pendugaan - benih-bogor.litbang.menlhk.go.idbenih-bogor.litbang.menlhk.go.id/assets/files/...hak...

PENDUGAAN VIABILITAS BENIH

TANAMAN HUTAN SECARA CEPATPRINSIP, METODE, DAN APLIKASI

Hak cipta dilindungi oleh Undang-Undang Nomor 28 Tahun 2014. Dilarang mengutip atau memperbanyak sebagian atau seluruh isi buku ini tanpa izin tertulis dari penerbit.

Penebar Swadaya

OLEH : MUHAMMAD ZANZIBAR



Katalog dalam terbitan (KDT)

Zanzibar, M.Pendugaan Viabilitas Benih Tanaman Hutan Secara Cepat: Prinsip, Metode Dan Aplikasinya / M. Zanzibar - Cet. 1- Jakarta: Penebar Swadaya, 2016iv + 108 hlm.; ilus.; 23 cm.

ISBN (10) : 979-002-XXX-XXISBN (13) : 978-979-002-XXX-XXX

PenerbitPenebar Swadaya

Perum. Bukit Permai Jl. Kerinci Blok A2

No. 23-24, Cibubur, Jakarta Timur, 13720

Telp. (021) 29617008 / 09 / 10; Fax. (021) 8721570

Toko buku online: www.penebar-swadaya.net

Website: www.penebarswadaya.co.id

E-mail : [email protected]

Penebar Swadaya Grup @penebar_swadaya

Penebar Swadaya 081318888180

Pemasaran Niaga Swadaya, Jl. Gunung Sahari III/7, Jakarta 10610

Telp. (021) 4204402, 4255354; Fax. (021) 4214821

Update Buku @update_buku

PenyusunMuhammad Zanzibar

FotoDok. M. Zanzibar

EditorIskandar Z. Siregar

Nina Mindawati

Desain SampulFajar

Tata LetakTheresa Greacella

CetakanI. Jakarta 2016



1Penebar Swadaya

KATA PENGANTAR, 3

1. PENDAHULUAN, 5

2. VIABILITAS BENIH, 7

2.1. Konsep viabilitas benih, 72.2. DeteKsi viabilitas benih, 92.3. DeteKsi viabilitas benih berDasarKan gejala

metabolisme, 10

3. STRUKTUR ANATOMI DAN WATAK BENIH, 11

3.1. struKtur anatomi benih, 113.2. WataK benih, 13

4. PENARIKAN CONTOH, 15

4.1. Contoh primer, 154.2. Contoh Campuran, 154.3. Contoh Kirim, 164.4. Contoh Kerja, 16

5. UJI PERKECAMBAHAN, 19

5.1. prinsip uji perKeCambahan, 195.2. proses perKeCambahan, 205.3. KonDisi lingKungan perKeCambahan, 215.4. proseDur Dan evaluasi uji perKeCambahan, 23

6. UJI BELAH, 33

6.1. prinsip pengujian, 336.2. metoDe pengujian, 346.3. interpretasi Dan evaluasi, 34

DAFTAR ISI

2 Penebar Swadaya

7. UJI TETRAZOLIUM, 39


8. UJI HIDROGEN PEROKSIDA, 51

8.1. prinsip pengujian, 518.2. metoDe pengujian, 518.3. interpretasi Dan evaluasi , 53

9. UJI EKSISI EMBRIO, 57


10. METODE RADIOGRAFI, 64

10.1. teori raDiografi, 6410.2. prinsip pengujian, 6710.3. metoDe pengujian, 6810.4. interpretasi Dan evaluasi raDiograf, 72

11. METODE UJI DAYA HANTAR LISTRIK, 77

11.1. prinsip pengujian, 7711.2. faKtor-faKtor penting paDa uji KonDuKtivitas, 7811.3. metoDe pengujian, 7911.4. interpretasi Dan evaluasi, 81

12. APLIKASI UJI CEPAT UNTUK PENDUGAAN MUTU BENIH EDAR TANAMAN HUTAN DI INDONESIA, 83

12.1. aKurasi hasil pengujian, 8312.2. Kesesuaian jenis terhaDap metoDe, 85

DAFTAR PUSTAKA, 87

LAMPIRAN, 90

PROFIL PENULIS, 108

3Penebar Swadaya

Sebutir benih yang dihasilkan seharusnya merupakan prestasi total segenap upaya teknologi (Sjamsoeoed Sadjad)

Benih bermutu tinggi merupakan interaksi antara mutu genetis, fisiologis dan fisik. persyaratan fisiologis dan fisik mungkin dapat dipenuhi dengan mudah, namun persyaratan genetik masih

merupakan tantangan yang harus dihadapi. hubungan ke tiga kriteria mutu benih tersebut dalam praktek kehutanan secara sederhana dimaksudkan bahwa kegiatan penanaman pada lahan marginal seyogyanya menggunakan benih bermutu tinggi, artinya tampilan mutu genetis akan menggambarkan fenotip pohon yang diinginkan, dan tampilan tersebut dapat dicapai bila benih yang digunakan memiliki viabilitas tinggi.

metode untuk mengetahui viabilitas benih umumnya dilakukan melalui uji perkecambahan (metode langsung), namun cara ini membutuhkan waktu relatif lama, apalagi bila benih tersebut memiliki sifat dormansi yang kuat. selama jangka waktu pengujian tersebut, dapat saja terjadi penurunan viabilitas karena teknik penanganan yang tidak tepat sehingga informasi pengujian tidak mencerminkan kualitas kelompok benih sesungguhnya. metode yang secara cepat dapat menduga viabilitas adalah dengan cara menganalisis proses metabolisma sel/jaringan dalam benih (metode tidak langsung), atau dapat pula disebut uji cepat viabilitas.penggunaan uji cepat merupakan salah satu solusi permasalahan dalam mendapatkan kepastian informasi mutu benih yang akurat dalam jangka waktu singkat. Kegiatan ini merupakan salah satu tuntutan pelayanan prima oleh instansi/lembaga penguji mutu benih terakreditasi.

KATA PENGANTAR

4 Penebar Swadaya

buku ini berisi teori dan aplikasi praktis dalam menduga viabilitas benih tanaman hutan secara cepat dan akurat. materi buku ini akan sangat bermanfaat bagi banyak pihak, khususnya panduan bagi analis benih (laboran) dan para pelajar/mahasiswa sebagai referensi (acuan). uji cepat viabilitas yang disajikan dalam buku ini terdiri dari uji belah, uji tetrazolium, uji hidrogen peroksida, uji eksisi embrio, uji kontras radiografi dan uji daya hantar listrik.

ucapan terima kasih disampaikan penulis kepada ibu suratmi (plt. Kepala balai penelitian dan pengembangan teknologi perbenihan tanaman hutan), nanang herdiana, safruddin mokodompit, Dwi haryadi dan anggun musyarofah yang telah banyak membantu dalam pelaksanaan penelitian dan penyusunan buku, serta kepada imas martini (istri) dan anak-anaku tercinta (iqbal dan idham), teman-teman peneliti di balai penelitian dan pengembangan teknologi perbenihan tanaman hutan – bogor (Yulianti bramasto, naning Yuniarti, Dede js dan agus astho) atas dorongan semangat dan diskusi panjang untuk penyempurnaan tulisan ini.

bogor, 8 juni 2016

penyusun

5Penebar Swadaya

Keberhasilan penanaman terutama dalam skala yang besar sangat dipengaruhi oleh faktor-faktor biotik, klimatik, edafik, teknik dan manajemen. secara tidak langsung faktor teknik seringkali dinyatakan

sebagai penyebab utama kegagalan, misalnya karena rendahnya mutu benih. untuk membedakan suatu kelompok benih (seed lot) bermutu atau tidak, secara visual sangat sukar. apabila benih ditanam tanpa melalui proses pengujian mutu maka perbedaan baru akan terlihat setelah benih tumbuh di lapangan atau setelah tanaman berproduksi sehingga konsumen akan dirugikan karena kehilangan waktu, biaya dan kemungkinan harus melakukan penanaman ulang (sadjad,1980). oleh karena itu, perlu dilakukan pengujian benih sebelum benih digunakan di lapangan. informasi yang diperoleh dari pengujian benih akan bermanfaat bagi produsen, penjual maupun konsumen karena mendapat keterangan yang dapat dipercaya tentang mutu dari suatu kelompok benih.

viabilitas benih merupakan daya hidup benih yang ditunjukkan oleh fenomena pertumbuhan atau gejala metabolismenya. indikator yang dapat dipakai dalam pengujian viabilitas dapat berupa gejala pertumbuhan kecambah dan dapat juga menggunakan indikator proses metabolisme. aturan yang dipakai dalam pengujian benih pohon, sebagian besar berdasarkan aturan Association of Seed Analyst (aosa) dan International Seed Testing Association (ista).pengujian viabilitas benih dengan menggunakan indikator pertumbuhan kecambah sering disebut dengan indikasi langsung. pada pengujian ini, penilaian dilakukan terhadap kenormalan pertumbuhan kecambah dalam jangka waktu tertentu. uji perkecambahan yang dilakukan terutama di laboratoium dapat menggunakan media pengujian alami atau buatan. media alami yang umum digunakan adalah tanah, pasir atau pasir kwarsa, sedangkan media buatan yang sering digunakan adalah media kertas, misalnya kertas towel, kertas merang dan sebagainya.

PENDAHULUAN1

6 Penebar Swadaya

pengujian benih merupakan kegiatan penilaian secara objektif tentang mutu benih yang diproduksi atau diedarkan. Kegiatan ini dapat dilaksanakan dengan baik bila dilakukan standardisasi terhadap metode, tenaga penguji (laboran), kondisi benih uji dan parameter yang digunakan untuk menilai hasil pengujian tersebut. analisis mutu benih secara konvensional merupakan analisis mutu benih yang lazim dilakukan di laboratorium pengujian benih, terutama dalam rangka produksi benih bersertifikat atau berlabel; kegiatan yang dilakukan mencakup pengujian rutin (kadar air, kemurnian, berat 1000 butir dan pengujian daya tumbuh) serta pengujian spesifik (pengujian viabilitas benih secara biokimia, pengujian heterogenitas kelompok, pengujian kesehatan, pengujian kebenaran atau verifikasi jenis atau kultivar dan pengujian vigor benih).

pendugaan potensial perkecambahan dari suatu kelompok benih dengan mengecambahkan secara langsung merupakan suatu metode yang hampir relevan dalam praktek bidang kehutanan, tetapi pengujian tersebut membutuhkan waktu lama bahkan untuk jenis tertentu yang mengalami dormansi lebih lama lagi waktu pengujiannya. banyak jenis tanaman kehutanan memiliki permasalahan dalam ketersediaan benihnya, yaitu viabilitas benih yang pendek dengan interval di antara waktu panen yang panjang. pada keadaan ini benih harus segera ditabur, meskipun dilakukan pada saat yang tidak optimal. umumnya, keterangan tentang mutu pada benih-benih seperti ini harus segera diperoleh. penggunaan uji cepat merupakan salah satu solusi permasalahan dalam mendapatkan kepastian informasi mutu benih dalam jangka waktu singkat.

Keterangan viabilitas dapat diperoleh dalam waktu singkat bila menggunakan metode pengujian berdasarkan proses metabolisme. pengujian ini sering disebut juga dengan metode indikasi tak langsung atau uji cepat. Diperlukan pertimbangan tertentu dalam penggunaan suatu metode uji cepat, terutama pertimbangan teknis, ekonomis dan yang paling penting adalah tingkat keakuratan hasil pendugaan. Dalam melakukan evaluasi dibutuhkan pemahaman yang baik mengenai struktur anatomi dan watak benih karena pada uji ini yang menjadi objek pengamatan adalah respon atau perubahan kondisi jaringan. Kondisi tersebut juga mudah terkontaminasi jamur sehingga pengujian ini harus dilakukan dalam kondisi aseptik, misalnya dilakukannya sterilisasi terhadap bahan, alat, benih dan ruang pengujian.

7Penebar Swadaya

2.1. KoNSEP vIABILITAS BENIHfaktor-faktor yang mempengaruhi viabilitas benih adalah faktor genetis, kerusakan benih, kondisi lingkungan selama perkembangan benih, ukuran dan berat jenis, kerusakan selama proses penanganan dan kerusakan saat imbibisi pada perkecambahan (Copeland, 1976).mutu benih adalah nilai yang menjadi target teknologi benih yang mencakup mutu fisik, mutu fisiologis, dan mutu genetik. Ketiganya merupakan satu kesatuan yang tidak dapat dipisahkan.viabilitas merupakan refleksi dari mutu benih, dapat didefinisikan sebagai daya hidup yang ditunjukkan oleh fenomena pertumbuhan atau gejala metabolismenya dan dapat pula ditunjukkan oleh kondisi organel sitoplasma atau kromosom. gordon (1992), viabilitas adalah kemampuan yang dimiliki oleh benih untuk berkecambah, sedangkan perkecambahan adalah keberhasilan proses di dalam benih untuk menghasilkan semai yang baik di persemaian.

viabilitas benih dalam dimensi waktu dapat digambarkan sebagai garis-garis viabilitas,yang masing-masing disebutkan sebagai garis kapasitas

vIABILITAS BENIH2

Gambar 1. Hubungan antara viabilitas dan vigor

8 Penebar Swadaya

berkecambah, garis kecepatan tumbuh dan garis vigor nyata (sadjad, 1993).analisis viabilitas dapat dikelompokan menjadi viabilitas absolut dan viabilitas relatif. viabilitas absolut menyangkut keadaan viabilitas benih sebenarnya dan bukan viabilitas benih untuk perbandingan dengan menggunakan rujukan standar yang ditentukan berdasarkan suatu kesepakatan. viabilitas relatif dalam konteks kualitas metabolisme benih adalah status viabilitas benih untuk tujuan komparatif antara dua kelompok benih atau antar perlakuan dalam suatu percobaan.

uji viabilitas benih sebagai manifestasi laboratoris ditujukan untuk mengetahui mutu fisiologis sebelum ditanam dan untuk menduga status viabilitas benih (sadjad, 1993), yaitu sebagai berikut.

1. Viabilitas potensial

menunjukan kemampuan benih untuk menghasilkan produk optimum apabila ditanam dalam kondisi optimum karena tanaman yang tumbuh dari benih tersebut normal. viabilitas potensial ini ditunjukkan dengan tolok ukur daya berkecambah.

2. Viabilitas total

mencerminkan daya hidup benih yang hanya ditunjukkan oleh gejala hidup benih melalui metabolisme benih, yang dinyatakan misalnya oleh kemampuan respirasi benih pada saat tertentu.

3. Vigor benih

terdiri dari vigor kekuatan tumbuh dan vigor daya simpan. vigor daya tumbuh menunjukkan kemampuan benih untuk menghasilkan produk optimum walaupun ditanam pada kondisi sub optimum karena tanaman yang tumbuh dari benih tersebut normal; yang ditunjukkan oleh tolok ukur kecepatan tumbuh. vigor daya simpan menunjukan kemampuan benih untuk menghasilkan produk yang normal walaupun di tanam dalam keadaan optimum maupun sub optimum dan walaupun telah disimpan lama dalam kewajaran hitungan waktu dan keadaan simpan; yang ditunjukkan oleh tolok ukur keserempakan tumbuh.

9Penebar Swadaya

2.2. DETEKSI vIABILITAS BENIHviabilitas benih dapat dideteksi melalui beberapa pendekatan, pendekatan yang paling lazim dilakukan adalah melalui pendekatan fisiologis. metode pendekatan fisiologis dibagi menjadi metode langsung dan tidak langsung. metode langsung yaitu apabila pengamatan dilakukan pada setiap individu, sedangkan metode tidak langsung jika deteksi viabilitas dilakukan terhadap sejumlah benih sekaligus. Deteksi viabilitas benih dari gejala pertumbuhan disebut penilaian dengan indikasi langsung, sedangkan penilaian viabilitas benih dari gejala metabolisme, bentuk fisik yang kesemuanya tanpa memperlihatkan gejala pertumbuhan disebut pendekatan dengan indikasi tidak langsung.

berdasarkan kedua komponen metode pendekatan dan indikasi yang digunakan, maka pengujian viabilitas dapat dikelompokan sebagai berikut:

1. Metode langsung dan indikasi langsung

setiap individu benih dinilai kenormalan pertumbuhannya dalam jangka waktu tertentu, contohnya adalah pengujian viabilitas benih dengan parameter daya berkecambah di atas substrat kertas merang.

2. Metode langsung dan indikasi tidak langsung

misalnya pengujian viabilitas benih dengan menggunakan uji tetrazolium. individu benih dinilai hidup atau matinya dengan mengamati warna embrionya. Warna merah merupakan indikasi terjadinya metabolisme di dalam embrio atau struktur tumbuh lainnya sebagai petunjuk benih hidup, sebaliknya jika embrio atau struktur tumbuh benih tidak berwarna merah menunjukkan benih itu mati.

3. Metode tidak langsung dan indikasi langsung

Contoh pengujian viabilitas benih dengan parameter bobot kering sejumlah kecambah. sekelompok benih ditanam dahulu, lalu kecambahnya ditimbang bersama-sama, tidak satu per satu individu ditimbang.

10 Penebar Swadaya

4. Metode tidak langsung dan indikasi tidak langsung

misalnya pengujian viabilitas benih dengan menggunakan uji daya hantar listrik. Daya berkecambah benih dihitung berdasarkan tingkat kebocoran sel yang dilakukan pada sejumlah benih, benih yang mempunyai tingkat viabilitas yang baik akan memperlihatkan hasil pengukuran daya hantar listrik yang lebih rendah dibanding benih yang mempunyai viabilitas yang rendah.

2.3. DETEKSI vIABILITAS BENIH BERDASARKAN GEjALA mETABoLISmE

pengujian viabilitas benih dengan menggunakan indikator gejala pertumbuhan kecambah biasanya memerlukan waktu yang relatif lama. umumnya, pada jenis pohon hutan, waktu yang diperlukan berkisar antara 14–30 hari. Dalam beberapa keadaan, jenis-jenis tertentu secara normal akan berkecambah lambat atau menunjukkan gejala dormansi sehingga informasi mengenai viabilitas benih tidak dapat segera diperoleh. Keadaan ini sangat berpengaruh terhadap keputusan pengadaan benih, khususnya untuk keperluan penanaman skala luas (Zanzibar, 1996). guna mengatasi kendala-kendala tersebut diperlukan metode pengujian viabilitas yang dapat menduga secara akurat namun lebih cepat dari pada pengujian perkecambahan. tujuan dari uji cepat viabilitas adalah untuk (1) menentukan secara cepat viabilitas benih suatu spesies yang berkecambah normal secara lambat atau menunjukkan dormansi di bawah perkecambahan normal (2) menentukan viabilitas dari suatu sampel yang pada akhir uji perkecambahan menyatakan suatu persentase yang tinggi dari yang tidak berkecambah. beberapa metode uji cepat yang dapat digunakan, antara lain: uji belah, uji tetrazolium, uji hidrogen peroksida, metode radiografi, uji eksisi embrio dan uji daya hantar listrik.

11Penebar Swadaya

3. STRUKTUR ANATomI DAN WATAK BENIH

3.1. STRUKTUR ANATomI BENIHpemahaman mengenai struktur benih merupakan modal utama dalam mengevaluasi hasil uji cepat viabilitas benih. pada uji cepat yang menjadi objek pengamatan adalah respon atau perubahan kondisi jaringan yang menunjukan hidup atau matinya sel penyusun jaringan tersebut.

menurut strukturnya, benih adalah suatu ovul yang telah masak dan mengandung satu tanaman mini atau embrio yang biasanya terbentuk dari bersatunya sel generatif (gamet) di dalam kandung embrio serta cadangan makanan yang mengelilingi embrio. letak benih pada buah tidak selalu berada di bagian dalam, tetapi dapat pula berada di permukaan buah misalnya pada jenis jambu mete. struktur anatomi benih terdiri dari tiga bagian dasar, yaitu:

1. Embrio

embrio adalah satu tanaman baru yang terjadi dari bersatunya gamet jantan dan gamet betina pada proses pembuahan. embrio yang mengalami perkembangan sempurna akan terdiri dari struktur-struktur, seperti epikotil (bakal pucuk), hipokotil (bakal akar) dan kotiledon (bakal daun).jenis tanaman dalam kelas angiospermae dikelompokkan berdasarkan banyaknya jumlah kotiledon, tanaman monokotil mempunyai satu kotiledon sedangkan tanaman dikotil mempunyai dua kotiledon, misalnya tanaman legum. sedangkan pada kelas gymnospermae, pada umumnya mempunyai lebih dari dua kotiledon, misalnya pada pinus (Pinus sp.) dapat mempunyai sampai 15 kotiledon.

STRUKTUR ANATomI DAN WATAK BENIH3

12 Penebar Swadaya

2. Cadangan makanan

pada benih ada beberapa struktur yang dapat berfungsi sebagai jaringan penyimpan cadangan makanan, antara lain: kotiledon (misalnya,tanaman dari famili leguminoceae), endosperm (misalnya, pada tanaman famili arecaceae seperti kelapa), perisperm (misalnya, pada tanaman dari famili Chenopodiaceae), gametophyte betina yang haploid (misalnya, pada kelas gymnospermae seperti pinus). Cadangan makanan yang tersimpan dalam biji atau benih umumnya terdiri atas karbohidrat, lemak, protein, dan mineral. Komposisi dan persentasenya berbeda-beda tergantung jenis benih.

Tabel 1. Kandungan Biokimia Benih Panen Baru Beberapa Jenis Tanaman Hutan

Parameter UnitMelaleuca

leucadendronFagraea fragrans

Michelia campaka

Kadar air % 10,06 15,9 43,15

Kadar abu % 6,14 1,66 3,68

lemak total % 8,32 28,92 23,05

protein % 3,38 12,82 18,4

Karbohidrat total % 72,09 40,69 11,71

lemak jenuh % - - 9,52

lemak tak jenuh % - - 13,41sumber : Zanzibar (2010)

menurut justice dan bass (2002), benih berkadar lemak tinggi (oily seed) cenderung tidak tahan disimpan lama, terutama bila kandungan asam lemak tak jenuhnya tinggi. proses oksidasi yang terjadi selama penyimpanan dapat memutuskan ikatan rangkap dari asam lemak tak jenuh sehingga menghasilkan radikel-radikel bebas yang dapat bereaksi dengan lipida lainnya yang menyebabkan rusaknya struktur membran sel. percepatan kemunduran kemudian pada benih berprotein (protein seed) dan selanjutnya benih berkarbohidrat (starchy seed).

13Penebar Swadaya

3. Pelindung benih

pelindung benih dapat terdiri dari kulit, sisa-sisa nukleus dan endosperm serta kadang-kadang bagian dari buah. umumnya, kulit benih berasal dari integumen ovule yang mengalami modifikasi selama proses berlangsungnya pembentukan benih. biasanya kulit benih bagian luar akan keras dan kuat dengan warna yang gelap (cokelat atau hitam), sedangkan bagian dalamnya tipis dan berupa selaput. Kulit benih berfungsi untuk melindungi benih dari kekeringan, kerusakan mekanis atau serangan serangga, fungi dan bakteri.Dalam hal penggunaan cadangan makanan terdapat perbedaan di antara sub kelas monokotil dan dikotil, di mana pada monokotil cadangan makanan dalam endosperm baru akan dicerna setelah benih masak dan dikecambahkan serta setelah menyerap air, sedangkan pada dikotil cadangan makanan yang terdapat dalam kotiledon atau perisperm sudah mulai dicerna dan diserap oleh embrio sebelum benih masak.

Gambar 2. Struktur tumbuh benih Gymnospermae dan Angiospermae (a). Penampang melintang benih Pinus pendrosa dan (b). Penampang melintang

benih Centrolobium paraense (Sumber : Bonner et al, 1994).

a

b

3.2. WATAK BENIHviabilitas benih juga sangat dipengaruhi oleh watak benih, yaitu apakah benih tersebut berwatak ortodoks, intermediate atau rekalsitran. benih ortodoks dapat disimpan lama pada tingkat kadar air rendah dan

14 Penebar Swadaya

memiliki dormansi, benih intermediate dapat dikeringkan sampai pada kadar air rendah sesuai klasifikasi ortodoks, tetapi peka terhadap suhu rendah, sedangkan benih rekalsitran adalah benih yang cepat menurun viabilitasnya, penyimpanannya memerlukan kadar air tinggi atau sama dengan kadar air benih segar. Watak benih beberapa jenis tanaman hutan dan teknologi penanganan secara umum tertera pada tabel 2.

Tabel 2. Watak Benih Jenis Tanaman Hutan

Ciri Sifat Ortodoks Intermediate Rekalsitran

jenis mangium, cempaka, jabon, jati, johar,kihiang, kihujan, manglit, puspa, randu, sawo kecik, sengon, sonobritz, tusam, tisuk

damar, mahoni, gmelina, jengkol, kesambi, kemiri,lame, mindi, suren

buni, rasamala, mimba, sukun, bisbul, jamblang, kecapi, kemang, kesemek, melinjo manggis, matoa

Kadar air benih dan suhu penyimpanan

toleran terhadap pengeringan dan suhu rendah, toleransi kadar air penyimpanan 6–8%, suhu -4–20o C

toleran terhadap pengeringan dan suhu rendah. toleransi kadar air penyimpanan 12–15%, suhu 0–8o C

tidak toleran terhadap pengeringan dan suhu rendah. toleransi kadar air penyimpanan 20–40%, suhu 15–25o C

potensi waktu penyimpanan

beberapa tahun hingga puluhan tahun

beberapa bulan, seringkali hingga 1–2 tahun

beberapa hari/minggu. maksimum 1 bulan.

ukuran benih

Kecil hingga medium, umumnya kulit benihnya keras dan liat

bervariasi dari kecil hingga besar

umumnya berukuran besar

Dormansi sering terjadi Dormansi lemah tidak ada dormansi. Kemasakan dan perkecambahan terjadi dalam selang waktu yang singkat

metabolisma pada saat masak

tidak aktif Kurang aktif aktif

sumber : schmidt (2002), 1) menurut klasifikasi ellis et al.,(1990)

15Penebar Swadaya

PENARIKAN CoNToH4

Penarikan contoh benih untuk diuji sangat penting agar informasi yang diperoleh benar-benar mewakili kelompok benih. prinsip penarikan contoh benih adalah mengambil benih dari beberapa

bagian dari suatu kelompok benih yang kemudian dicampurkan menjadi satu. ada empat tahapan penarikan contoh benih (bonner et al., 1994),yaitu:

4.1. CoNToH PRImERContoh primer adalah benih yang diambil dalam jumlah besar dari berbagai tempat, baik wadah maupun bulk. Contoh primer dapat diambil dengan tangan atau dengan seed trier atau alat untuk mengambil benih. apabila menggunakan tangan maka pengambilan contoh benih harus dilakukan pada kedalaman 40 cm dari wadah atau bulk. Dalam beberapa hal dan untuk spesies tertentu, terutama yang benihnya sukar untuk dialihkan, cara pengambilan contoh dengan tangan lebih memuaskan tetapi cara lebih umum adalah dengan menggunakan seed trier. alat ini terbuat dari logam yang mempunyai celah atau lubang-lubang di satu sisi sehingga contoh benih dapat masuk, contoh seed trier adalah stick trier dan nobble trier.

4.2. CoNToH CAmPURANContoh campuran adalah semua contoh primer yang dijadikan satu dan dicampur dalam satu tempat. biasanya contoh campuran jauh lebih besar dari yang diperlukan sehingga harus dikurangi. semua contoh primer dijadikan satu dan dicampur bersama-sama dalam sebuah wadah, misalnya

16 Penebar Swadaya

kaleng, kantung kotak atau tray. jumlah contoh campuran tersebut jauh lebih besar dibanding contoh yang diperlukan untuk pengujian, oleh karena itu masih harus dikurangi lagi.

4.3. CoNToH KIRImContoh kirim adalah contoh campuran yang telah dikurangi sampai jumlah berat tertentu yang telah ditetapkan, kemudian dikirim ke laboratorium pengujian benih.

4.4. CoNToH KERjAContoh kerja adalah contoh benih yang diambil dari contoh kirim dan digunakan sebagai bahan pengujian benih di laboratorium. untuk mendapatkan contoh uji yang seragam, maka contoh harus diaduk terlebih dahulu di dalam suatu alat pengaduk kemudian diacak. metode pengacakan yang dapat digunakan antara lain: metode pembagi secara mekanik, metode pengacakan dengan cangkir, metode paroan yang diubah dan metode sendok. penentuan berat contoh kerja dapat didasarkan pada jumlah benih per satuan berat tertentu.

gambar 3. beberapa wadah penyimpanan benih tanaman hutan (a) dan ruang simpan (b). Wadah dan tempat dilakukannya penarikan contoh benih.

a b

17Penebar Swadaya

sebelum melakukan penarikan contoh harus dipastikan bahwa kelompok benih yang akan diuji dalam kondisi seragam. apabila ditemukan dokumen atau bukti lain yang berbeda atau dalam kelompok benih tersebut ditemukan perbedaan-perbedaan lainnya maka kegiatan penarikan contoh tidak dapat dilaksanakan. benih yang disimpan dalam wadah, harus dipastikan bahwa wadah tersebut kondisinya masih baik, tidak berbahaya bagi benih serta terhindar dari kontaminasi mikroba (gambar 3). semua wadah telah memiliki label/identitas, baik sebelum maupun sesudah melakukan penarikan contoh. masing-masing wadah ditata dengan rapi sehingga asesibilitasnya tinggi. benih dalam wadah-wadah karung atau kaleng yang beratnya kurang lebih seragam (15–100 kg), umumnya benih granula, jumlah contoh primer yang diambil adalah sebagai berikut (ista, 2006) pada tabel 3.

Tabel 3. Jumlah wadah dan minimum jumlah contoh primer penarikan contoh pada benih granula

Jumlah Wadah Minimum Jumlah Contoh Primer

1–4 3 contoh primer dari masing-masing wadah



16–30 15 contoh primer dari kelompok benih

31–59 20 contoh primer dari kelompok benih

60 atau lebih 30 contoh primer dari kelompok benih

benih dalam satu wadah yang besar, benih pipih atau yang dihamparkan, jumlah contoh primer yang diambil adalah sebagai berikut (ista, 2006) pada tabel 4.

18 Penebar Swadaya

Tabel 4. Ukuran kelompok benih dan minimum jumlah contoh primer penarikan contoh pada benih pipih atau yang dihampar

Ukuran Kelompok Benih Minimum Jumlah Contoh Primer

s/d 500 kg paling sedikit 5 contoh primer

501–3.000 kg 1 contoh primer dari setiap 300 kg tetapi tidak kurang dari 5 contoh primer

3.001–20.000 kg 1 contoh primer dari setiap 500 kg, tetapi tidak kurang dari 10 contoh primer

> 20.001 kg 1 contoh primer dari setiap 700 kg, tetapi tidak kurang dari 40 contoh primer

panduan berat minimum contoh kerja benih tanaman hutan

(bonner et al, 1994) dapat dilihat pada tabel 5.

Tabel 5. Berat minimum contoh kerja untuk pengujian benih tanaman hutan

Jumlah Benih per gram (Butir)

Ukuran Contoh Kerja Minimum

(g)

Jumlah Benih per gram (Butir)

Ukuran Contoh Kerja Minimum (g)

< 5.05.0–7.07.0–1010–1515–2020–2525–3030–3535–4040–5050–6060–7070–80

500300–400200–300140–240100–17085–12570–10060–9054–7542–6536–5430–4627–40

80–9090–100100–125125–150150–175175–200200–250250–300300–350350–400400–500500–705> 750

24–3522–3217–2815–2313–2011–179,0–158,0–126,5–105,5–8,54,5–7,53,0–6,0

3,0

19Penebar Swadaya

UjI PERKECAmBAHAN5

5.1. PRINSIP UjI PERKECAmBAHANpengujian ini sering juga disebut indikasi langsung; setiap individu benih atau kecambah yang tumbuh dinilai kenormalan pertumbuhannya dalam waktu tertentu (mugnisjah dan setiawan, 1990). Daya berkecambah benih memberikan informasi kepada pemakai benih akan kemampuan benih tumbuh normal menjadi tanaman yang berproduksi wajar di bawah kondisi lingkungan yang optimum.

parameter yang digunakan berupa persentase kecambah normal berdasarkan penilaian terhadap struktur tumbuh embrio. persentase perkecambahan adalah jumlah kecambah normal yang dapat dihasilkan oleh benih murni pada kondisi yang menguntungkan dalam jangka waktu yang telah ditetapkan. Kegiatan uji perkecambahan dapat dilakukan di dalam laboratorium maupun di lapangan, tetapi secara umum kegiatan tersebut lebih sering dilakukan di laboratorium karena beberapa atau seluruh kondisi lapangan dapat dikendalikan dengan teratur sehingga memberikan hasil perkecambahan yang akurat dan mewakili contoh benih yang diuji.

pengujian di laboratorium dapat dilakukan dengan mudah dan menghasilkan data pengujian yang mempunyai korelasi positif dengan kenyataannya nanti di lapangan. beberapa faktor yang perlu diperhatikan dalam uji perkecambahan adalah sebagai berikut.1. Kondisi lingkungan di laboratorium harus menguntungkan bagi

perkecambahan benih dan terstandardisasi.

20 Penebar Swadaya

2. pengamatan dan penilaian baru dilakukan pada saat kecambah mencapai suatu fase perkembangan, di mana dapat dibedakan antara kecambah normal dan kecambah abnormal.

3. pertumbuhan dan perkembangan kecambah harus sedemikian rupa sehingga dapat dinilai sebagai kecambah yang mempunyai kemampuan tumbuh menjadi tanaman normal dan kuat pada keadaan yang menguntungkan di lapangan.

4. lama pengujian harus dalam jangka waktu yang telah ditentukan, sesuai dengan aturan standardisasi pengujian untuk jenis yang bersangkutan.

5.2 . PRoSES PERKECAmBAHANproses perkecambahan merupakan suatu rangkaian yang kompleks dari perubahan-perubahan morfologi, fisiologi dan biokimia. secara teknis, perkecambahan dimulai sejak kulit benih pecah dan sebuah akar hidup/muncul, sedangkan secara praktis biasanya perkecambahan terjadi bila kecambah muncul di atas permukaan tanah. menurut lauridsen (1995), perkecambahan adalah proses yang terjadi pada benih tidak dorman yang berakhir dengan muncul dan tumbuhnya akar embrio (radikel). sekali proses ini terjadi, tidak dapat kembali ke keadaan semula, yaitu benih tidak dapat kembali ke kondisi dorman lagi.

proses perkecambahan benih dapat dibedakan atas dua macam proses, yaitu proses perkecambahan fisiologis dan perkecambahan morfologis. pada proses perkecambahan fisiologis, secara biologis terjadi beberapa proses yang berurutan selama perkecambahan, meliputi : penyerapan air (water absorption), pencernaan (digestion), pengangkutan makanann (food transfer), asimilasi (assimilation), pernapasan (respiration) dan pertumbuhan (growth). proses perkecambahan secara morfologis merupakan tahapan sesudah proses pengangkutan makanan dan pernapasan. bradbeer (1988) membagi proses perkecambahan menjadi proses fisiologis dan proses biokimia. proses fisiologis meliputi: proses imbibisi, pertumbuhan dan perkembangan kecambah, proses etiolasi dan pembangunan organ tanaman yang berperan dalam proses fotosintesis,

21Penebar Swadaya

sedangkan proses biokimia terdiri atas: mobilisasi cadangan makanan dan proses sintesa protein.

proses perkecambahan melibatkan dua proses metabolisme, yaitu katabolisme dan anabolisme. proses katabolisme berpengaruh terhadap simpanan makanan, sehingga menghasilkan energi dan pembentukan sel-sel baru untuk pertumbuhan. proses katabolisme dan anabolisme masing-masing dilakukan di dalam organ yang terpisah. Katabolisme terjadi di endosperma, sedangkan anabolisme di dalam embrio.

5.3. KoNDISI LINGKUNGAN PERKECAmBAHAN

perkecambahan benih terjadi apabila dormansi sudah hilang dan ditanam pada kondisi lingkungan yang sesuai. Kondisi lingkungan tersebut adalah sebagai berikut :

1. Suhu

uji perkecambahan yang dilakukan di laboratorium umumnya memerlukan suhu yang konstan antara 25–30° C. setiap jenis mempunyai regim suhu spesifik tersendiri, misalnya untuk jenis Dalbergia nigrescens dan D. Oliveri membutuhkan suhu sekitar 30° C untuk perkecambahan dan laju perkecambahan maksimumnya (bhodthipuks et al, 1994), sedangkan benih Pinus merkusii dan P. kesiya membutuhkan kisaran suhu antara 20–30° C (ista, 1991). suhu normal di daerah-daerah tropis lebih cocok untuk perkecambahan dibanding suhu di daerah yang lain sehingga uji perkecambahan dapat dilakukan tidak hanya pada suhu ruang tetapi juga dapat dilakukan di luar.

2. Cahaya

Cahaya merupakan variabel yang harus dipenuhi dalam kegiatan uji perkecambahan, sumber cahaya yang digunakan di laboratorium umumnya adalah lampu flouresen. Cahaya flouresen yang putih dan dingin lebih direkomendasikan karena mentransmisikan panas yang lebih rendah

22 Penebar Swadaya

dibanding jenis yang lain. periode pencahayaan yang diperlukan selama proses perkecambahan umumnya selama 8 jam per hari.

3. Kelembaban

jumlah air yang dibutuhkan oleh masing-masing individu benih dalam proses perkecambahan sangat kecil. pengambilan air oleh benih terjadi melalui tiga fase, yaitu fase imbibisi, fase transisi dan fase pertumbuhan. air umumnya digunakan untuk melembabkan media yang berhubungan dengan aerasi. Kelebihan air akan menyebabkan oksigen yang tersedia menjadi berkurang dan akan mempengaruhi terhadap keberhasilan perkecambahan.

4. Media

syarat-syarat media yang baik untuk perkecambahan antara lain: mempunyai porositas yang cukup sehingga terdapat aerasi udara dan drainase air yang diperlukan oleh benih yang sedang berkecambah, bebas dari fungi dan jasad renik lainnya dan tidak beracun bagi kecambah. media yang umum digunakan dalam pengujian perkecambahan ada dua macam, yaitu media alami dan media buatan. Contoh media alami adalah tanah, pasir dan bata merah, sedangkan media buatan misalnya kertas towel, kimpak, blotter, dan kertas merang. penggunaan kertas sebagai media perkecambahan dapat dilakuan melalui beberapa metode berikut.a. uji antar-Kertas (uaK): digunakan untuk benih-benih yang tidak peka

cahaya dalam perkecambahannya.b. uji Di atas Kertas (uDK): digunakan untuk benih-benih berukuran

kecil yang membutuhkan cahaya dalam perkecambahannya.c. uji Kertas Digulung didirikan dalam plastik (uKDdp) : digunakan

untuk benih-benih berukuran besar yang tidak peka cahaya dalam perkecambahannya.

5. Wadah

Wadah yang digunakan pada pengujian perkecambahan harus disesuaikan dengan jumlah dan ukuran benih yang diuji, misalnya cawan petri hanya

23Penebar Swadaya

cocok digunakan untuk benih-benih yang berukuran kecil, bak kecambah lebih cocok karena dapat digunakan dengan berbagai jenis media.

5.4. PRoSEDUR DAN EvALUASI UjI PERKECAmBAHAN

prosedur pengujian perkecambahan meliputi: perlakuan pendahuluan, pengujian, evaluasi dan waktu optimum pengujian.

5.4.1. Perlakuan pendahuluanbenih ditabur pada media yang lembab dalam wadah dengan jumlah ulangan tertentu, untuk pengujian yang menggunakan media alami tidak harus diletakan dalam germinator tetapi jika untuk keperluan pengujian yang spesifik atau menggunakan media kertas maka harus menggunakan germinator.

salah satu kendala dalam kegiatan perkecambahan benih adalah sifat dormansi yang dimiliki benih. Dormansi benih menunjukkan suatu keadaan di mana benih-benih yang sehat (viable) gagal untuk berkecambah ketika berada dalam kondisi yang secara normal baik untuk perkecambahan, seperti kelembaban yang cukup, suhu dan cahaya yang sesuai. ada beberapa tipe dormansi dan kadang-kadang lebih dari satu tipe terjadi dalam benih yang sama. Di alam, dormansi dipatahkan secara perlahan-lahan oleh suatu kejadian lingkungan yang khas. Dormasi yang disebabkan oleh kulit benih yang keras dapat diatasi melalui pengikisan perlahan-lahan atau cepat, dormansi kondisi gelap dapat dipatahkan dengan pemberian cahaya. Dormansi benih dapat menguntungkan atau merugikan dalam kegiatan penanganan benih. Keuntungannya adalah bahwa dormansi dapat mencegah benih dari perkecambahan selama proses penyimpanan dan penanganan lainnya, sedangkan sisi merugikan adalah dormansi dapat mengurangi jumlah semai karena terjadi kegagalan perkecambahan, khususnya kepentingan penanaman skala besar sehingga berpengaruh terhadap target produksi. guna mengatasi masalah tersebut maka dilakukan perlakuan pendahuluan. selain mempercepat proses perkecambahan, perlakuan pendahuluan yang tepat akan memberikan

24 Penebar Swadaya

manfaat lain, di antaranya adalah menghemat benih, menentukan saat penyapihan yang tepat dan mendapatkan semai yang seragam pertumbuhannya (Willan, 1985). ada beberapa cara perlakuan pendahuluan untuk mematahkan dormansi benih di antaranya adalah: 1. mengurangi ketebalan kulit benih (skarifikasi).2. merendam benih dalam air.3. menggunakan zat kimia, misalnya dengan asam giberalat (ga3), potasium

nitrat (Kno3), dan asam sulfat (h2so4).4. perlakuan benih dalam kondisi lembab dengan suhu dingin atau hangat

(stratifikasi).

5.4.2. Pengujianpengujian benih dilakukan pada perwakilan sejumlah contoh dengan menganalisis beberapa parameter fisik dan fisiologis. parameter yang diuji sebagai berikut. 1. Berat benih

berat benih mempunyai pengaruh terhadap vigor, yaitu berhubungan dengan kecepatan perkecambahan dan perkembangan semai serta berkaitan dengan perhitungan perencanaan program penanaman.

2. Kemurnian

Kemurnian mempunyai pengaruh terhadap kemurnian varietas (dalam hal ini spesies) sehingga berkorelasi dengan harga. Ketidakmurnian jenis dapat menjadi jalan masuknya patogen.

3. Kadar air

Kadar air berhubungan penting dengan teknik penyimpanan dan daya hidup (viabilitas).

4. Viabilitas dan perkecambahan

viabilitas dan perkecambahan menggambarkan secara langsung viabilitas potensial dan viabilitas aktual yang dimiliki oleh suatu kelompok benih dan merefleksikan hasil kecambah yang diharapkan pada saat berada di persemaian.

25Penebar Swadaya

5.4.3. Evaluasi Uji dan Waktu Pengujianevaluasi uji perkecambahan dilakukan terhadap kecambah normal, kecambah abnormal dan benih tidak berkecambah. umumnya evaluasi dilakukan secara periodik dengan jangka waktu yang sama antar pengamatan. hal-hal yang dievaluasi sebagai berikut.

1. Kecambah normal

Kecambah normal adalah kecambah yang memiliki kemampuan untuk tumbuh menjadi tanaman normal jika ditanam di bawah kondisi lingkungan yang mendukung, memiliki hipokotil, epikotil berkembang baik, tanpa kerusakan terutama pada jaringan pendukung dan plumula normal. menurut Kamil (1992), kriteria kecambah normal pada umumnya apabila kebutuhan untuk perkecambahan seperti air, oksigen, dan cahaya terpenuhi, benih bermutu tinggi akan menghasilkan kecambah atau bibit yang normal. Klasifikasi kecambah normal sebagai berikut.a. Kecambah utuh

merupakan kecambah dengan semua struktur penting yang berkembang baik, lengkap, proposional dan sehat.

b. Kecambah dengan sedikit kerusakanKecambah menunjukan adanya sedikit kerusakan tertentu pada struktur pentingnya tetapi masih menunjukan perkembangan yang baik dan seimbang bila dibandingkan dengan kecambah yang lengkap atau tidak rusak.

c. Kecambah dengan infeksi sekunderKecambah-kecambah yang penampilannya seperti kecambah utuh atau kecambah dengan sedikit kerusakan tetapi terkena infeksi sekunder, yaitu infeksi fungi atau bakteri yang bersumber selain dari benih asalnya.

2. Kecambah abnormal

Kecambah abnormal tidak menunjukkan adanya potensi untuk berkembang menjadi tanaman normal jika ditumbuhkan pada media dengan kualitas baik dan di bawah kondisi lingkungan yang sesuai untuk

26 Penebar Swadaya

pertumbuhannya. Kecambah-kecambah yang diklasifikasikan sebagai kecambah abnormal antara lain sebagai berikuta. Kecambah rusak

Kecambah yang struktur pentingnya telah hilang atau jelek dan kerusakannya tidak dapat diperbaiki lagi sehingga perkembangan kecambah yang seimbang tidak dapat diharapkan.

b. Kecambah yang tidak sempurna pembentukannya atau tidak seimbangKecambah dengan perkembangan yang lemah atau secara fisiologi mengalami gangguan atau struktur-struktur pentingnya tidak terbentuk atau tidak proposional.

c. Kecambah busuk. Kecambah yang struktur pentingnya terkena penyakit hingga parah atau membusuk sebagai akibat infeksi primer sehingga perkembangan normalnya tidak dapat terjadi.

a

b

gambar 4. pengujian viabilitas benih di laboratorium menggunakan media ker tas dalam cawan petri di germinator (a) dan di rumah kaca menggunakan

media tanah (b).

27Penebar Swadaya

3. Benih tidak berkecambah

benih yang tidak berkecambah adalah benih yang hingga akhir periode pengujian tidak berkecambah, diklasifikasikan sebagai berikut:a. benih keras

benih yang sampai akhir periode pengujian tetap keras, sebab benih-benih tersebut tidak menyerap air, misalnya pada benih-benih legum yang merupakan salah satu bentuk dormansi benih.

b. benih segarbenih yang tidak keras dan juga tidak berkecambah hingga akhir pengujian tetapi tetap bersih, bernas, dan tampaknya masih hidup. sebagai salah satu bentuk dormansi, benih ini mampu menyerap air tetapi perkembangan selanjutnya terhalangi.

c. benih matibenih yang sampai akhir pengujian tidak berkecambah tetapi bukan sebagai benih keras maupun benih segar. biasanya benih mati lunak, warnanya memudar dan sering terserang fungi.

d. Katagori lainDalam keadaan tertentu benih tidak berkecambah dapat dibagi lebih lanjut menjadi benih hampa, benih tak berembrio dan benih yang rusak akibat serangan serangga.

Waktu optimum pengujian sangat ditentukan oleh jenis dan perlakuan pendahuluan yang diberikan karena dengan perlakuan pendahuluan maka waktu pengujian akan lebih pendek. secara umum waktu yang dibutuhkan berkisar antara 2–4 minggu, tetapi pada beberapa spesies memerlukan waktu yang lebih lama lagi. informasi penting hasil evaluasi uji antara lain: tipe perkecambahan (hipogeal atau epigeal), tanggal pengecambahan, perlakuan pendahuluan yang diberikan, persentase berkecambah, persentase benih keras, segar dan benih mati, persentase dan tipe kecambah abnormal.

hasil pengamatan selama periode pengujian mulai dari pengamatan pertama sampai pengamatan terakhir dicatat dan didokumentasikan. Kesesuaian jenis terhadap metode perkecambahan benih tanaman hutan dapat dilihat pada tabel 6.

28 Penebar Swadaya

Tabel 6. Metode Perkecambahan Benih Tanaman Hutan

Spesies

Kondisi Perkecambahan dan Perhitungan

Perlakuan PendahuluanSubstrat

Suhu (°C); Kelembaban

(%)

Evaluasi Pertama

(hari)

Evaluasi Akhir (hari)

Acacia aulacocarpaAcacia auriculiformisAcacia crasicarpa

uDK 24-30; 90-95 7 21

rendam air panas (80o C) selama 2 menit, biarkan dingin 24 jam

Agathis loranthifolia

uaK, uKDdp 24-30; 90-95 7 14

tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Albizia procera uDK 24-30; 90-95 7 14

rendam dalam larutan h2so4 5 menit, kemudian cuci dengan air mengalir

Alstonia scholaris

uDK, uaK 24-30; 90-95 7 21

tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Altingia excelsa uDK 24-30; 90-95 7 21tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Azadirachta indica

uDp 29-34; 60-75 7 28tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Caliandra calothyrsus

uDK, uKD 24-30; 90-95 7 14


Calophyllum inophyllum

uDp 30-35; 60-75 7 21 pengupasan kulit benih

Canarium indicum

uDp 30-35; 60-75 14 35 rendam air dingin 24 jam

Castanopsis argentea


Casuarina junghuniana

uDK 24-30; 90-95 7 28 rendam air dingin 24 jam

29Penebar Swadaya

Spesies




(%)

Evaluasi Pertama

(hari)


Casuarina equisetifolia

uDK 24-30; 90-95 7 28 rendam air dingin 24 jam

Cryptocarya massoy

uDp 29-34; 60-75 7 28 rendam air dingin selama 24 jam

Dalbergia latifolia

uKD 24-30; 90-95 7 14 rendam air dingin 24 jam

Diospyros celebica


Enterolobium cyclocarpum

uDp 29-34; 60-75 7 14


Falcataria mollucana syn.Paraserianthes falcataria

uDK 24-30; 90-95 7 14


Gliricidia sepium uDp 29-34; 60-75 7 21


Gmelina arborea uDp 29-34; 60-75 14 28tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Gyrinops versteegii


Hibiscus macrophyllus

uDK 24-30; 90-95 7 14

rendam h2so4 selama 30 menit, kemudian cuci dengan air mengalir

Instia bijuga uDp 29-34; 60-75 7 21

pengikiran dan perendaman dalam h2so4 selama 1 jam, kemudian cuci dengan air mengalir

lanjutan tabel 6.

30 Penebar Swadaya

Spesies




(%)

Evaluasi Pertama

(hari)


Khaya anthotheca


Lagerstromia speciosa


Leucaeuna glauca

uKD 24-30; 90-95 7 14


Leucaeuna leucocepala

uKD 24-30; 90-95 7 14


Maesopsis emenii

uDp 29-34; 60-75 20 45rendam dalam larutan Kno3 30 menit

Manilkara kauki uDp 29-40; 80-90 14 35

rendam jemur 3 hari, bak kecambah ditutup plastik selama 2 minggu setelah tabur.

Magnolia ovalis uDp 29-34; 60-75 7 21 rendam air dingin 24 jam

Magnolia blumei uDp 29-40; 80-90 14 21 rendam air dingin 24 jam

Magnolia champaca


Melia azedarach uDp 29-34; 60-75 7 21 retakan bagian ujung benih

Mimosops elengi uDp 29-34; 60-75 7 21

rendam air panas (80o C) 2 menit, biarkan dingin 24 jam

Palaquium rostratum

uDp 29-34; 60-75 7 28 tanpa pemecahan dormansi

lanjutan tabel 6.

31Penebar Swadaya

Spesies




(%)

Evaluasi Pertama

(hari)


Pericopsis mooniana


Pinus merkusii uDK 24-30; 90-95 7 21tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Planchonia valida


Podocarpus nerifolius

uDK 24-30; 90-95 7 21tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Pongamia pinnata


Pterocarphus indicus


Pterospermum javanicum


Santalum album uDp 29-34; 60-75 14 42 rendam air dingin 24 jam

Samanea saman

uaK 24-30; 90-95 7 14

rendam air panas (80o C) 2 menit, biarkan dingin 24 jam

Schleicera oleosa


Schima wallichii uDK 24-30; 90-95 7 21 rendam air dingin 24 jam

Sesbania grandiflora


Shorea pinanga uDp 29-34; 60-75 7 21tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Sterculia foetida uDp 29-34; 60-75 7 21

rendam h2so4selama 5 menit, lalu cuci air mengalir.

lanjutan tabel 6.

32 Penebar Swadaya

Spesies




(%)

Evaluasi Pertama

(hari)


Styrax benzoin uDp 29-34; 60-75 7 21

rendam-jemur 3 hari, bak kecambah ditutup plastik selama 2 minggu setelah tabur.

Swiethenia macrophylla


Tectona grandis uDp 29-34; 60-7514 28

rendam dalam air yang diganti setiap hari selama 3 hari, jemur 3 hari, diulang 2 kali

Terminalia catappa


Toona sinensis uDK 24-30; 90-95 6 14tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Vitex coffasus uDp 29-34; 60-75 7 21tanpa perlakuan pemecahan dormansi

Wrightia pubescens


sumber : sudrajat et al.(2015)

Keterangan :

uaK : uji di antar kertas, uDK : uji di atas kertas, uKDdp : uji di atas kertas didirikan dalam plastik, uDp : uji di atas pasir.

lanjutan tabel 6.

33Penebar Swadaya

6.1. PRINSIP PENGUjIANuji belah merupakan suatu metode uji cepat yang biasa digunakan untuk menguji viabilitas benih di lapanganuntuk memperkirakan tingkat kemasakan atau kualitas kelompok benih dalam kegiatan produksi.

metode ini merupakan salah satu cara pengujian viabilitas benih paling sederhana, dilakukan dengan cara melihat langsung dengan mata telanjang terhadap kondisi benih yang dibelah. jika endosperma berwarna normal,dan kondisi embrio baik maka kemungkinan benih tersebut dapat berkecambah. hanya melihat penampilannya secara langsung, benih tersebut seperti hidup padahal kalau dikecambahkan mungkin tidak akan tumbuh sehingga hasil pengujian ini umumnya akan memberikan nilai perkecambahan lebih besar daripada keadaan sebenarnya (bersifat sangat subjektif).

Keuntungan uji belah antara lain: merupakan metode uji viabilitas benih yang cepat dan murah, dapat digunakan di lapangan untuk memeriksa kualitas benih yang dikumpulkan pada saat pemanenan dan hasil pengujian cukup akurat untuk benih-benih yang masih segar, sedangkan kekurangannya antara lain: sulit dilakukan pada benih-benih berukuran kecil, memberikan hasil pengujian yang bias pada benih-benih yang telah mengalami penyimpanan dan merupakan uji yang merusak (bonner et al., 1994).

UjI BELAH6

34 Penebar Swadaya

6.2. mEToDE PENGUjIAN6.2.1. Bahan dan alatbahan dan alat yang digunakan adalah akuades, etanol 70% dan kertas merang. alat-alat yang digunakan adalah cawan petri, gelas piala, gunting kuku, pinset, silet, lup dan semprotan tangan (gambar 5).

6.2.2. Pemotongan dan perendaman benih

pemotongan benih dilakukan pada bagian ujung menggunakan gunting kuku atau alat pemotong lainnya. benih kemudian direndam menggunakan air dingin selama 12–24 jam, lama perendaman sangat tergantung pada kemampuan benih mengabsorbsi air. setelah benih direndam kemudian kulitnya dikupas, lalu dibelah searah keping (longitudinal). Keping benih tersebut diamati struktur tumbuhnya dengan mata telanjang atau dengan menggunakan kaca pembesar (lup).

6.3. INTERPRETASI DAN EvALUASIpengamatan dilakukan dengan melihat warna atau penampakkan struktur tumbuh. benih hidup dicirikan dengan penampakkan struktur tumbuh yang segar, mempunyai warna yang baik (umumnya berwarna putih kehijauan atau kekuningan) dan tanpa ada kerusakan mekanis ataupun yang disebabkan oleh serangga. benih mati dicirikan oleh struktur tumbuh yang kering atau kosong, mengalami kerusakan (mekanis/serangga), warnanya kuning kecokelatan serta adanya bau yang menunjukkan benih busuk (bonner et al.,1994).

metode pengujian dan kriteria benih hidup/mati terhadap 9 jenis tanaman hutan berdasarkan uji belah dapat dilihat pada tabel 7, sedangkan contoh kunci interpretasi viabilitas pada gambar 6.

gambar 5. bahan dan alat uji belah

35Penebar Swadaya

Tabel 7. Metode Uji dan Kriteria Benih Hidup/Mati Benih Tanaman Hutan Berdasarkan Uji Belah

No Jenis Metode Uji Kriteria

1 A. loranthifolia pengkondisian : (1) kupas kulit benih dengan gunting kuku, lembabkan pada 6 lembar kertas merang basah dalam cawan petri selama 24 jam (2) kupas kulit ari benih dengan pinset dan belah benih dengan silet. embrio dan endosperma harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan kondisi benih (embrio dan endosperma) dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : embrio putih atau kuning dan segar, endosperma putih dan segar, tidak terdapat kerusakan mekanis

b. benih mati : embrio putixh kekuningan dan kering atau lunak/layu, endosperma putih atau cokelat dan kering atau lunak/layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

2 T. grandis pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum. benih jangan retak, cacat, atau rusak (2) ambil satu benih dalam satu endokarpa, sterilkan dengan natrium hipoklorit 1% selama 3 menit (3) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang lembab dalam cawan petri selama 24 jam (4) kupas kulit ari dan belah benih searah keping (longitudinal) dengan silet. Extreme tip of radicle embryonic axis dan kotiledon harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakan extreme tip of radicle, embryonic axis dan kotiledon dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : embryonic axis, extreme tip of radicle dan kotiledon segar, berwarna putih

b. benih mati : embryonic axis, extreme tip of radicle dan kotiledon kering, kurang segar, lunak/layu, berwarna putih kekuningan atau putih kecokelatan.

3 S. macrophylla pengkondisian : (1) kupas kulit dengan silet (b) belah benih menjadi 2 bagian melalui titik tumbuh.

pengujian : amati warna dan penampakan titik tumbuh dan kotiledon dengan mata telanjang atau menggunakan kaca pembesar (lup).

a. benih hidup : titik tumbuh putih/kuning dan segar, endosperma putih dan segar, tidak terdapat kerusakan mekanis.

b. benih mati : titik tumbuh putih kekuningan dan kering atau lunak/layu, endosperma putih/cokelat dan kering atau lunak/layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

36 Penebar Swadaya


4 D. latifolia pengkondisian : (1) potong ujung kulit benih yang berlawanan dengan radikel dengan gunting kuku (2) lembabkan pada 6 lembar kertas merang lembab dalam cawan petri selama 16 jam. Kertas merang basah yang berisi benih tersebut dimasukkan ke dalam plastik untuk mencegah penguapan (3) kupas kulit dan belah searah keping dengan silet sehingga radikel dan kotiledon terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakan radikel dan kotiledon dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : radikel dan kotiledon berwarna putih dan segar, tidak terdapat kerusakan.

b. benih mati : radikel dan kotiledon berwarna kecokelatan, lunak atau layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

5 P. merkusii pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) kupas kulit benih dengan pinset. lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang lembab dalam cawan petri selama 24 jam (3) kupas kulit ari dengan pinset dan belah benih dengan menggunakan silet. embrio dan endosperma harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakan embrio dan endosperma dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : embrio berwarna putih atau kuning dan segar, endosperma berwarna putih dan segar, tidak terdapat kerusakan mekanis.

b. benih mati : embrio berwarna putih kekuningan dan kering atau lunak/layu, endosperma berwarna putih atau cokelat dan kering atau lunak/layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk

6 M. kauki pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum (2) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang lembab dalam cawan petri selama 24 jam (3) kupas kulit ari dan belah benih searah keping menggunakan silet, embrio harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakan embrio dan kotiledon dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : struktur tumbuh putih atau putih kekuningan dan segar, tidak terdapat kerusakan mekanis.

b. benih mati : struktur tumbuh putih bening atau putih kecokelatan dan kering atau lunak/layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

lanjutan tabel 7.

37Penebar Swadaya


7 M. azedarach pengkondisian : (1) keluarkan benih dari kulit luarnya dengan ragum (2) potong selubung radikel dengan hati-hati (3) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang lembab dalam cawan petri 24 jam (3) kupas kulit ari dengan pinset dan belah benih dengan silet, radikel dan kotiledon harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakan radikel dan kotiledon dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : struktur tumbuh berwarna putih atau kuning dan segar, tidak terdapat kerusakan mekanis.

b. benih mati : struktur tumbuh berwarna putih kekuningan atau bening dan kering atau lunak/layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

8 M.eminii pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum (2) lembabkan pada 6 lembar kertas merang lembab dalam cawan petri selama 24 jam (3) kupas kulit ari dengan pinset dan belah benih dengan menggunakan silet, radikel dan kotiledon harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakkan radikel dan kotiledon dengan mata telanjang atau lup.

a. benih hidup : radikel putih atau kuning dan terlihat segar, kotiledon putih dan segar, tidak terdapat kerusakan mekanis.

b. benih mati : radikel putih kekuningan dan kering atau lunak/layu, kotiledon putih atau cokelat dan kering atau lunak/layu, terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

9 F. moluccana pengkondisian : (1) lubangi ujung kulit benih (berlawanan dengan arah radikel) (2) rendam benih dalam akuades selama 24 jam dalam gelas piala (3) kupas kulit dan belah benih searah keping dengan silet, radikel, plumula, dan kotiledon harus terbagi dua.

pengujian : amati warna dan penampakan radikel, plumula dan kotiledon dengan mata telanjang atau kaca pembesar (lup).

a. benih hidup : radikel putih atau kuning muda dan segar, plumula putih kehijauan/kuning muda dan segar, kotiledon hijau muda/hijau kekuningan atau kuning dan segar, tidak ada kerusakan mekanis.

b. benih mati : radikel putih, putih kehijauan/kecokelatan dan kering atau lunak/layu, plumula putih, putih kekuningan, kuning atau cokelat dan kering atau lunak/layu; kotiledon hijau, hijau kecokelatan atau kuning dan kering atau lunak/layu; terdapat kerusakan mekanis, berbau busuk.

sumber : Zanzibar et al. (2003) ; Zanzibar et al. (2004)

lanjutan tabel 7.

38 Penebar Swadaya

gambar 6. Contoh kunci interpretasi viabilitas benih tanaman hutan menggunakan uji belah (Zanzibar et al., 2003; Zanzibar et al., 2004).

a = hidup, b = mati

Keterangan : 1. Agathis loranthifolia2. Gmelina arborea3. Swietenia macrophylla4. Dalbergia latifolia5. Pinus merkusii

6. Manilkara kauki7. Melia azedarach8. Maesopsis eminii9. Falcataria moluccana

1a 1b 2

3 4a 4b

5 6 7

8 9

39Penebar Swadaya

7.1. PRINSIP PENGUjIANmetode ini merupakan salah satu dari sejumlah metode uji secara biokimia yang telah dikembangkan di berbagai negara dan merupakan teknik pengujian yang cukup tepat untuk menduga viabilitas benih, dalam waktu kurang lebih 24 jam viabilitas dari suatu kelompok benih telah dapat diduga.Walaupun metode uji tetrazolium telah dinyatakan oleh ista sebagai metode resmi untuk beberapa jenis kayu daun lebar dan konifer pada tahun 1976, tetapi sampai saat ini metode dan standar pengujian dengan cara tetrazolium untuk benih tanaman hutan masih sangat sedikit yang telah dibakukan dalam peraturan pengujian internasional/ista.

metode uji tetrazolium menggunakan prinsip bahwa setiap sel hidup akan berwarna merah oleh reduksi dari suatu pewarnaan garam tetrazolium dan membentuk endapan formazan merah sedangkan sel-sel yang mati menunjukan warna putih. benih yang telah terimbibisi air kemudian dibelah dan direndam dalam larutan garam selama beberapa jam, telah dapat menunjukan reaksi yang jelas dan dapat membedakan antara sel hidup dan sel mati. reaksi tersebut diringkas sebagai berikut (byrd, 1988).

UjI TETRAZoLIUm7

2, 3, 5 trifenil tetrazolium chlorida 2, 3, 5 trifenil formazan

40 Penebar Swadaya

enzim yang mendorong terjadinya proses ini adalah dehidrogenase dan kegiatan ini berkaitan dengan respirasi. faktor-faktor yang mempengaruhi reaksi tetrazolium adalah suhu, ph larutan, perlakuan terhadap benih, konsentrasi larutan dan tekanan udara tempat pengujian (byrd, 1988).sutopo (1993), beberapa kelebihan dan kekurangan uji tetrazolium sebagai berikut.1. Dapat memberikan keterangan lebih cepat dibanding uji perkecambahan

secara langsung tetapi persiapan pelaksanaan uji tetrazolium diperlukan waktu yang lebih lama dari pada uji perkecambahan secara langsung.

2. uji tetrazolium lebih menguntungkan digunakan dalam pengujian benih-benih yang sangat dorman atau yang lambat berkecambah.

3. Kadangkala suatu kelompok benih gagal berkecambah atau mungkin berkecambah lebih lambat dari biasanya yang disebabkan oleh tipe dormansi after ripening. untuk menentukan viabilitas benih tersebut secara cepat maka dapat digunakan uji tetrazolium.

4. efek phytotoxic dari fungisida, insektisida atau fumigasi dengan metyl bromide yang telah diperlakukan pada benih tidak dapat diketahui dengan uji tetrazolium.

5. uji tetrazolium tidak selalu dapat memberikan keterangan tentang kerusakan pada benih yang disebabkan oleh proses pengeringan.

6. uji tetrazolium memerlukan lebih banyak kecakapan dan keputusan dari pada yang biasa diperlukan dalam uji perkecambahan secara langsung. seringkali diperlukan beberapa kali pembesaran untuk dapat mempelajari dengan seksama pola noda dan lokasi daerah nekrotik yang tidak ternoda.

7.2. mEToDE PENGUjIAN7.2.1. Bahan dan alatbahan dan alat yang digunakan adalah akuades, garam tetrazolium (2,3,5–triphenil tetrazolium chlorida), na2hpo4.2h2o, Kh2po4, etanol 70%, kertas merang, lembaran plastik dan aluminium foil. alat-alat yang digunakan adalah cawan petri, gelas piala, gunting kuku, pinset, silet, oven, alat pengaduk, saringan, semprotan tangan, dan timbangan.

41Penebar Swadaya

7.2.2. Pembuatan Larutan7.2.2.1. Larutan pewarnalarutan pewarna yang direkomendasikan untuk uji tetrazolium adalah larutan 2,3,5 triphenyl tetrazolium clorida atau bromida (1%) dalam larutan air, untuk pengujian lain yang tidak resmi dapat menggunakan konsentrasi larutan yang berbeda dan umumnya konsentrasi larutan yang digunakan adalah 0,5–1%. ph 6,5–7,0, jika sulit diperoleh maka harus menggunakan larutan penyangga. larutan pewarna harus disimpan di tempat gelap dan sebaiknya di dalam refrigator sehingga larutan tersebut tahan selama beberapa minggu.

larutan tertazolium dibuat dengan cara melarutkan garam tetrazolium umumnya ke dalam larutan penyangga menurut konsentrasi yang diinginkan. untuk mendapatkan larutan tetrazolium dengan konsentrasi 1% sebanyak 1000 ml, dilarutkan sebanyak 10 g garam tetrazolium (2,3,5 triphenyl tetrazolium clorida atau bromida) ke dalam larutan penyangga dan volume akhir larutan trazolium yang didapat sebesar 1000 ml.

7.2.2.2. Larutan penyanggapada umumnya larutan penyangga dibuat sebelum pembuatan larutan tetrazolium, karena ph larutan yang digunakan adalah 6,5–7,0. larutan penyangga dibuat dengan mencampurkan dua macam larutan berikut.larutan 1 : 9,078 g Kh2po4dilarutkan dalam satu liter air.larutan 2 : 9,472 g na2hpo4 atau 11,876 g na2hpo4 2h2o

dilarutkan dalam 1 liter air. larutan penyangga dibuat dengan mencampurkan 2 (dua) bagian

larutan 1 dengan 3 (tiga) bagian larutan 2. untuk mendapatkan larutan

gambar 7. bahan dan alat uji tetrazolium

42 Penebar Swadaya

tetrazolium dengan konsentrasi yang tepat dapat diperoleh dengan cara melarutkan garam tetrazolium ke dalam larutan penyangga, misalnya larutan tetrazolium dengan konsentrasi 0,5% sebanyak 1000 ml dapat diperoleh dengan melarutkan 5 gram garam tetrazolium ke dalam 1000 ml larutan penyangga dan untuk mendapatkan larutan tetrazolium dengan konsentrasi 1% sebanyak 1000 ml diperoleh dengan cara melarutkan 10 gram garam tetrazolium ke dalam 1000 ml larutan penyangga (ista, 1985).

penggunaan fungisida atau antibiotik diperlukan untuk mengurangi kerusakan jaringan benih apabila waktu pewarnaan atau evaluasi diperpanjang.

7.2.3. Penyiapan Benihsebelum benih diuji, benih-benih tersebut harus dikondisikan terlebih dahulu; enzim-enzim diaktifkan, fungsi-fungsi vital lainnya dari embrio dan cadangan makanan berkembang secara normal, seperti halnya pada uji perkecambahan. hal ini agar benih mampu menyerap larutan tetrazolium secara merata sehingga semua bagian mendapatkan kesempatan terwarnai yang sama. penyiapan benih terdiri sebagai berikut.

7.2.3.1. Pengkondisianmetode pengkondisian terhadap benih sebagai berikut.1. Kulit benih atau dinding buah dibasahi untuk mempermudah

pelepasannya atau untuk tujuan persiapan uji lebih lanjut.2. melepaskan pecahan dari kulit benih atau dinding buah guna

memudahkan penyerapan air.3. pelepasan bagian luar, misalnya lapisan batu (stony endokarpa) atau

perikarpa.proses pengkondisian sangat penting terutama untuk benih-benih

yang sudah tua atau kering. pembasahan harus dilakukan secara perlahan-lahan guna mencegah kerusakan membran atau gangguan pada jaringan embrio yang bisa terjadi pada saat pemberian air. metode terbaik untuk membasahi benih adalah dengan menempatkan benih-benih tersebut di

43Penebar Swadaya

antara kertas saring basah atau membiarkan benih teruapi selama semalam. Cara tercepat untuk mencapai imbibisi penuh adalah dengan cara perendaman benih dalam air.

7.2.3.2. Penyiapan pewarnaansekalipun benih telah dikondisikan dengan baik, benih-benih tertentu masih memerlukan penyiapan lebih lanjut guna menjamin meresapnya larutan tetrazolium secara seragam, merata dan cepat. beberapa perlakuan yang dapat diberikan, antara lain:

1. Penusukan kulit benih

Cara ini dilakukan terhadap benih yang mempunyai kulit yang impermeabel (tidak tembus air). penusukan dilakukan pada tempat yang berdekatan dengan radikel dan harus dilakukan dengan hati-hati agar tidak merusak embrio. penusukan dilakukan secara proporsional sehingga larutan tetrazolium dapat masuk ke semua bagian benih. apabila kulit benih menempel dekat sekali dengan kotiledon, kadang-kadang warna pada permukaan kotiledon lebih lemah dari pada bagian lainnya, hal tersebut dapat diatasi dengan pengupasan kulit benih.

2. Pelepasan kulit benih

pada jenis-jenis yang memiliki kulit impermeabel, perlu dilakukan pelepasan kulit. pada jenis yang memiliki kulit tipis sebaiknya dibuang sebelum benih tersebut dimasukan ke dalam larutan tetrazolium. pada benih dengan kulit yang menempel sangat dekat dengan embrio dapat dibantu dengan merendam benih tersebut lebih lama agar tidak menyebabkan kerusakan mekanis.

7.2.3.3. Pewarnaantujuan pewarnaan adalah untuk memudahkan pengenalan secara visual terhadap kondisi struktur tumbuh benih yang mencerminkan viabilitasnya. pewarnaan dilakukan dengan cara merendam benih yang telah diberi perlakuan pengkondisian dalam larutan tetrazolium, volume larutan yang digunakan dapat merendam seluruh benih yang diuji, biasanya adalah tiga kali volume benih. untuk menghindari pengaruh cahaya atau sinar langsung maka wadah yang berisi larutan

44 Penebar Swadaya

tetrazolium dan benih yang diuji tersebut dilapisi dengan bahan yang tidak tembus cahaya, misalnya kertas alumunium foil. selama pengujian harus disimpan di tempat gelap karena proses pewarnaan sangat peka terhadap cahaya. Wadah yang berisi larutan tetrazolium dan benih tersebut dimasukan ke dalam inkubator dengan suhu (± 40°C) dan lamanya tergantung pada jenis benih yang diuji.

Konsentrasi larutan pewarna dan lama perendaman mempengaruhi terjadinya kerusakan jaringan benih (misalnya terbentuknya larutan keruh pada tahap awal pengujian), ditambah lagi dengan adanya aktivitas mikroorganisme, maka akan sangat mempengaruhi proses pengujian tersebut. untuk mengatasinya maka pada larutan uji ditambahkan fungisida atau senyawa antibiotik, tetapi untuk menjamin kepuasan evaluasi sebaiknya pengujian tersebut diulang.

benih-benih yang sudah direndam dalam larutan tetrazolium selanjutnya dicuci dengan air mengalir sebelum dievaluasi. setelah itu benih diletakkan pada kertas saring lembab untuk dievaluasi dan jangan diletakan pada kertas yang kering karena dapat mempengaruhi kualitas pewarnaan.

7.3. INTERPRETASI DAN EvALUASIKegiatan yang dilakukan pada interpretasi dan evaluasi berupa pengamatan terhadap pola pewarnaan pada radikel, plumula dan kotiledon. selain itu, juga dilakukan pengamatan kondisi benih terhadap kerusakan fisik, misalnya pecah, memar, terserang jamur dan lain-lain. Kriteria umum evaluasi hasil uji tetrazolium dapat dilihat pada tabel 8.

Tabel 8. Kriteria Umum Evaluasi Hasil Uji Tetrazolium

Kelas Deskripsi Pendugaan Viabilitas

1 embrio terwarnai seluruhnya berkecambah

2 pewarnaan sangat pucat Kemungkinan berkecambah

3 Kotiledon tidak terwarnai tidak berkecambah atau kemungkinan berkecambah

45Penebar Swadaya

Kelas Deskripsi Pendugaan Viabilitas

4 radikel tidak terwarnai tidak berkecambah atau kemungkinan besar tidak berkecambah

5 seluruhnya tidak terwarnai tidak berkecambahsumber : laedem (1984)

parameter pengamatan meliputi pola pewarnaan (letak, luas dan intensitas). pengamatan tersebut perlu memperhatikan seberapa jauh pewarnaan tersebut dari radikel dan plumula, luas pewarnaan dengan cara membandingkan masing-masing warna yang terbentuk terhadap luas permukaan keping benih, sedangkan intensitas pewarnaan dibagi menjadi warna merah (m), merah muda (mm) dan putih (p). berdasarkan pola pewarnaan disusun kriteria viabilitas dan kunci interpretasi masing-masing jenis sebagaimana pada lampiran 1–10.

metode pengujian dan kriteria benih hidup/benih mati terhadap 10 jenis tanaman hutan berdasarkan uji tetrazolium dapat dilihat pada tabel 9, sedangkan contoh kunci interpretasi viabilitas disajikan pada gambar 8.

Tabel 9. Metode Uji dan Kriteria Benih Hidup/Mati Berdasarkan Uji Tetrazolium

No Jenis Metode Uji Kriteria Benih Hidup/Mati

1 E . cyclocarpum

pengkondisian : (1) lubangi ujung kulit benih (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (2) rendam benih dalam air dingin selama 48 jam (3) kupas kulit dan belah benih menjadi dua keping dengan silet. saat membelah, kondisi radikel, plumula dan kotiledon harus terbagi dua (4) rendam salah satu keping dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven pada suhu 40o C selama 4 jam. tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas dengan akuades selama 30–60 detik (2) tempatkan benih di cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada radikel, plumula dan kotiledon.

a. benih hidup : radikel dan plumula merah dan merah muda serta kotiledon minimal mempunyai pola pewarnaan 40% merah atau maksimal 15% tidak berwarna (putih).

b. benih mati : benih mempunyai pola pewarnaan merah, merah muda sampai dengan putih serta kotiledon maksimal mempunyai pola pewarnaan 40% merah atau minimal 15% putih.

lanjutan tabel 8.

46 Penebar Swadaya


2 D. latifolia pengkondisian : (1) potong ujung kulit benih yang berlawanan arah dengan radikel dipotong dengan gunting kuku (2) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang basah selama 16 jam ke dalam plastik (3) kupas kulit dengan silet (4) rendam benih dalam larutan tetrazolium 1%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven dengan suhu 40o C selama 2 jam. tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas dengan akuades selama 30–60 detik (2) letakkan benih pada cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab dan benih dibelah memanjang untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada radikel dan kotiledon.

a. benih hidup :radikel 100 % merah sampai merah muda atau minimal 60% merah atau merah muda dan kotiledon minimal 40 merah dan maksimal 10 % putih yang terletak jauh di atas poros embrio.

b. benih mati : radikel maksimal 60% putih dan terletak di dekat poros embrio. Kotiledon kurang dari 40% merah dan terdapat p disekitar poros embrio.

3 A. mangium pengkondisian : (1) lubangi ujung kulit (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (2) rendam dalam akuades selama 24 jam di dalam gelas piala. Kupas kulit kemudian belah menjadi dua keping dengan silet. rendam salah satu keping dalam larutan tetrazolium 1%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven dengan suhu 40o C selama 2 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas dengan akuades selama 30–60 detik. letakkan benih pada cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada radikel, plumula, dan kotiledon.

a. benih hidup :radikel dan plumula berwarna merah sampai merah muda tanpa putih. Kotiledon berwarna merah sampai 50% putih (terletak jauh di atas/tidak di sekitar poros embrio) dan memiliki ≥ 50% merah.

b. benih mati : terdapat warna putih pada radikel dan plumula, pada kotiledon terdapat > 50 % putih dengan warna merah < 50% merah.

4 M. kauki pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum. lembabkan pada 6 lembar kertas merang lembab selama 24 jam dalam cawan petri (2) kupas kulit dan belah menjadi dua keping dengan silet. rendam dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven dengan suhu 40o C selama 4 jam. tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas dengan akuades selama 30–60 detik (2) letakkan benih pada cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab kemudian dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk.

a. benih hidup : radikel seluruhnya merah sampai merah muda tanpa putih, kotiledon merah sampai <10% putih (terletak jauh di atas/tidak di sekitar poros embrio) dan memiliki 50% merah.

b. benih mati : terdapat putih pada radikel maupun kotiledon yang berdekatan dengan poros embrio, salah satu struktur tumbuh (kotiledon atau radikel) overstain.

lanjutan tabel 9.

47Penebar Swadaya


5 P. merkusii pengkondisian : (1) kupas kulit (menggunting ujung kulit) dengan gunting kuku/pinset (2) lembabkan pada 6 lembar kertas merang basah selama 24 jam. tebarkan benih pada kertas merang basah, lalu gulung kertas dan masukkan ke dalam plastik agar benih tidak kering (3) kupas kulit ari dengan pinset. rendam benih dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven dengan suhu 40o C selama 4 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas dengan akuades 30–60 detik. belah benih dengan silet. saat membelah, embrio (radikel dan kotiledon) dan endosperma harus terbagi dua (3) tempatkan benih pada cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada embrio dan endosperma.

a. benih hidup : radikel dan gametofit betina berwarna merah sampai merah muda tanpa putih, gametofit betina berwarna merah sampai putih (≤ 20% putih dengan ≥ 50 merah).

b. benih mati : terdapat warna putih pada radikel dan gametofit betina atau overstain, pada gametofit betina terdapat > 20% putih dengan warna merah < 50 atau overstain.

6 G. arborea pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum (2) ambil salah satu benih dalam satu endokarpa (3) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (4) lembabkan pada 6 lembar kertas merang lembab selama 24 jam (5) kupas kulit dan belah benih menjadi dua keping dengan silet. pada saat membelah, kondisi extreme tip of radicle, embryonic axis, dan kotiledon harus terbagi dua (6) rendam salah satu keping benih dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut ke dalam oven dengan suhu 40 oC selama 4 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas benih dengan akuades selama 30–60 detik (3) letakkan benih pada cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada extreme tip of radicle, embryonic axis, dan kotiledon.

a. benih hidup : extreme tip of radicle 100% merah, embrionic axis 90% < berwarna merah, kotiledon > 50% berwarna putih, namun terletak jauh di atas embrio.

b. benih mati : extreme tip of radicle merah, merah muda sampai putih, embrionic axis merah muda sampai terdapat putih, kotiledon putih atau terdapat warna merah muda.

lanjutan tabel 9.

48 Penebar Swadaya


7 S. macrophylla pengkondisian : (1) kupas kulit secara hati-hati dengan silet (2) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang basah selama 24 jam dalam cawan petri (3) belah benih 2 bagian melalui titik tumbuh dengan silet atau pisau tajam (4) rendam benih dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut ke dalam oven suhu 40o C selama 4 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas dengan akuades selama 30–60 detik (3) tempatkan benih pada cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada titik tumbuh dan kotiledon.

a. benih hidup : titik tumbuh berwarna merah, endosperm berwarna merah atau merah muda tanpa warna putih dengan ≥ 30% merah.

b. benih mati : titik tumbuh merah atau merah muda atau putih, pada endosperm terdapat merah muda, putih dan < 30% merah atau > 20% putih dengan warna merah < 40%.

8 M. azedarach pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum (2) ambil salah satu benih dalam satu endokarpa (3) potong selubung radikel dengan hati-hati jangan sampai merusak radikelnya (4) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang basah selama 24 jam (5) tebarkan benih pada kertas merang basah, kemudian kertas digulung dan dimasukkan kedalam plastik agar benih tidak kering (6) kupas kulit ari yang melekat pada benih dengan pinset (7) rendam benih dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut kedalam oven pada suhu 40oC selama 4 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas benih dengan akuades selama 30–60 detik (3) belah benih dengan menggunakan silet (4) tempatkan benih pada cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada embrio (radikel dan kotiledon) dan kotiledon.

a. benih hidup : radikel seluruhnya berwarna merah sampai merah muda tanpa putih. Kotiledon berwarna merah sampai < 10% putih (terletak jauh di atas/tidak di sekitar poros embrio) dan memiliki ≥ 50% merah.

b. benih mati : terdapat warna putih pada radikel maupun pada pada kotiledon yang berdekatan dengan poros embrio. salah satu struktur tumbuh (kotiledon atau radikel) overstain maupun keduanya.

lanjutan tabel 9.

49Penebar Swadaya


9 F. moluccanav pengkondisian : (1) lubangi ujung kulit (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (2) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang lembab selama 24 jam dalam cawan petri (3) kupas kulit dan belah benih menjadi dua keping dengan silet secara hati-hati, jangan sampai cacat. saat membelah; kondisi radikel, plumula, dan kotiledon harus terbagi dua (4) rendam salah satu keping benih dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven dengan suhu 40oC selama 2 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas benih dengan akuades selama 30–60 detik (3) tempatkan benih pada cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada radikel, plumula, dan kotiledon.

a. benih hidup : radikel dan plumula berwarna merah hingga merah muda tanpa putih, kotiledon berwarna merah muda hingga merah, dapat berwarna putih <50% namun terletak jauh di atas embrio.

b. benih mati : radikel warna putih, merah kehitaman dan layu (overstain), koteledon berwarna putih > 60% terletak dekat embrio.

10 A. loranthifolia pengkondisian : (1) kupas kulit ujung benih dengan gunting kuku/pinset (2) lembabkan pada 6 lembar kertas merang basah selama 24 jam dalam cawan petri (3) kupas kulit ari dengan pinset (4) belah sebagian keping benih secara memanjang (membantu penyerapan larutan tetrazolium), lalu rendam benih dalam larutan tetrazolium 1%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam oven dengan suhu 40oC selama 4 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, lalu bilas benih dengan akuades 30–60 detik (3) belah benih dengan silet. saat membelah, kondisi embrio (radikel dan kotiledon) dan endosperma harus terbagi dua (4) tempatkan benih pada cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk dianalisis pola pewarnaan yang terbentuk pada embrio dan endosperma.

a. benih hidup : radikel dan kotiledon berwarna merah sampai merah muda tanpa putih, endosperma berwarna merah sampai putih (< 20% putih dengan > % 50 merah)

b. benih mati : terdapat warna putih pada radikel dan kotiledon atau overstain, pada endosperma terdapat > 20% putih dengan warna merah < 50% atau overstain.

11 E. cyclocarpum pengkondisian : (1) lubangi ujung kulit (berlawanan arah radikel) dengan gunting kuku (2) rendam benih dalam air dingin 48 jam. Kupas kulit dan belah benih menjadi dua keping dengan silet. rendam salah satu keping benih dalam larutan tetrazolium 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut ke dalam oven suhu 40o C selama 4 jam (2) tempatkan benih dalam saringan, bilas dengan akuades 30–60 detik (3) letakkan benih pada cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab untuk analisis pola pewarnaan yang terbentuk pada radikel, plumula, dan kotiledon.

a. benih hidup: radikel dan plumula merah dan merah muda serta kotiledon minimal pola pewarnaan 40% merah atau maksimal 15% tidak berwarna (putih).

b. benih mati: pola pewarnaan merah, merah muda, sampai putih serta kotiledon maksimal pola pewarnaan 40% merah atau minimal 15% putih.

sumber : Zanzibar et al. (2003); Zanzibar et al. (2004)

lanjutan tabel 9.

50 Penebar Swadaya

Gambar 8. Contoh kunci interpretasi viabilitas benih tanaman hutan berdasarkan uji tetrazolium (Zanzibar et al., 2003; Zanzibar, et al., 2004).

a = hidup, b = mati

Keterangan :1. Enterolobium cyclocarpum2. Dalbergia latifolia3. Acacia mangium4. Manilkara kauki5. Pinus merkusii

6. Gmelina arborea7. Swietenia macrophylla8. Melia azedarach9. Falcataria moluccana10. Agathis lorantifolia

1 2a 2b

3 4 5 6

7 8 9

10a 10b

51Penebar Swadaya

8.1. PRINSIP PENGUjIANhidrogen peroksida (h2o2) merupakan larutan yang tidak stabil dan tidak berwarna. larutan h2o2mudah didekomposisi dalam air dan oksigen bila disimpan pada suhu yang terlalu tinggi/rendah atau di bawah cahaya langsung sehingga untuk mempertahankan sifat-sifatnya maka sebaiknya disimpan pada kondisi dingin atau lembab pada ruang gelap (laedem, 1984).hidrogen peroksida memiliki pengaruh yang dapat merangsang perkecambahan benih sehingga banyak digunakan untuk uji perkecambahan terhadap beberapa benih jenis konifer di amerika barat (Willan, 1985). menurut laedem (1984), metode pengujian benih menggunakan hidrogen peroksida merupakan satu-satunya uji cepat viabilitas benih yang dapat merangsang perkecambahan. namun, uji ini memerlukan waktu selama satu minggu penuh dan pengujiannya relatif sulit untuk benih-benih yang berukuran kecil.

menurut bhotdthipuks et al. (1994), hidrogen peroksida dapat digunakan untuk menguji viabilitas benih dan merupakan suatu uji yang lebih cepat, murah dan lebih sederhana dibanding uji cepat lainnya, seperti tetrazolium, sinar-x, uji belah atau eksisi embrio. Keuntungan penggunaan metode hidrogen peroksida sebagai uji cepat viabilitas benih antara lain: tidak mahal, alat-alat yang dibutuhkan cukup sederhana, bersifat objektif dan sederhana dalam penyiapannya. Kekurangan dari metode pengujian ini antara lain: tidak praktis untuk benih yang berukuran kecil, pengujiannya bersifat merusak.

8.2. mEToDE PENGUjIAN8.2.1. Bahan dan Alatbahan dan alat yang digunakan adalah akuades, larutan hidrogen peroksida, natrium hipoklorit, etanol 70%, kertas merang dan aluminium foil. alat-alat yang digunakan adalah cawan petri, gelas piala, gunting kuku, pinset, penggaris, oven, alat pengaduk, inkubator (gambar 9)

UjI HIDRoGEN PERoKSIDA8

52 Penebar Swadaya

8.2.2. Pembuatan Larutanlarutan h2o2 yang biasa dijual umumnya memiliki konsentrasi tinggi, yaitu sekitar 35%, sedangkan untuk pengujian di laboratorium konsentrasi yang digunakan berkisar antara 1–3% dan harus dalam bentuk yang stabil. untuk mendapatkan larutan h2o2 yang sesuai dengan keperluan pengujian maka harus dilakukan pengenceran dengan akuades.

menurut bhodthipuks et al. (1994), rumus yang digunakan untuk merubah suatu larutan ke konsentrasi yang tinggi atau sebaliknya sebagai berikut.

gambar 9. bahan dan alat uji hidrogen peroksida

C1 X v1 = C2 X v2

dimana :C1 = Konsentrasi larutan asli.C2 = Konsentrasi larutan yang diinginkan.v1 = volume larutan asli yang dibutuhkan untuk mencampur

larutan yang diinginkan.v2 = volume akhir yang harus dibuat.

8.2.3. Pengkondisian Benihpengkondisian benih bertujuan untuk membantu imbibisi larutan ke dalam benih, terutama jenis yang berkulit impermeabel terhadap air. pengkondisian dapat dilakukan dengan cara pemotongan ujung benih (pada tempat radikel muncul).

8.2.4. Perendamanbenih direndam dalam larutan h2o2 menggunakan gelas piala yang ditutupi aluminium foil, lalu dimasukan ke dalam inkubator atau ruang gelap pada suhu

53Penebar Swadaya

20–30° C selama satu hari. hari berikutnya, benih direndam kembali pada larutan h2o2 baru selama tiga hari. pengamatan benih dilakukan setiap hari dan dihitung radikel yang muncul. apabila perendaman tiga hari benih belum juga berkecambah, perendaman dapat diperpanjang dengan penggantian larutan setiap tiga hari.

Konsentrasi dan lama perendaman setiap jenis benih yang diuji dapat berbeda-beda, sehingga sebelum melakukan pengujian sebenarnya harus dilakukan pengujian pendahuluan untuk mendapatkan perlakuan pengkondisian dan konsentrasi larutan yang sesuai serta lama perendaman yang optimum.

8.3. INTERPRETASI DAN EvALUASI benih dianggap hidup apabila muncul kecambah (radikel) dari ujung benih yang dipotong, sedangkan jika radikel tidak muncul maka benih dianggap mati (bhodthipuks et al., 1994). pengamatan dilakukan terhadap panjang radikel yang muncul untuk setiap periode inkubasi, lalu disusun kriteria benih hidup dan mati untuk menetapkan dugaan daya kecambah.

pengujian benih menggunakan uji hidrogen peroksida terhadap beberapa benih tanaman hutan telah banyak dilakukan di beberapa negara asia tenggara. metode pengujian dan kriteria benih hidup/mati terhadap 8 jenis tanaman hutan berdasarkan uji hidrogen dapat dilihat pada tabel 10, sedangkan contoh kunci interpretasi viabilitas pada gambar 10.

Tabel 10. Metode Uji dan Kriteria Benih Hidup/Mati Berdasarkan Uji Hidrogen Peroksida


1 A. mangium pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) potong ujung kulit (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (3) rendam benih dalam larutan h2o2 0,5%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut ke dalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 7 hari (2) ganti larutan dengan larutan baru pada hari ke-1 dan ke-4 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan benih tersebut dalam cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup : memiliki panjang radikel ≥ 0,5 mm.

b. benih mati : memiliki panjang radikel < 0,5 mm atau tidak terjadi pemunculan radikel.

54 Penebar Swadaya


2 P. falcataria pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) potong ujung kulit (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (3) rendam benih tersebut dalam larutan h2o2 0,5%

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut kedalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 7 hari (2) ganti larutan h2o2 dengan larutan h2o2 yang baru pada hari ke-1 dan ke-4 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan dalam cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup bila memiliki panjang radikel ≥ 1 mm.

b. benih mati bila memiliki panjang radikel < 1 mm atau tidak terjadi pemunculan radikel.

3 G. arborea pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum dan martil secara hati-hati. Kondisi benih jangan sampai retak atau cacat, karena benih akan cepat terkontaminasi oleh jamur (2) ambil salah satu benih dalam satu endokarpa (3) sterilkan benih-benih tersebut dengan natrium hipoklorit 1% selama 3 menit.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 4 hari (2) ganti larutan h2o2 dengan larutan h2o2 yang baru pada hari ke-1 dan ke-3 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan benih ke dalam cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup : bila memiliki panjang radikel ≥ 2 mm dan atau kotiledon terbuka.

b. benih mati bila memiliki panjang radikel < 2 mm atau tidak terjadi pemunculan radikel.

4 P. merkusii pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) potong ujung kulit benih dengan gunting kuku (3) rendam benih tersebut dalam larutan h2o2 1%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut kedalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 7 hari (2) ganti larutan dengan larutan baru pada hari ke-1, ke-3 dan ke-4 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan benih tersebut dalam cawan petri yang berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup bila memiliki panjang radikel ≥ 1 mm.

b. benih mati memiliki panjang radikel < 1 mm atau tidak terjadi pemunculan radikel.

lanjutan tabel 10.

55Penebar Swadaya


5 D. latifolia pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan benomil natrium hipoklorit 1.0% selama 15 menit (2) potong ujung kulit berlawanan arah radikel dengan gunting kuku (3) rendam benih dalam larutan h2o2 0,5 %.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 7 hari (2) ganti larutan h2o2 dengan larutan h2o2 yang baru pada hari ke-2 dan ke-5 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan benih dalam cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup memiliki panjang radikel ≥ 3 mm.


6 E. cyclocarpum pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) potong ujung kulit benih (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (3) rendam benih dalam larutan h2o2 0,5 %.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 5 hari (2) ganti larutan dengan larutan baru pada hari ke-1 dan ke-3 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan benih ke dalam cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup : memiliki panjang radikel ≥ 1 mm.


7 S. macrophylla pengkondisian : (1) kupas kulit benih secara hati-hati dengan menggunakan silet. pada saat mengupas kulit benih, silet tidak boleh mengenai benih (2) sterilkan benih tersebut dengan natrium hipoklorit 1.0% selama 3 menit (3) rendam benih dalam larutan h2o2 1%.

pengujian : (1) masukkan gelas piala ke dalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30o C. pengujian dilakukan selama 7 hari (2) ganti larutan dengan larutan yang baru pada hari ke-1 dan ke-4 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan dalam cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidupbila memiliki panjang radikel ≥ 1 mm.


8 A. loranthifolia pengkondisian : (1) kupas kulit benih secara hati-hati jangan sampai timbul luka mekanis (2) rendam benih dalam larutan h2o2 0,5%

pengujian : (1) masukkan gelas piala tersebut kedalam inkubator atau ruangan gelap pada suhu 20–30oC. pengujian dilakukan selama 9 hari (2) ganti larutan h2o2 dengan larutan h2o2 yang baru pada hari ke-1, ke- 3 dan ke-6 (3) bilas benih dengan akuades, lalu tempatkan benih tersebut dalam cawan petri berisi 2 lembar kertas merang lembab.

a. benih hidup : memiliki panjang radikel ≥ 2 mm.

b. benih mati : memiliki panjang radikel < 2 mm atau tidak terjadi pemunculan radikel.

sumber : Zanzibar et al. (2003) ; Zanzibar et al. (2004).

lanjutan tabel 10.

56 Penebar Swadaya

Gambar 10. Contoh kunci interpretasi viabilitas benih menggunakan uji hidrogen peroksida (Zanzibar et al., 2003; Zanzibar, et al., 2004).

a = hidup, b = mati

Keterangan :1. Acacia mangium2. Paraserianthes falcataria3. Gmelina arborea4. Pinus merkusii

5. Dalbergia latifolia6. Enterolobium cyclocarpum7. Swietenia macrophylla8. Agathis loranthifolia

1 2 43

5a 5b 6

7 8a 8b

57Penebar Swadaya

UjI EKSISI EmBRIo9

9.1. PRINSIP PENGUjIANuji eksisi embrio merupakan uji viabilitas yang mempunyai nilai khusus karena digunakan untuk mendeterminasi viabilitas benih yang berkecambah lambat atau memperlihatkan dormansi karena kulit benih dan/atau embrio. viabilitas benih tersebut dapat dideterminasi secara cepat melalui pengamatan terhadap perilaku embrio dalam kondisi jaringan setelah pemotongan dan inkubasi. embrio viabel akan memperlihatkan warna hijau, tumbuh atau tetap segar sementara embrio yang non-viabel akan rusak. uji ini bersifat labour intensive dan memerlukan keterampilan serta kesabaran dalam memotong embrio benih secara utuh.

menurut bonner et al. (1994), keuntungan penggunaan metode eksisi embrio antara lain: peralatan yang dibutuhkan cukup sederhana, yang diuji merupakan kondisi benih sebenarnya dan mudah untuk dievaluasi, sedangkan kekurangan dari metode ini adalah bersifat labour intensive dan memerlukan waktu yang panjang dalam mempersiapkan benih sebelum diuji, pengujiannya bersifat merusak dan relatif lambat (memerlukan waktu 10–14 hari sampai memberikan hasil pengujian yang memuaskan).

9.2. mEToDE PENGUjIAN9.2.1. Bahan dan Alatbahan-bahan yang digunakan adalah akuades, natrium hipoklorit, etanol 70%, kertas saring, kertas merang dan lembaran plastik. alat-alat yang digunakan adalah cawan petri, gelas piala, ragum, martil, pinset, silet, lup, semprotan tangan, oven, inkubator dan laminar flow (gambar 11).

58 Penebar Swadaya

9.2.2. Penyiapan Benihsebelum dipotong, benih sebaiknya dibasahi sehingga jaringan sekitar embrio menjadi lunak. guna mencegah kemungkinan terjadinya kerusakan embrio, setiap benih harus terimbibisi jenuh dengan air sebelum dipotong. benih-benih tersebut harus ditempatkan pada air berudara atau air kran selama 24–96 jam, tergantung jenis dan tingkat imbibisi benih yang akan diuji. suhu air tidak boleh lebih dari 25° C dan harus diganti 2 kali sehari guna mencegah terakumulasinya eksudat yang dikeluarkan oleh benih.

perlakuan mekanis atau skarifikasi bahan kimia dan pelepasan setiap lapisan endokarpa atau perikarpa yang keras harus dilakukan sebelum benih direndam. bagian luar benih dapat dibuang dengan menggunakan alat pemecah biji, jarum atau pisau bedah tetapi jangan sampai merusak embrio.

9.2.3. Pembelahan Benihuntuk menjamin terciptanya kondisi aseptik selama kegiatan pembelahan maka kegiatan ini dapat dilakukan di dalam laminar flow hood atau draff free area. area kerja dan peralatan pemotongan yang digunakan harus dibersihkan dengan larutan etanol, konsentrasi 70%. bila terjadi kerusakan embrio selama pembelahan akan memicu terjadinya serangan patogen. embrio yang luka harus segera dibuang dan diganti dengan benih cadangan yang sudah disiapkan.

embrio benih harus dipertahankan agar tetap basah selama waktu pemotongan dan inkubasi. selama pemotongan berlangsung, embrio diletakan pada kertas saring atau kertas penyerap yang sudah dibasahi dengan air steril atau dapat diletakan pada cawan petri atau wadah plastik berisi media tumbuh, seperti bacto agar yang telah ditambah dengan sukrosa 2%.

9.2.4. Inkubasiembrio yang sudah dibelah selanjutnya diinkubasikan pada suhu konstan berkisar antara 20–25° C sekitar 14 hari, dengan periode pencahayaan minimal

gambar 11. bahan dan alat uji eksisi embrio

59Penebar Swadaya

8 jam per hari. selama masa inkubasi embrio harus diperiksa setiap hari untuk mengeluarkan embrio yang rusak/busuk dan yang terinfeksi oleh mikroba (jamur, bakteri dan lainnya).

9.3. INTERPRETASI DAN EvALUASIselama masa inkubasi dilakukan pengamatan terhadap embrio. embrio yang viabel akan memperlihatkan ciri-ciri sebagai berikut: (a) membentuk kecambah (b) mempunyai satu atau lebih kotiledon yang menunjukan pertumbuhan atau greening (c) tetap kokoh/segar, sedikit membesar dan berwarna putih, hijau atau kuning tergantung pada spesiesnya (d) pada benih konifer akan terlihat lekukan hipokotil (e) memperlihatkan kerusakan potongan yang dicirikan oleh pengotoran yang terlokalisir dari jaringan yang luka atau pertumbuhan embrio yang abnormal.

embrio mati akan memperlihatkan ciri-ciri sebagai berikut: (a) cepat sekali mengeras, rusak atau membusuk (b) memperlihatkan pengotoran warna cokelat atau hitam yang jelas atau tidak, berwarna abu-abu atau putih dan mengeluarkan cairan.

metode pengujian dan kriteria benih hidup/benih mati terhadap 10 jenis tanaman hutan berdasarkan uji eksisi embrio dapat tabel 11, sedangkan contoh kunci interpretasi viabilitas pada gambar 12.

Tabel 11. Metode Uji dan Kriteria Benih Hidup/Mati Benih Tanaman Hutan Berdasarkan Uji Eksisi Embrio

No Jenis Metode Pengujian Kriteria Viabilitas

1 A. mangium pengkondisian : (1) lubangi ujung kulit (2) rendam dalam akuades 24 jam pada suhu kamar (3) belah benih dan keluarkan embrio dengan silet (4) sterilisasi dengan natrium hipoklorit 1%, selama 2 menit.

pengujian : letakkan embrio pada kertas saring dalam cawan petri dalam inkubator atau ruang kamar selama 5 hari.

a. benih hidup : terjadi pertumbuhan pada radikel dan plumula, embrio tetap kokoh dan segar, berwarna kuning atau kuning kehijauan.

b. benih mati : tidak ada pertumbuhan, embrio cepat rusak, lunak/membusuk, berwarna putih, meninggalkan kotoran pada media (cokelat/hitam).

60 Penebar Swadaya


2 G. arborea pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum/martil (2) ambil salah satu benih yang baik, sterilisasi dengan natrium hipoklorit 1%, selama 2 menit (3) lembabkan benih di atas kertas merang dalam cawan petri selama 24 jam (4) kupas kulit ari benih dengan silet, pisahkan extreme tip of radicle dan embryonic axis membentuk segitiga.

pengujian : letakkan extreme tip of radicle dan embryonic axis pada kertas saring dalam cawan petri. simpan pada inkubator atau suhu kamar pada suhu 20–250 C, selama 4 hari.

a. benih hidup : terjadi pertumbuhan akar serabut pada extreme tip of radicle, tetap kokoh/segar, bekas potongan ada kotoran warna cokelat, tetapi kering.

b. benih mati : tidak ada pertumbuhan, extreme tip of radicle dan embryonic axis warna cokelat atau putih kekuningan dan mengeluarkan cairan, berbau busuk/lunak.

3 S. macrophylla pengkondisian : (1) kupas kulit benih secara hati-hati dengan silet (2) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang basah selama 24 jam dan ditutup dengan plastik (3) potong bagian di sekeliling titik tumbuh dengan silet membentuk segitiga (4) letakkan embrio (titik tumbuh) pada cawan petri berisi media 2 lembar kertas saring lembab.

pengujian : masukkan cawan petri ke dalam inkubator atau ruang kamar pada suhu konstan (20–25o C) selama 6 hari.

a. benih hidup : terjadi pertumbuhan pada titik tumbuh berupa radikel warna putih, tetap kokoh/segar, bekas potongan terlihat kotoran warna cokelat kering.

b. benih mati : tidak terjadi pertumbuhan pada titik tumbuh, titik tumbuh berwarna hijau lumut, berbau busuk dan lunak/layu.

4 T. grandis pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa menggunakan ragum/martil (2) ambil salah satu benih bernas dan sterilkan dengan natrium hipoklorit 1%, selama 3 menit (3) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang lembab selama 24 jam dalam plastik/cawan petri (4) kupas kulit ari dengan silet dan untuk memisahkan extreme tip of radicle dan embryonic axis dari kotiledonnya (5) potong bagian kotiledon yang berada di sekitar embryonic axis dengan silet membentuk segitiga (6) letakkan extreme tip of radicle dan embryonic axis yang telah dipisahkan pada cawan petri berisi media berupa 2 lembar kertas saring lembab.

pengujian : masukkan cawan petri kedalam inkubator atau ruang kamar pada suhu konstan (20–25o C) selama 4 hari.

a. benih hidup : terjadi pertumbuhan akar serabut pada extreme tip of radicle dan berwarna putih, embryonic axis berwarna hijau, tetap kokoh/segar, bekas potongan terdapat pengotoran berwarna cokelat kering.

b. benih mati : tidak terjadi pertumbuhan akar serabut pada extreme tip of radicle, extreme tip of radicle dan embryonic axis berwarna cokelat atau putih kekuningan dan mengeluarkan cairan, busuk/lunak.

lanjutan tabel 11.

61Penebar Swadaya


5 P. merkusii pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) kupas kulit benih dengan pinset atau gunting kuku (3) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang basah selama 24 jam dalam cawan petri (4) kupas kulit ari dengan pinset (5) belah sedikit bagian endosperma dengan silet dan keluarkan embrionya secara hati-hati (6) letakkan embrio pada cawan petri berisi media 3 lembar kertas saring lembab.


a. benih hidup : terjadi pertumbuhan pada radikel dan kotiledon, kotiledon tumbuh mekar, embrio tetap kokoh/segar, berwarna kuning atau kuning kehijauan.

b. benih mati : tidak terjadi pertumbuhan pada radikel dan kotiledon, embrio cepat rusak, lunak/membusuk, berwarna abu-abu, cokelat dan mengeluarkan cairan.

6 F. moluccana pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) lubangi ujung kulit (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (3) rendam benih dalam akuades selama 24 jam dengan suhu perendaman 25o C (4) ganti air rendaman 2 x sehari untuk mencegah terakumulasinya eksudat yang dikeluarkan benih (5) belah benih dan keluarkan embrionya dengan silet, kondisi plumula dan radikel harus utuh (tidak terbelah/cacat) (6) letakkan embrio pada cawan petri berisi media berupa 2 lembar kertas saring lembab.


a. benih hidup : terjadi pertumbuhan pada radikel dan plumula, embrio tetap kokoh/segar, berwarna putih atau putih kehijauan.

b. benih mati : tidak terjadi pertumbuhan pada radikel dan plumula, embrio cepat rusak/membusuk, berwarna putih kecokelatan dan mengeluarkan cairan, terjadi pengotoran berwarna cokelat atau hitam.

7 M. kauki pengkondisian : (1) keluarkan benih dari endokarpa dengan ragum secara hati-hati dan jangan sampai retak, cacat, atau rusak (2) sterilkan dengan natrium hipoklorit 1% selama 3 menit (4) rendam benih dalam akuades selama 24 jam dengan suhu rendaman 25o C (5) letakkan embrio pada cawan petri berisi media berupa 2–3 lembar kertas saring lembab.


a. benih hidup : terjadi pertambahan volume embrio walaupun tidak signifikan, embrio tetap kokoh/segar, warna putih/putih kekuningan.

b. benih mati : tidak terjadi pertambahan volume embrio, embrio cepat rusak, lunak/membusuk, berwarna putih/kecokelatan, dan mengeluarkan cairan, terjadi pengotoran berwarna cokelat atau hitam.

lanjutan tabel 11.

62 Penebar Swadaya


8 D. latifolia pengkondisian : (1) sterilkan benih tersebut dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) ujung kulit benih yang berlawanan dengan radikel dipotong dengan gunting kuku (3) lembabkan benih pada 6 lembar kertas merang basah selama 16 jam (4) kupas kulit benih dengan silet, lalu belah embrionya dan keluarkan (5) letakkan embrio (titik tumbuh) pada cawan petri berisi media 2 lembar kertas saring lembab.

pengujian : masukkan cawan petri ke dalam inkubator atau ruang kamar pada suhu 20–25o C selama 5 hari.

a. benih hidup : radikel berwarna putih, putih kekuningan segar dan menunjukkan pertumbuhan, tidak mengeluarkan bau busuk.

b. benih mati : radikel berwarna cokelat sampai hitam, radikel berlendir (mengeluarkan cairan), radikel rusak/hancur.

9 E. cyclocarpum pengkondisian : (1) sterilkan benih dengan natrium hipoklorit 1% selama 15 menit (2) lubangi ujung kulit benih (berlawanan arah dengan radikel) dengan gunting kuku (3) rendam benih dalam akuades selama 48 jam dengan suhu perendaman 25o C. ganti air perendam 2 x sehari guna mencegah terakumulasinya eksudat yang dikeluarkan oleh benih (4) belah benih dan keluarkan embrionya dengan silet (5) letakkan embrio pada cawan petri yang berisi media berupa 2 lembar kertas saring lembab.


a. benih hidup : radikel berwarna kuning keputihan, segar dan menunjukan pertumbuhan, plumula berwarna hijau segar, tidak mengeluarkan bau (busuk).

b. benih mati : radikel dan plumula berwarna cokelat sampai hitam, ujung radikel dan ujung plumula berwarna cokelat, radikel, dan plumula berlendir (mengeluarkan cairan), radikel dan plumula rusak/hancur

10 A. loranthifolia pengkondisian : (1) potong ujung benih, kemudian rendam selama 24 jam (2) kupas kulit ari yang melekat pada benih dengan pinset (3) belah sedikit bagian endosperma dengan silet (4) keluarkan embrionya secara hati-hati (5) letakkan embrio pada cawan petri yang berisi media 3 lembar kertas saring lembab.

pengujian : masukkan cawan petri ke dalam inkubator/ruang kamar pada suhu konstan (20–25o C) selama 5 hari.

a. benih hidup : terjadi pertumbuhan pada radikel dan kotiledon, kotiledon tumbuh mekar, embrio kokoh/segar, warna kuning atau kuning kehijauan.

b. benih mati : radikel dan kotiledon tidak tumbuh, embrio cepat rusak, lunak/busuk, warna abu-abu/cokelat dan mengeluarkan cairan

sumber : Zanzibar et al. (2003) ; Zanzibar et al. (2004).

lanjutan tabel 11.

63Penebar Swadaya

Gambar 12. Contoh kunci interpretasi viabilitas benih berdasarkan uji eksisi embrio (Zanzibar et al., 2003; Zanzibar, et al., 2004).

a = hidup, b = mati

Keterangan :1. Acacia mangium2. Gmelina arborea3. Swietenia macrophylla4. Tectona grandis5. Pinus merkusii

6. Falcataria moluccana7. Manilkara kauki8. Dalbergia latifolia9. Enterolobium cyclocarpum10. Agathis loranthifolia

1a 1b 2a 2b

3 4 5a 5b

6 7 8a 8b

9a 9b 10a 10b

64 Penebar Swadaya

10.1. TEoRI RADIoGRAFIsinar-x adalah bentuk energi radiasi gelombang elektromagnetik yang kecepatannya sama dengan kecepatan cahaya tampak, tetapi panjang gelombangnya lebih pendek (kira-kira 1/10.00–1/100.000 kali panjang gelombang cahaya tampak). Karakteristik khusus dari sinar-x adalah kemampuan menembus bahan-bahan yang berbeda dengan mengabsorbsi atau mereflesikan cahaya tampak (simak, 1980). sinar-x dapat dibangkitkan dalam sebuah tabung sinar-x dengan memanaskan filamen katoda sehingga elektron-elektron dalam filamen tersebut akan diaktifkan menjadi elektron berenergi tinggi. potensial tegangan yang tinggi antara kedua elektroda tersebut menyebabkan elektron-elektron bergerak dari katoda ke anoda di dalam tabung hampa dengan kecepatan yang sangat tinggi. Ketika elektron-elektron tersebut bertabrakan dengan sasaran, terjadilah produksi sinar-x. bidang nyata tempat terjadinya tabrakan pada anoda target dikenal dengan sebutan titik fokus. Dari bidang tersebut sinar-x dipancarkan melalui sebuah jendela logam (biasanya terbuat dari beryilium) ke dalam ruang mesin sinar-x dan membentuk radiasi kerucut yang merupakan sorotan sinar-x. proses terbentuknya sinar-x dapat dilihat pada gambar 13.

mEToDE RADIoGRAFI10

65Penebar Swadaya

radiasi utama jika melalui suatu objek akan diabsorbsi oleh objek tersebut dalam tingkat yang bervariasi. banyaknya sinar-x yang diabsorbsi oleh objek tergantung pada ketebalan, kerapatan dan komposisi serta panjang gelombangnya. semakin pendek panjang gelombang sinar-x yang digunakan maka energi dan daya penetrasi yang dihasilkannya akan semakin besar. sinar-x yang melalui sebuah spesimen akan membentuk gambar radiografi (image) spesimen tersebut baik dalam bentuk film radiografi maupun pada lempengan atau layar flouresen. Contoh mesin radiografi yang digunakan pada uji viabilitas benih dapat dilihat pada gambar 14.

gambar 13. proses terbentuknya sinar-x (simak, 1980).

gambar 14. mesin sinar–x. instrumen pengatur (a) jendela pengamatan (b) dan

(c) pintu untuk memasukkan objek

a

b

c

66 Penebar Swadaya

radiograf adalah gambar sebuah spesimen yang diperoleh melalui radiografi. Daerah yang paling gelap berhubungan dengan bagian spesimen yang sangat mudah ditembus oleh sinar-x, dengan kata lain daerah yang gelap tersebut mewakili bagian spesimen yang relatif lebih banyak dilewati oleh radiasi, sehingga akan lebih menghitamkan filmnya. sebaliknya, daerah yang terang pada radiograf mewakili bagian spesimen yang terlalu padat untuk melewatkan radiasi menuju film.

menurut simak (1980) serta Kobmoo dan skeates (1980), mutu dari radiograf dicirikan oleh beberapa faktor, antara lain: (1) kontras merupakan perbedaan tingkat kepadatan optik dari dua bidang yang berdekatan dalam radiograf, foto hasil reproduksi atau dalam layar pendar (2) kepadatan merupakan jumlah gambar yang hitam dalam radiograf dan ditentukan oleh banyaknya cahaya yang ditransmisikan (3) ketajaman menunjukkan tegasnya gambar di dalam radiograf, foto hasil reproduksi atau gambar pada flouresence screen atau dengan kata lain menunjukkan kemampuan radiograf untuk menguraikan spesimen secara terinci atau detail. parameter pengoperasian mesin sinar-x yang perlu diatur untuk mendapatkan hasil radiografi terbaik, antara lain sebagai berikut.

1. Kilovoltase (KVp)

Kvp atau tegangan listrik adalah satuan ukuran dari beda potensial antara katoda dan anoda pada tabung sinar-x. merubah tegangan listrik berarti merubah pola kecepatan elektron-elektron di antara katoda dan anoda yang akan mempengaruhi mutu sinar-x. selain itu, tegangan listrik juga menentukan kekontrasan dari gambar radiograf yang dihasilkan, di mana tegangan listrik yang lebih rendah akan mendukung kekontrasan gambar.

2. Milliamphere (mA)

ma atau kuat arus listrik adalah ukuran dari aliran listrik pada katoda. meningkatkan kuat arus listrik berarti meningkatkan pula secara proposional banyaknya elektron-elektron dari sinar-x dan menghasilkan gambar yang lebih terang, sehingga banyaknya sinar-x akan menentukan kepadatan dari gambar radiograf. perubahan kuat arus listrik tidak mempengaruhi kekontrasan gambar.

67Penebar Swadaya

3. Expossure Time (eT)

et atau lamanya penyinaran adalah waktu yang diperlukan untuk menyinari spesimen dengan sinar-x dengan satuan detik. perubahan lama penyinaran ini akan berpengaruh terhadap kepadatan gambar.

4. Focus Film Distance (FFD)

ffD adalah jarak antara fokus dengan film sinar-x. perubahan jarak berpengaruh terhadap kepadatan, ketajaman gambar dan ukuran dari luas radiograf. jika jarak antara fokus dan film lebih dekat maka akan menambah intensitas sinar-x, sehingga gambar menjadi lebih terang.

5. Objek Film Distance (OFD) ofD adalah jarak antara objek dengan film sinar-x. pada radiografi benih, biasanya objek (benih) diletakan langsung di atas film sehingga ofD sangat kecil. Kontak yang sangat dekat antara objek dengan permukaan film sinar-x akan menghasilkan mutu gambar yang lebih baik.

10.2. PRINSIP PENGUjIANpengujian viabilitas benih menggunakan radiografi dilakukan dengan memanfaatkan sifat dari sinar-x yang dapat menghasilkan radiografi dari spesimen, jika sinar-x tersebut disinarkan pada spesimen. metode pengujian ini merupakan metode non destruktif untuk menganalisa sifat dari bagian-bagian di dalam benih. sifat-sifat ini tidak hanya berkaitan dengan anatomi dan kerusakan bagian dalam benih, tetapi juga menyangkut perubahan fisiologis benih yang terjadi selama masa pematangan dan perkecambahan. beberapa sifat tersebut berkaitan dengan viabilitas dan ketahanan benih yang teridentifikasi dengan radiografi.

penentuan viabilitas benih dilakukan dengan cara mencari hubungan antara viabilitas suatu jenis benih dengan tingkat perkembangan struktur benihnya, yaitu dengan melihat kerusakan atau kematian jaringan pada sebagian struktur benih dengan menggunakan bahan pengontras.

Keuntungan penggunaan metode radiografi sebagai uji cepat viabilitas benih antara lain: cepat memberikan hasil pengujian, memberikan bukti

68 Penebar Swadaya

pengujian yang permanen (dalam bentuk foto) dan merupakan pengujian yang tidak merusak kecuali menggunakan bahan pengontras, sedangkan kekurangan dari metode pengujian ini antara lain: peralatannya sangat mahal, memerlukan latihan yang bersifat ektensif dan interpretasi hasil bersifat subjektif.

10.3. mEToDE PENGUjIANmetode yang dapat digunakan untuk pengujian benih dengan menggunakan sinar-x antara lain metode radiografi langsung dan kontras radiografi.

10.3.1. Radiografi Langsungpada pemeriksaan benih dengan menggunakan metode radiografi langsung, benih tidak diberi perlakuan awal sehingga benih tersebut langsung diproyeksikan dan dipelajari pada sebuah layar florosens, film sinar-x atau kertas fotografi. benih yang akan diradiografi diletakan pada film sinar-x dengan berbagai cara tergantung pada kebutuhan uji tersebut, antara lain:1. langsung pada film tanpa pembungkus (gelap total), jika yang diinginkan

berupa detail-detail yang jelas pada gambar.2. langsung pada amplop film, biasanya dilakukan untuk mendapatkan

informasi yang lebih cepat dan rutin dilakukan untuk mengetahui kualitas benih.

3. pada amplop film dengan benih tetap pada kotak plastik kertas atau kertas, terdiri dari 100 benih yang tersusun rapi. Dengan cara inireplikasi setiap 100 benih untuk tujuan perhitungan analisis perkecambahan dapat diradiografi secara terpisah, serta jumlah benih yang kosong atau rusak karena serangga dan sebagainya dapat ditentukan dengan tepat.

4. pada amplop film dalam bingkai plastik atau kertas yang ditekuk dan satu benih ditempatkan pada setiap lekukan dan radiografi tetap dapat dikendalikan selama berlangsungnya pemeriksaan. Dengan demikian hubungan antara gambar radiografis dengan perkecambahan atau sifat-sifat benih secara individual dapat dipelajari.

5. pada sisi berlapis pita lengket yang dirapatkan pada amplop film atau pada lembar plastik dan kemudian diradiografi. Dengan cara demikian maka setiap benih tetap di bawah kendali untuk tujuan-tujuan berbeda.

69Penebar Swadaya

10.3.2. Kontras Radiografimetode kontras radiografi merupakan metode pengujian benih yang banyak dipakai, metode ini melibatkan perlakuan awal benih dengan beberapa bahan pengontras. tujuan penggunaan bahan pengontras sebagai perlakuan awal adalah untuk mempermudah dalam membedakan benih viabel, benih rusak dan kematian jaringan pada radiograf yang akan dihasilkan karena adanya sifat afinitas bahan pengontras terhadap jaringan-jaringan yang berbeda.

menurut simak (1980), ada dua batasan penting yang harus diperhatikan pada saat menggunakan bahan pengontras, yaitu :1. tidak ada bahan pengontras yang dapat dipakai dengan baik secara umum

untuk seluruh jenis benih guna menduga viabilitas dari benih-benih tersebut. baCl2 sangat cocok dipakai sebagai bahan pengontras untuk Pinus silvestris tetapi tidak cocok untuk P. abies.

2. bahan pengontras tidak selalu menyebabkan semua kerusakan fisiologis pada benih. sebagai contoh, baCl2 bila digunakan pada P. silvestris sebagai bahan pengontras akan menimbulkan kerusakan fisiologis pada benih tersebut hanya jika benih tersebut sebelumnya diperlakukan secara kasar (mendapat tekanan mekanis) atau benih tersebut telah mengalami periode penyimpanan yang lama.

beberapa jenis bahan pengontras antara lain sebagai berikut. 1. Bahan pengontras berair

benih pertama kali direndam di dalam air kemudian direndam dalam larutan baCl2, agno3, nai, Ki dan sebagainya yang mengandung air. benih mati atau telah mengalami kerusakan secara mekanis akan menyerap garam lebih cepat. sebaliknya, dengan adanya jaringan yang permeabel pada bagian benih yang masih hidup akan menghalangi masuknya garam ke dalam jaringan. bagian benih yang mati dan telah terisi oleh bahan pengontras akan nampak lebih jelas pada radiograf karena daya serap terhadap sinar-x yang sedemikian kuat oleh atom-atom berat dari garam.

2. Air

penggunaan air sebagai bahan pengontras didasarkan pada prinsip inkubasi, benih yang masih viabel dan yang sudah mati akan mempunyai tingkat kehilangan air yang terabsorbsi berbeda selama berlangsungnya proses pengeringan. banyaknya

70 Penebar Swadaya

air dalam benih dapat ditentukan dengan radiografi sinar-x, benih viabel dengan kadar air yang tinggi akan menghasilkan gambar radiograf yang sangat berbeda dibandingkan dengan gambar yang dihasilkan oleh benih yang sudah mati. hal tersebut berkaitan dengan tingkat absorbsi sinar-x halus oleh air. benih yang basah (viabel) akan menyerap sinar-x halus dan gambarnya akan menjadi terang (bercahaya) seragam dan tidak ada detail jaringan benih.

3. Bahan pengontras beruap

biasanya menggunakan bahan pengontras yang mempunyai berat atom tinggi, misalnya kristal iodin dan beberapa bahan tertentu yang mempunyai berat atom rendah juga dapat digunakan, karena absorbsi relatif terhadap sinar-x berdaya tembus rendah oleh elemen-elemen tersebut sangat berbeda dibanding absorbsi relatif terhadap sinar-x berdaya tembus tinggi. sebagai contoh, dengan menggunakan sinar-x berdaya tembus rendah dapat diperoleh kontras yang sangat baik antara jaringan benih yang tidak berisi (sebagian besar terdiri atas C, o, dan h) dengan jaringan yang terpenetrasi oleh karbon tetraklorida (ChCl3) beruap. bahan pengontras beruap menembus jaringan hidup atau jaringan mati dari sebuah benih secara selektif.

bagian hidup dari benih tidak akan diimpregnasi oleh bahan pengontras dan akan tampak berwarna cerah pada film sinar-x, karena absorbsi yang kuat terhadap sinar-x oleh atom-atom berat seperti ag, ba, na, dan K. Dari posisi dan ukuran bagian yang terimpregnasi inilah kemungkinan dapat dilakukan pendugaan terhadap kemampuan berkecambah dari benih tersebut (simak, 1980).

Daya resapan (impregnation) dari bahan pengontras selain ditentukan oleh jenis bahan pengontras, juga dipengaruhi oleh lama perendaman benih dan konsentrasi dari bahan pengontras yang digunakan. penggunaan bahan pengontras dalam pengujian benih selain untuk mempelajari anatomi benih, juga untuk mengetahui kerusakan secara fisiologis di dalam benih. Kerusakan fisiologis merupakan kerusakan yang tidak disebabkan oleh perlakuan mekanis, tetapi oleh faktor-faktor lain seperti kondisi penyimpanan yangtidak sesuai, proses penuaan, temperatur yang tinggi selama pengeringan dan lain sebagainya yang dapat melemahkan atau mengurangi kapasitas perkecambahan. Kerusakan ini biasanya tidak terlihat pada benih secara langsung (Kamra, 1963).

71Penebar Swadaya

10.3.3. Bahan dan Alatbahan dan alat terdiri atas : film sinar–x (x-ray industrial film), kertas foto hitam putih, bahan cuci cetak (x-ray rapid developer dan x-ray express fixative), bahan pengontras (bacl2, nai, Ki, dll), mesin sinar-x, layar pendar, kaset film.

10.3.4. Pengaruh Radiasi Sinar-X Terhadap Sel Benihbenih yang telah diradiografi berarti benih tersebut dikenai radiasi sinar-x sehingga ada kemungkinan mengalami kerusakan baik secara fisiologis maupun genetik. perubahan ini bukan hanya terjadi pada tempat yang terkena radiasi, tetapi juga pada bagian lain karena adanya efek ionisasi dan proses terlemparnya atom dari tempat semula dan masuk ke tempat lain (tereksitasi); tumbukan langsung oleh partikel atom radiasi pengion dan molekul yang berubah karena menerima transfer energi dari molekul lainnya melalui tumbukan langsung (marhakam, 1978).

hasil penelitian telah membuktikan bahwa radiasi dapat mempengaruhi benih. menurut Cassaret (1968), benih dorman kurang peka daripada benih yang sedang berkembang. perbedaan kepekaan tersebut diduga berhubungan dengan rendahnya proses pembelahan atau diferensiasi sel dan kandungan air yang rendah. Kriteria umum yang digunakan untuk menduga tingkat kepekaan benih terhadap radiasi adalah ukuran tinggi pada waktu perkecambahan. radiasi pada benih mengakibatkan penurunan tinggi kecambah, penyinaran dengan intensitas yang tinggi akan menghasilkan pertumbuhan tinggi bibit yang rendah. Kondisi ini diduga karena terjadinya kerusakan pada kromosom. embrio pada fase akhir pemasakan kurang peka terhadap radiasi, walaupun demikian radiasi yang diberikan pada fase ini akan mengakibatkan terhambatnya pertumbuhan pada perkembangan selanjutnya. embrio yang aktif dalam mengadakan proses fisiologis lebih peka terhadap radiasi. beberapa spesies mempunyai kepekaan yang berbeda terhadap sinar-x, benih tanaman konifer dengan kromosom lebih besar akan lebih peka dibanding tumbuhan berdaun lebar sehingga perlu dihindari radiasi yang lama dan berulang untuk percobaan biologi, terutama yang berhubungan dengan genetik.

10.3.5. Tindakan Pengamanan Bagi OperatorDi samping melaksanakan prosedur teknik radiografi dengan benar, juga harus mempertimbangkan faktor keamanan bagi operator pada saat melaksanakan pengujian. beberapa hal yang perlu diperhatikan antara lain sebagai berikut.

72 Penebar Swadaya

1. operator sebaiknya memakai perlengkapan yang dapat memonitor radiasi selama penggunaan mesin sinar-x.

2. pengontrol Kvp harus diatur ke nol secara langsung setelah dan selama penyinaran.

3. pintu mesin harus selalu tertutup kecuali pada saat memasukan objek yang akan disinari.

4. Kunci harus diatur ke posisi off kecuali pada saat memanaskan mesin dan pada saat penyinaran.

5. mesin harus diperiksa untuk meyakinkan bahwa sinar-x mati pada saat pintu dibuka.

6. mesin secara berkala harus diperiksa untuk menghindari kemungkinan adanya kerusakan terutama kebocoran radiasi.

10.4. INTERPRETASI DAN EvALUASI RADIoGRAF

Dari sudut pandang radiografi, benih merupakan lapisan jaringan dengan kepadatan yang berbeda-beda. setiap sinar-x yang menabrak film akan merekam kembali kepadatan total dari bagian-bagian benih di mana sinar-x tersebut telah melewatinya sehingga lapisan-lapisan jaringan benih yang berbeda yang berlapis secara vertikal tidak dapat terekam secara terpisah pada film dan gambar radiografis muncul sebagai sebuah proyeksi dua dimensi anatomi benih yang bersangkutan.

gambaran sebuah benih yang terekam secara langsung pada film radiografi atau kertas radiografi disebut radiograf positif, sedangkan salinan fotografis dari radiograf positif disebut radiograf negatif. pada radiograf positif, bagian benih yang menyerap sinar-x dalam jumlah sedikit selama penyinaran akan memperlihatkan gambaran yang lebih terang. interpretasi yang benar sebuah radiograf benih memerlukan: (a) teknik pengambilan radiografi benih yang baik (b) kemampuan untuk memvisualisasikan sebuah gambar secara tiga dimensi (c) pengetahuan umum mengenai anatomi dan embriologi yang memadai (d) pengetahuan mengenai reaksi fisiologis jaringan-jaringan benih terhadap bahan pengontras yang berbeda.

73Penebar Swadaya

evaluasi hasil pengujian viabilitas benih dengan metode radiografi mengacu kepada kriteria perkembangan benih yang disajikan pada tabel 12. berdasarkan kriteria yang tercantum pada tabel 12 maka benih dikelompokan sebagai berikut.

1. Benih hidup

benih terisi dengan baik dan embrionya terlihat jelas, panjang embrio sama dengan panjang rongganya (kelas 1 dan 3).

2. Benih berkualitas rendah

viabilitasnya diragukan, embrio terlihat tidak jelas atau mengalami penyimpangan dan berukuran sangat kecil. Kemungkinan embrio dan endospermnya mengalami pengkerutan (kelas 2, 4, 5, dan 6).

3. Benih mati

Kulit benih tidak berisi atau berisi tetapi cacat atau embrionya hilang (kelas 7, 8, dan 9).

4. Benih rusak, retak atau hancur

Kerusakan dapat terjadi pada kulit benih, endosperm, embrio atau pada beberapa bagian, seharusnya dimasukan pada kelompok benih non viabel.

5. Benih mengandung larva serangga

larva terdapat di dalam benih, dimasukan ke dalam kelompok benih non viabel.

penelitian-penelitian yang dilakukan untuk mengetahui viabilitas benih tanaman hutan dengan memanfaatkan sinar-x umumnya menggunakan metode kontras radiografi. beberapa hasil penelitian uji cepat viabilitas benih dengan menggunakan metode tersebut dapat dilihat pada tabel 13. Contoh radiografi benih tanaman hutan dapat dilihat pada gambar 15.

74 Penebar Swadaya

Tabel 12. Metode Evaluasi Hasil Uji Viabilitas Benih dengan Metode Radiografi

Kelas Embrio Endosperma

1berkembang penuh. rongga embrio terisi atau hampir seluruhnya terisi. Germinable.

berkembang penuh. Kulit benih terisi atau hampir seluruhmya terisi. mengabsorbsi sinar-x dengan baik.

2berkembang penuh. rongga embrio terisi atau hampir seluruhnya terisi. Kemungkinan viabel.

mengerut atau cacat. Kulit benih tidak terisi penuh.

3hanya mengisi 50–70% dari rongga embrio, tidak semua berkembang. Germinable.


4hanya mengisi 50–70% dari rongga embrio, tidak semua berkembang.Kemungkinan viabel.


5

mengisi < 50 % rongga embrio. satu atau beberapa embrio mengisi tidak lebih dari setengah rongga embrio.Kemungkinan viabel.


6

mengisi < 50 % rongga embrio. satu atau beberapa embrio mengisi tidak lebih dari setengah rongga embrio. Kemungkinan viabel.


7 tidak ada embrio. Non-germinable.


8 tidak ada embrio. Non-germinable. mengkerut atau cacat. Kulit benih tidak terisi penuh.

9 tidak ada embrio. benih kosong.Non-germinable.

endosperma tidak ada, benih kosong.

10 Dalam benih terdapat serangga atau sudah rusak. Non-germinable. endosperma tinggal sisanya.

sumber : laedem (1984)

75Penebar Swadaya

Tabel 13. Pengondisian dalam Bahan Pengontras, Parameter Alat dan Kriteria Benih Viabel Berdasarkan Kontras Radiografi

JenisPengkondisian Dalam Bahan Pengontras

Parameter Alat Kriteria Benih Viabel Pustaka

D. latifolia rendam dalam nai (20%), 60 menit

Kvp = 11ma = 45,5et = 120 dtkffD = 662,5 cmofD = 0,0 cm

tidak ada kerusakan mekanis, tidak terserang hama, embrio tidak terimpregnasi bahan pengontras.

hardedi (1988)

A. mangium rendam dalam nai (10%), 30 menit

Kvp = 14ma = 5,0et = 20 dtkffD = 20 cmofD = 0,0 cm

embrio tidak terimpregnasi bahan pengontras, endosperma memiliki lapisan yang baik dengan kulit, tidak terjadi kerusakan mekanis.

irwanto (1989)

G. arborea rendam dalam nai (10%), 30 menit

Kvp = 20ma = 13et = 33 dtkffD = 25 cmofD = 0,0 cm

endosperma memenuhi rongga benih, embrio dan endosperm tidak keriput atau terimpregnasi bahan pengontras.

putri (1994)

P. merkusii rendam dalam nai (10%), 30 menit

Kvp = 14ma = 5,5et = 12 dtkffD = 25 cmofD = 0,0 cm

struktur tumbuh lengkap, tidak terimpregnasi bahan pengontras, tingkat kerusakan fisik maksimum 25 dari ruang benih.

barlian at al. (1988)

S. macrophylla

rendam dalam nai (10%), 30 menit

Kvp = 16ma = 12et = 10 dtkffD = 50 cmofD = 0,0 cm

endosperma menempati seluruh rongga benih, tidak keriput/terimpregnasi bahan pengontras.

Kusuma (1989)

Keterangan :

a : benih berkembang sempurna, b : benih keriput atau kurang berkembang, c : benih kosong, d : benih mengalami kerusakan mekanis, e : benih terinfeksi hama, f : benih terinfeksi penyakit, g : kategori lain.

76 Penebar Swadaya

1. Aberia caffra2. Acacia benthami3. Acacia capensis4. Acacia catechu. 5. Acacia cavenia6. Acacia confusa7. Acacia decurrens8. Acacia modesta9. Acacia mollissima10. Acer oblongum11. Adenantera microsperma12. Aegle marmelos13. Aextoxicon punctatum14. Ailanthus exelsa

15. Paraserianthes falcataria16. Albizia moluccana17. Albizia oddoratissina18. Albizia procera19. Albizia spitulata20. Aleurites fordii21. Aleurites moluccana22. Aleurites montana23. Alnus jorullensis24. Anacardium occidentale25. Anogeissus latifolia26. Athocephalus cadamba27. Araucaria araucana

gambar 13. Contoh radiograf benih tanaman hutan berdasarkan metode kontras radiografi (Kamra, 1976).

77Penebar Swadaya

11. mEToDE UjI DAYA HANTAR LISTRIK

11.1. PRINSIP PENGUjIANmetode uji daya hantar listrik (leachate conductivity test) adalah merupakan metode uji yang dapat digunakan sebagai metode uji vigor dan telah disarankan oleh ista dan aosa, namun saat ini masih terbatas pada benih kapri, jagung dan kedelai. uji daya hantar listrik merupakan pengujian secara fisik untuk melihat tingkat kebocoran membran sel. struktur membran sel yang jelek akan menyebabkan kebocoran sel, erat kaitannya dengan benih yang mempunyai vigor yang rendah. benih yang telah usang akan membocorkan unsur K, Cl, gula dan asam amino lebih banyak dibandingkan dengan benih yang lebih vigor; benih yang mempunyai vigor tinggi akan mempunyai konduktivitas yang rendah.

prinsip dari uji daya hantar listrik adalah bahwa benih yang masih hidup atau yang sudah mati akan memberikan reaksi berbeda jika dialiri arus listrik. benih-benih yang sudah mati akan lebih permeabel dari pada yang masih hidup, bila benih itu direndam dalam air maka elektrolit akan tercuci lebih cepat.Keuntungan dan kekurangan dari metode daya hantar listrik (byrd, 1983 dan bonner, 1988) antara lain sebagai berikut.1. metode ini relatif sederhana.2. hasil pengujian bersifat objektif.3. benih tidak rusak dan langsung dapat dikecambahkan setelah perlakuan.4. Kualitas benih yang berasal dari berbagai spesies dapat diketahui dalam

waktu 24 jam.5. benih yang sudah diuji dapat langsung dikeringkan untuk kemudian

disimpan kembali 6. perkiraan daya kecambah dari suatu lot benih dapat diketahui tanpa

perlu mengecambahkan benih tersebut.

mEToDE UjI DAYA HANTAR LISTRIK

11

78 Penebar Swadaya

7. memerlukan biaya yang cukup tinggi.8. memerlukan keterampilan teknik yang baik.9. pengukurannya hanya dapat digunakan untuk mengukur reaksi

sejumlah benih dan tidak dapat digunakan untuk mengukur setiap individu benih

11.2. FAKToR-FAKToR PENTING PADA UjI KoNDUKTIvITAS

faktor-faktor yang mempengaruhi uji konduktivitas (sÆrensen et al., 1996), antara lain sebagai berikut.1. Kadar air benih

penelitian hamton dan tekrony (1995) pada benih Lotus corniculatusdan L. uliginosus dengan kadar air benih antara 5–17%. Konduktivitas akan konstan pada kadar air benih antara 11–17% dan menjadi lebih tinggi pada kadar air 5–8% sehingga untuk memperoleh kestabilan hasil pengukuran diperlukan pengaturan kadar air awal benih menjadi 11–17%. pada benih kering tingkat kadar air tersebut dapat dicapai bila disimpan pada ruang yang memiliki kelembaban relatif tinggi, atau dilembabkan pada kertas saring, sedangkan untuk menurunkan kadar air dapat dilakukan dengan mengeringkannya secara bertahap, misalnya menggunakan desikator.

2. Suhu perendaman

suhu sangat mempengaruhi jumlah solute yang dibocorkan dari benih pada saat direndam dalam air dan umumnya meningkat sejalan dengan peningkatan suhu. hal tersebut diduga disebabkan oleh perubahan viskositas pada air rendaman.

3. Periode perendaman

bocoran dari benih akan meningkat cepat sampai batas tertentu dan kemudian akan menjadi konstan, umumnya waktu yang dibutuhkan sampai konstan adalah 16–24 jam.

79Penebar Swadaya

4. Benih kosong dan kotoran yang menempel pada benih

benih kosong dapat mengganggu hasil pengukuran karena bocoran yang dikeluarkan oleh benih yang kosong lebih rendah dibanding benih yang baik, sehingga hasil pengujian terhadap seed lot tersebut akan menjadi overestimate. untuk mengatasi hal tersebut dapat dilakukan pemeriksaan awal dengan uji belah sehingga benih yang kosong tidak terbawa. benih yang pertumbuhannya abnormal (ukurannya lebih besar atau lebih kecil dari benih yang normal) juga ikut mempengaruhi hasil pengukuran sehingga menjadi overestimate atau underestimate. membuang bagian benih yang mati (seperti sayap) harus dilakukan dengan hati-hati sebelum benih direndam karena solute yang dibocorkan oleh bagian tersebut sangat tinggi. Kotoran berukuran kecil, fungisida dan insektisida juga dapat mempengaruhi variasi hasil pengukuran sehingga standardisasi pencucian dengan menggunakan aqua destilata sangat diperlukan, begitu pula pada saat pengujian kelompok benih lainnya.

5. Luka atau kerusakan mekanis

jika benih yang mengalami luka atau kerusakan mekanis direndam dalam air, maka bocoran yang dikeluarkannya akan sangat tinggi. benih yang rusak tersebut walaupun terdapat hanya sedikit pada kelompok benih namun dapat menyebabkan konduktivitas kelompok benih tersebut menjadi besar dan pengujian tersebut menjadi underestimate sehingga benih rusak harus dipisahkan terlebih dahulu.

11.3. mEToDE PENGUjIAN11.3.1. Bahan dan Alatbahan yang digunakan adalah air bebas ion, silika gel, kain kasa, kantong kertas semen, alkohol 70%, sedangkan alat yang digunakan adalah alat pengukur daya hantar listrik (gambar 16), oven, gelas piala, tabung reaksi dan rak tabung reaksi, termometer, kotak plastik, timbangan, inkubator, desikator, sprayer dan bak kecambah.

80 Penebar Swadaya

gambar 16. Conductivity meter (1) jendela pengamatan, (2) batang konduktivitas, (3) penyangga dan (4) adaptor

11.3.2. Prosedur Pengujiantahapan pelaksanaan pengujian berdasarkan uji daya hantar listrik menurut Zanzibar (1996) adalah sebagai berikut.1. bersihkan benih dari kotoran, sayap serta bahan lainnya yang tercampur

bersama benih.2. Kondisikan benih memiliki kadar air sebesar 11–17% (benih ortodok),

dengan cara pengeringan misalnya benih ditempatkan dalam desikator maupun penguapan dengan cara menempatkan benih dalam wadah yang lambab misalnya kertas saring lembab.

3. timbang benih untuk per ulangan (25, 50, atau 100 butir) dengan tingkat ketelitian sampai dua desimal.

4. benih hasil penimbangan dicuci dengan akuadestilata selama 2–3 menit guna menghilangkan debu permukaan. Kadar air benih 11–17% dikondisikan pada tahap ini.

5. tempatkan benih per ulangan pada gelas ukur dan ditambahkan air bebas ion (deionised water) sebanyak 2/3 bagian gelas. gelas ukur lain sebanyak 3 buah berisi cairan yang sama, tanpa benih juga disiapkan bersama-sama dengan dengan contoh uji yang nantinya akan digunakan sebagai kontrol terhadap besarnya rata-rata konduktivitas cairan bahan perendam.

6. untuk mematahkan tegangan permukaan serta untuk memperoleh homogenitas kontak antara benih dan cairan, benih yang telah direndam diaduk beberapa lama (2–3 menit). gelas ukur tersebut ditutup dengan kertas filter, towel, merang atau alumunium foil lalu ditempatkan dalam inkubator selama 12–24 jam pada suhu 20–30° C.

81Penebar Swadaya

7. pada akhir periode perendaman, cairan perendam dituangkan pada gelas ukur lain dan pada mulut gelas ukur tersebut diberi saringan guna menampung benih. Cairan tersebut kemudian dituangkan kembali pada gelas ukur awal.

8. pindahkan cairan tersebut ke dalam tabung reaksi. perhitungan nilai konduktivitas pada masing-masing contoh uji harus dilakukan secara hati-hati. posisi batang sel konduktivitas harus sama pada setiap tabung dan minimal 2/3 bagian terendam.

nilai konduktivitas aktual dihitung berdasarkan rumus berikut (bonner, 1991) :

n = (a - b)/Cmmhosg-1

di mana:n : nilai konduktivitas aktuala : nilai konduktivitas cairan dan contoh ujib : nilai konduktivitas cairan tanpa contoh ujimmhosg-1 : mikromhos per g (satuan)

11.4. INTERPRETASI DAN EvALUASIsetelah masing-masing contoh uji dihitung nilai konduktivitasnya kemudian dikecambahkan. hasil pengecambahan yang diperoleh dan hasil pengukuran nilai konduktivitas kemudian dibuat hubungan keduanya dalam suatu persamaan regresi. jika diperlukan dapat digunakan beberapa transformasi data untuk memperoleh regresi yang tepat.

untuk memudahkan aplikasi pengujian viabilitas benih dengan metode daya hantar listrik (Dhl), perlu dibuat selang-selang nilai daya hantar listrik yang menggambarkan selang nilai viabilitas dari benih yang diuji (tabel 14). semakin besar selang nilai Dhl maka benih tersebut relatif lebih rentan dibanding jika selang nilainya sempit khususnya terhadap penyimpanan pada suhu dan kelembaban yang tinggi.

82 Penebar Swadaya

Tabe

l 14.

Pen

gelo

mpo

kkan

Tin

gkat

Kua

litas

Ber

dasa

rkan

Sel

ang

Nila

i Kon

dukt

ivit

as

Spes

ies

Tin

gkat

Kua

litas

Ben

ih

Sum

ber

Day

a K

ecam

bah

(%)

Day

a ha

ntar

Lis

trik

(m

mho

sg-1)

TS

RSR

TS

RSR

P. ta

eda

85–1

0065

–85

40–6

5<

40<

1010

–20

20–3

4>

34

bonn

er

(199

1)

P. el

lioti

85–1

0065

–85

40–6

5<

40<

55–

1414

–25

> 25

P. pa

stur

is85

–100

65–8

540

–65

< 40

< 4,8

4,8–6

,26,2

–10

> 10

P. ec

hina

ta85

–100

65–8

540

–65

< 40

< 9

9–18

18–3

5>

35

P. st

robu

s85

–100

65–8

540

–65

< 40

< 6

6–17

17–4

0>

40

A.m

angi

um>

7050

–70

< 50

-19

–44

> 44

--

sitep

u (1

998)

O. b

ocol

or>

7050

–70

< 50

-99

–120

120–

132

>132

-

E. c

yclo

carp

um>

6040

–60

< 40

-<

0,25

0,25–

0,70

> 0,7

0-

nug

roho

(1

998)

P. fa

lcat

aria

> 60

40–6

0<

40-

< 11

211

2–14

0>

140

-

Ket

eran

gan

:t =

ting

gi, s

= se

dang

, r =

ren

dah,

sr =

san

gat r

enda

h

83Penebar Swadaya

12.1. AKURASI HASIL PENGUjIANtelah banyak penelitian menunjukkan terdapat hubungan yang erat antara kondisi sel/jaringan dan viabilitas benih (tabel 15). hal ini berimplikasi bahwa metode uji cepat dapat digunakan pada sistem pengawasan mutu benih edar ; selain hasilnya diperoleh lebih cepat, juga akurat secara ilmiah. menurut grabe (1970) dalam pramono et al. (2001), hasil uji cepat dan uji perkecambahan secara tepat umumnya memiliki nilai yang saling mendekati dalam selang keragaman pengambilan contoh normal. perbedaan 3–5% secara keseluruhan dapat diartikan tidak terjadi kesalahan dalam pengambilan contoh. perbedaan yang besar antara hasil uji perkecambahan dan uji cepat sangat mempengaruhi akurasi hasil yang disebabkan oleh perbedaan contoh benih, teknik pengujian perkecambahan atau uji cepat yang kurang tepat, adanya dormansi, benih keras, benih terserang hama/penyakit dan kerusakan karena kimiawi.

Tabel 15. Hubungan Antara Viabilitas pada Beberapa Metode Uji Cepat Terhadap Uji Perkecambahan Benih Tanaman Hutan

No Jenis Metode Uji Model Pendugaan R2 Pustaka

1 P. mooniana

tZ Y = 1.0083 X – 1.70405 0.99muis (2004)h2o2 Y = 0.9085 X + 5.4174 0.98

eksisi embrio Y = 1.0035 X – 1.8998 0.98belah Y = 0.95 X – 1.97 0.98

APLIKASI UjI CEPAT UNTUK PENDUGAAN mUTUBENIH EDAR TANAmAN HUTAN DI INDoNESIA

12

84 Penebar Swadaya

No Jenis Metode Uji Model Pendugaan R2 Pustaka

2 A. mangium

tZ Y = 0,9424 X + 4,1992 0.93Zanzibar dan herdiana (2005)

h2o2 Y = 1.1272 X – 9,9818 0.90eksisi embrio Y = 0,7456 X + 21,724 0.81belah Y = 1,2121 X + 23,709 0.85

Konduktivitas Y = 94,511911 – 0,470275X 0.54 sitepu (1998)

3 E. cyclocarpum Konduktivitas Y = 41,061899 – 14,906938ln X 0.84 nugroho

(1998)

4 F moluccana

tZ Y = 1.10 X – 7.83 0.83Zanzibar dan herdiana (2006)

h2o2 Y = 1.10 X – 7.83 0.84eksisi embrio Y = 0.93 X + 1.1 0.78belah Y = 0.26 X – 23.4 0.77

Konduktivitas Y = 231.217793 – 36,779097ln X 0.67 nugroho

(1998)

5 A. loranthifolia

tZ Y = 1.0319 X + 4.39 0.90Zanzibar dan herdiana (2006)

h2o2 Y = 0.9071 + 9.12 0.92eksisi embrio Y = 0.9474 X + 10.749 0.92belah Y = 0.8967 X + 6.797 0.91

6 P. taeda Konduktivitas Y = 104 (± 6) – 1,91 (± 0,35) X 0.74

bonner (1991)

7 P. elliotti Konduktivitas ÖY = 10 (± 0,5) – 0,15 (± 0,03) X 0.75

8 P. pasutris Konduktivitas Y = 415 (± 88) (1/X) – 1,14 (± 8,67) X 0.77

9 P. echinata Konduktivitas Y = 114 (± 20) – 11,841 (± 3,84) ÖX 0.62

10 P. strobus Konduktivitas Y = 263 (± 49) – 79,8 (± 35,45) log 10X 0.45

Keterangan:Y = Daya berkecambah aktual.X = Daya berkecambah berdasar metode uji/nilai daya hantar listrik.

berdasarkan tabel 15, metode konduktivitas memiliki nilai koefisien determinasi paling rendah daripada metode-metode lainnya, yaitu berkisar antara 0.45–0.84. pada metode konduktivitas, satuan pengujian adalah kumpulan benih (bulk); rendahnya nilai-nilai tersebut dapat saja terjadi bila kelompok benih terdiri atas banyak benih kosong atau jaringan mati yang menempel pada kulit atau bercampur dengan benih-benih viabel lainnya sehingga pada saat pengukuran nilai konduktivitasnya menjadi tinggi serta tidak menggambarkan kondisi benih aktual (bias)(sorensen et al., 1996). rendahnya hubungan antara

lanjutan tabel 15.

85Penebar Swadaya

uji konduktivitas dan uji perkecambahan dapat pula disebabkan oleh beberapa hal, misalnya benih yang diuji masih kotor, jumlah satuan (butir) contoh uji terlalu besar serta belum optimumnya kondisi pengujian (temperatur, lama perendaman, kadar air awal benih) pada proses perendaman benih dalam inkubator (Zanzibar, 1993). syarat-syarat suatu metode dan kesesuaiannya terhadap jenis yang diuji perlu terus dikembangkan pada berbagai jenis tanaman hutan populer di indonesia.

12.2. KESESUAIAN jENIS TERHADAP mEToDE

sebelum menentukan metode uji cepat mana yang akan dipilih maka perlu mempertimbangkan hal-hal sebagai berikut : kemampuan laboran, bahan/alat yang dimiliki, serta kesesuaian jenis terhadap metode yang akan digunakan. faktor yang paling berpengaruh pada kesesuaian jenis terhadap metode tertentu adalah ukuran/dimensi, tipe dormansi dan ketahanan benih dalam kondisi tanpa kulit (Zanzibar, 2009). pada benih berukuran sangat kecil (misal eucalyptus, duabanga, tembesu, dll) hanya dapat dilakukan uji konduktivitas dan kontras radiografi. jenis jati yang memiliki dormansi ganda, berturut-turut metode yang paling sesuai adalah uji eksisi, kontras radiografi dan uji belah, sedangkan jika menggunakan metode uji lainnya tidak optimum. benih jati yang telah dikeluarkan dari kulit yang impermeabel akan lebih cepat menurun viabilitasnya. secara umum, metode tZ dan kontras radiografi merupakan metode yang paling sesuai pada hampir semua jenis tanaman hutan (tabel 16). hal ini sejalan dengan rekomendasi ista dan aosa tentang pengujian viabilitas dan vigor benih edar. penghematan waktu uji bila menggunakan metode tZ, uji belah, uji konduktivitas dan kontras radiografi antara 13–44 hari, hidrogen peroksida dan eksisi embrio antara 8–25 hari.

hal terpenting untuk aplikasi uji cepat adalah analis/laboran perlu mendapatkan pelatihan yang dibuktikan dengan sertifikasi keahlian uji cepat serta adanya standardisasi prosedur dan kunci interpretasi masing-masing jenis tanaman. peraturan aosa bahwa setelah benih diserahkan di laboratorium maka harus segera dilaksanakan pengujian secara cepat berdasarkan salah satu metode yang tepat/direkomendasikan agar dugaan kualitas kelompok benih lebih awal diperoleh konsumen. uji perkecambahan tetap menjadi uji resmi, sedangkan uji cepat sebagai metode pembanding. meskipun hanya merupakan metode

86 Penebar Swadaya

pembanding, hasil uji tersebut menjadi syarat penting dan sangat strategis, utamanya dalam mengembangkan fungsi pelayanan yang prima oleh institusi/lembaga penguji mutu.

Tabel 16. Kesesuaian Jenis Terhadap Metode Uji Cepat dan Prakiraan Waktu Pengujian Dibandingkan Uji Perkecambahan pada Benih Tanaman Hutan

No Jenis

Metode Uji Cepat Waktu Uji Daya

Kecambah (hari)

TZ Hidrogen Peroksida

Eksisi Embrio

Uji Belah DHL Kontras

Radiografi

Karakter : ortodoks1 Acacia spp. ***/1 **/7 **/6 */1 **/2 ***/1 212 S. macrophylla ***/1 **/7 **/7 ***/1 **/2 ***/1 283 T. grandis - - **/8 ***/1 - ***/1 284 F. moluccana ***/1 **/7 **/4 ***/1 **/2 ***/1 145 D. latifolia ***/1 **/7 **/6 ***/1 **/2 ***/1 146 G. arborea ***/1 ***/4 **/5 ***/1 - ***/1 287 E. cyclocarpum ***/1 **/5 **/7 ***/1 **/2 ***/1 308 P. merkusii ***/1 **/7 **/6 ***/1 ***/2 ***/1 219 M. kauki ***/1 - **/6 ***/1 **/2 ***/1 3510 M. eminii ***/1 - - ***/1 */2 ***/1 4511 M. azedarach ***/1 - - ***/1 */2 ***/1 2112 P. mooniana ***/1 **/6 **/7 ***/1 **/2 ***/1 2813 I. bijuga (merbau) ***/1 - **/6 ***/1 **/2 ***/1 21

Karakter : rekalsitran14 Dipterocarpaceae */1 - - ***/1 - **/1 4515 a. loranthifolia ***/1 **/6 **/6 ***/1 */2 **/1 14

sumber : Zanzibar (2009); sudrajat et al. (2015)

Keterangan : ***/1 : metode paling sesuai/1 hari waktu pengujian, *** = paling sesuai, ** = sesuai, * = kurang sesuai, = tidak dapat dilakukan

87Penebar Swadaya

DAFTAR PUSTAKA

barlian Y, rinawan D, nurhasybi. 1998. pengujian Cepat viabilitas benih pinus merkusii dengan Kontras radiography. Jurnal Agronomi Indonesia (Indonesian Journal of Agronomy). vol 26, no 3.

bhodthipuks, j., p. pukkitayacame, b. p. s. Wang, s. saelim and s. l. Yu. 1994. rapid viability testing of tropical tree seed. Training Course Proceeding no. 4. asean forest tree seed Centre project. thailand.

bonner, f.t. 1991. using leachate Conductivity of bulked samples to estimate seed Quality, forestry sciences laboratory, usDa forest service.

bonner, f. t., j. a. vozzo, W. W. elam and s. b. land jr. 1994. Tree Seed Technology Training Course: Instructor’s Manual. united state Department of agriculture, forest service, southern forest experiment station. new orleans.

bonner f.t and j.a, vozzo. 1988. Estimating Seed Quality of Southern Pines by Leachate Conductivity. united states Departmen of agriculture. forest service-southern forest experiment station, starkville, ms.

byrd, h. W. 1988. Pedoman Teknologi Benih (Terjemahan). state College. mississipi.

Casarett, a.p. 1968. Radiation Biology. prentice hall inc. englewood Cliffs, new jersey.

Copeland, l.o, 1976. Principles of Science and Technology. burgess pub. Co. minneapolis, minnesota.

Direktorat jenderal rehabilitasi lahan dan perhutanan sosial. 2007. Petunjuk Teknis Pengujian Mutu Fisik dan Fisiologis Benih Tanaman Hutan. jakarta.

ellis, r.h, t.D. hong and e.h. roberts. 1990. an internediate Category of seed storage behaviour. Journal of Ex., Bot. 41 : 1.167–1.174.

gordon, a. g. 1992. Seed Testing in Seed Manual for Forest Trees. forestry Commision. london.

hampton, j.g., tekrony, D.m. 1995. Handbook of Vigour Test Methods. ista, Zürich, switzerland.

hardedi, D. 1988. uji Cepat viabilitas benih sonobritz (Dalbergia latifolia roxb) dengan Kontras radiografi. Skripsi. jurusan biologi, fakultas mipa, universitas pakuan, bogor.

irwanto, i. 1989. penggunaan sinar X dalam uji Cepat viabilitas benih Acacia mangium Wild. Skripsi. jurusan managemen hutan. fakultas Kehutanan ipb. bogor

ista. 1985. seed science and technology. International Seed Testing Association. Zurich, switzerland.

88 Penebar Swadaya

_____. 1991. tree and shrub seed handbooh. The International Seed Testing Association (ista). Zurich, switzerland.

_____.2006. International Rules for Seed Testing. Zurich, switzerland.

justice, oren l., dan louis n. bass. 2002. Prinsip dan Praktek Penyimpanan Benih (Terjemahan). pt raja grafindo persada. jakarta.

Kamra, s.K. 1964. Determination of Seed Quality by X-Ray. institut of the advancement of science and Culture. Department of reforestation, royal College of forestry. stockholm sweden.

----------------1976. use of X-ray radiography for studying seed Quality in tropical forestry. Studia forestalia Suecica no. 131. Department of reforestation, royal College of forestry. stockholm sweden.

Kobmoo, b and skeates. 1986. X-radiography of tropical forest tree seed. The Embryon. 2 (1) : 25–28.

Kusuma, i, D. 1989. uji Cepat viabilitas jenis mahoni (Swietenia macrophylla King) dengan Kontras radiography. Skripsi. jurusan manajemen hutan, fakultas Kehutanan ipb. bogor.

laedem, C. l. 1984. Quick test for tree seed viability. Management Report no. 18 issn. 0702–9861. b. C. ministry forest land research branch.

lauridsen, e.b. 1995. seed processing-effect in seed Quality. in innovation in tropical tree seed technology. Proceeding of the IUFRO Symposium of the Project Group. tanzania.

markham. 1978. Efek Biology Radiasi Pengion. batan. jakarta

muis, m.i, 2004. penentuan viabilitas benih Kayu Kuku (Pericopsis mooniana linn) berdasarkan uji Cepat. Skripsi. jurusan manajemen hutan, fakultas Kehutanan, universitas nusa bangsa, bogor.

nugroho, a.a. 1998. pendugaan Kualitas benih Acacia mangium Willd dan Ochroma bicolor berdasarkan uji Daya hantar listrik. Skripsi. jurusan manajemen hutan, fakultas Kehutanan ipb.

pramono, a. a., Danu dan D. iriantono. 2001. standar pola pewarnaan tetrazolium untuk uji Cepat viabilitas benih Pinus merkusii (tusam). Buletin Teknologi Perbenihan. balai teknologi perbenihan. bogor. 8 (1) 12–23.

putri, i.r.W. 1995. uji Cepat viabilitas benih Gmelina arborea linn berdasarkan Kontras radiografi. Skripsi. jurusan manajemen hutan, fakultas Kehutanan ipb.

sadjad, s. 1980. Panduan Pembinaan Mutu Benih tanaman Hutan. Kerjasama proyek pusat perbenihan Kehutanan Direktorat reboisasi dan rehabilitasi Direktorat jenderal Kehutanan dengan lembaga afiliasi institut pertanian bogor. bogor.

schmidt, l. 2002. Pedoman Penanganan Benih Tanaman Hutan Tropis dan Subtropis. terjemahan. Dirjen rlps. Departemen Kehutanan. jakarta.

89Penebar Swadaya

simak, m. 1980. X-Radiography in Research and Testing of Forest Tree Seeds. the university of agricultural sciences, Department of siliviculture.

siskasari. 2002. pendugaan Kualitas benih Gmelina arborea berdasarkan uji Daya hantar listrik. Skripsi. fakultas pertanian ipb.

sitepu, s.m. 1998. pendugaan Kualitas benih Enterolobium cyclocarpum dan Paraserianthes falcataria berdasarkan uji Daya hantar listrik. Skripsi. jurusan manajemen hutan, fakultas Kehutanan ipb. bogor.

supriyanto. 1996. Panduan Praktikum Teknologi Benih: Tetrazolium Test. laboratorium silvikultur jurusan manajeman hutan fakultas Kehutanan ipb. bogor.

sorensen, a., e. lauridsen, and K. thomsen. 1996. electrical Conductivuty test. Technical Note no. 45. Danida forest seed Centre, Denmark.

Willan, r. l. 1985. A Guide to Forest Seed Handling. DaniDa forest seed Centre hunlebaek Denmark. fao.

Zanzibar, m. 1996. aplikasi uji Cepat viabilitas pada benih tanaman hutan. Prosiding Ekpose Program dan Hasil-Hasil Penelitian Perbenihan Kehutanan. balai teknologi perbenihan, balitbang Kehutanan. bogor.

_________ .1996. pendugaan Kualitas benih berdasarkan leachate Conductivity. Tekno Benih vol. i no. 2.

_________ , herdiana, n., novita, i., Kartiana, e.r dan muharam, a. 2003. Pedoman Uji Cepat Viabilitas Tanaman Hutan. Buku I. balitbang teknologi perbenihan. bogor.

_________ , rohandi, a., herdiana, n., mokodompit., Kartiana, e.r dan muharam, a. 2004. Pedoman Uji Cepat Viabilitas Tanaman Hutan Buku II. balitbang teknologi perbenihan. bogor.

_________ dan herdiana, n. 2005. Ketepatan beberapa metode uji Cepat Dalam menduga viabilitas benih mangium. Jurnal Penelitian Hutan Tanaman. vol. 2, no. 2 : 205–215.

_________ dan herdiana n. 2006. akurasi metode uji Cepat dalam menduga viabilitas benih sengon. Jurnal Penelitian Hutan Tanaman. vol. 3, no. 2 : 331–338.

_________ . 2009. Kajian metode uji Cepat sebagai metode resmi pengujian Kualitas benih tanaman hutan di indonesia. Jurnal Standardisasi. vol. 11, no.1, tahun 2009 : 38–45 (25).

_________ . 2010. teknik penanganan benih tanaman hutan penghasil Kayu pertukangan jenis gelam (Melaleuca leucadendron), tembesu (Fagraea fragrans roxb), dan Kayu bawang (Protium javanicum). Laporan Penelitian. balai penelitian teknologi perbenihan tanaman hutan, bogor.

_________ .2011. efektivitas perlakuan priming dan metode pendugaan mutu fisiologis secara Cepat pada benih tusam. Jurnal Standardisasi. volume 13, no : 2, hal 91–98.

90 Penebar Swadaya

Lampiran 1. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih A. mangium

a. pola pewarnaan

LAmPIRAN

Benih viabel

1 2a 2b 3a 3b

4a 4b 5a 5b 6a 6b

Benih non viabel

1 2 3 4a 4b 5

91Penebar Swadaya

b. Kunci interpretasi

KriteriaNo.

Kriteria

Pola Pewarnaan Struktur Tumbuh (%)

Radikel Plumula Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m 100 m

2. 100 m 100 m terdapat mm dan tanpa p

3. 100 m 100 m

5–50 p terletak jauh di atas/tidak di sekitar poros embrio dan memiliki ≥ 50 m

4. 100 m terdapat mm dan tanpa p

terdapat mm dan tanpa p



6.terdapat mm dan tanpa p



non-viabel

1. 100 m 100 m > 50 p


> 20 p dan memiliki < 50 m

3. 100 m terdapat p -



> 5 p dan memiliki < 50 m

5. terdapat p - -

Keterangan : m = merah, mm = merah muda, p = putih

92 Penebar Swadaya

Lampiran 2. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih G. arborea

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3 4 5

Benih non-viabel

1 2 3 4 5


KriteriaNo.

Kriteria


Extreme Tip of Radicle

Embryonic Axis Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m 100 m

2. 100 m 100 m ≤ 10 p

3. 100 p 100 m 100 m

4. 100 p 100 m ≤ 10 p

5. 100 m terdapat p 100 m

93Penebar Swadaya

KriteriaNo.

Kriteria


Extreme Tip of Radicle


non-viabel

1. 100 m terdapat p ≤ 10 p

2. 100 mm 100 mm 100 mm

3. 100 p terdapat mm terdapat mm

4. 100 p 100 p terdapat mm

5. 100 p 100 p 100 p


Lampiran 3. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih P. falcataria

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2a 2b 3a 3b 4a 4b

Benih non-viabel

1 2 3 4

lanjutan tabel.

94 Penebar Swadaya


KriteriaNo.

Kriteria



viabel

1. 100 m 100 m 100 m


3. 100 m 100 m

5–40 p yang terletak jauh di atas atau tidak di sekitar poros embrio dan memiliki ≥ 60 m

4. terdapat m, mm dan tanpa p

terdapat m, mm dan

tanpa p

terdapat m, mm atau memiliki ≤ 20 p dengan ≥ 60 m

non-viabel

1. 100 m 100 m > 40 p dan memiliki < 60 m

2. - terdapat p -

3. terdapat p - -

4.merah

kehitaman, layu (Overstain)

merah kehitaman,

layu (Overstain)

merah kehitaman, layu (Overstain)


Lampiran 4. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih P. merkusii

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2a 2b 3 4 5

95Penebar Swadaya

Benih non-viabel

1 2 3 4 5 6


KriteriaNo.

Kriteria


EmbrioEndosperma

Radikel Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m 100 m


3. 100 m 100 m ≤ 20 p dan memiliki ≥ 50 m

4. 100 m terdapat mm dan tanpa p 100 m


100 m 100 m

non-viabel


2. 100 m terdapat mm dan tanpa p terdapat mm dan tanpa p



100 m terdapat mm dan tanpa p

5. terdapat p - -

6. Overstain Overstain Overstain


lanjutan tabel.

96 Penebar Swadaya

Lampiran 5. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih S. macrophylla

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3

Benih non-viabel

1 2 3


KriteriaNo.

Kriteria


Titik tumbuh Endosperma

viabel

1. 100 m 100 m

2. 100 m terdapat mm, tanpa p dan memiliki ≥ 30 m

3. 100 m ≤ 20 p dan memiliki ≥ 40 m

non-viabel

1. 100 m terdapat mm, p dan memiliki < 30 m

2. 100 m > 20 p dan memiliki < 40 m

3. terdapat mm atau p -


97Penebar Swadaya

Lampiran 6. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih E.cyclocarpum

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3 4 5

6 7 8 9 10

Benih non-viabel

1 2 3 4 5 6

98 Penebar Swadaya


KriteriaNo.

Kriteria



viabel

1. 100 m 100 m 100 m

2. 100 m 100 m 25–100 mm tanpa bercak putih

3. 100 m 100 mm ≥ 40 mm, tanpa bercak putih

4. 100 m ≥ 50 m, tanpa bercak putih

≥ 40 (mm), tanpa bercak putih

5.≥ 75 mm,

tanpa bercak putih

100 m ≥ 40 (mm), tanpa bercak putih

6. 100 m 100 mm ≥ 40 (mm), maksimal 15 p

7. 100 m 100 m ≥ 40 (mm), maksimal 25 p

8. 100 m ≥ 50 m, tanpa bercak putih

≥ 40 (mm), maksimal 15 p

9. ≥ 75 m, tanpa bercak putih 100 m ≥ 40 (mm), maksimal

15 p

10 ≥ 75 m, tanpa bercak putih

≥ 50 m, tanpa bercak putih

≥ 40 (mm), maksimal 15 p

non-viabel

1. 100 m 100 m < 40 m dan > 25 p

2. ≥ 75 m, tanpa bercak putih 100 m < 40 m dan > 15 p

3. 100 m ≥ 50 m, tanpa bercak putih < 40 m dan > 15 p

4. 100 m 100 m < 25 m, 0–100 p

5. 0–100 p - -

6. - 0–100 p -


99Penebar Swadaya

Lampiran 7. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih T. grandis

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3 4 5

Benih non-viabel

1 2 3 4 5


KriteriaNo.

Kriteria


Extreme tip of radicle


viabel

1. 100 m 100 m 100 m

2. 100 m 100 m ≤ 10 p

3. 100 p 100 m 100 m

4. 100 p 100 m ≤ 10 p

5. 100 m terdapat p 100 m

100 Penebar Swadaya

KriteriaNo.

Kriteria


Extreme tip of radicle


non-viabel

1. 100 m terdapat p ≤ 10 p

2. 100 mm 100 mm 100 mm

3. 100 p terdapat mm terdapat mm

4. 100 p 100 p terdapat mm

5. 100 p 100 p 100 p


Lampiran 8. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih T. grandis

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3 4

5 6 7

Benih non-viabel

1 2 3

4 5 6

lanjutan tabel.

101Penebar Swadaya


KriteriaNo.

Kriteria


Radikel Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m

2. 100 m 100 mm

3. 100 mm 100 m

4. 100 m5–15 p terletak jauh di atas poros embrio dan memiliki

≥ 40 m

5. 100 m ≥ 40 m

6.≥ 60 m atau mm

terletak dekat poros embrio

≥ 40 m

7.≥ 60 m atau mm

terletak dekat poros embrio

0–10 p terletak jauh di atas poros embrio dan memiliki

³ 40 m

non viabel

1. 100 m < 40 m

2. 100 m terdapat p di sekitar poros embrio

3. 100 m > 10 p dan memiliki < 40 m

4. > 60 p terletak dekat poros embrio 100 m

5. 100 p 100 m

6. 100 p 100 p


102 Penebar Swadaya

Lampiran 9. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih A. lorathifolia

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2a 2b 3 4 5

Benih non-viabel

1 2 3 4 5 6


KriteriaNo.

Kriteria


EmbrioEndosperma

Radikel Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m 100 m


3. 100 m 100 m ≤ 20 p dan memiliki ³ 50 m

4. 100 m terdapat mm dan tanpa p 100 m

5. terdapat mm dan tanpa p 100 m 100 m

103Penebar Swadaya

KriteriaNo.

Kriteria


EmbrioEndosperma

Radikel Kotiledon

non-viabel


2. 100 m terdapat mm dan tanpa p terdapat mm dan tanpa p


4. terdapat mm dan tanpa p 100 m terdapat mm dan tanpa p

5. terdapat p - -

6. Overstain Overstain Overstain


Lampiran 10. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih M. kauki

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3 4 5 6

Benih non-viabel

1 2 3 4 5 6

lanjutan tabel.

104 Penebar Swadaya


Kriteriapola pewarnaan struktur tumbuh (%)

no. Kriteria radikel Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m

2. 100 m <10 p

3. 100 m 100 mm

4. 100 mm 100 m

5. 100 mm 100 mm

6. 100 m < 50 mn dan < 10 p

non-viabel

1. terdapat p 100 m

2. 100 m terdapat p

3. 100 m 100 p

4. 100 p 100 m

5. 100 p 100 p

6. overstain overstain


Lampiran 11. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih M. eminii

a. pola pewarnaan

Benih viabel

1 2 3 4

105Penebar Swadaya

5 6 7 8

Benih non-viabel

1 2 3 4

5 6 7 8




viabel

1. 100 m 100 m

2. 100 m < 20 p

3. 100 m 100 mm

4. 100 mm 100 m

5. 100 mm 50m dan 50 mm

6. 100 m ≥ 50m, < 40 mm dan < 10 p

7. terdapat p 100 m

8. 100 m < 60 m dan > 40 mm

lanjutan tabel.

106 Penebar Swadaya



non-viabel

1. 100 m terdapat p

2. terdapat p 100 m

3. > 50 p 100 m

4. 100 m < 50 mm dan £ 50 p

5. 100 m 100 p

6. 100 p 100 m

7. 100 p 100 p



Lampiran 12. Sketsa Pola Pewarnaan dan Kunci Interpretasi Uji Tetrazolium Benih M. azedarach

a. pola pewarnaan

benih viabel

1 2 3 4 5 6

Benih non-viabel

1 2 3 4 5 6

lanjutan tabel.

107Penebar Swadaya


Kriteria


No. Kriteria

Radikel Kotiledon

viabel

1. 100 m 100 m

2. 100 m <10 p

3. 100 m 100 mm

4. 100 mm 100 m

5. 100 mm 100 mm

6. 100 m < 50 mn dan < 10 p

non viabel

1. terdapat p 100 m

2. 100 m terdapat p

3. 100 m 100 p

4. 100 p 100 m

5. 100 p 100 p



108 Penebar Swadaya

MUHAMMAD ZANZIBAR, dilahirkan di raha (muna-sulawesi tenggara) pada 8 juni 1960 sebagai anak ke-5 dari 11 bersaudara dari pasangan bapak laode ihu (alm.) dan Waode afifa (alm.). pendidikan 9 tahun diselesaikan di raha, sulawesi tenggara. untuk mendapatkan gelar sarjana, penulis merantau ke bogor dan mengambil jurusan manajemen hutan di institut pertanian bogor yang gelar tersebut diperoleh pada tahun 1986. gelar magister diperolehnya pada tahun 2002 dari

universitas ars international. penulis sudah menjabat sebagai staf teknis peneliti pada balai teknologi perbenihan sejak 1987. ayah dari 2 anak ini pernah menjabat sebagai pimpinan proyek teknologi perbenihan Kehutanan pada 1992—1994. penulis juga aktif dalam berbagai kegiatan seperti anggota dewan redaksi majalah ilmiah populer : tekno benih dari 2001—2009. penulis juga ikut serta sebagai panitia teknik (pantek) perumusan standar nasional 65-01 pengelolaan hutan sejak 2010. saat ini, pria 56 tahun ini juga merupakan anggota Dewan pakar silvikultur intensif pada Ditjen buK, Kementerian Kehutanan. penulis pernah mengikuti training program in tree seed technology pada 1996 serta seed radiography di usa. penulis juga pernah menerima penghargaan menteri lingkungan hidup dan Kehutanan sebagai peneliti peningkatan produktivitas tanaman hutan unggul pada 2014. buku ini adalah buku pertamanya yang diterbitkan penebar swadaya.

PRoFIL PENULIS

pendugaan - benih-bogor.litbang.menlhk.go.idbenih-bogor.litbang.menlhk.go.id/assets/files/...hak...

Documents