al análisis de la composición de polifenoles, así como al contenido de fenoles totales y actividad antioxidante de los tratamientos realizados.
414
V.- Discusión
V.2.8.- Características sensoriales
Los menores cambios en los parámetros sensoriales de los cultivares tanto de
higos como de brevas a lo largo del almacenamiento se encontraron para los frutos
envasados con los films M30 y M50, presentando mejores resultados en cuanto a
firmeza, aspecto exterrno, color de piel y pulpa y flavor en los últimos días de
almacenamiento en comparación con los frutos control, ya que, en general, estos
parámetros descriptivos estuvieron positivamente relacionados con los films M30 y
M50 (Artículos 2 y 3). Por otra parte, la aplicación de los extractos fenólicos
combinados con MAP (M50-AB) se correlacionó positivamente con los atributos
sensoriales sabor, dulzura, apariencia externa, color de la pulpa, color de pulpa y
jugosidad (Artículo 4). De igual modo, los frutos de los lotes M50-AB del cultivar
‘Cuello Dama Blanco’ (Artículo 4) recibieron la mayor puntuación en cuanto a la
aceptación global.
Rosenfeld y col. (1999) observaron que el tipo de film empleado para el
envasado fue el segundo factor más importante en los atributos sensoriales tras la
temperatura. Ayhan y Kara Cay (2011) también observaron resultados similares en
higos del cultivar ‘Bursa siyahı’ almacenados en atmósferas modificadas tanto activas
como pasivas, de modo que el sabor de los higos frescos recibió unas puntuaciones
adecuadas al menos durante 15 días de envasado al tiempo que la apariencia también
fue adecuada hasta los 25 días. Por tanto, la mejor valoración de los atributos
sensoriales así como de la aceptabilidad del producto podría ser debido a los efectos
beneficiosos sobre el mantenimiento de la calidad tanto de MAP (Ayhan y Kara Cay,
2011) como de los extractos fenólicos (Yang et al., 2014; Barry-Ryan y Bourke, 2009).
Sellamuthu y col., (2013) observaron que la combinación de MAP con extractos
naturales antimicrobianos en aguacates permitió mantener unas mejores características
sensoriales en cuanto a sabor, gusto y textura de los frutos tratados en comparación con
los no tratados, reflejando un retraso en el proceso de maduración durante el
almacenamiento.
415
V.- Discusión
V.3.- Higos secos
V.3.1.- Técnicas de secado de higos alternativas al secado al sol
V.3.1.1.- Humedad y actividad de agua
Dentro de los distintos tratamientos de secado realizados en estufa, el secado
mediante rampa de temperatura (50 ºC + 60 ºC + 70 ºC) presentó la mayor velocidad de
secado (Artículo 8), necesitando un total de dos días frente a los 15 días de secado
necesarios para el secado al sol. Asimismo, el resto de tratamientos de secado en estufa
también permitieron acortar el tiempo de secado, si bien los tratamientos de secado a
una única temperatura fija no fueron tan efectivos. Este resultado podría deberse a que,
a pesar de que la velocidad de secado aumenta con la temperatura del aire (Babalis y
col., 2006), el secado por encima de 70 ºC puede provocar alteraciones en el fruto e
incluso impedir la pérdida de humedad final debido a una movilización de los solutos
desde el interior, además de una gelatinización del almidón en la superficie del fruto, lo
cual produce un endurecimiento superficial, mientras que un secado a temperaturas
iguales o inferiores a 50 ºC resulta insuficiente para el secado total de higos en estufa.
Autores como Rezaee y col. (2005) describieron que el secado a temperaturas de 60 ºC
durante 12 h y posteriormente seguido por 9 h de secado a 65 ºC mostró buenos
resultados, de modo similar a lo observado en nuestro estudio. Por otra parte, tras el
escaldado no se detectó la presencia de bacterias ni mohos debido a la significativa
disminución de humedad y Aw, lo que podría impedir el crecimiento de
microorganismos (Falconi, 2008).
En cuanto al secado mediante deshidratación osmótica, los tratamientos
realizados mediante la aplicación de soluciones osmóticas simples (70 % sacarosa) o
dobles (50 % sacarosa + 10 % NaCl) mostraron los mejores resultados en cuanto a
pérdida de humedad y disminución de Aw, mientras que en otros tratamientos se
observó una mayor dificultad para la reducción de la humedad (Articulo 8),
coincidiendo con lo observado por Ehabe y col. (2006), quienes concluyeron el empleo
de soluciones simples de azúcar o de cloruro sódico, así como la combinación de ambas
y su posterior secado en estufa a 70 ºC fueron las más efectivas para el secado de
banana.
En los tratamientos mediante la aplicación de emulsiones alcalinas de carbonato
potásico, los lotes de 5% K2CO3 + 0.5% AO y 10% K2CO3 + 1% AO necesitaron un
416
V.- Discusión
día para la reducción de la humedad de los higos, resultando muy efectivos en cuanto a
la velocidad de secado. Además, la combinación de carbonato potásico con soluciones
osmóticas de sacarosa permitió la obtención de unos valores de humedad más
adecuados al final del secado, probablemente debido a la pérdida de agua
experimentada durante el tratamiento en solución osmótica. Diversos estudios han
demostrado que el empleo de emulsiones alcalinas de oleato de etilo y metilo en
soluciones acuosas de NaOH y K2CO3 resultaron efectivas para el secado de frutas
como uva de mesa (Doymaz y Pala, 2002a; Doymaz, 2006) y cerezas (Doymaz, 2007),
combinado con el posterior secado en estufa a temperaturas de entre 55 y 65 ºC, ya que
permiten aumentar la permeabilidad de la piel para permitir posteriormente una mayor
velocidad de secado (Bolin y col., 1975; Doymaz, 2004; Williams, 1989).
Los tratamientos basados en la aplicación de ultrasonidos en general han
mostrado ser efectivos los más. Además, los tratamientos de ultrasonidos combinados
con ósmosis (30 minutos de ultrasonidos + 60 % sacarosa) también permitieron la
disminución de humedad y actividad de agua hasta valores adecuados (Artículo 8). La
aplicación de ultrasonidos causa una rápida serie de compresiones y expansiones
alternativas (cavitación) que permite la eliminación de la humedad adherida
firmemente, además de crear canales microscópicos en las frutas, lo cual facilitará su
posterior secado (Tarleton, 1992; Tarleton y Wakeman, 1998; Fuente-Blanco y col.,
2006). Resultados similares fueron encontrados por Schössler y col. (2012), que
comprobaron que la aplicación de ultrasonidos en manzana y pimiento rojo mejoraba la
difusividad del agua del fruto para su secado. Asimismo, Fernandes y col. (2009),
estudiaron la aplicación de ultrasonidos asistidos con diferentes soluciones osmóticas de
azúcar y concluyeron que la pérdida de humedad aumentaba conforme aumentaba el
tiempo de aplicación de ultrasonidos y la concentración de azúcar empleada.
V.3.1.2.- Textura
En cuanto a la textura, los tratamientos en estufa mediante rampa de temperatura
(50 ºC + 60 ºC + 70 ºC) no mostraron diferencias significativas con respecto al secado
al sol, si bien algunos tratamientos como el secado a 60 y 70ºC mostraron un aumento
de la dureza (Artículo 8). Estos resultados podrían estar relacionados con el
endurecimiento de los frutos debido a su rápido secado a altas temperaturas,
417
V.- Discusión
probablemente favorecido por una alta concentración de solutos presentes en los higos
(Sankat y col., 1996), si bien los tratamientos de secado en rampas de temperatura
mostraron un menor efecto negativo sobre la textura, probablemente a causa de la
pérdida gradual de agua, lo cual evitaría en cierto modo la rápida movilización de
solutos a la superficie del fruto (Rezaee y col., 2005).
Por otra lado, algunos tratamientos de secado mediante ósmosis (70 % sacarosa;
55 % sacarosa + 5% NaCl) mostraron mejores valores de textura en comparación con el
secado natural. Jiokap Nono y col. (2001) demostraron que el tratamiento osmótico
tenía un efecto beneficioso sobre la textura de manzanas. Sin embargo, otros autores
(Mandala y col., 2005; Saravacos y col., 1990; Uzman y Sahbaz, 2000) informaron de
un posible efecto negativo sobre la textura de diversas frutas como banana o manzana
deshidratadas mediante esta técnica, coincidiendo con los resultados obtenidos en otros
tratamientos de secado mediante ósmosis de nuestro estudio (50 % y 60 % de sacarosa;
60 % sacarosa + 10 % NaCl), lo cual puede deberse a una cristalización de los azúcares
en las capas superiores de la fruta, así como a una ruptura celular y de los gránulos de
almidón, lo cual provoca una gelatinización del mismo cuando las temperaturas de
secado empleadas son superiores a 65 ºC.
Los lotes tratados mediante emulsiones alcalinas de carbonato potásico
mostraron en general una mejora de la textura en comparación con los higos secados al
sol, si bien los tratamientos de carbonato potásico combinados con salmuera, como el
caso del tratamiento de 10% K2CO3 + 1% AO + 60% sacarosa presentaron una textura
significativamente mejor a los higos Control (Artículo 8), probablemente debido a la
eliminación de la capa de ceras presente en la cutícula de la piel de los frutos (Doymaz,
2004, 2006; Saravacos y col., 1988; Telis y col., 2004).
Por otra parte, todos los tratamientos de ultrasonidos, especialmente los asistidos
por ósmosis permitieron la obtención de mejor características de textura que en el caso
de los higos secados al sol, lo cual refleja un debilitamiento de las estructuras celulares,
ya que la aplicación de ultrasonidos ha sido anteriormente descrita como una técnica
que permite reducir la viscosidad (Greguss, 1963), así como el espesor de la capa de
difusión de humedad (Mulet y col., 2003) y además también favorece la solubilización
de las pectinas (Fernandes y col., 2009).
418
V.- Discusión
V.3.1.3.- Crecimiento de mohos
Los tratamientos en estufa mediante rampa de temperatura (50 ºC + 60 ºC + 70
ºC) mostraron los menores recuentos tanto de bacterias aerobias mesófilas como de
mohos y levaduras, incluso antes del escaldado, seguido por el tratamiento de secado a
70ºC. Del mismo modo, los tratamientos de 70% sacarosa, así como en los en los lotes
de 55% sacarosa + 10% NaCl pertenecientes a los lotes de deshidratación osmótica, así
como el lote de 10% K2CO3 + 1% AO + 60% sacarosa presentaron los menores
recuentos de mohos dentro de sus correspondientes lotes, probablemente debido a que
estos presentaron los valores de humedad y actividad de agua más adecuados para el
control del crecimiento de microorganismos (Artículo 8).
Cabe destacar el caso del tratamiento en ultrasonidos, que mostró recuentos
mínimos tanto antes como después del escaldado probablemente debido a los posibles
efectos de los ultrasonidos sobre las estructuras celulares. De hecho, Chemat y col.
(2011) informaron de que el uso de ultrasonidos combinados con un tratamiento térmico
puede acelerar la velocidad de esterilización de los alimentos. Por lo tanto, reduce la
duración y la intensidad del tratamiento térmico así como los daños resultantes.
Por otra parte, la presencia de mohos en algunos de los lotes estudiados, incluso
con porcentajes de humedad adecuados puede deberse a la presencia de mohos podrían
estar relacionados con el desarrollo de mohos xerófilos con capacidad de crecer con
actividades de agua inferiores a 0.85 (Abellana y col., 1999).
Fig. V.3.1.3.1. Alteraciones por presencia de mohos en higos a lo largo del proceso de secado al sol
419
V.- Discusión
V.3.1.4.- Características sensoriales
Los higos secados mediante rampa de temperatura presentaron una aceptabilidad
similar a los higos secados al sol, mientras que los tratamientos a una única temperatura
mostraron una peor aceptabilidad (Artículo 8). Esto pudo ser debido a los peores
resultados en cuanto al color de la pulpa y jugosidad entre otros atributos sensoriales.
Diversos autores también informaron sobre el efecto negativo del secado en estufa a
elevadas temperaturas de diversos frutos sobre el color (Boudhrioua y col., 2002;
Demirel y Thuran, 2003; Tsami y Katsioti, 2000), ya que este tipo de secado promueve
el pardeamiento por caramelización así como las reacciones de Maillard, lo cual
afectará al color del producto. Adicionalmente, se ha descrito que las reacciones de
Maillard producidas por temperaturas de secado a 60 ºC y 70 ºC también pueden
producir una degradación de diversos compuestos químicos (Leitea y col., 2007), que
puede suponer una pérdida de valor nutritivo debido a las proteínas implicadas en la
reacción con los azúcares reductores, así como una pérdida de calidad organoléptica
(Van Dender y col., 1986).
Los higos deshidratados mediante soluciones osmóticas como 70% sacarosa así
como 60% sacarosa + 10% NaCl fueron los mejor valorados sensorialmente, debido al
mejor sabor dulce, color de la pulpa y jugosidad en comparación con el secado natural.
Esto puede deberse a la capacidad descrita de la deshidratación osmótica para conservar
la coloración de los frutos debido a que reduce el pardeamiento enzimático oxidativo
(Lerici y col., 1985; Rault-Wack, 1994; Torreggiani, 1993; Velic y col., 2004), así como
la pérdida de compuestos volátiles, la acidez y el daño causado por el calor (De Souza
Silva y col, 2011), a la vez que puede llegar a mejorar la textura del producto. Esto
explicaría que el tratamiento osmótico con 70 % de azúcar mostró una aceptabilidad
superior a otros tratamientos.
Asimismo los tratamientos de combinación de carbonato potásico con solución
osmótica (10 %K2CO3 + 1 % Aceite de oliva + 60 % sacarosa) presentaron la mejor
valoración en cuanto a color, sabor a fruta, textura y jugosidad, lo cual se vio reflejado
en una aceptabilidad superior a la del secado natural. Estos resultados pueden deberse a
la combinación de la mejora de la textura de los frutos gracias a la difusión gradual del
agua a través de la piel gracias al carbonato potásico unido a la combinación del secado
por ósmosis, el cual ha sido descrito como un método recomendado para la
420
V.- Discusión
conservación de alimentos debido a las características nutricionales y organolépticas
satisfactorias que imparte en los alimentos (Ponting y col, 1966).
Los tratamientos de ultrasonidos combinados con ósmosis mostraron unos
mejores valores en cuanto al color de la pulpa, sabor a fruta, textura y jugosidad,
mientras que los tratamientos consistentes en la aplicación individual de ultrasonidos
mostraron una pérdida de sabor (Artículo 8). Esta mejora de la jugosidad de los frutos
podría estar relacionada con la creación de canales microscópicos y el debilitamiento de
estructuras que a su vez favorece la pérdida de agua (Fernandes y col., 2008; Fuente-
Blanco y col, 2006; Tarleton, 1992;). De igual modo Fernandes y col. (2009) también
observaron que la aplicación de ultrasonidos produjo una pérdida de azúcar en piña, a
diferencia de cuando los ultrasonidos fueron combinados con soluciones osmóticas, lo
cual coincide con los resultados de este estudio.
V.3.2.- Estudios de vida útil en higos secos
V.3.2.1.- Características físico-químicas
Los higos secos obtenidos mediante distintos tratamientos de secado y
almacenados durante un total de 90 días a temperatura ambiente mostraron ligeras
pérdidas de peso a lo largo del almacenamiento (Artículo 9). Concretamente, las
mayores pérdidas se encontraron en los lotes desecados mediante ósmosis simple o
doble seguidos por el secado al sol, mientras que el lote de secado por ultrasonidos se
mantuvo estable. Estas pérdidas de peso pueden estar asociadas a ciertas
transformaciones sufridas por los componentes mayoritarios de estas frutas, como
azúcares, ácidos orgánicos, sustancias aromáticas, pectinas, celulosa, hemicelulosa,
compuestos fenólicos y sustancias minerales a causa de diversos procesos enzimáticos
que dan lugar a alteraciones fisiológicas, y consecuentemente, pérdida de calidad en el
fruto (Batisse y col., 1996).
En cuanto a la concentración de sólidos solubles (CSS), los valores se
mantuvieron estables para todos los tratamientos durante el almacenamiento, si bien los
valores más altos fueron los encontrados en los lotes de solución osmótica simple así
como el lote de ultrasonido asistido por ósmosis. Este resultado, como era de esperar
fue justificado por una posible absorción de azucares en el tejido del producto y además
está de acuerdo con los obtenidos en trabajos previos (Fernandes y col., 2009; Nieto y
421
V.- Discusión
col., 2013). Sin embargo, dado que en la deshidratación osmótica la perdida de agua
está relacionada con un intercambio de solutos, en productos con altas concentraciones
de solutos como es el caso de los higos, se puede producir el proceso inverso,
produciéndose una salida de los solutos del fruto hacia la salmuera (Rooult-Wack,
1994), lo cual finalmente puede repercutir en una pérdida del sabor dulce si no se realiza
una renovación de la solución durante el tratamiento de ósmosis, lo que podría explicar
porque algunos de los tratamientos tratados con soluciones osmóticas presentaron unos
valores de CSS menores a lo esperado.
En lo que respecta a los valores de acidez titulable (AT) y pH, casi todos los
lotes presentaron unos valores más o menos estables a lo largo de la vida útil, si bien los
valores más elevados de AT y más bajos de pH encontrados en los dos lotes tratados
mediante ósmosis podría estar asociado con una pérdida de la calidad de los mismos a
causa del crecimiento microbiano, lo cual podría ser consecuencia de un aumento en la
humedad del producto, ya que el resto de lotes mostraron unos valores de AT y pH más
o menos estables durante toda la vida útil en ambos cultivares, coincidiendo con lo
descrito por Sen y col (2010), quienes comprobaron que parámetros como CSS y AT en
higos secos permanecieron estables sin mostrar diferencias después de 4 meses de
almacenamiento.
Por otra parte, el lote de ultrasonidos y carbonato potásico presentó una textura
significativamente mejor al secado al sol durante el almacenamiento (Artículo 9). Sin
embargo, los dos lotes de secado mediante ósmosis presentaron los valores de textura
más elevados debido a la cristalización de azúcares presentes en este producto (Ehabe y
col., 2006; Mandala y col., 2005; Nieto y col., 2013). Por el contrario, la aplicación de
ultrasoniods ultrasonidos ha sido relacionado con la pérdida de adhesión celular como
se ha descrito anteriormente (Fernandes y col., 2009). Del mismo modo, los
tratamientos con carbonato potásico y ultrasonidos permitieron unos valores de
humedad estables durante la vida útil, coincidiendo con lo descrito por Fernandes y col.
(2008; 2009) y Fernandes y Rodrigues (2007), quienes observaron que la aplicación de
ultrasonidos en piña, manzana y banana respectivamente permitía unas mejores
propiedades de calidad y una mejor capacidad de conservación.
422
V.- Discusión
V.3.2.2.- Población microbiana y producción de micotoxinas
Los recuentos de bacterias aerobias mesófilas, enterobacterias, coliformes y
levaduras permanecieron por debajo del límite de detección durante el periodo de
almacenamiento de todos los higos secos (Artículo 9) probablemente debido a los bajos
niveles de humedad y Aw presentados por el producto durante el periodo de vida útil
(Falconi, 2008).
Los recuentos más bajos de mohos se observaron el los higos secos tratados
mediante ultrasonidos, con unos recuentos ˂ 2 lof UFC g-1 durante la mayor parte del
tiempo de vida útil, frente a recuentos más elevados encontrados en higos secados
mediante soluciones osmóticas así como en higos secados al sol. Estos resultados
pueden deberse a la capacidad antimicrobiana descrita por la aplicación de esta técnica,
especialmente en combinación con un tratamiento térmico, acelerando la velocidad de
esterilización de los alimentos (Chemat y col., 2011). Por el contrario, los recuentos más
elevados se encontraron en los lotes de deshidratación osmótica, así como en los lotes
de secado en estufa y secado al sol tratamientos pudo estar relacionado con la presencia
de mohos con capacidad para crecer en condiciones de baja actividad de agua como se
ha mencionado anteriormente (Abellana y col., 1999), unido al aumento de la humedad
de estos higos durante su almacenamiento, lo cual favorecería el crecimiento y
germinación de las posibles esporas presentes en los frutos, a pesar de que otros autores
como Ehabe y col. (2006) no detectaron la presencia de estos microorganismos en
láminas de banana secadas mediante deshidratación osmótica.
En cuanto a las especies identificadas en los higos secos, los higos secados al sol
así como los de deshidratación osmótica presentaron un mayor porcentaje de incidencia
en los mohos identificados, así como una mayor variedad de especies identificadas
debido a que estos fueron los tratamientos que presentaron algunos de los recuentos más
elevados. Mayoritariamente se encontraron especies como Cladosporium
cladosporioides, seguida por Aspergillus fumigatus y Penicillium raistrickii , las cuales
fueron también encontradas en otros sistemas de secado aunque en menores
proporciones. La presencia de los géneros encontrados en nuestro estudio coincide con
lo observado por Tournas y Katsoudas (2005), que describieron la presencia de
Cladosporium, Penicillium y Aspergillus como los principales géneros que forman
423
V.- Discusión
parte de la población de diversas frutas tanto frescas como secas (Tournas y Katsoudas,
2005).
Además, los lotes de deshidratación osmótica también presentaron algunas
especies características como Penicillium corylophilum y Cladosporium uredinicola.
Cabe también destacar la presencia de Sistotrema brinkmannii en el lote de ósmosis
simple, en el cual también se encontraron algunas especies de mohos interesantes como
Aspergillus tritici y Penicillium nigrum, mientras que Epicoccum nigrum y Penicillium
spinullosum fueron encontradas únicamente en el lote de secado en estufa. Además,
Penicillium griseofulvum y Eurotium amstelodami fueron identificadas en los lotes de
carbonato potásico. Muchas de las especies o géneros identificados en nuestro estudio
coinciden con lo descrito por otros autores en higos secos. Steiner y col (1988)
identificaron a Aspergillus flavus y A. parasiticus como especies frecuentemente
aisladas de este producto, mientras que A. fumigatus y A. niger se encontraron en unas
proporciones menores. Heperkan (2006) y Zorlugenç y col. (2008), además del género
Aspergillus, también identificaron otras especies como Byssochlamyys fulva,
Cladosporium clodosporiodes, Mucor hiemalis, M. plumbeus Bon. y Scopulariopsis
bain a partir de higos secos en Turquia. Por otro lado, Abdel-Sater y Saber (1999)
informó que el género Penicillium supuso el 30% de la contaminación presente en el
higo seco. Este género ha sido descrito como uno de los principales responsables de la
producción de micotoxinas, como P. expansum. Zohri y Abdel-Gawad (1993)
encontraron que Penicillium fue el género predominandte entre las cepas aisladas e
identificadas de otros frutos secos como albaricoques y ciruelas pasas, presentando 4
especies mayoritarias entre las cuales P. chrysogenum fue la más común.
En nuestro estudio, la única especie perteneciente al género Aspergillus que fue
productora de micotoxinas fue Aspergillus fumigatus, procedente del lote de
ultrasonidos, la cual produjo gliotoxina. Por otro lado, las cepas como Aspergillu triciti
o Eurotium amstelodami no produjeron micotoxinas en este estudio, a pesar de
pertenecer al género Aspergillus, ampliamente descrito como productor de micotoxinas
(concretamente aflatoxinas), con especies productoras descritas descritas Aspergillus
flavus, A. parasiticus y A. nomius junto con otras especies como Eurotium amstelodami,
Eurotium chevalieri, Eurotium rubrum, Aspergillus fumigatus, Aspergillus terreus y
424
V.- Discusión
Aspergillus candidus (Abarca y col, 2000), siendo productoras principalmente de la
aflatoxina B1.
Del mismo modo, en cuanto a las especies encontradas en higos pertenecientes
al género Penicillium, sólo las especies Penicillium corylophilum, P. spinullosum y
Penicillium raistrickii aislados de los higos secados al sol así como de los dos lotes de
deshiratación osmótica, produjeron ácido penicílico en todos los casos, mientras que P.
raistrickii produjo además griseofulvina, al igual que la especie P. pinophilum,
coincidiendo con lo descrito con otros autores que describen la griseofulvina como el
principal metabolito encontrado generalmente en estas especies (Brian y col., 1955;
Labuda y col., 2005). Estos resultados coincidieron también con lo descrito por otros
autores como Malmstrom y col. (2000), quienes atribuyeron a P. corylophilum la
producción de ácido penicílico junto con otros metabolitos secundarios como
citreoisocoumarinol, orthosporina y fomenona, que en este caso no fueron detectados.
Por último, Penicillium thomii, procedente de los lotes de secado en estufa y secado
mediante deshidratación osmótica doble, fue identificado en este estudio como
productor ocratoxina A, aunque Barkai-Golan (2008) lo describen como productor
principalmente de ácido penicílico.
La producción de micotoxinas por las cepas estudiadas en condiciones
favorables de crecimiento pone de manifiesto el riesgo que supone el secado de higos
sin control de las condiciones de humedad y actividad de agua adecuadas, como es el
caso del secado al sol. Es por ello que las alternativas de secado estudiadas pueden
suponer un producto con un menor riesgo de presencia de micotoxinas, ya que
presentan unas condiciones menos favorables para el desarrollo de mohos durante la
vida útil así como durante el proceso de secado.
V.3.2.3.- Contenido en fenoles totales y actividad antioxidante
La concentración de fenoles totales en ambos cultivares fue más elevada en los
tratamientos de secado alternativo en comparación con el secado al sol, si bien se puede
considerar que no se han producido pérdidas significativas de estos compuestos durante
el secado o almacenamiento, ya que todos los resultados obtenidos estuvieron dentro de
los rangos observados normalmente en higos secos. Autores como Bennett y col. (2011)
y Vallejo y col. (2012) observaron concentraciones de fenoles totales que variaron entre
425
V.- Discusión
192 y 529 g de ácido gálico 100 g -1, dependiendo del origen de los mismos así como de
la variedad.
Las diferencias observadas en la concentración de fenoles totales entre los
distintos lotes de secado pude deberse a diferencias de maduración tanto entre los frutos
como entre los cultivares. Las mayores concentraciones encontradas en los lotes de
secado en estufa, tratamientos con carbonato potásico y secado por ósmosis han sido
relacionadas con las distintas condiciones a las que ha estado expuesto el fruto, de modo
que un estrés ambiental como radiación o elevadas temperaturas pueden inducir un
estrés metabólico que provoque el aumento del contenido en estos compuestos
(Munuroglu y col., 2003). Esto coincide con lo con lo descrito por otros autores como
Slatnar y col. (2011), quienes observaron que el contenido en diversos compuestos
fenólicos como epicatequinas o ácido clorogénico entre otros, así como el contenido de
fenoles totales en higos secados mediante estufa fue mayor que en el caso de los higos
secados al sol. Por otra parte, Bennett y col. (2011) observaron que la aplicación de
emulsiones alcalinas en combinación con el secado podría favorecer un cierto efecto
protector sobre el contenido en fenoles así como sobre la actividad antioxidante en
comparación con los métodos de secado natural, lo que podría justificar los resultados
obtenidos en los lotes estudiados, teniendo en cuanta además que estos niveles
dependerán de las características del fruto, así como de las condiciones a las que haya
sido expuesto, tanto antes como durante el proceso de secado. Nicoli y col. (1999)
también destacaron que las condiciones durante el procesado así como el
almacenamiento repercutirán en los procesos químicos y enzimáticos del producto, de
modo que también pueden provocar la pérdida de compuestos fenólicos así como la
generación de derivados químicos que pueden tener una actividad antioxidante igual,
inferior o incluso superior a los compuestos iniciales. Además, algunos tratamientos de
secado pueden causar cambios sobre las proporciones de diversos compuestos como los
fenoles, así como sobre la libertad de dichos polifenoles totales (Vinson y col, 2005).
Por otra parte, dado que los compuestos fenólicos suelen estar contenidos en las
vacuolas de las células, sobre todo en la piel del fruto, la rotura de las mismas debido a
la aplicación de tratamientos físicos provoca la liberación de estos compuestos, que
quedarán expuestos al oxígenos y a enzimas como la polifenoloxidasa, provocando una
disminución en el contenido en compuestos fenólicos (Bennett y col., 2011), lo que
426
V.- Discusión
podría explicar los menores valores de fenoles totales observados en el secado natural y
el secado mediante ultrasonidos, sin olvidar los diversos factores endógenos que pueden
influir en la acumulación de estos compuestos en el fruto. De igual modo, la actividad
antioxidante presentó un comportamiento similar a lo explicado anteriormente, si bien
las diferencias entre tratamientos no se hicieron tan notables, probablemente debido a
que, aunque existe una relación directa entre la concentración de fenoles totales y la
capacidad antioxidante, esta también puede venir determinada por la presencia de otros
compuestos que no se han visto tan afectados durante los distintos tratamientos de
secado.
V.3.2.4.- Características sensoriales
Los mayores niveles de sabor dulce encontrados en el lote tratado mediante
ultrasonidos puede deberse a su combinación con la solución de sacarosa empleada.
Ehabe y col. (2006) comprobaron que el tratamiento con soluciones de azúcar mejora el
gusto frente a los tratamientos con soluciones salinas, si bien en la deshidratación con
soluciones de azúcar influye en la absorción de azúcar el tejido tratado (Nieto y col,
2013). Más concretamente, Fernandes y col. (2009) demostraron que la absorción de
azucares del deshidratado mediante ultrasonidos asistido por ósmosis no experimentó
ninguna pérdida de sabor dulce, siendo mayor cuanto mayor era la concentración de
azúcar utilizada y cuanto mayor era el tiempo de aplicación de ultrasonidos.
La buena valoración del color en los lotes con ultrasonido asistido con osmosis
del 50 % de azúcar en el cultivar ‘Calabacita’, así como la valoración
significativamente superior en atributos como aspecto externo, color de la pulpa y sabor
a fruta en el cultivar ‘Cuello Dama Blanco’ junto con el lote de carbonato cálcico
combinado con solución osmótica pueden ser debidos a la utilización de azúcar en
combinación con estos pre-tratamientos. El color de las frutas deshidratadas viene
determinado en gran parte por el tratamiento de secado aplicado, especialmente por la
temperatura y el tiempo. Como se mencionó anteriormente, un cambio importante en la
coloración de frutas secas es debido a la reacción de Maillard, que puede ocurrir durante
el secado y el almacenamiento de los productos finales (Megías-Perez y col., 2014).
Osorio y col. (2006) citan que la utilización del azúcar como agente en la deshidratación
ayuda a reducir la coloración producida por las altas temperaturas. Además, Chemat y
427
V.- Discusión
col. (2011) observaron que la aplicación de ultrasonidos reduce el tratamiento térmico y
así, disminuye el deterioro de aspectos como el color y el sabor del producto. Además,
las reacciones enzimáticas cambian el color de la fruta a un tono más oscuro por a la
oxidación de fenoles a quinonas (Beveridge y Harrison, 1984). Esto puede explicar que
el secado por rampa de temperatura sea el que peor color presentó en ambas variedades,
ya que se utilizan temperaturas más elevadas para el procesado.
En cuanto a la evaluación sensorial de la firmeza, los mejores valores fueron
atribuidos a los lotes de tratamiento mediante carbonato cálcico y ultrasonidos debido a
su efecto sobre la solubilización de pectinas y la creación de canales intercelulares como
se ha explicado anteriormente. Por otra parte, los peores valores de textura fueron
atribuidos a los lotes de secado en estufa y de ósmosis simple, así como también en el
caso del lote de secado mediante ósmosis doble para el cultivar ‘Cuello Dama Blanco’.
Estos resultados fueron también observados por De Souza y col. (2011), quienes
verificaron que los tratamientos de deshidratación osmótica de calabaza en solución de
azúcar mantuvieron o incluso aumentaron la firmeza de los tejidos. También otros
autores (Mandala y col., 2005; Saravacos y col., 1990) como se mencionó con
anterioridad, observaron que la deshidratación osmótica puede causar un
empeoramiento de la textura de frutos como banana o manzana. Asimismo, el
empeoramiento gradual de la firmeza observado en estos lotes, junto con los higos
control o desecados al sol, pueden estar asociada a las transformaciones sufridas por los
componentes mayoritarios de estas frutas, como agua, azúcares, ácidos orgánicos,
sustancias aromáticas, pectinas, celulosa, hemicelulosa, compuestos fenólicos y
sustancias minerales a causa de diversos procesos enzimáticos que dan lugar a
alteraciones fisiológicas, y consecuentemente, pérdida de calidad en el fruto (Batisse y
col., 1996).
En consecuencia, la mayor aceptabilidad global obtenida fue para el lote de
ultrasonidos asistidos por ósmosis en ambos cultivares, probablemente debido a sus
elevadas puntuaciones en atributos como color, aspecto externo, jugosidad y sabor
dulce, debido a que el aspecto y el color son propiedades importantes en las frutas
deshidratadas, ya que son los responsables directos de la primera valoración realizada
por los consumidores. Un color fuera de lo normal puede provocar el rechazo del
consumidor (Lopez y col., 1997), lo cual viene confirmado por el análisis de
428
V.- Discusión
componentes principales, el cual relaciona positivamente atributos sensoriales como
aspecto externo, jugosidad, cantidad de semillas, sabor dulce y textura con el secado
mediante ultrasonidos y secado natural, mientras que lotes como los de ósmosis simple
y doble se relacionaron con la presencia de sabor amargo y ácido, lo cual explica que
fuesen algunos de los peor valorados. Asimismo, el cultivar ‘Calabacita’ pareció
presentó una mejor aptitud para secado mediante estas técnicas, ya que estuvo
relacionada positivamente con los parámetros sensoriales, que el cultivar ‘Cuello Dama
Blanco’, probablemente debido a que este cultivar presenta una piel más gruesa y menos
elástica que el cultivar ‘Calabacita’ así como por el tamaño del fruto (López-Corrales y
col., 2012).
429
430
VVII..-- CCOONNCCLLUUSSIIOONNEESS// CCOONNCCLLUUSSIIOONNSS
431
432
VI.- Conclusiones/Conclusions
1. Los extractos obtenidos a partir de la harina de soja mostraron tener una alta
capacidad antimicrobiana in vitro contra patógenos como Listeria
monocitógenes, Bacillus cereus y Enterococcus faecalis a concentraciones
superiores de 1 g L-1. Además presentaron una capacidad inhibitoria relevante
para otros microorganismos alterantes de la fruta como las levaduras
Aureobasidium pullulans y Debaryomyces spp. y mohos como Monilia laxa a
concentraciones de 1.5 g L-1 y 10 g L-1, respectivamente. Estos resultados se
relacionan con la elevada concentración de compuestos fenólicos encontrada en
las harinas de soja estudiadas, como isoflavonas y ácidos fenólicos, con una
considerable capacidad antimicrobiana y antioxidante.
Phenolic extracts obtained from defatted soybean flour showed a high
antimicrobial activity against the main food borne pathogens at concentration
higher than 1 g L-1. Moreover, the extracts displayed an important inhibitory
effect against fruit decay fungi such as yeasts, especially Aureobasidium
pullulans and Debaryomyces spp., as well as molds as Monilia laxa, at
concentrations higher than 1.5 g L-1 and 10 g L-1, respectively. These results
revealed that defatted soybean flour is an important source of phenolic
compounds, such as isoflavones, with remarkable antioxidant and antimicrobial
activity.
2. El uso de films microperforados para la creación de atmósferas modificadas
pasivas permitió prolongar la vida útil de distintas cultivares de brevas,
minimizando las pérdidas de peso y retrasando la aparición de daños
postcosecha a causa del desarrollo fúngico, ya que presentaron un efecto
inhibidor del crecimiento de microorganismos, especialmente mohos y
levaduras. Concretamente, el film M50 presentó las mejores características para
el retraso de la maduración así como la pérdida de firmeza, permitiendo
prolongar la vida útil de las brevas pertenecientes a los cultivares ‘San Antonio’
y ‘Banane’ hasta 14 y 21 días de almacenamiento en refrigeración
respectivamente, manteniendo unas características sensoriales y de calidad
óptimas.
The use of microperforated films to create passive modified atmospheres
allowed the shelf life extension of different breba fruit cultivars by minimizing
433
VI.- Conclusiones/Conclusions
weight loss and delaying the microbial proliferation, especially on moulds and
yeasts. In particular, the M50 film showed the best performance, reaching an
extension shelf life up to 14 days of cold storage in ‘San Antonio’ and 21 in
‘Banane’, maintaining optimal sensory and quality characteristics.
3. El uso de films microperforados también permitió la prolongación de la vida útil
de diversos cultivares de higos mediante la creación de atmósferas modificadas
pasivas. Concretamente el uso de films M50 en los cultivares ‘Cuello Dama
Negro’ y ‘San Antonio’ permitió el retraso de la maduración y la prolongación
de su vida útil hasta 21 días en refrigeración, mientras que el film M30, así como
el M50 fueron los más adecuados para el cultivar ‘Cuello Dama Blanco’,
retrasando su deterioro hasta 14-17 días de almacenamiento, siendo por tanto
una herramienta útil en el control de el manteniendo de la calidad de los estos
frutos.
The use of microperforated films also allowed the shelf life extension of diverse
fig cultivars by means of the creation of passive modified atmospheres.
Specifically, the use of M50 films was the most adequate for ‘Cuello Dama
Negro’ and ‘San Antonio’ cultivars, extending the shelf life period up to 21 days
of cold storage. On the other hand, in the case of the cultivar ‘Cuello Dama
Blanco’, films M30 and M50 showed the best performance, keeping a correctly
fruit quality up to 14 or 17 days of cold storage, respectively. Then, these films
are a useful and feasible postharvest tool for the maintenance of the quality of
these fig cultivars.
4. El uso de extractos fenólicos procedentes de harinas de soja en combinación con
MAP permitió la extensión de la vida útil de higos de los cultivares ‘Cuello
Dama Negro’ y ‘Cuello Dama Blanco’. Este efecto sinérgico que permitió la
reducción de los recuentos microbiológicos, especialmente de mohos y
levaduras, así como el retraso de daños postcosecha asociados principalmente a
estos microorganismos. Además, esta combinación también contribuyó al
retraso de la maduración y de las pérdidas de firmeza, permitiendo mantener
tanto la calidad como la aceptabilidad de los frutos hasta un total de 21 y 14 días
de almacenamiento en refrigeración para los cultivares Cuello Dama Negro’ y
‘Cuello Dama Blanco’ respectivamente.
434
VI.- Conclusiones/Conclusions
The use of phenolic extracts from defatted soy flour in combination with MAP
conditions allowed the reduction of mould and yeast counts and consequently
the disorders caused by their proliferation in ‘Cuello Dama Negro’ and ‘Cuello
Dama Blanco’ fig cultivars. Moreover, this combination also contributed to
delay the ripening process and softening, maintaining the quality parameters and
preserved the overall acceptability up to 21 and 14 days of cold storage of
‘Cuello Dama Negro’ and ‘Cuello Dama Blanco’, respectively.
5. Entre la población microbiana de higos y brevas encontrada a lo largo de la vida
útil destacó la presencia de Pseudomonas gesardii, la cual se encontró
principalmente en los higos control, junto con bacterias como Pantoea
agglomerans, P. ananatis, Enterobacter asburiae y E. ludwigii, las cuales
también se desarrollaron en las atmósferas modificadas, pero en bajas
concentraciones. Estos microorganismos han sido asociados a alteraciones en
fruta, si bien los niveles encontrados en nuestro estudio están por debajo de 7 log
UFC/g, límite establecido por la legislación española.
Among the microbial population found in the different fig and breba cultivars
studied, Pseudomonas gesardii was the most abundant bacteria species in
control batches and only associated with them. At lesser extend in the control,
were found Pantoea agglomerans, P. ananatis, Enterobacter asburiae and E.
ludwigii, which were also detected under MAP batches.
6. Entre la población fúngica identificada, las especies de levaduras mayoritarias
fueron Aureobasidium pulullas y Cryptococcus adeliensis, mientras que las
principales especies de mohos fueron Cladosporium cladosporoides, Alternaria
tenissima, Penicillium corylophilum y P. expansum, las cuales se encontraron
mayoritariamente en los frutos Control, debido al efecto antifúngico o
fungistático producido por el almacenamiento en los films M30 y M50, así como
por su combinación con los extractos fenólicos procedentes de harina de soja.
Among the fungal population, the main species of yeast identified were
Aureobasidium pulullas and Cryptococcus adeliensis, while for moulds, were
Cladosporium cladosporoides, Alternaria tenissima, Penicillium corylophilum
and P. expansum. These species were found always in higher number in control
435
VI.- Conclusiones/Conclusions
batches, demonstrating the antifungal or fungistatic effect displayed by the
combination of MAP with the phenolic extracts from defatted soybean flour.
7. El almacenamiento en films microperforados, especialmente en films M30 y
M50 permitió el aumento del contenido de fenoles totales así como de la
actividad antioxidante en comparación con los frutos Control, tanto en piel como
en pulpa, especialmente en los higos pertenecientes a los cultivares ‘Cuello
Dama Negro’y ‘Cuello Dama Blanco’. Además, estos films potenciaron la
acumulación de cianidina-3-O-rutinósido, quecitina-rutinósido, catequinas y
epicatequinas entre otros polifenoles, al tiempo que permitieron la conservación
de las clorofilas en los cultivares ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘San Antonio’ a lo
largo del almacenamiento en refrigeración. Por tanto, el empleo de los films
M30 y M50 permitió la conservación del color de los frutos a la vez que
potenció el aumento de compuestos considerados como beneficiosos para la
salud.
Figs from “Cuello Dama Negro” and “ Cuello Dama Blanco” cultivars stored in
microperforated films, M30 and M50, allowed to increase the total phenolic
content as well as the antioxidant activity both in flesh and skin. Moreover, these
films enhanced the accumulation of cyanidin-3-O-rutinoside, quercitin-
rutinoside, catechins and epicatechins among others polifenols in dark skin
cultivars, and led to the maintenance of chlorophyll pigments for ‘Cuello Dama
Blanco’ and ‘San Antonio’ throughout storage time. Therefore, the use of M30
and M50 films allowed the colour maintenance and even enhanced the amount
of polyphenolic compounds, which are considered beneficial for human health.
8. El empleo de técnicas de secado artificial consistentes tanto en la aplicación de
emulsiones alcalinas de carbonato potásico (K2CO3), así como de ultrasonidos
ambos combinados con deshidratación osmótica y secado final en estufa
permitieron una reducción del tiempo de secado, que llegó a ser de tan solo 2
días frente a los 15 días necesarios para el secado al sol. Además, los higos secos
así obtenidos mostraron buenos resultados de firmeza, calidad microbiológica y
aceptabilidad por parte del consumidor, pudiendo ser una buena alternativa al
secado al sol.
436
VI.- Conclusiones/Conclusions
The application of drying systems as an alternative to sun drying allowed a
reduction in the drying time, reaching the established moisture levels after 2
days, while 15 days were needed for sun dried figs. In particular, the treatments
with alkaline emulsions of K2CO3, as well as the treatments with ultrasounds,
both combined with osmotic dehydration and final oven drying, reported the best
results regarding moisture, water activity, texture, microbial quality and
consumers acceptability, so these treatments could be a good alternative to sun
drying.
9. El estudio de vida útil de higos secos de los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello
Dana Blanco’, obtenidos mediante tratamientos de secado artificial consistentes
en la aplicación de emulsiones alcalinas de carbonato potásico (K2CO3) así
como mediante ultrasonidos, ambos combinados con deshidratación osmótica y
secado final en estufa presentaron las mejores características a lo largo de su
vida útil, ya que dichos tratamientos permitieron mantener unos valores de
humedad y firmeza, así como unas características sensoriales iguales o
superiores a las de los higos secados al sol, si bien el cultivar ‘Calabacita’
presentó unas mejores aptitudes para el secado artificial.
Dried figs obtained by artificial drying, such as the application of alkaline
emulsions of K2CO3, as well as the treatments with ultrasounds, both combined
with osmotic dehydration and final oven drying showed the best quality
characteristics during the dried figs shelf life, due that these treatments allowed
the maintenance of adequate moisture and texture levels, as well as the
maintenance of a sensory quality equal or higher than sun dried figs for both
‘Calabacita’, and ‘Cuello Dana Blanco’ cultivars tested, although the cultivar
‘Calabacita’ seemed to present better aptitudes for artificial drying.
10. El tratamiento de secado artificial mediante ultrasonidos permitió mantener los
recuentos de mohos por debajo de límite de detección durante el periodo de vida
útil de los higos de los cultivares ‘Calabacita’ y ‘Cuello Dana Blanco’. Por ello,
el empleo de ultrasonidos asistidos por ósmosis resultó ser el sistema de secado
más efectivo para el secado y almacenamiento de los higos de ambos cultivares,
permitiendo la obtención y mantenimiento de un producto de mejores
características microbiológicas.
437
VI.- Conclusiones/Conclusions
The drying treatment with ultrasounds led to reduce the molds levels under their
detection limit during the shelf life of both cultivars studied. Thus, the use of
ultrasounds assisted by osmotic dehydration was the most effective system for
drying and storage of figs for both cultivars.
11. Entre la población fúngica encontrada en los higos secos, las especies
mayoritarias fueron Cladosporium cladosporioides, seguido de Aspergillus
fumigatus y Penicillium raistrickii, los cuales estuvieron presentes
principalmente en los higos secados al sol y deshidratación osmótica
Among fungal population found in dried figs, the main species were
Cladosporium cladosporioides, followed by Aspergillus fumigatus and
Penicillium raistrickii, which were isolated from the most of the treatments,
although the the figs from sun drying and osmotic dehydration showed a high
diversity of mold species belonging to Penicillium genera.
12. Las especies pertenecientes al género Penicillium fueron las principales
productoras de micotoxinas, como es el caso de Penicillium corylophilum, P.
spinullosum y Penicillium raistrickii aislados principalmente de los higos
secados al sol así como de los dos lotes de deshidratación osmótica, que
produjeron ácido penicílico y griseofulvina. Esto indica que la presencia de
mayores niveles de estos mohos, encontrados en estos tratamientos para la
obtención de higos secos, podrían constituir un grave peligro para la salud del
consumidor.
Molds species belonging to Penicillium genera were the main micotoxins
producers, as the case of Penicillium corylophilum, P. spinullosum and
Penicillium raistrickii isolated from sun dried figs as well as from osmotic
dehydration, producing penicillic acid and griseofulvin
438
VVIIII.. BBIIBBLLIIOOGGRRAAFFÍÍAA
439
440
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VVIIIIII.. RREESSUUMMEENN//SSUUMMMMAARRYY
491
492
VIII.- Resumen
La higuera (Ficus carica L.) es árbol frutal procedente de la familia Moraceae.
nativo de los trópicos y subtrópicos, si bien actualmente, la higuera es una especie
ampliamente distribuida por toda la Cuenca Mediterránea. En la actualidad la
producción mundial estimada es de aproximadamente 1.064.400t, siendo España el
noveno producto mundial de estos frutos, destacando Extremadura como la principal
comunidad productora, con varias zonas tanto de la provincia de Badajoz como de
Cáceres destinadas a la producción de higo seco así como a la de higos y brevas en
fresco. Pese a tratarse de un cultivo tradicionalmente marginal, siendo su producción de
secano debido a los bajos costes de su producción, en los últimos años, se ha producido
un interés creciente en el cultivo de la higuera para la producción de brevas e higos con
destino al consumo en fresco en España, debido a la buena aceptación por parte del
consumidor y al aumento de los precios en el mercado. Los higos tanto frescos como
secos son un alimento altamente nutritivo, con un elevado contenido en hidratos de
carbono, fibra dietética, ácidos orgánicos, vitaminas y compuestos fenólicos que
contribuyen al carácter saludable de estos frutos, si bien esta elevada cantidad de
azúcares y humedad, unido su carácter climatérico, hace que se traten de frutos
altamente perecederos en fresco. Entre las principales causas de deterioro y pérdida de
calidad se encuentran el crecimiento de microorganismos, especialmente mohos, así
como daños en la piel y ablandamiento de los frutos. Por ello, para rentabilizar la
comercialización tanto de breva como de higo, es necesario el desarrollo de técnicas
postcosecha que permitan mantener una calidad organoléptica aceptable para el
consumidor y que además prolonguen la vida útil de los mismos, permitiendo su
comercialización y exportación. En cuanto a la producción de higos secos, esta supone una importante parte de la
producción española y más concretamente, de la producción de Extremadura. Sin
embargo, a pesar de suponer una producción con bajos costes económicos, el tradicional
secado al sol secado al sol presenta un importante riesgo higiénico sanitario. La
presencia de bacterias esporuladas así como de los mohos puede verse mucho más
favorecidos en condiciones de desecación durante el procesado. Concretamente, la
población fúngica se desarrolla fácilmente, siendo no sólo los responsables de las
principales alteraciones en los higos, sino también de la producción de micotoxinas
cuando crecen bajo condiciones favorables. Por ello, la presencia de micotoxinas en los
higos secos es el principal problema de este producto, tanto desde el punto de vista
sanitario así como para su comercialización y exportación debido a la restrictiva
493
legislación de la Unión Europea a cerca de la presencia de micotoxinas. Por ello, cada
vez es mayor la demanda del desarrollo de técnicas de secado que permitan un mayor
control sobre el producto final, minimice los riesgos de pérdidas del producto y reduzca
los riesgos higiénicos sanitarios presentes en los higos secos debido a la presencia de
micotoxinas.
Por todo ello, los objetivos de este estudio fueron estudiar distintas tecnologías
postcosecha como el empleo del envasado atmósferas modificadas pasivas (MAP) y la
aplicación de extractos fenólicos, para la prolongación de la vida útil de distintos
cultivares de higos y brevas seleccionadas para su consumo en fresco, evaluando el
efecto sobre la calidad físico-química, microbiológica, funcional, nutricional y sensorial
de los frutos. Asimismo, también se desarrollaron sistemas de secado artificial
alternativos al secado al sol que permitan controlar y acortar el proceso de secado, a la
vez que garantice una mayor seguridad higiénico-sanitaria mediante el control del
crecimiento de mohos y su producción de micotoxinas, manteniendo las características
físico-químicas, nutricionales, funcionales y sensoriales de los higos secos en
comparación con el secado al sol durante toda su vida útil o de almacenamiento del
producto final.
Se evaluó el efecto del envasado en atmósferas modificadas pasivas de brevas de
los cultivares ‘Banane’ y ‘San Antonio’, así como de higos de los cultivares ‘Cuello
Dama Negro’, ‘Cuello Dama Blanco’ y ‘San Antonio’. Se comprobó que el envasado en
films microperforados, especialmente aquellos que presentaron una microperforación
cada 30 y cada 50 mm (M30 y M50, respectivamente) presentaron una menor incidencia
de daños postcosecha principalmente debido al efecto inhibidor del crecimiento de
microorganismos como mohos y levaduras, además de producir un retraso en la
maduración de los frutos, lo cual se vio reflejado en un retardo en la acumulación de
sólidos solubles y pérdida de acidez, a la vez que permitió posponer el ablandamiento y
las pérdidas de peso de los frutos, lo que favoreció la prolongación de la vida útil tanto
de higos como de brevas manteniendo unas características sensoriales y de calidad
óptimas durante el periodo de almacenamiento en refrigeración, que pudo ser
prolongado hasta un total de entre 14 y17 días para las variedades de higos ‘Cuello
Dama Blanco’ y de brevas ‘San Antonio’ y de 21 días para los cultivares de higos ‘San
Antonio’ y ‘Cuello Dama Negro’, así como para las brevas ‘Banane’,
El estudio in vitro de extractos procedentes de harinas de soja, revelaron un
importante contenido en compuestos fenólicos tales como isoflavonas y ácidos
494
VIII.- Resumen
fenólicos, confiriéndole una interesante capacidad antioxidante y antimicrobiana frente
a distintas bacterias patógenas de los alimentos así como frente a diversas especies de
microorganismos alterantes de la fruta como mohos y levaduras como Aureobasidium
pullulans y Monilia laxa. Además la aplicación de estos extractos fenólicos sobre las
variedades de higos ‘Cuello Dama Negro’ y ‘Cuello Dama Blanco’ de forma individual
o combinada con MAP durante su almacenamiento en refrigeración revelaron que la
combinación de ambas técnicas presentó un efecto sinérgico que permitió en retraso de
la maduración de ambos cultivares así de la aparición de daños postcosecha, debido
principalmente al control que ejercieron sobre los recuentos microbiológicos,
especialmente de mohos y levaduras. Además, también permitió un mantenimiento de la
firmeza y de la calidad sensorial de los frutos, lo que supuso una prolongación de la
vida útil de los mismos hasta un total de 14 y 21 días para los cultivares’ Cuello Dama
Blanco’ y ‘Cuello Dama Negro’, respectivamente durante su almacenamiento en
refrigeración
Entre la población microbiana de los distintos cultivares de higos y brevas
estudiados almacenados en MAP y 7º tratados con extractos fenólicos, destacó la
presencia de Pseudomonas gesardii, principalmente aislada de higos control, junto con
otras bacterias como Pantoea agglomerans, P. ananatis, Enterobacter asburiae y E.
ludwigii, las cuales también se desarrollaron en las atmósferas modificadas. Entre la
población fúngica identificada, las especies de levaduras mayoritarias fueron
Aureobasidium pulullas y Cryptococcus adeliensis, mientras que las principales
especies de mohos fueron Cladosporium cladosporoides, Alternaria tenissima,
Penicillium corylophilum y P. expansum, las cuales se encontraron mayoritariamente en
los frutos Control, debido al efecto antifúngico o fungistático producido por el
almacenamiento en los films M30 y M50, así como por su combinación con los
extractos fenólicos procedentes de harina de soja.
Además, el estudio de los distintos cultivares de higo almacenados en MAP,
reveló que el envasado en films microperforados M30 y M50 estimuló el aumento del
contenido en fenoles totales así como de su actividad antioxidante en ‘Cuello Dama
Negro’y ‘Cuello Dama Blanco’, a la vez que también potenciaron la acumulación de los
polifenoles mayoritarios encontrados en estos frutos, como la cianidina-3-O-rutinósido,
que fue el compuesto más abundante en variedades moradas, especialmente en la piel.
Del mismo modo también se potenció el contenido en una de las flavonas mayoritarias
495
en higos, como es la quecitina-rutinósido, así como de otros polifenoles como
catequinas y epicatequinas entre otros.
El envasado de MAP de los cultivares de higos ‘Cuello Dama Negro’, ‘Cuello
Dama Blanco’ y ‘San Antonio’ permitió además un mantenimiento del color de cada
cultivar a lo largo del almacenamiento en comparación con los higos Control, ya que
este tipo de envasado no solo mantuvo o estimuló la síntesis de cianidina-3-O-
rutinósido responsable del color morado, sino que también tuvo un efecto protector
sobre las clorofilas responsables de la coloración verde de los cultivares ‘Cuello Dama
Blanco’ y ‘San Antonio’.
Por otra parte, los sistemas de secado artificial desarrollados como alternativa al
secado al sol, permitieron en general una reducción considerable del tiempo de secado,
de modo que algunos tratamientos como el secado en ultrasonidos combinado con
soluciones osmóticas necesitaron aproximadamente 2 días para alcanzar el porcentaje
de humedad establecida por la legislación, frente a los 15 días que se necesitaron para el
secado al sol. Entre los sistemas de secado empleados en los cultivares de higos
‘Calabacita’ y ‘Cuello Dana Blanco’, el secado mediante emulsiones alcalinas de
carbonato potásico (K2CO3), así como de ultrasonidos, ambos combinados con
deshidratación osmótica y secado final en estufa, mostraron los mejores resultados en
cuanto humedad, actividad de agua, textura, calidad microbiológica y aceptabilidad por
parte del consumidor en comparación con el resto de secados estudiados, siendo en
muchos casos mejor que el secado al sol en ambos cultivares. Además, estos
tratamientos permitieron mantener las características de calidad mencionadas, así como
de aceptabilidad por parte del consumidor durante los 90 días de vida útil que
permanecieron envasados y almacenados. En particular, los higos del cultivar
‘Calabacita’, presentaron unas mejores aptitudes para los sistemas de secado artificial
estudiados.
Los menores recuentos de mohos se obtuvieron en el secado artificial mediante
ultrasonidos, el cual permitió reducir los recuentos de mohos por debajo del límite de
detección durante el periodo de vida útil de los higos de ambos cultivares, mientras que
los recuentos más elevados se encontraron en los higos secados al sol así como en los
secados mediante soluciones osmóticas. Entre la población fúngica encontrada en los
higos secos, las especies mayoritarias fueron Cladosporium cladosporioides, seguido de
Aspergillus fumigatus y Penicillium raistrickii, los cuales estuvieron presentes en la
mayoría de los tratamientos de secado estudiados si bien los higos secados al sol y los
496
VIII.- Resumen
secados mediante deshidratación osmótica presentaron mayor diversidad de especies
minoritarias pertenecientes en su mayoría al género Penicillium. Además, las especies
pertenecientes a este género fueron las principales productoras de micotxinas, como es
el caso de Penicillium corylophilum, P. spinullosum y Penicillium raistrickii aislados
de los higos secados al sol así como de los dos lotes de deshiratación osmótica, que
produjeron ácido penicílico y griseofulvina. Sin embargo no se detectó la presencia de
micotoxinas en los higos secos durante el almacenamiento.
497
The fig tree (Ficus carica L.) is a deciduous tree belonging to Moraceae family
native from the tropics and subtropics, although at present the fig tree is widely spread
along the Mediterranean area. Nowadays the world production is about 1.064.400t,
approximately, with Spain as the ninth producer. Moreover, Extremadura stands out as
the main community in figs production, with diverse cultivation areas. Traditionally, fig
trees have been considered as a marginal crop, and the major amount has been used for
dried figs due to the low costs of production. Nevertheless, in recent years, there has
been a growing interest in the cultivation of both breba and fig fruits for fresh
consumption due to the high acceptability of these fruits by consumers and the
increased prices on the market. Both fresh and dried figs are a highly nutritious food,
with a high content in carbohydrates, dietary fiber, organic acids, vitamins and phenolic
compounds that can contribute to the health effects of this fruit, however, this quantity
of sugars and moisture, combined with their climacteric character, make them a highly
perishable fruits. The growth of microorganisms such as molds and yeast, as well as
skin damage and softening, can be found among the main causes of postharvest decay
and loss of quality. Therefore, the development of new post-harvest techniques is
important to maintain the fruit quality and extend the shelf life, which is crucial for
exportation and commercialization
Regarding dried figs, Spain and in particular Extremadura is one of the main
dried fig producers. However, although its production does not involve high economic
costs, this traditional sun drying process can mean a high risk for consumer’s health of
due to the presence of spore bacteria and molds. Specifically problematic is the the
fungal population which is able to grow easily in the skin, being the responsible of the
most of the disorders in dried fig and the of mycotoxins production. The health risk
associated to the presence of mycotoxin and the consequent restrictive legislation of the
European Union are the main hurdles for its marketing and exportation. Therefore, there
is an increasing demand for the development of drying techniques to allow a greater
control of the final product, minimizing the risk of losses and mycotoxins presence.
The objectives of this work were to study different post-harvest technologies
such as the use of passive modified atmosphere packaging (MAP) and the application of
phenolic extracts, to allow the shelf life extension of different cultivars of both breba
and fig fruits for fresh consumption,. Moreover, different systems of artificial drying
were also assayed as alternative to traditional sun dried method in order to control and
shorten the drying process, and to guarantee the hygiene and health security..
498
VIII:- Summary
The effects of packing under modified atmospheres was study in‘Banane’ and
‘San Antonio’ breba cultivars and ‘Cuello Dama Negro’, ‘Cuello Dama Blanco’ and
‘San Antonio’ fig cultivars. The packing with microperforated films, specifically those
with one microperforation every 30 and 50 mm (M30 and M50, respectively) showed a
lower presence of disorders as consequence of a lower fungal population. Moreover, the
use of MAP delayed the ripening process, what can be appreciated in the maintenance
of the soluble solids concentrations, titrable acidity, fruit softening and the weight loss,
what favored the shelf life extension of both breba and fig cultivars studied.
The in vitro study of the extracts from defatted soybean flours, revealed a
remarkable content of phenolic compounds such as isoflavones and phenolic acids,
giving an interesting antioxidant and antimicrobial activity against the principal food-
borne pathogens and microorganisms responsible of fruit decay. Moreover, the
application of phenolic compounds in fig cultivars such as Cuello Dama Negro’ and
‘Cuello Dama Blanco’ in a individual way as well as combined with MAP, showed an
effect on hte the ripening process, delaying the postharvest disorders, mainly due to the
control exerted on microbiological population, especially molds and yeasts. Moreover,
this combination also contributed to maintain the phycochemical quality parameters and
preserving the overall acceptability until 21 and 14 days of cold storage of ‘Cuello
Dama Negro’ and ‘Cuello Dama Blanco’ fig cultivars, respectively.
Related to the microbial population, Pseudomonas gesardii was the most
abundant bacteria found in control batches and only associated with them. At lesser
extent, other bacteria species such as Pantoea agglomerans, P. ananatis, Enterobacter
asburiae and E. ludwigii were identified in control, which were also detected under
modified atmosphere packing. Among the fungal population, the main species of yeast
identified were Aureobasidium pulullas and Cryptococcus adeliensis, while for molds,
were Cladosporium cladosporoides, Alternaria tenissima, Penicillium corylophilum and
P. expansum These species were found always in higher number in control batches,
demonstrating the antifungal or fungistatic effect displayed by the combination of MAP
with the phenolic extracts from defatted soybean flour.
The study of the diverse fig cultivar stored under MAP revealed that he packing
with microperforated films such as M30 and M50, enhanced the total phenolic content
and the antioxidant activity in both flesh and skin, especially in figs from the cultivars
‘Cuello Dama Negro’ and ‘Cuello Dama Blanco’. Moreover, these films also enhanced
the accumulation of cyanidin-3-O-rutinoside, which was the main polyphenolic
499
VIII:- Summary
compound found in the skin of dark cultivars. In the same way, the production of other
polyphenols quecitin-rutinoside, which was the most abundant flavonol, was also
stimulated as well as the catechins and epicatechens production among others
polifenols.
MAP packaging of fig cultivars ‘Cuello Dama Negro’, ‘Cuello Dama
Blanco’.and 'San Antonio' also allowed the color maintenance throughout the storage
compared to Control figs. This packaging allowed the enhancement or maintenance of
cyanidin-3-O-rutinoside, responsible of the purple color in dar skin cultivars. Moreover,
also had a protective effect on chlorophylls concentrations, responsible of the green
color of the cultivars ‘Cuello Dama Blanco’ and 'San Antonio'.
On the other hand, the artificial drying systems developed as an alternative to
sun drying, generally allowed a considerable reduction of drying time. The treatments
with ultrasounds combined with osmotic dehydration and final oven drying required
approximately 2 days to achieve moisture levels established by legislation, compared to
the 15 days it took to sun-drying. Among the assessed drying systems for figs cultivars
‘Calabacita’ and ‘Cuello Dana Blanco’, the treatments with alkaline emulsions of
K2CO3, as well as the treatments with ultrasounds, both combined with osmotic
dehydration and final oven drying, reported the best results regarding moisture, water
activity, texture, microbial quality and consumers acceptability So these treatments
could be a good alternative to sun drying. Moreover, these treatments allowed
maintaining the mentioned quality characteristics, and consumer acceptability during 90
days of shelf life packaging. In particular, figs cultivar 'Calabacita', had better aptitudes
for the artificial drying systems studied.
The lowest mold counts were reported for the drying treatment with ultrasounds,
which led to reduce the molds levels under their detection limit during the shelf life of
both cultivars studied, while the highest counts were found for the figs obtained from
osmotic dehydration and sun dried figs. Among fungal population found in dried figs,
the main species were Cladosporium cladosporioides, followed by Aspergillus
fumigatus and Penicillium raistrickii, which were isolated from the most of the
treatments, although the figs from sun drying and osmotic dehydration showed a high
diversity of mold species belonging to Penicillium genera. Moreover, molds species
identified belonging to this genera, Penicillium corylophilum, P. spinullosum and
Penicillium raistrickii, isolated from sun dried figs as well as from osmotic dehydration,
500
VIII:- Summary
were the main mycotoxin mold producing penicillic acid and griseofulvin, although no
mycotoxins production was observed during the dried fig storage.
501
502
IIXX..-- AANNEEXXOOSS
503
504
IX.1.- Uso de atmósferas modificadas para prolongar la vida útil de higos de la variedad ‘Albacor’ para consumo en fresco
Avances en poscosecha de frutas y hortalizas (2012)
505
506
Uso de atmósferas modificadas para prolongar la vida útil de higos de la
variedad Albacor para consumo en fresco
M.C. Villalobos1, M.J. Serradilla
2, A. Martín
1, S. Ruiz-Moyano
1, F. Pérez Nevado
1, M.
Fernández1 y M.G. Córdoba
1.
1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de Extremadura.
Ctra. Cáceres s/n, 06071 Badajoz, España 2Centro de Investigación Finca La Orden-Valdesequera. Junta de Extremadura. Autovía
Madrid-Lisboa s/n, 06187 Badajoz, España.
Palabras clave: Higos (Ficus carica L.), MAP, microfilms, efecto antimicrobiano
Resumen
El propósito de este trabajo ha sido estudiar el efecto del envasado en
atmósferas modificadas sobre la calidad microbiológica de los higos (Ficus carica
L.) durante su almacenamiento en refrigeración. Los higos pertenecientes a la
variedad Albacor, fueron envasados empleando dos films microperforados
diferentes para la creación de atmósferas modificadas. Éstos se almacenaron en
refrigeración a 1ºC con 95% HR durante un total de 11 días, realizándose análisis
microbiológicos periódicamente. Los recuentos de bacterias aerobias mesófilas
permanecieron estables a lo largo del periodo de almacenamiento. Este mismo
comportamiento se observó en mohos. En el caso de Enterobacteriaceae spp,
coliformes, Bacillus spp, y Staphylococcus spp se apreció una disminución de la
carga microbiana en los higos envasados en los dos tipos de films microperforados.
Un efecto similar se observó en levaduras, siendo en los higos envasados con films
microperforados en los que se obtuvieron los menores recuentos. Por tanto, el
almacenamiento en atmosferas modificadas permite disminuir y contralar el
crecimiento de microorganismos en higos durante su almacenamiento, pudiendo
retrasar la aparición de alteraciones.
INTRODUCCIÓN
Los higos (Ficus carica, L), son frutos ampliamente producidos en el mundo.
Presentan un importante papel nutricional debido a su alto contenido en carbohidratos así
como en vitaminas (A, B1, B2, C), aminoácidos y minerales. Los higos frescos son muy
sensibles al deterioro por microorganismos, incluso bajo condiciones de refrigeración,
debido a su alta humedad y contenido en azúcares. Por ello, debido a su escasa vida útil,
resulta necesario el desarrollo de técnicas postcosecha que ayuden a su preservación
(Farahnaky et al., 2009). Entre las nuevas tecnologías postcosecha, el uso de atmósferas
modificadas (MAP) ha resultado ser efectiva en numerosas frutas. Las MAP retrasan el
deterioro de la calidad de la fruta mediante la reducción de la velocidad de procesos de
degradación fisicoquímicos, al tiempo que resuelve ciertos problemas en cuanto a los
microorganismos presentes en estos productos, como es el caso de microorganismos
aerobios responsables del deterioro de vegetales frescos o procesados y que son inhibidos
en estas condiciones (Allende et al., 2004), mediante el incremento de los niveles de CO2
y la disminución del O2. Por ello resulta interesante estudiar el efecto de distintas
atmósferas modificadas creadas mediante el empleo de diferentes films microperforados
507
sobre el crecimiento microbiano postcosecha de microorganismos nativos y
contaminantes de los higos con el fin de prolongar la vida útil de los mismos.
MATERIALES Y MÉTODOS
Las muestras de higos (Ficus carica, L.) del cultivar ’Albacor’ se obtuvieron a
partir de una finca experimental situada en la Finca La Orden. Los higos fueron
recolectados al azar a partir de múltiples árboles distribuidos en bloques al azar en el
estadio óptimo de madurez, siendo transportados y conservados en refrigeración a 1ºC
hasta su uso.
Los frutos (300g aprox.) fueron envasadas en barquetas de polipropileno con film
de 40 µm de espesor con diferente número de microperforaciones de 100 µm. Así mismo
también se envasaron frutos control en barquetas con film macroperforado. Éstos fueron
almacenados a 1ºC con 95% RH durante 11 días. Los ensayos fueron los siguientes: higos
envasados con film microperforado cada 10 mm; higos envasados con film
microperforado cada 50 mm; higos control en envase con film macroperforado. La toma
de muestras fue realizada a los 0, 3, 6 y 11 días de almacenamiento
Los microorganismos estudiados fueron: Bacterias aerobias mesófilas en agar
PCA, mohos y levaduras en medio AEM y PDA, enterobacterias totales en VRBG,
coliformes en agar VRBA, Staphylococcus spp BP, Bacillus spp. en agar MYP. Las
determinaciones se hicieron siempre por triplicado.
Las diferencias significativas y los grupos homogéneos de medias se establecieron
mediante un análisis de varianza (ANOVA) siguiendo los procedimientos de tres vías
usando SPSS para Windows, 19.0 (SPSS Inc. Chicago, IL, USA).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los recuentos de enterobacterias y coliformes (Figs. 1, 2 y 3) presentaron una
disminución significativa en higos envasados en atmósferas modificadas, especialmente
en el los higos envasados con film microperforado cada 50 mm , en el que se alcanzaron
recuentos inferiores a 10 ufc/g, frente a recuentos de 105 ufc/g observados en los higos
control tras 6 días de almacenamiento, probando que el uso de atmósferas modificadas
puede ser beneficioso para la conservación de vegetales, potenciando la reducción del
crecimiento de estos microorganismos (Ahn et al., 2005). Asimismo, se observó una
disminución de los recuentos de levaduras en el caso de los higos envasados en
atmósferas modificadas, si bien no hubo diferencias significativas entre los dos tipos de
atmósferas modificadas, mostrando unos niveles en torno a 103 ufc/g para atmósferas
modificadas, frente a recuentos de hasta 105 ufc/g tras 6 días de almacenamiento,
manteniéndose en niveles más o menos estables hasta el final del almacenamiento. Varios
autores sostienen que los bajos niveles de O2 produce un mantenimiento de los niveles de
levaduras, así como una reducción de los mismos a lo largo del almacenamiento (Oms-
Oliu et al., 2008), por lo que los bajos niveles de O2 podrían ser adecuados para controlar
los niveles de levaduras durante el almacenamiento de higos en este tipo de atmósferas..
En cuanto a los recuentos de bacterias aerobias mesófilas totales, Staphylococcus spp y
Bacillus spp., no presentaron diferencias significativas entre los distintos tratamientos,
manteniéndose estables a lo largo del periodo de almacenamiento, con recuentos en torno
a 106
y 104 ufc/g en el primero de los casos y con unos recuentos mínimos en los dos
últimos microorganismos. Tampoco se encontró ningún efecto de las atmósferas
modificadas sobre el crecimiento de mohos, manteniéndose constante a lo largo del
tiempo de almacenamiento en refrigeración. Soliva-Fortuny et al., (2004) indicaron que el
508
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Enterobacterias Coliformes Levaduras
efecto de estas atmósferas sobre los mohos presentes en la fruta tiene un efecto
principalmente fungistático, sin reducir la carga inicial de estos microorganismos. Por
tanto, el uso de atmósferas modificadas parece resultar efectivo para el control del
crecimiento de enterobacterias, coliformes, y levaduras siendo el film microperforado
cada 50 mm el que parece ofrecer mejores resultados.
Agradecimientos
Esta investigación ha sido financiada por el proyecto RTA2010-00123-C02 del
Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria, Ministerio de
Educación y Ciencia y fondos FEDER.
M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 de la Junta de
Extremadura
Referencias
Ahn H-J, Kim J-H, Kim J-K, Kim D-H, Yool H-S. Byun M-W. 2005. Combined effects
of irradiation and modified atmosphere packaging on minimally processed Chinese
cabbage (Brassica rapa L.). Food Chem.89:589-97.
Allende, A., Luo, Y., McEvoy, J.L., Artés, F. and Wang, C.Y. 2004. Microbial and
quality changes in minimally processed baby spinach leaves stored under super
atmospheric oxygen and modified atmosphere conditions. Postharvest Biol. Tec. 33:
51–59
Farahnaky, A., Ansari, S. and Majzoobi, M. 2009. Effect of glycerol on the moisture
sorption isotherms of figs. J. Food Eng.93: 468–473
Nguyen-the, C., Carlin, F. 1994. The microbiology of minimally processed fresh fruits
and vegetables. CRC Crit. Food Sci. Nutr. 34: 371–401.
Oms-Oliu, G., Soliva-Fortuny, R., Martín-Belloso, O. 2008. Physiological and
microbiological changes in fresh-cut pears stored in high oxygen active packages
compared with low oxygen active and passive modified atmosphere packaging.
Postharvest Biol. Tec. 48: 295–301
Soliva-Fortuny, R.C., Elez-Martínez,P., Martin-Belloso, O. 2004. Microbiological and
biochemical stability off fresh-cut apples preserved by modified atmosphere
packaging. Innov. Food Sci. Emerg.5: 215–224
FIGURAS
Fig. 1. Evolución de los recuentos de enterobacterias totales, coliformes
y levaduras en higos envasados con film microperforado cada 10 mm y
almacenadas en refrigeración.
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Enterobacterias Coliformes Levaduras
Fig. 2. Evolución de los recuentos de enterobacterias totales, coliformes
y levaduras en higos envasados con film microperforado cada 50 mm y
almacenadas en refrigeración.
Fig. 3. Evolución de los recuentos de enterobacterias totales, coliformes
y levaduras en higos control envasados con film macroperforado y almacenadas
en refrigeración.
510
IX.2.-Ensayo con atmósferas modificadas para la
prolongación de la vida útil de brevas del cultivar ‘San
Antonio’ para su consumo en fresco.
VII Congreso Nacional en Ciencia y Tecnología de los Alimentos (2013)
511
512
ENSAYO CON ATMÓSFERAS MODIFICADAS PARA LA PROLONGACIÓN
DE LA VIDA ÚTIL DE BREVAS DEL CULTIVAR ‘SAN ANTONIO’ PARA SU
CONSUMO EN FRESCO
M.C. Villalobos1, M.J. Serradilla2, C. Pereira2, A. Martín1, y M.G. Córdoba1. 1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, España 2Centro de Investigación Finca La Orden-Valdesequera. Junta de Extremadura. Autovía Madrid-Lisboa s/n, 06187 Badajoz, España. Las brevas y los higos son las infrutescencias de la higuera (Ficus carica L.),
constituyendo un importante cultivo en países Mediterráneos. Se caracterizan por una
escasa vida útil debido a su alta humedad y contenido en azúcares, así como por ser
climatéricos, resultando necesario el desarrollo de técnicas postcosecha que permitan
prolongar su duración. Por ello, en este trabajo se estudia el efecto que el envasado en
atmósferas modificadas tiene sobre la calidad microbiológica y fisicoquímica de las
brevas durante su almacenamiento en refrigeración. Se realizaron diferentes lotes de las
brevas del cultivar ‘San Antonio’ envasadas con los siguientes films: lote con film
microperforado cada 10 mm; lote con film microperforado cada 50 mm; lote de brevas
control en envase con film macroperforado. Todos los lotes se almacenaron en
refrigeración a 1ºC con 95% HR y en oscuridad durante un total de 21 días. Tras 0, 7, 14,
17 y 21 días de almacenamiento se analizó la pérdida de peso, porcentaje de gases,
porcentaje de daños, humedad, cantidad de sólidos solubles totales, acidez titulable y
recuentos microbiológicos de mohos y levaduras. Tanto las pérdidas de peso como el
porcentaje de frutos dañados fueron significativamente superiores en las brevas
almacenadas con flim macroperforado. Además, se observó una mayor pérdida de
humedad en las mismas. Asimismo, las brevas almacenadas con films microperforados
presentaron cantidades de sólidos solubles significativamente inferiores, siendo de 17
ºBrix frente a 22ºBrix en brevas control. Por otra parte, se observó una disminución de los
recuentos microbiológicos en las brevas almacenadas bajo atmósferas modificadas, con
valores en torno a 102 ufc g-1 frente a 105 ufc g-1 en brevas control tras 21 días de
almacenamiento en el caso de los mohos, y de 104 ufc g-1 frente a 106 ufc g-1 en levaduras
de brevas control tras 17 días de almacenamiento. Por tanto, el almacenamiento de brevas
513
en los films microperforados estudiados permite disminuir y contralar el crecimiento de
microorganismos, además de preservar sus características fisicoquímicas durante su
almacenamiento.
514
IX.3.-Empleo de sustancias naturales antimicrobianas junto
con atmósferas modificadas para la prolongación de la vida
útil de higos del cultivar ‘Albacor’
VII Congreso Nacional en Ciencia y Tecnología de los Alimentos (2013)
515
516
EMPLEO DE SUSTANCIAS NATURALES ANTIMICROBIANAS JUNTO CON
ATMÓSFERAS MODIFICADAS PARA LA PROLONGACIÓN LA VIDA ÚTIL
DE HIGOS DEL CULTIVAR ‘ALBACOR’.
M.C. Villalobos1, M.J. Serradilla2, S. Ruiz-Moyano1, M.J. Benito1 y M.G. Córdoba1.
1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, España 2Centro de Investigación Finca La Orden-Valdesequera. Junta de Extremadura. Autovía Madrid-Lisboa s/n, 06187 Badajoz, España.
Entre las técnicas post-cosecha, recibe cada vez más atención el empleo de compuestos
de origen natural con capacidad antimicrobiana. En trabajos previos se ha observado
que los compuestos fenólicos poseen actividad antimicrobiana, por lo que pueden ser
empleadas para prevenir el crecimiento microbiano. El propósito de este estudio ha sido
analizar el efecto de componentes antimicrobianos extraídos de harina de soja
combinados con atmósferas modificadas sobre la prolongación de la vida útil de higos
del cultivar ‘Albacor’. Se realizaron los siguientes ensayos: un lote con higos tratados
con extractos antimicrobianos envasados con film macroperforado y otro lote con higos
igualmente tratados envasados con film microperforado cada 50 mm. Se realizaron otros
dos lotes con higos sin tratar, uno envasado con film microperforado cada 50 mm y otro
lote control con film macroperforado. Éstos se almacenaron en refrigeración a 1ºC con
95% HR y en oscuridad durante 21 días. Tras 0, 7, 14, 17 y 21 días de almacenamiento
se realizaron recuentos microbiológicos de bacterias aerobias mesófilas, enterobacterias,
coliformes, mohos y levaduras, así como humedad, sólidos solubles totales y acidez
titulable. Los recuentos de bacterias aerobias mesófilas permanecieron estables a lo
largo del almacenamiento. Los recuentos más bajos de enterobacterias y coliformes
fueron observados en los higos tratados con sustancias antimicrobianas y almacenadas
en atmósferas modificadas. Los recuentos de mohos y levaduras también fueron
significativamente menores en los higos tratados y envasados con film microperforado,
con valores en torno a 102 ufc g-1 en mohos tras 17 días de almacenamiento frente a 104
ufc g-1 en los higos control y de 102 ufc g-1 en levaduras frente a 105 ufc g-1 en los higos
control tras 17 días de almacenamiento. Por otra parte, se observó una mayor pérdida de
humedad en higos control y valores más elevados de sólidos solubles, con valores en
torno a 22ºBrix. Por tanto, los extractos antimicrobianos combinados con film
517
microperforado resultaron efectivos en la inhibición y estabilización del crecimiento
microbiano, así como para la conservación de sus características fisicoquímicas
óptimas, por lo que podría considerarse como un método efectivo para la prolongación
de la vida útil de higos.
518
IX.4.- Effect of Modified Atmosphere Packaging on the
Antioxidant Activity and Total Phenolic Content in ‘Albacor’
Figs
Acta Horticulturae. Postharvest Unlimited (2014)
519
520
573
Effect of Modified Atmosphere Packaging on the Antioxidant Activity and Total Phenolic Content in ‘Albacor’ Figs M.C. Villalobos1, A. Martín1, S. Ruiz-Moyano1, E. Martín1, M.G. Córdoba1 and M.J. Serradilla2 1 Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingenierías Agrarias, Universidad de
Extremadura, Badajoz, Spain 2 Centro de Investigación Finca La Orden-Valdesequera (CICYTEX), Gobierno de
Extremadura, Badajoz, Spain Keywords: Ficus carica, modified atmosphere packaging, total phenolics, antioxidant
activity Abstract
Fig (Ficus carica L.) is an excellent source of nutrients and bioactive compounds that contribute to a healthy diet. However, they are highly perishable after harvest with limited shelf life period. The aim of the present study was to evaluate the effects of different equilibrium modified atmospheres (EMAP) generated through different microperforated biaxially oriented polypropylene (BOPP) films with different gas permeation on functional properties. Figs from the cultivar ‘Albacor’ were packaged using different films: macro-perforated film (control: C), microperforated film with 16 holes (M10), microperforated film with 5 holes (M30) and microperforated film with 3 holes (M50). Figs were then stored at 0°C and 90-95% relative humidity in darkness for 21 days. Gas composition, molds and yeast counts and functional properties such as total phenolic content (TP) and total antioxidant activity (TAA) of skin and flesh were analyzed at day 0 and after 7, 14, 17 and 21 days of cold storage. M50 film reached the highest CO2 and lowest O2 levels (10 and 11.95 kPa, respectively) within packages and showed an inhibitory effect on mold and yeast growth. TP and TAA levels were shown to be higher in skin compared to flesh. Conversely, in the control treatment the TAA level in skin decreased after 21 days of storage, whereas figs packaged in microperforated films maintained or increased their TAA levels. Additionally, figs stored under microperforated films presented higher TP and TAA levels in flesh than control fruit during cold storage. Therefore, figs packaged under modified atmospheres with microperforated films, especially M50 film, showed a positive effect for the maintenance of phytochemical content and delayed the incidence of postharvest disorders.
INTRODUCTION
Figs are one of the most abundant fruit in the Mediterranean diet and an excellent source of nutrients and bioactive compounds, such as vitamins, amino acids and phenolic compounds that contribute to a healthy diet (Bouzo et al., 2012). They are widely consumed fresh, both with and without skin. Regarding fig cultivars, those with dark skin contain higher levels of polyphenols, mainly anthocyanins, responsible of this colour, together with a higher antioxidant activity compared to fig cultivars with light-colour skin (Solomon et al., 2006). Phenolic compounds are plant secondary metabolites naturally present in fruit that contribute to a healthy diet since they act as antioxidants, reducing incidence of diseases caused by oxidative stress. Fresh figs naturally have a short postharvest life of 7-10 days under ordinary atmospheric conditions at -1 or 0°C with 95% relative humidity (RH) (Crisosto et al., 2011). Even when figs are harvested at their optimal ripening stage, their potential postharvest life is limited due to their fast ripening and easily damaged skin by bruising and splitting (Venditti et al., 2005). In addition, the deterioration of figs is strongly influenced by the activity of microorganisms, since these fruits have a high sugar content that favors their growth and proliferation. Therefore, it is necessary to employ postharvest techniques that allow the extension of postharvest life in
Proc. Vth International Conference Postharvest Unlimited Eds.: G.A. Manganaris et al. Acta Hort. 1079, ISHS 2015
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fresh figs, such as the use of modified atmosphere packaging (MAP), both active and passive, in combination with refrigerated storage temperature and high RH (90-95%). Consequently, the aim of the present study was to evaluate the effects of different equilibrium modified atmospheres (EMAP) generated through the use of microperforated biaxially oriented polypropylene (BOPP) films on fig functional properties.
MATERIALS AND METHODS
‘Albacor’ fruits were harvested at random from multiple 6-year-old fig trees, from an experimental orchard situated at an altitude of 223 m above sea level in the research centre ‘Finca La Orden-Valdesequera’. Fruits were hand-picked at the commercial ripening stage according to their firmness and skin colour. Eight fruits (approximately 300 g), homogeneous in colour and size, were put in polyethylene (PE) punnets (26×16 cm, 416 cm2) that were sealed with different microperforated 40-μm thick BOPP films and stored at 0°C and 90-95% RH in darkness condition for 21 days. Packaging treatments were as follows: macroperforated film with five holes (ø=9 mm) for control treatment (C); film with one hole per 10 mm (a total of 16 holes, ø =100 µm) for M10 treatment; film with one hole per 30 mm (a total of 5 holes, ø=100 µm) for M30; and film with one hole per 50 mm (a total of 3 holes, ø=100 µm) for M50. Six punnets by treatment were randomly selected at 0 (fresh sample), 7, 14 and 21 days for the following analysis. The CO2 and O2 concentrations of the headspace inside the packages were measured by a gas analyzer Checkmate 3 (PBI Dansensor, Denmark) and results were expressed as kPa CO2 and kPa O2. In order to monitor the growth of relevant spoilage microorganisms during cold storage in each treatment, counts of mold and yeast were done on Rose Bengal Agar supplemented with chloramphenicol and Potato Dextrose Agar (PDA) acidified at pH 3,5 with sterile 10% tartaric acid. Additionally, total phenolic content (TP) was determined according to the Folin-Ciocalteu colorimetric method and results expressed as mg of gallic acid equivalent/100 g of fresh-weight (mg GAE/100 g FW). Finally, total antioxidant activity (TAA) was determined by two assays, using the enzymatic system composed of the chromophore 2,2-azino-bis-(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt (ABTS), horseradish peroxidase enzyme (HRP) and its oxidant substrate (hydrogen peroxide) according to Cano et al. (1998) and by DPPH (2,2’-diphenyl-1-picrylhydrazyl) assay conducted according to Teixeira et al. (2009). TAA results were expressed as mmol Trolox equivalent/100 g of fresh-weight (mmol TE/100 g FW). The samples were measured in triplicate in flesh and skin for TP and TAA analysis.
Statistical analysis of the data was carried out using SPSS for Windows, 15.0 (SPSS Inc Chicago, IL, USA).
RESULTS AND DISCUSSION
The atmospheric evolution throughout the cold storage showed an increase in CO2 and decrease in O2 concentrations in the headspace of the packaging during storage (Figs. 1 and 2). The most dramatic changes were obtained in the fruit packaged with the film M50, reaching levels of 10 kPa CO2 and 11.95 kPa for O2 after 21 days. M10 showed moderate changes in the headspace gas composition with values of 3.15 kPa CO2 and 17.5 kPa O2. Finally, the fruits packaged with M30 film showed intermediate values for both gases. Among these microperforated films, M50 reached an equilibrium modified atmospheres with a CO2 concentration below to the optimal range considered to reduce decay (15-20 kPa; Crisosto et al., 2011).
Regarding microbial counts, control figs showed an important growth of molds spoilage, with values of 3 log CFU g-1 after 21 days of cold storage, while in M50 film were much lower (≤2 log CFU g-1). On the other hand, yeast evolution throughout the cold storage presented significant differences among treatments, decreasing in figs packaged with microperforated films, with values of 2 log CFU g-1 for M50 versus values of 3.5 log CFU g-1 for control after 21 days. Therefore, M50 allowed the control of postharvest decay due mainly to a reduction of spoilage microorganisms and the best
522
575
performance in terms of fruit softening and weight loss (data not shown). Similar results were reported by Matchbook et al. (1993) who studied the effects of CO2 enriched atmosphere and modified atmosphere packaging on ‘Masui Dauphine’ figs. This study concluded that the storage in CO2 enriched atmosphere inhibits ethylene production, delays incidence of mold growth and promotes ethanol production. Also, Colelli et al. (1991) reported that the shelf life of ‘Mission’ figs stored at 0°C under active MAP enriched with 15 or 20% CO2 can be extended for up to 4 weeks.
Flesh TP tended to increase during the 21 days of storage for all treatments, showing significant differences among them after 7 days. This increase was higher in microperforated films, reaching 15 mg GAE/100 g FW in M50, while levels of 11.44 mg GAE/100 g FW were reached in C at the end of storage (Fig. 3). However, in skin, TP were stable during storage for all treatments, although in M50 the mean values were significantly higher, showing an effect in the content of TP (Fig. 4).
The antioxidant capacity of food is determined by a mixture of different compounds with different action mechanisms. Therefore, the antioxidant capacity of food products must be evaluated using different assays with the objective to address the different mechanisms. In the present work, ABTS and DPPH colorimetric assays have been employed (Alí et al., 2008).
TAA increased in flesh and skin during cold storage. No significant differences were found among treatments with DPPH assay, while ABTS assay indicated differences between C and microperforated films. In addition, the antioxidant activity and accuracy detected by ABTS assay was higher compared to DPPH assay (Figs. 3 and 4), as has been already reported by other authors (Floegel et al., 2011).The highest levels (based on ABTS assay) were observed in flesh after 21 days of cold storage in figs packaged with M50 film, reaching levels of 1.19 mmol TE/100 g FW, while the C samples reached levels from 0.81 to 0.95 mmol TE/100 g FW (Fig. 7). Skin TAA levels were lower in C samples, decreasing from 3.25 to 2.98 mmol trolox/100 g FW after 21 days of storage, whereas figs packaged in microperforated films maintained or increased their TAA levels. In fact, figs packaged in M50 film reached values of 3.72 mmol trolox/100 g FW at the end of storage (Fig. 8). These findings were in agreement with those obtained by Cisneros-Zevallos (2003) who reported that different postharvest abiotic stresses, such as cold storage and storage under atmospheric conditions, induced the accumulation of phytochemicals (e.g., phenolics) with potential health-promoting benefits. Li et al. (2014) described an increment in TP values in mushroom stored under low oxygen conditions. This increase was related to the developmental changes and a physiological response to stresses.
Finally, Klaiber et al. (2005) reported that the antioxidant content of fruits and vegetables can be affected by different factors, including storage conditions. Several studies have reported that the storage atmosphere is crucial for the regulation of the de novo biosynthesis of phenolic compounds Alasavar et al. (2005) and Simões et al. (2011) observed that baby carrots stored under CA containing 10 kPa O2 and 10 kPa CO2 showed a phenolic concentration 6-fold higher than the initial values, while atmospheres of 5 kPa O2 and 5 kPa CO2 duplicated the initial phenolic content. Conversely, fruits such as strawberries and blueberries stored under high oxygen atmospheres showed higher antioxidant capacity and total phenolics, and less decay (Ayala-Zavala et al., 2007; Pérez and Sanz, 2001; Zheng, et al., 2003).
CONCLUSIONS
The use of microperforated films to create modified atmospheres allowed an important extension of the postharvest life of fig fruit due to the high CO2 and low O2 concentrations reached inside the packages, delaying postharvest disorders caused by fungal proliferation and allowing a maximum time of cold storage of 21 days. Moreover, the use of EMAP, especially M50 film showed an increase in TP and TAA levels both in the flesh and in the skin. Although it is difficult to determine the direct effect of the consumption of these fruits on human health, the accumulation of phytochemical
523
576
compounds could be positive for their functional properties.
ACKNOWLEDGEMENTS This research was funded by the project RTA2007-00096-C03-03 Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Ministerio de Educación y Ciencia y fondos FEDER. M. Carmen Villalobos Rivera thanks Extremadura Government for the grant PD10140.
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Figures
0
2
4
6
8
10
12
14
0 5 10 15 20
KP
a C
O2
Days os storage
C M10 M30 M50
Fig. 1. Changes in CO2 composition during cold storage.
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20
KP
a O
2
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig. 2. Changes in O2 composition during cold storage.
525
578
-
2.00
4.00
6.00
8.00
10.00
12.00
14.00
16.00
18.00
0 5 10 15 20
mg
GA
E/
10
0g
FW
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig. 3. Evolution of the total phenolic content (TP) in flesh during cold storage.
0.00
50.00
100.00
150.00
200.00
250.00
0 5 10 15 20
mg
GA
E/
10
0g
FW
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig. 4. Evolution of the total phenolic content (TP) in skin during cold storage.
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
0 5 10 15 20
mm
ol
TE
/1
00
g F
W
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig. 5. Evolution of the total antioxidant capacity (TAC) by DPPH method in flesh during
cold storage.
526
579
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
0 5 10 15 20
mm
ol T
E/
10
0g
FW
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig. 6. Evolution of the total antioxidant capacity (TAC) by DPPH method in skin during
cold storage.
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
0 5 10 15 20
mm
ol
TE/1
00
g FW
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig. 7. Evolution of the total antioxidant capacity (TAC) by ABTS assay in flesh during
cold storage.
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
0 5 10 15 20 25
mm
ol T
E/
10
0g
FW
Days of storage
C M10 M30 M50
Fig.8. Evolution of the total antioxidant capacity (TAC) by ABTS assay in skin during
cold storage.
527
528
IX.5.- Efectos del empleo de atmósferas modificadas pasivas
sobre el color y contenido en clorofilas en brevas del cultivar
‘San Antonio’
Avances en la postcosecha de frutas y hortalizas. XI Simposio Nacional y VIII Ibérico sobre Maduración y Postcosecha (2014)
529
530
Efectos del empleo de atmósferas modificadas pasivas sobre el color y
contenido en clorofilas en brevas del cultivar ‘San Antonio’
M.C. Villalobos1, M.J. Serradilla
2, A. Martín
1, S. Ruiz-Moyano
1, M. López-Corrales
2,
F. Pérez-Nevado1 y M.G. Córdoba
1.
1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de
Extremadura. Ctra. Cáceres s/n, 06071 Badajoz, España 2CICYTEX. Departamento de Hortofruticultura. A-V km 372, 06187, Guadajira
(Badajoz), España.
RESUMEN
El objetivo de este trabajo es estudiar el efecto del uso de las atmósferas
modificadas pasivas sobre el color y la concentración de clorofilas en brevas del
cultivar ‘San Antonio’ empleando tres tipos films microperforados con distinto
tamaño de poro en refrigeración a 1ºC con un 95% HR durante 21 días en
oscuridad. Para cada lote se llevó a cabo un análisis de color y se determinó
laconcentración de clorofilas a y b en piel y pulpa. Los valores L* y hue*
mostraron diferencias significativas en todos los tratamientos, siendo los lotes
control (C) y M10 los que sufrieron una pérdida más rápida de luminosidad en la
piel. En C también se pudo observar una mayor pérdida del contenido de clorofilas
en la piel, presentando 4,76 mg de clorofila a /100 g PF, frente a los valores de 5,68
mg de clorofila a /100 g PF alcanzados en el lote M30 tras 21 de almacenamiento.
Por lo tanto, el empleo de films microperforados puede ser una buena alternativa
para el mantenimiento del color y la apariencia de las mismas
Palabras clave: Ficus carica, San Antonio, atmósfera modificada pasiva (MAP), films
microperforados, color, clorofilas.
INTRODUCCIÓN
Las brevas e higos se caracterizan por ser frutos altamente perecederos con una
escasa vida útil y una rápida pérdida de calidad tras su recolección. Los cambios en los
niveles de clorofilas en frutas y vegetales verdes son un buen índice de senescencia,
estando fuertemente relacionado con la tasa de respiración, la producción de etileno y
los procesos de peroxidación lipídica (Zhuang et al., 1995). Por ello, es necesario el
desarrollo de técnicas postcosecha que permitan la conservación de la calidad del fruto.
El empleo de atmósferas modificadas pasivas (MAP) a través de films microperforados
se presenta como una buena alternativa para prolongar la vida útil de este fruto
(Villalobos et al., 2014).
El objetivo de este trabajo fue estudiar el efecto de distintas atmósferas
modificadas pasivas creadas mediante el empleo de diferentes films microperforados en
los cambios de color y la degradación de clorofilas en brevas del cultivar ‘San Antonio’
como indicador de calidad y prolongación de la vida útil del fruto.
MATERIALES Y MÉTODOS
Las muestras de brevas (Ficus carica, L.) del cultivar ’San Antonio’ se
obtuvieron a partir de una finca experimental situada en la “Finca La Orden”. Las
531
brevasfueron recolectados al azar a partir de múltiples árboles distribuidos en bloques al
azar en unestadio de madurez óptimo.
Los frutos (400g aprox.) fueron envasadas en barquetas de polipropileno con
film de 40 µm de espesor con diferente número de microperforaciones de 100 µm,
realizándose los siguientes lotes: higos envasados con film microperforado cada 10 mm
(M10); cada 30 mm (M30); cada 50 mm (M50), lote control (C) con film
macroperforado. Todos fueron almacenados a 1ºC con un 95% de humedad relativa
(HR) durante 21 días en oscuridad. La toma de muestras fue realizada a los 0, 7, 14 y 21
días de almacenamiento. 10 brevas de cada lote fueron seleccionadas para la medición
del color por triplicado tanto en piel como en pulpa empleando un colorímetro CR-400
Minolta (Tokyo, Japan) y de acuerdo con el espacio CIE Lab (1976). La extracción de
clorofilas fue llevada a cabo siguiendo el método descrito por García et al., (2005). Para
la cuantificación de las clorofilas a y b se empleó el método PLS (Partial Least Squares)
descrito por Fernández-León et al. (2010).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los parámetros de color L* y hue* mostraron diferencias significativas tanto a
lo largo de los días de almacenamiento como entre los distintos lotes. Concretamente
los lotes C y M10 sufrieron una pérdida de luminosidad en la piel (disminución de L*) a
lo largo del almacenamiento, así como un incremento de los valores de hue*. Estos
cambios en estos parámetros de color han sido descritos también por otros autores,
estando relacionados con un oscurecimiento de la piel de los frutos (Caner et al., 2008)
y por lo tanto, con el proceso de maduración y senescencia. En cuanto a los resultados
de color obtenidos en la pulpa, los lotes M30 y M50 mostraron unos valores de hue*
más elevados, así como un decrecimiento de los valores de L*. Por otro lado, los lotes
control (C) mostraron una mayor pérdida del contenido de clorofilas en la piel a lo largo
de los días de almacenamiento, disminuyendo desde 5,53 hasta 4,76 mg de clorofila a
/100 g peso fresco (PF), frente a los valores de 5,68 mg de clorofila a /100 g
PFalcanzados en el lote M30 tras 21 días de almacenamiento. No se
observarondiferencias significativas en la concentración de clorofila b entre los
diferentes tratamientos ni a lo largo del almacenamiento ni se detectaron niveles
significativos de clorofilas en la pulpa. El empleo de MAP permite una retención del
color durante un mayor periodo de tiempo, afectando a las rutas metabólicas
responsables de la producción de metabolitos secundarios como los pigmentos
(Watkins, 2000).
CONCLUSIONES
El almacenamiento de brevas del cultivar ‘San Antonio’ en atmósferas
modificadas pasivas puede ser una buena alternativa para el mantenimiento de la calidad
del fruto. El film M30 destacó por ser el más adecuado para el mantenimiento de los
parámetros de color y por tanto,retrasando el oscurecimiento durante el
almacenamiento.
AGRADECIMIENTOS
Investigación financiada por el proyecto RTA2007-00096-C03-03 del Instituto
Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Ministerio de
Educación y Ciencia y fondos FEDER.
532
Color de la piel Color de la pulpa
L* C* h* L* C* h*
Control
Día de
producción 33,63 18,77 71,13 71,29 26,56 88,97
7 28,631c 11,91c 68,954ª 54,311c 25,19c 87,783d
14 28,111b 9,92a 66,384b 45,401a 23,79ª 83,961b
17 26,151a 9,77ª 73,214c 50,671b 24,96b 83,711a
21 26,191b 11,16b 78,803c 55,943d 27,35d 84,111c
M10
7 27,302a 13,21c 47,221a 65,074d 28,40d 89,894d
14 27,532ab 11,07b 62,622c 59,554c 23,98ª 89,012c
17 27,673b 10,04ª 55,821b 58,803b 25,32b 85,612a
21 26,802c 9,88ª 74,821d 58,044ª 27,26c 86,282b
M30
7 31,784c 14,07d 49,382a 60,452c 24,19ª 86,112a
14 28,363a 12,17c 62,391b 57,763b 25,44b 92,234d
17 28,344b 10,42b 61,122b 60,194c 27,72c 90,544c
21 28,074b 9,96ª 74,771c 52,652a 27,94c 91,094b
M50
7 29,183b 15,10d 57,963a 62,933d 27,74c 85,731a
14 27,314ª 13,25c 64,173b 55,112c 24,11ª 91,283c
17 27,322a 8,58ª 68,873b 51,182b 24,77b 87,743b
21 27,343a 10,76b 75,203c 47,251a 27,45c 87,743b
ptr ***
*** ***
***
Pdias *** *** *** *** *** ***
Pint
***
*** *** *** ***
M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 del Gobierno de
Extremadura.
REFERENCIAS Fernández-León, M.F., Lozano, M., Ayuso, M.C., Fernández-León, A.M., González-
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TABLAS
Tabla1. Valores medios de color de brevas ‘San Antonio’ almacenadas en MAP y aire.
En cada columna, los diferentes números indican que hay diferencias significativas entre los tratamientos en cada día de
almacenamiento (p>0.05).
En cada columna, las diferentes letras indican que hay diferencias significativas entre los días de almacenamiento en
cada tratamiento 1p * (p<0.05); ** (p<0.01); *** (p<0.001).
2pint: p interección entre los días de almacenamiento en refrigeración y los tratamientos: * (p<0.05); ** (p<0.01); ***
(p<0.001)
533
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
0 5 10 15 20 25
mg
Ch
l. a
/10
0g
FW
Días de almacenamiento
C M10 M30 M50
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0.30
0.35
0.40
0.45
0 5 10 15 20 25
mg
Ch
l. b
/10
0g
FW
Días de almacenamiento
C M10 M30 M50
FIGURAS
Fig. 1. Evolución de la concentración de clorofila a (mg/100g FW) a lo largo de
los días de almacenamiento en refrigeración en los diferentes lotes.
Fig. 2. Evolución de la concentración de clorofila b (mg/100g FW) a lo largo de
los días de almacenamiento en refrigeración en los diferentes lotes
534
IX.6.- Caracterización de la población de mohos aislados de
higos pertenecientes al cultivar ‘Albacor’ durante su
almacenamiento en atmósferas modificadas
Avances en la postcosecha de frutas y hortalizas. XI Simposio Nacional y VIII Ibérico sobre Maduración y Postcosecha (2014)
535
536
Caracterización de la población de mohos aislados de higos
pertenecientes al cultivar ‘Albacor’ durante su almacenamiento en
atmósferas modificadas
M.C. Villalobos1, M.J. Serradilla
2, A. Martín
1, A. Hernández
1, M.J. Benito y M.G.
Córdoba1
1Universidad de Extremadura. Escuela de Ingenierías Agrarias. Nutrición y
Bromatología. Ctra. de Cáceres s/n, 06071, Badajoz, España.
2CICYTEX. Departamento de Hortofruticultura. A-V km 372, 06187, Guadajira
(Badajoz), España.
RESUMEN
Entre las principales causas de alteración y deterioro del higo está el rápido
crecimiento de microorganismos, principalmente mohos como Penicillium, Botrytis
o Monilia, haciendo que el fruto llegue a ser inaceptable para el consumidor en un
corto periodo de tiempo. El propósito de este trabajo fue estudiar el efecto del
envasado en atmósferas modificadas pasivas (MAP) empleando films
microperforados con distinto número de microperforaciones, sobre la población
microbiana de higos del cultivar ‘Albacor’ almacenados durante 21 días en a 1ºC y
95% HR. Los recuentos de mohos oscilaron entre 2.26 y 2.74 log ufc/g para los
lotes control (C), mientras que los higos almacenados en films microperforados
como M50 presentaron recuentos de 1.22 log ufc/g al final del almacenamiento.
Entre la población fúngica aislada, el mayor porcentaje fue identificado como
Cladosporium cladosporioides (HM210839.1) mediante la técnica de PCR-RFLP de
la región ITS1-5,8S ADNr-ITS4, encontrándose presente en higos almacenados
tanto en aire como en atmósferas modificadas. En porcentajes inferiores se
identificaron especies como Penicillium corylophilum (JN585947.1) o Epicoccum
nigrum (KC311470.1), la cual fue aislada exclusivamente de los higos almacenados
en atmósferas modificadas.
Palabras clave: Ficus carica, Albacor, atmósfera modificada pasiva (MAP), films
microperforados, mohos, calidad microbiológica.
ITRODUCCIÓN
Los higos frescos son muy sensibles al deterioro por microorganismos, incluso
bajo condiciones de refrigeración, debido a su alta humedad y a su gran contenido en
azúcares. Entre los principales microorganismos causantes del deterioro y alteración del
higo fresco se encuentran los mohos, principalmente aquellas especies pertenecientes a
los géneros Aspergillus, Alternaria, Fusarium, Rhizopus, Cladosporium y Botrytis entre
otros (Crisosto et al., 2011). Todo este tipo de alteraciones hacen que la fruta no sea
aceptada por el consumidor limitando considerablemente su vida útil y por tanto su
tiempo de comercialización (Jacxsens et al., 2003).
Por todo ello, resulta necesario el desarrollo de técnicas postcosecha que ayuden
a su preservación y aumente su vida útil tras la recolección. Entre las nuevas tecnologías
postcosecha, el uso de atmósferas modificadas pasivas (MAP) ha resultado ser efectiva
537
en numerosas frutas. Las MAP resuelven ciertos problemas en cuanto a los
microorganismos presentes en estos productos, como es el caso de microorganismos
aerobios responsables del deterioro de vegetales frescos o procesados y que son
inhibidos en estas condiciones (Allende et al., 2004), mediante el incremento de los
niveles de CO2 y la disminución del O2. Por lo tanto, resulta interesante estudiar el
efecto de distintas atmósferas modificadas creadas mediante el empleo de diferentes
films microperforados sobre el crecimiento microbiano postcosecha de
microorganismos nativos y contaminantes de los higos con el fin de prolongar la vida
útil de los mismos.
MATERIALES Y MÉTODOS
Las muestras de higos (Ficus carica, L.) del cultivar ’Albacor’ se obtuvieron de
la finca experimental “Finca La Orden”. Los higos fueron recolectados al azar a partir
de múltiples árboles distribuidos en bloques al azar en el estadio de maduración óptimo.
Los frutos (400g aprox.) fueron envasadas en barquetas de polipropileno con
film de 40 µm de espesor con diferente número de microperforaciones de 100 µm,
realizándose los siguientes lotes: higos envasados con film microperforado cada 10 mm
(M10); envasados con film microperforado cada 30 mm (M30); higos envasados con
film microperforado cada 50 mm (M50). Así mismo, también se realizó un lote control
(C) en barquetas con film macroperforado. Todos los lotes fueron almacenados a 1ºC
con un 95% humedad relativa (HR) durante 21 días en oscuridad. La toma de muestras
fue realizada a los 0, 7, 14 y 21 días de almacenamiento
El crecimiento de mohos fue seguido mediante la realización de siembras
microbiológicas en los medios Agar Patata dextrosa (PDA) acidificado hasta pH 4 con
ácido tartárico 10% y Rosa de Bengala (RB) con cloranfenicol, durante 4 días a una
temperatura de 25ºC. Una vez detectada la presencia de mohos, estos fueron aislados en
medio nutritivo Agar Extracto de Malta (MEA, Oxoid). En total fueron aisladas 30
cepas de mohos procedentes de los distintos lotes tras 0, 14 y 21 días de
almacenamiento en oscuridad. A partir de las cepas aisladas se llevó a cabo la
extracción del ADN de las mismas siguiendo el método descrito por Ruiz-Moyano et al.
(2006), para a continuación poder llevar a cabo la identificación de las cepas a partir de
la técnica de PCR-RFLP de la región ITS1-5,8S ADNr-ITS4 descrita por White et al.
(1990), empleando los cebadores ITS1 (5‟-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3‟) e ITS4
(5‟TCCTCCGCTTATTGATATGC-3‟). Los productos de la PCR fueron digeridos
mediante el empleo de enzimas de restricción Taq I y Hha I en dos reacciones
independientes. Los mohos fueron agrupados de acuerdo a los perfiles generados.
Finalmente, fue secuenciada la region D1/D2 del rRNA 26S de un par de cepas
seleccionadas de cada uno de los perfiles obtenidos, empleando los cebadores NL1 (5′-
GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3′) y NL4 (5′-
GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3′).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Tal y como se muestra en la Fig. 1, los recuentos más elevadas de mohos fueron
los encontrados en los higos almacenados en film macroperforado (C), alcanzando
recuentos cercanos a 3 Log ufc/g tras 21 días de almacenamiento, mientras que los
higos almacenados en films microperforados mostraron unos recuentos
538
significativamente inferiores. Por ejemplo, los frutos envasados el film M50 presentaron
unos recuentos de 1.22 Log ufc/g al final del almacenamiento en refrigeración,
mostrando la efectividad del uso de MAP con elevadas concentraciones de CO2 y bajas
de O2 para el control del crecimiento de mohos.
La mayor parte de los mohos identificados (Tabla 1), tanto de atmósferas
modificadas pasivas como control, fueron como Cladosporium
cladosporioides(HM210839.1), siendo el 40% de las cepas aisladas. Ha sido aislado e
identificado como causantes de mohos superficiales o manchas en la piel de forma
natural en higos (Crisosto et al., 2011) y en otras frutas y verduras como cebolla, pepino
y rábano debido a su capacidad de crecimiento a bajas temperaturas durante su
almacenamiento y comercialización (Tournas, 2005).
La segunda especie identificada en higos almacenados tanto en aire como en
atmósferas modificadas fue Penicillium corylophilum (JN585947.1), siendo el 26.6% de
las cepas identificadas. Penicillium ha sido descrito como uno de los principales mohos
patógenos en frutas, si bien los higos almacenados en atmósferas modificadas mostraron
una menor presencia de la especie con respecto a los higos control. La incidencia de esta
especie también ha sido descrita en un bajo porcentaje en productos recién cortados
como piña y fresa (Tournas, 2005)
Otras especies identificadas fueron Alternaria tenuissima (KC337038.1) y
Epicoccum nigrum (KC311470.1), encontrándose esta última únicamente en los higos
almacenados en atmósferas modificadas.
Por último, otras especies menos numerosas fueron Cladosporium ossifragi
(JX981486.1) y Aspergillus dimorphicus (FR727119.1), pertenciendo ambas especies a
géneros frecuentemente encontrados en frutas tanto enteras como procesadas.
CONCLUSIONES
La presencia de Cladosporium como el género predominante, puede ser causante
de importantes pérdidas económicas debido a la alteración del producto, así como
responsable de la aparición de reacciones alérgicas cuando este crece hasta niveles
elevados. Asimismo, otras especies identificadas como Penicillium y Alternaria
pertenecen a mohos descritos como toxigénicos.
Por ello, aunque la presencia de estos mohos es frecuente, se pone de manifiesto
la necesidad de un mejor control en la manipulación de la fruta tanto en el momento de
su recolección como en el procesado y comercialización para así conseguir unos bajos
niveles de contaminación inicial. En base a los resultados obtenidos, el uso de técnicas
que permitan el control del crecimiento de mohos, es de vital importancia para
disminuir la incidencia de daños o podredumbres en los frutos. Por tanto, el empleo de
atmósferas modificadas pasivas, resulta de gran ayuda para la inhibición y control del
crecimiento de mohos, lo cual permite una mayor prolongación de la vida útil de estos
frutos.
AGRADECIMIENTOS
Esta investigación ha sido financiada por el proyecto RTA2007-00096-C03-03
del Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA),
Ministerio de Educación y Ciencia y fondos FEDER
M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 del Gobierno de
Extremadura
539
0.00
0.50
1.00
1.50
2.00
2.50
3.00
3.50
0 5 10 15 20 25
Log
ufc
/g
Días de almacenamiento
C M10 M30 M50
% de cepas identificadas por grupo
% Especie. Número de Accesión.
T0 T14 T21 T14 T21 T14 T21 T14 T21 Total Porcentaje de similitud
Grupo 1 5 30 20 15 20 10 40 Cladosporium cladosporioides - HM210839.1 (99%)
Grupo 2 20 20 15 20 15 10 26 Penicillium corylophilum - JN585947.1 (100%)
Grupo 3 50 25 25 14 Epicoccum nigrum - KC311470.1 (99%)
Grupo 4 50 30 20 10 Alternaria tenuissima - KC337038.1 (99%)
Grupo 5 60 40 6 Cladosporium ossifragi - JX981486.1 (99%)
Grupo 6 100 4 Aspergillus dimorphicus - FR727119.1 (99%)
CONTROL M10 M30 M50
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TABLAS
FIGURA
Tabla 1. Especies de mohos identificadas a partir de cepas aisladas de mohos durante su
almacenamiento en atmósferas modificadas pasivas, así como en refrigeración
Fig. 1. Evolución de los recuentos de mohos a largo de los
días de almacenamiento en refrigeración en de higos
envasados en distintas atmósferas modificadas y control. 540
IX.7.-Aplicación de técnicas para mejorar la calidad de los
higos del cultivar ‘Calabacita’ tradicionalmente desecados al
sol
VII Congreso Nacional en Ciencia y Tecnología de los Alimentos (2015). Comunicación oral.
541
542
VIII Congreso CYTA/CESIA, 7-10 abril 2015, Badajoz, España
APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE SECADO PARA MEJORAR LA CALIDAD DE LOS HIGOS DEL CULTIVAR ‘CALABACITA’ TRADICIONALMENTE DESECADOS AL
SOL Villalobos, M.C1., Serradilla, M.J2., Ruíz-Moyano, S1., Martín, A1., López-Corrales3, M. Córdoba
M.G1. 1 Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de Extremadura. Ctra. Cáceres s/n, 06071 Badajoz, Spain.
2Instituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain.
2Instituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain.
Resumen – Se estudió el efecto sobre la reducción del tiempo de secado de higos y la calidad durante la vida útil mediante distintos tipos de secado alternativos comparándolos con secado tradicional al sol. Se midió el contenido en humedad, textura y calidad sensorial del producto durante el almacenamiento. Los secados alternativos mostraron un tiempo de secado inferior al tradicional, además de mantener las características sensoriales y de calidad del producto a lo largo del almacenamiento, especialmente tras la aplicación de ultrasonidos combinados con un pre-secado en salmuera y secado final en estufa. Palabras clave – Higos, técnicas de secado, pre-secado, velocidad de secado I. INTRODUCTION Tradicionalmente el secado al sol de higos (Ficus carica L) expone al producto a condiciones externas que provocan contaminaciones, principalmente por mohos productores de micotoxinas debido a secados prolongados y a condiciones de temperatura y humedad inadecuadas. Además, puede dar lugar a cambios en el color, sabor y textura del producto, alterando la calidad final del mismo [1], suponiendo un riesgo económico por la pérdida del producto. Así, el objetivo de este trabajo fue estudiar el efecto de distintos tipos de secado alternativos al secado natural sobre la reducción del tiempo de secado y la calidad durante la vida útil del producto almacenado. II. MATERIALES Y MÉTODOS Los higos frescos del cultivar ‘Calabacita’ fueron tratados mediante diferentes tipos de secado: Lote 1 (K2CO3 + Aceite de oliva + sacarosa + secado en estufa); Lote 2 (sacarosa + NaCl + secado en estufa); Lote 3 (ultrasonidos + sacarosa + secado en estufa); Lote 4 (50ºC 12h + 60ºC 4 h + 70ºC 24 h) y Lote 5 (secado al sol), establecido como Control. Se llevó a cabo el escaldado y envasado en barquetas macroperforadas y se almacenaron a temperatura ambiente. La humedad, textura y calidad sensorial del producto fue analizado para cada lote tras 0, 30, 60 y 90 días de almacenamiento.
III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN El proceso de secado se realizó en todos los casos hasta que las muestras alcanzaron una humedad inferior al 24%. Para ello, el Lote Control necesitó 12 días de secado hasta alcanzar dicha humedad, mientras que los Lotes 1, 2 y 4 necesitaron 3 días y el Lote 3 sólo 2 días. La humedad se mantuvo estable durante el almacenamiento en todos los casos, mientras que la textura de los higos empeoró a lo largo del almacenamiento para los Lotes 2, 4 y 5, alcanzando valores de firmeza de 2,6; 2,5 y 1.9 N/mm respectivamente, mientras que se mantuvo constante en el resto de los lotes, con valores en torno a 1,4 y 1 N/mm en los Lotes 1 y 3 tras 90 días de almacenamiento. En cuanto a la calidad sensorial, el Lote 3 fue el mejor valorado en cuanto a aspecto externo, sabor dulce y valoración global, mientras que los higos Control mostraron una disminución en su valoración a partir de los 30 días de almacenamiento. IV. CONCLUSION El secado de higos mediante ultrasonidos combinados con un pre-secado en salmuera y secado final en estufa puede ser una buena alternativa al secado al sol, resultando un producto con buenas características físico-químicas y sensoriales, además de ser estable a lo largo del almacenamiento. AGRADECIMIENTOS Investigación financiada por el proyecto RTA2007-00096-C03-03 del Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Ministerio de Educación y Ciencia y fondos FEDER. M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 del Gobierno de Extremadura. REFERENCES [1] Ertekin, C., Yaldiz, O. (2004). Drying of eggplant and selection of a suitable thin layer drying model. Journal of Food Engineering 63, 349–359
543
544
IX.8.- Influence of postharvest drying pre-treatments on
safety and microbiological quality of dried fig (Ficus carica
L.)
6th Congress of European Microbiologists (2015)
545
546
Influence of postharvest drying pre-treatments on safety and
microbiological quality of dried fig (Ficus carica L.)
Villalobos, M.C1., Serradilla, M.J2., Prieto, L1., Ruíz-Moyano, S1., Benito, M.A1., Hernández-León, A1., Martín, A1., Córdoba M.G1. 1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain. 2Instituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, Spain.
Sun drying process involves microbial risks such as fungal spoilage and mycotoxin production. The present work, studies the effect of drying pre-treatments with potassium carbonate (K2CO3) combined with osmotic solution (TP) on safety and microbiological quality of fig (Ficus carica L.) from ‘Calabacita’ cultivar.
Figs were dipped into K2CO3 solution (10%) and then in sugar solution (50%) at 20 ºC for 24h. After that, figs were dried at 65ºC in a drier, packed with macroperforated film and stored at 20 ºC for 90 days. A second batch (sun drying) was used as control (ND). Drying continued until reach the desired moisture level. The drying time was shorter for TP (2 days) compared to ND (12 days). Moisture loss and molds presence of was monitored at 0, 30, 60 and 90 days of storage. Molds were isolated and identified by sequence of the ITS region. Finally, the potential mycotoxin production of the molds isolated was evaluated.
Moisture levels for both batches remained steady throughout time (22%). The counts for both treatments ranged around 2 log CFU/g after 30 days. Cladosporium cladosporioides was the main specie followed by Aspergillus fumigatus , both found equally in the treatments assayed. Moreover, Aspergillus fumigatus and Penicillium corylophilum strains isolated from both treatments produced Gliotoxin and Penicillic Acid mycotoxin , respectively. Therefore, even though there are not differences between treatments at mold species identified, figs treated by TP resulted at shorter drying time, showing lower mold counts than ND, which reduces the mycotoxin production risk.
547
548
IX.9.- Estudio del efecto del almacenamiento en atmósferas
modificadas pasivas sobre el color y contenido en antocianinas
en higos del cultivar ‘Albacor’
XIV Congreso Nacional de Ciencias Hortícolas (2015)
549
550
Estudio del efecto del almacenamiento en atmósferas modificadas
pasivas sobre el color y contenido en antocianinas en higos del cultivar
‘Albacor’
M.C. Villalobos1, M.J. Serradilla2, Martín, E1., C. Pereira2, A. Martín1, Ruíz-Moyano, S1., M.G. Córdoba1. 1Nutrición y Bromatología, Escuela de Ingeniería Agrarias, Universidad de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06071 Badajoz, España 22Instituto Tecnológico Agroalimentario de Extremadura (INTAEX-CICYTEX). Área de Vegetales. Gobierno de Extremadura. Avda. Adolfo Suárez s/n, 06007 Badajoz, España. RESUMEN
El objetivo de este trabajo fue estudiar el efecto de atmósferas modificadas
pasivas (MAP) sobre el color y concentración de antocianinas en higos del cultivar
‘Albacor’ empleando tres films microperforados durante 21 días de almacenamiento
(1ºC, 95% HR). Se analizó el porcentaje de gases, color y concentración de
antocianinas en piel y pulpa. El lote Control presentó la mayor pérdida de L*
(luminosidad) en pulpa, mientras que los lotes microperforados presentaron
menores valores de C* y hue*más cercano al rojo en todos los casos. El
almacenamiento en MAP estimuló la producción de antocianinas a lo largo del
almacenamiento, de modo que el lote M50 alcanzó una concentración de 187,9 mg
100g-1 de peso fresco de cianidina 3-O-rutinósido, frente a 23,36 mg 100g-1 de peso
fresco observados en la piel del lote Control tras 21 días. Este mismo efecto fue
observado en la pulpa, si bien la tendencia fue a disminuir durante el
almacenamiento. Por tanto, el uso de MAP permite mantener el color de la piel y
pulpa característico de este cultivar, al tiempo que estimula la síntesis de
antocianinas durante el almacenamiento.
Palabras clave: Higos (Ficus carica L.), Atmósfera Modificada Pasiva (MAP), films microperforados, color, antocianinas.
INTRODUCCIÓN
Entre los parámetros de calidad que influyen en la aptitud para consumo de higos
(Ficus carica L.) se encuentra el color de la epidermis, que es indicativo tanto del nivel de
maduración como de alteración del fruto. Las antocianinas son los pigmentos
551
responsables de la coloración de los cultivares de piel oscura (Solomon y col., 2006). Por
ello, teniendo en cuenta que los higos se caracterizan por ser frutos climatéricos altamente
perecederos y con una rápida pérdida de calidad, resulta necesario el empleo de técnicas
postcosecha para prolongar su vida útil, siendo el uso de atmósferas modificadas pasivas
una buena alternativa.
MATERIALES Y MÉTODOS
Aproximadamente 400g de higos del cultivar ’Albacor’ fueron envasados en
barquetas de polipropileno con film de 40 µm de espesor y con diferente número de
microperforaciones de 100 µm, realizándose los lotes: higos envasados con film
microperforado cada 10 mm (M10); cada 30 mm (M30); cada 50 mm (M50), lote control
(C) con film macroperforado. Todos fueron almacenados a 1ºC con un 95% de humedad
relativa (HR) durante 21 días en oscuridad. La toma de muestras fue realizada a los 0, 14
y 21 días de almacenamiento. La concentración de los gases del espacio de cabeza de las
barquetas fue medida mediante un analizador Checkmate 3 (PBI Dansensor, Dinamarca).
Diez higos de cada lote fueron seleccionados para la medición del color por triplicado,
tanto en piel como en pulpa, empleando un colorímetro CR-400 Minolta (Tokyo, Japan).
La extracción y cuantificación de antocianinas, tanto en piel como en pulpa, fue llevada a
cabo por triplicado según el método descrito por Vallejo y col. (2011).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Elevadas concentraciones de CO2 (10 kPa) y bajas concentraciones de O2
(9%KPa) fueron obtenidas con el film M50 después de 21 días de almacenamiento (Datos
no mostrados). En cuanto al color (tabla 1), los valores se mantuvieron más o menos
estables en piel, si bien el lote C mostró una mayor pérdida de L*. Además, mostró los
valores de C* más bajos en piel, siendo significativamente más oscuro al resto de lotes al
final del almacenamiento. Por otra parte, los lotes M30 y M50 presentaron valores de h*
significativamente más cercanos al rojo. En cuanto a las antocianinas (Fig.1), la principal
antocianina identificada, tanto en piel como en pulpa, fue la Cianidina-3-O-rutinósido.
Los lotes almacenados en MAP tendieron a aumentar la concentración de este pigmento,
alcanzando concentraciones de hasta 187,9 mg 100g de peso fresco en M50 al final del
almacenamiento, mientras que el lote C en piel presentó una disminución de la
552
concentración a lo largo del almacenamiento tras 21 días. Esta misma tendencia también
fue observada para la Peonidicna-3-O-rutinósido y la Cianidina-3-O-glucósido. Por el
contrario, la tendencia en pulpa fue a disminuir a lo largo del almacenamiento, si bien los
lotes M30 y M50 siguieron presentando las concentraciones más elevadas tras 14 días de
almacenamiento (8,93 y 7,82 mg 100g-1respectivamente). Estos resultados fueron
similares a los obtenidos por Romero et al. (2008) y Veazie y Collins (2002) en otro tipo
de fruta, como uva de mesa y moras respectivamente, en los que se observó que el
almacenamiento a altas concentraciones de CO2 estimulaba la síntesis de antocianinas.
CONCLUSIONES
El uso de MAP, especialmente de M30 y M50, permitió mantener el color
característico de la piel y pulpa de este cultivar, al tiempo que estimuló la síntesis de
antocianinas durante el almacenamiento.
Agradecimientos Investigación financiada por el proyecto RTA2007-00096-C03-03 del Instituto Nacional
de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Ministerio de Educación y Ciencia y fondos FEDER. M. Carmen Villalobos es beneficiaria de la ayuda PD10140 del Gobierno Extremadura.
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Piel
bb
a
bc
dde e
f
aa a
b
dc
d d d
020406080
100120140160180200
T0 T14 T 21 T14 T21 T14 T21 T14 T21
CONTROL M10 M30 M50
mg 1
00g
FW-1
a a a
b
cd
c
dcd
d
a a abc bc
abc
c c
02468
101214161820
T0 T14 T 21 T14 T21 T14 T21 T14 T21
CONTROL M10 M30 M50
mg 1
00g
FW-1
Pulpa
aab
bccd
bc
d
bc
cdbcab
debcd cd
abc abcab
e
a
02468
101214161820
T0 T14 T 21 T14 T21 T14 T21 T14 T21
CONTROL M10 M30 M50
d
aba
c
a ab a
bc bc
00.20.40.60.8
11.21.41.61.8
2
T0 T14 T 21 T14 T21 T14 T21 T14 T21
CONTROL M10 M30 M50
Cianidina 3-O-rutinosido Pelargonidina 3-O-rutinosido
Cianidina 3-O-glucosido Peonidina 3-O-glucosido
Lotes Piel Pulpa L* C* h* L* C* h*
Cosecha 22.88 4.68 22.04 46.48 25.53 59.41
Control 14 21.06a 2.99a 32.381 43.572ab 25.372 67.661b 21 21.88ab 2.95a 37.302 36.461a 23.621 72.952c
M10 14 21.23a 4.252c 36.7012 47.612b 26.412 60.951a 21 21.39a 3.731b 34.792 38.171a 23.781 69.752b
M30 14 21.921b 3.991bc 34.022 43.76ab 26.522 64.142ab 21 22.972b 4.352c 28.841 44.79b 25.171 62.281ª
M50 14 21.41ab 3.68b 36.542 40.862a 25.472 60.451a 21 21.29a 3.64b 30.341 38.541a 22.991 70.912bc
pdías * *** *** *** *** ***
ptr * * *** * pint *** **
Tabla 1: Valores medios de las coordenadas CIELAB (L*,, C* y hue*) de la piel y la pulpa de los higos de del cultivar ‘Albacor’ en función de los lotes y tiempo de almacenamiento.
Figura. 1. Evolución de la concentración (mg 100g FW-1) de las diferentes antocianidinas identificadas a lo largo de los días de almacenamiento en cada uno de los lotes estudiados. En cada compuesto, diferentes letras indican que hay diferencias significativas entre los tratamientos en cada día de almacenamiento y lote (p>0.05).
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