naa

PENGARUH PEMBERIAN BAP DAN NAA

TERHADAP PERTUMBUHAN DAN PERKEMBANGAN

TUNAS MIKRO KANTONG SEMAR (Nepenthes mirabilis)

SECARA IN VITRO

Oleh:

YAYU ALITALIA

A34304025

PROGRAM STUDI HORTIKULTURA

FAKULTAS PERTANIAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2008

RINGKASAN

YAYU ALITALIA. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA Terhadap

Pertumbuhan dan Perkembangan Tunas Mikro Kantong Semar (Nepenthes

Mirabilis) Secara In Vitro. (Dibimbing oleh DINY DINARTI)

Penelitian ini bertujuan untuk mempelajari pengaruh jenis dan konsentrasi

zat pengatur tumbuh BAP dan NAA yang sesuai untuk pertumbuhan dan

perkembangan tunas mikro kantong semar (Nepenthes mirabilis) secara in vitro.

Penelitian dilaksanakan pada bulan Oktober 2007 hingga Maret 2008 di

Laboratorium Bioteknologi Tanaman Departemen Agronomi dan Hortikultura,

Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor.

Penelitian ini disusun menggunakan Rancangan Acak Lengkap (RAL) dua

faktor yaitu konsentrasi BAP dan NAA pada media dasar yaitu MS. Faktor

pertama adalah BAP yang terdiri dari empat taraf konsentrasi, yaitu 0; 0.5; 1.0

dan 2.0 ppm. Faktor kedua adalah NAA dengan empat taraf konsentrasi, yaitu 0;

0.1; 0.2 dan 0.5 ppm. Penelitian ini terdiri dari 16 kombinasi perlakuan masing-

masing diulang sebanyak 10 kali, sehingga terdapat 160 satuan percobaan dengan

1 eksplan untuk setiap satu satuan percobaan (1 botol kultur).

Pengamatan dilakukan setiap hari dan minggu selama 16 minggu setelah

tanam. Peubah yang diamati setiap hari yaitu: waktu inisiasi tunas, waktu inisiasi

daun, waktu inisiasi kantong dan waktu inisiasi akar. Peubah yang diamati setiap

minggu yaitu: jumlah tunas, jumlah daun, jumlah kantong dan jumlah akar.

Peubah yang diamati pada akhir pengamatan yaitu: panjang daun terpanjang,

panjang akar terpanjang dan tinggi tanaman.

Sidik ragam menunjukkan pengaruh BAP nyata terhadap inisiasi tunas dan

inisiasi daun dan sangat nyata terhadap inisiasi kantong, panjang daun terpanjang

dan tinggi tanaman. BAP memberikan pengaruh yang nyata pada 2 MST dan

sangat nyata pada 3 hingga 16 MST terhadap jumlah tunas yang terbentuk. BAP

juga memberikan pengaruh yang nyata pada 3 MST dan sangat nyata pada 4

hingga 16 MST terhadap jumlah daun dan pengaruh sangat nyata terhadap jumlah

kantong pada 5-16 MST.

NAA memberikan pengaruh yang sangat nyata terhadap panjang akar

terpanjang, panjang daun terpanjang, tinggi tanaman dan jumlah akar pada 10

hingga 16 MST. NAA memberi pengaruh nyata terhadap jumlah tunas pada 3

hingga 7 MST dan terhadap jumlah kantong pada 5 MST. NAA juga

menunjukkan pengaruh sangat nyata terhadap jumlah daun pada 4 hingga 8 MST

dan pengaruh nyata pada 9-14 MST dan 16 MST.

Kombinasi antara BAP dan NAA hanya memberikan pengaruh sangat

nyata terhadap panjang daun terpanjang (30.9 mm), jumlah tunas pada 2 MST (1.6

tunas per eksplan) dan jumlah daun pada 4 MST (4.1 daun per eksplan).

PENGARUH PEMBERIAN BAP DAN NAA

TERHADAP PERTUMBUHAN DAN PERKEMBANGAN

TUNAS MIKRO KANTONG SEMAR (Nepenthes mirabilis)

SECARA IN VITRO

Skripsi sebagai salah satu syarat

untuk memperoleh gelar Sarjana Pertanian

pada Fakultas Pertanian Institut Pertanian Bogor

Oleh:

Yayu Alitalia

A34304025

PROGRAM STUDI HORTIKULTURA

FAKULTAS PERTANIAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2008

Judul : PENGARUH PEMBERIAN BAP DAN NAA TERHADAP

PERTUMBUHAN DAN PERKEMBANGAN TUNAS MIKRO

KANTONG SEMAR (Nepenthes mirabilis) SECARA IN VITRO

Nama : Yayu Alitalia

NRP : A34304025

Menyetujui,

Dosen Pembimbing

Ir. Diny Dinarti, MSi

NIP. 131 999 963

Mengetahui,

Dekan Fakultas Pertanian

Prof. Dr. Ir. Didy Sopandie, M.Agr.

NIP. 131 124 019

Tanggal Lulus :

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Bogor, Jawa Barat pada tanggal 13 maret 1986. Penulis merupakan

putri pertama dari Bapak Lili Hanapi dan Ibu Aminah.

Riwayat pendidikan penulis yaitu pada tahun 1998 lulus dari SD Negeri Puspanegara 03

Citeureup-Bogor, pada tahun 2001 lulus dari SLTP Negeri 1 Cibinong-Bogor, pada tahun 2004

lulus dari SMU Negeri 3 Bogor dan pada tahun yang sama penulis lulus seleksi masuk IPB

melalui jalur Undangan Seleksi Masuk IPB (USMI) pada Program Studi Hortikultura.

Selama kuliah penulis sempat menjadi panitia Festival Tanaman (FESTA) yang diadakan

oleh Himpunan Mahasiswa Agronomi (Himagron) ke-XXVI (2005), FESTA ke-XXVII (2006),

Panitia Pelatihan Terarium (2006) dan menjadi panitia pada Hard Launching Indo Flower

Nursery IPB (2008). Pada tahun 2005 penulis juga mendapat kesempatan magang di Agrowisata

Strawberry Petik Sendiri di Kurnia Strawberry Ciwidey, Bandung selama 1 bulan.

KATA PENGANTAR

Puji syukur penulis panjatkan ke hadirat Allah SWT atas berkat, rahmat

dan karunia-Nya sehingga penulis dapat menyelesaikan skripsi yang berjudul

Pengaruh Pemberian BAP dan NAA Terhadap Pertumbuhan dan

Perkembangan Tunas Mikro Kantong Semar (Nepenthes Mirabilis) Secara

In Vitro ini. Skripsi ini disusun sebagai salah satu syarat untuk memperoleh

gelar Sarjana Pertanian pada Departemen Agronomi dan Hortikultura Fakultas

Pertanian IPB.

Pada kesempatan ini penulis menyampaikan terima kasih yang sebesar-

besarnya kepada:

1. Ir Diny Dinarti, MSi selaku dosen pembimbing akademik dan pembimbing

skripsi atas bimbingan, kesabaran, motivasi dan waktu hingga

terselesaikannya skripsi ini.

2. Dr Ir Nurul Khumaida, MSi dan Ir Megayani Sri Rahayu, MS sebagai

penguji atas masukan ilmu serta kritik dan sarannya.

3. Papa dan Mama tercinta yang telah memberikan segala kasih sayang, doa

dan cinta yang tidak akan pernah terbalaskan.

4. M. Reza Cordova atas segala motivasi, semangat, bantuan dan dorongan

yang telah diberikan.

5. Urip Sayekti, atas semua arahan dalam pelaksanaan penelitian ini.

6. Purnawati, Ardhanariswari, Rima dan Rini Riestiani atas semua bantuan

dan waktu untuk saling berbagi suka dan duka.

7. Melly, Aji, Hanna, Mbak Retno, Mbak Ella, Doni, Eneng dan teman-

teman di Laboratorium Kultur Jaringan.

8. Noni, Kiki, Yesa, Heni, Rini, Mbak Ayi, Enggar, Nika, Roy, Mega dan

teman-teman yang telah membantu dalam setiap kegiatan.

9. Teman-teman Hortikultura angkatan 41 serta semua pihak yang tidak bisa

penulis sebutkan satu per satu.

Semoga tulisan ini dapat bermanfaat bagi yang memerlukan.

Bogor, Mei 2008

Penulis

DAFTAR ISI

Halaman

PENDAHULUAN ........................................................................................ 1

Latar belakang ................................................................................... 1

Tujuan ............................................................................................... 3

Hipotesis ........................................................................................... 4

TINJAUAN PUSTAKA .............................................................................. 5

Botani dan Morfologi Kantong Semar ............................................... 5

Ekologi .............................................................................................. 10

Kultur Jaringan Tanaman ................................................................... 11

Faktor-faktor yang Mempengaruhi Keberhasilan Kultur Jaringan ...... 12

Eksplan ....................................................................................... 12

Media Kultur .............................................................................. 13

Zat Pengatur Tumbuh .................................................................. 14

Kultur JaringanTanaman Karnivora ................................................... 17

BAHAN DAN METODE ............................................................................ 18

Waktu dan Tempat ............................................................................ 18

Bahan dan Alat ................................................................................. 18

Metode Penelitian .............................................................................. 18

Pelaksanaan ....................................................................................... 19

Sterilisasi Alat, Botol dan Media Tanam ..................................... 19

Pembuatan Larutan Stok ............................................................. 19

Pembuatan Media Kultur ............................................................ 20

Persiapan Ruang Tanam .............................................................. 20

Penanaman .................................................................................. 21

Pemeliharaan .............................................................................. 21

Pengamatan ....................................................................................... 22

HASIL DAN PEMBAHASAN .................................................................... 23

Kondisi Umum .................................................................................. 23

Waktu Inisiasi Tunas ......................................................................... 27

Waktu Inisiasi Daun........................................................................... 28

Waktu Inisiasi Kantong ...................................................................... 30

Waktu Inisiasi Akar ........................................................................... 30

Jumlah Tunas ..................................................................................... 32

Jumlah Daun ...................................................................................... 35

Jumlah Kantong ................................................................................. 38

Jumlah Akar ...................................................................................... 40

Tinggi Tanaman ................................................................................. 42

Panjang Daun Terpanjang .................................................................. 44

Panjang Akar Terpanjang ................................................................... 45

KESIMPULAN DAN SARAN .................................................................... 47

Kesimpulan ....................................................................................... 47

Saran ................................................................................................. 47

DAFTAR PUSTAKA .................................................................................. 48

LAMPIRAN ................................................................................................ 51

DAFTAR TABEL

Nomor Halaman

Teks

1. Rekapitulasi Sidik Ragam Respon Peubah yang Diamati pada Kultur

Nepenthes mirabilis ................................................................................. 26

2. Pengaruh Pemberian BAP terhadap Waktu Inisiasi Tunas, Inisiasi Daun,

dan Inisiasi Kantong Nepenthes mirabilis ................................................ 27

3. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA terhadap Waktu Inisiasi Akar


4. Pengaruh Pemberian BAP terhadap Rata-rata Jumlah Tunas

Nepenthes mirabilis pada 2-16 MST ........................................................ 32

5. Pengaruh Pemberian NAA terhadap Rata-rata Jumlah Tunas

Nepenthes mirabilis pada 2-8 MST .......................................................... 34

6. Pengaruh Interaksi BAP dan NAA terhadap Rata-rata Jumlah Tunas

Nepenthes mirabilis pada 2 MST ............................................................. 35

7. Pengaruh Pemberian BAP terhadap Rata-rata Jumlah Daun


8. Pengaruh Pemberian NAA terhadap Rata-rata Jumlah Daun


9. Pengaruh Interaksi BAP dan NAA terhadap Rata-rata Jumlah Daun

Nepenthes mirabilis pada 4 MST ............................................................. 37

10. Pengaruh Pemberian BAP terhadap Rata-rata Jumlah Kantong


11. Pengaruh Pemberian NAA terhadap Rata-rata Jumlah Kantong


12. Pengaruh Pemberian NAA terhadap Rata-rata Jumlah Akar

Nepenthes mirabilis pada 10-16 MST ...................................................... 41

13. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA terhadap Rata-rata Tinggi Tanaman


14. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA terhadap Rata-rata Panjang Daun

Terpanjang Nepenthes mirabilis ............................................................... 44

15. Pengaruh Interaksi BAP dan NAA terhadap Rata-rata Panjang Daun

Terpanjang Nepenthes mirabilis ............................................................... 45

18. Pengaruh Pemberian NAA terhadap Rata-rata Panjang Akar Terpanjang


Nomor Halaman

Lampiran

1. Komposisi Media Murashige-Skoog ....................................................... 51

2. Sidik Ragam Waktu Inisiasi Tunas N.mirabilis ....................................... 52

3. Sidik Ragam Waktu Inisiasi Daun N.mirabilis ....................................... 52

4. Sidik Ragam Waktu Inisiasi Kantong N.mirabilis ................................... 52

5. Sidik Ragam Waktu Inisiasi Akar N.mirabilis ........................................ 53

6. Sidik Ragam Panjang Daun Terpanjang N.mirabilis ............................... 53

7. Sidik Ragam Panjang Akar Terpanjang N.mirabilis ................................ 53

8. Sidik Ragam Tinggi Tanaman N.mirabilis .............................................. 54

9. Sidik Ragam Jumlah Tunas N.mirabilis pada 2-16 MST ......................... 54

10. Sidik Ragam Jumlah Daun N.mirabilis pada 3-16 MST .......................... 56

11. Sidik Ragam Jumlah Kantong N.mirabilis pada 5-16 MST ..................... 58

12. Sidik Ragam Jumlah Akar N.mirabilis pada 6-16 MST ........................... 60

DAFTAR GAMBAR

Nomor Halaman

Teks

1. (A) Nepenthes yang Merambat di Pohon ................................................ 5

(B) Menyemak Diatas Permukaan Tanah ................................................ 5

2. (A) Bunga Jantan N.mirabilis ................................................................. 6

(B) Bunga Betina N.gracilis ................................................................... 6

3. (A) Struktur Bunga Jantan ...................................................................... 6

(B) Struktur Bunga Betina ...................................................................... 6

4. (A) Buah N.mirabilis .............................................................................. 7

(B) Buah yang Telah Merekah ................................................................ 7

5. (A) Biji yang Berasal dari Buah yang Matang ......................................... 7

(B) Biji yang Siap Ditanam .................................................................... 7

6. (A) Tipe Kantong Atas ........................................................................... 8

(B) Tipe Kantong Bawah ........................................................................ 8

7. Serangga yang Terjebak di dalam Kantong ............................................. 9

8. (A) N.hookeriana x N.mirabilis .............................................................. 10

(B) N.gracilis x N.mirabilis .................................................................... 10

9. Struktur Molekul NAA ........................................................................... 15

10. Struktur Molekul BAP ............................................................................ 16

11. Tanaman Induk yang Digunakan Sebagai Eksplan .................................. 23

12. (A) Kontaminasi yang Disebabkan oleh Cendawan ................................ 24

(B) Kontaminasi yang Disebabkan oleh Bakteri ...................................... 24

13. Kantong yang Terbentuk pada Eksplan N.mirabilis. ............................... 24

14. (A) Tahap Perkembangan Eksplan dari Sebelum Bertunas ...................... 28

(B) Tahap Perkembangan Eksplan Setelah 2 MST .................................. 28

15. Inisiasi Daun pada Eksplan Nepenthes. ................................................... 29

16. (A) Ukuran Daun Nepenthes pada Perlakuan NAA 0.2 ppm ................... 29

(B) Ukuran Daun Nepenthes pada Perlakuan NAA 0.5 ppm ................... 29

17. Inisiasi Kantong pada Eksplan Nepenthes. .............................................. 30

18. Inisiasi Akar pada Eksplan Nepenthes. ................................................... 31

19. (A) Jumlah Tunas yang Dihasilkan pada Perlakuan BAP 1 ppm ............. 33

(B) Jumlah Tunas yang Dihasilkan pada Perlakuan BAP 2 ppm ............. 33

20. (A) Jumlah Tunas yang Dihasilkan pada Perlakuan NAA 0.1 ppm ......... 34

(B) Jumlah Tunas yang Dihasilkan pada Perlakuan NAA 0.5 ppm .......... 34

21. Jumlah Tunas pada Perlakuan BAP 1 ppm + NAA 0.5 ppm. .................. 35

22. Jumlah Daun Nepenthes pada Perlakuan Tanpa Penambahan Zat

Pengatur Tumbuh ................................................................................... 37

23. Warna Daun pada Eksplan Nepenthes mirabilis ...................................... 38

24. Kantong yang Terbentuk pada Eksplan Nepenthes mirabilis ................... 40

25. Jumlah Akar dilihat dari Bagian Bawah Botol Kultur ............................. 41

26. Bulu Akar pada Akar Nepenthes mirabilis .............................................. 42

27. (A) Tinggi Tanaman Nepenthes pada Perlakuan BAP 2 ppm .................. 43

(B) Perlakuan NAA 0.2 ppm + BAP 1 ppm ............................................ 43

28. Panjang Daun Terpanjang pada Perlakuan

BAP 1 ppm + NAA 0.2 ppm .................................................................. 44

29. Panjang Akar Terpanjang pada Perlakuan Tanpa Penambahan Zat

Pengatur Tumbuh ................................................................................... 46

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Nepenthes atau yang lebih dikenal dengan sebutan kantong semar

merupakan salah satu tanaman unik dan langka yang ada di Indonesia. Menurut

Direktorat Budidaya Tanaman Hias (2006), nepenthes merupakan jenis tumbuhan

yang termasuk dalam CITES Appendix 1 Tahun 2003. Tanaman yang termuat di

dalamnya merupakan jenis-jenis yang telah terancam punah (endangered)

sehingga perdagangan internasional spesimen yang berasal dari habitat alam harus

dikontrol dengan ketat dan hanya diperkenankan untuk kepentingan non komersial

tertentu dengan izin khusus.

Menurut Mansur (2007), terdapat 64 jenis nepenthes yang hidup di

Indonesia dari sekitar 82 jenis yang ada di dunia. Borneo (Kalimantan, Serawak,

Sabah dan Brunei) merupakan pusat penyebaran nepenthes di dunia dan saat ini

terdapat sekitar 32 jenis nepenthes yang hidup disana. Sumatera menempati urutan

kedua dengan jumlah sebanyak 29 jenis. Berdasarkan hasil penelusuran spesimen

herbarium di Herbarium Bogorinse-Bogor, ditemukan bahwa di Sulawesi terdapat

minimum 10 jenis, New Guinea 9 jenis, Maluku 4 jenis dan Jawa hanya terdapat 2

jenis nepenthes.

Nepenthes diberi sebutan kantong semar karena ujung daunnya

termodifikasi menjadi kantong seperti perut semar yang buncit. Kantong-kantong

ini sangat menarik, karena bentuk dan warnanya yang indah. Keunikan lainnya

terdapat pada kantung yang berbentuk corong berisi cairan yang di dalamnya

dapat ditemukan berbagai jenis serangga. Penampilannya yang seperti ini

menjadikannya sebagai tanaman yang unik jika dibandingkan dengan tanaman

yang lain. Menurut Handayani (2006), tanaman ini memiliki potensi untuk

dijadikan tanaman hias ornamental karena bentuk, warna dan ukurannya yang

menarik.

Tanaman nepenthes sebenarnya hanya menjadi tanaman liar di hutan-

hutan tempat asalnya. Kelestarian nepesthes semakin terancam akhir-akhir ini

karena adanya konversi lahan. Keadaan ini justru sangat berbeda dengan kondisi

2

nepenthes di luar negeri. Tanaman ini banyak digemari dan bahkan

pengembangan budidayanya jauh lebih maju.

Semakin menyusutnya luasan hutan yang disertai kerusakan pada beberapa

waktu ini, dikhawatirkan akan berdampak langsung terhadap berkurangnya

populasi dan keanekaragaman nepenthes. Kepunahan nepenthes pun bisa terjadi

jika hal ini tidak ditanggulangi. Usaha konservasi ex-situ perlu dilakukan dengan

cara domestikasi melalui mekanisme budidaya dan pemuliaan (Mansur, 2007).

Metode perbanyakan tanaman nepenthes yang banyak dilakukan selama

ini adalah dengan menggunakan biji, stek dan pemisahan anakan. Cara

perbanyakan melalui stek terbatas dari jumlah buku dan waktu yang relatif lama

untuk menyiapkan tanaman induk siap stek (Sayekti, 2007). Suska (2006) dalam

Sayekti (2007) juga menyatakan bahwa untuk mempersiapkan tanaman induk siap

stek pada Nepenthes mirabilis yang berasal dari semai biji diperlukan waktu

sekitar dua tahun. Metode perbanyakan dengan pemisahan anakan terbatas oleh

sedikitnya jumlah anakan yang terbentuk. Pada Nepenthes mirabilis juga anakan

jarang terbentuk.

Salah satu alternatif metode perbanyakan yang dapat ditempuh adalah

melalui kultur in vitro. Metode ini diharapkan mampu menghasilkan tanaman

dalam skala besar dengan waktu yang relatif cepat serta kualitas tanaman yang

dihasilkan menjadi lebih baik. Menurut Gunawan (1992), melalui kultur jaringan

kebutuhan ketersediaan bibit tanaman dalam jumlah yang banyak dapat terpenuhi.

Sudarmonowati et al. (2002) juga menambahkan bahwa perbanyakan tanaman

dengan teknik kultur jaringan (in vitro) telah banyak dilakukan untuk tanaman

yang bernilai ekonomi tinggi atau tanaman yang tergolong langka dan sulit

dipropagasi dengan cara konvensional.

Penelitian tentang pengaruh media terhadap pertumbuhan dan

perkembangan Nepenthes mirabilis secara in vitro telah dilakukan sebelumnya

oleh Sayekti (2007) dengan menghasilkan media perkecambahan yang terbaik

adalah KC dan MS. Pada penelitian ini juga diperoleh tanaman yang

membentuk kalus dan multiplikasi tunas pada minggu ke-8 setelah berkecambah.

Media yang mampu memberikan respon pertumbuhan tersebut adalah KC +

Thidiazuron (TDZ) dan MS + TDZ. Pertumbuhan tanaman pada media ini

3

berbeda dengan yang lain. Tanaman menjadi kerdil (abnormal), daun tidak

berkantong, roset, berukuran kecil dengan jumlah yang banyak. Hal ini diduga

disebabkan oleh aktivitas TDZ sebagai sitokinin yang sangat aktif walaupun

dalam konsentrasi yang sangat rendah.

Menurut Maryani dan Zamroni (2005), perbanyakan krisan secara kultur

jaringan melalui multiplikasi tunas dapat menghemat waktu dan dapat diperoleh

bibit dalam jumlah banyak. Keseimbangan antara BAP dan IAA juga sangat

penting dalam menginduksi tunas karena masing-masing zat pengatur tumbuh

tersebut mempunyai peranan dalam menginduksi tunas. Hal ini menunjukkan

bahwa sitokinin (termasuk BAP) dan auksin (termasuk IAA) berperanan saling

melengkapi dalam menginduksi tunas. Keadaan ini juga dibuktikan oleh

kombinasi BAP 1 ppm dan IAA 1 ppm yang memberikan penggandaan tunas

krisan terbanyak. Sudarmonowati et al. (2002) juga menyatakan, respon tanaman

untuk menghasilkan tunas baru (multiplikasi tunas) atau kalus embriogenik

bervariasi dipengaruhi oleh banyak faktor antara lain bagian tanaman yang

digunakan, umur fisiologis bagian tersebut atau umur pohon induk, jenis (spesies)

tanaman dan prosedur perbanyakan termasuk jenis zat pengatur tumbuh yang

ditambahkan pada media.

Tujuan

1. Mempelajari pengaruh BAP pada pertumbuhan dan perkembangan tunas

mikro Nepenthes mirabilis.

2. Mempelajari pengaruh NAA pada pertumbuhan dan perkembangan tunas


3. Mendapatkan perlakuan terbaik untuk pertumbuhan dan perkembangan

tunas mikro Nepenthes mirabilis.

4

Hipotesis

1. Terdapat pengaruh BAP pada pertumbuhan dan perkembangan tunas


2. Terdapat pengaruh NAA pada pertumbuhan dan perkembangan tunas


3. Terdapat interaksi BAP dan NAA terbaik untuk pertumbuhan dan

perkembangan tunas mikro Nepenthes mirabilis.

TINJAUAN PUSTAKA

Botani dan Morfologi Kantong Semar

Nepenthes pada sistem klasifikasi tanaman termasuk dalam kerajaan

Plantae, filum Magnoliophyta, kelas Magnoliopsida, Subkelas Dilleniidae, Ordo

Nepenthales, famili Nepenthaceae, dan genus Nepenthes (Mansur, 2007).

Menurut James dan Pietropaolo (1996), tanaman nepenthes merupakan

herba tahunan yang mempunyai batang sangat kasar dengan diameter lebih dari 2

inchi (5 cm). Pada beberapa spesies panjang batang nepenthes dapat mencapai

hingga 66 kaki (20 m). Batang tersebut merambat diantara semak belukar dan

pohon atau dapat juga menyemak di atas permukaan tanah (Gambar 1).

(A) (B)

Gambar 1. Nepenthes yang Merambat di Pohon (Mansur, 2007) (A), dan

Menyemak Diatas Permukaan Tanah (Tim Redaksi, 2006) (B).

Nepenthes termasuk jenis tanaman berumah dua. Satu tanaman berupa

tanaman jantan dan yang lainnya betina, tidak keduanya. Bunga dihasilkan dari

bagian apex pada batang tanaman yang telah dewasa (Gambar 2). Untuk

menghasilkan biji pada tanaman ini dibutuhkan pollen dari tanaman jantan untuk

di transfer ke stigma pada tanaman betina (Gambar 3). Ovary akan berkembang

menjadi buah setelah fertilisasi berlangsung (Clarke, 1997).

6

(A) (B)

Gambar 2. Bunga Jantan N.mirabilis (Mansur, 2007) (A), dan

Bunga Betina N.gracilis (Tim Redaksi, 2006) (B).

(A) (B)

Gambar 3. Struktur Bunga Jantan (A), dan

Bunga Betina (B) (Clarke , 1997)

Buah nepenthes membutuhkan waktu sekitar 3 bulan untuk berkembang

penuh hingga masak setelah masa fertilisasi (Gambar 4.A). Ketika masak, buah

akan retak menjadi empat bagian dan biji-bijinya akan terlepas (Gambar 4.B).

Penyebaran biji biasanya dengan bantuan angin. Kapsul buah nepenthes tersebut

banyak yang rusak karena gigitan ngengat. Ngengat biasanya memakan buah

nepenthes yang sedang berkembang (Clarke, 1997).

anters stigma

ovary

column sepal

pedicel

7

(A) (B)

Gambar 4. Buah N.mirabilis (Mansur, 2007) (A), dan

Buah yang Telah Merekah (Tim Redaksi, 2006) (B).

Biji yang dihasilkan tanaman nepenthes memiliki sayap yang panjangnya

dapat mencapai 30 mm, sangat ringan dengan endosperm yang kecil (Gambar 5).

Terdapat lebih dari 500 biji dalam satu kapsul biji yang masak, tapi diantaranya

banyak yang merupakan biji-biji steril. Biji-biji tersebut juga hanya sedikit yang

mampu bertahan hidup hingga menjadi tanaman dewasa.

(A) (B)

Gambar 5. Biji yang Berasal dari Buah yang Matang

(http://rumputijo.wordpress.com/) (A), dan Biji yang Siap Ditanam (B).

Bentuk batang dari tiap tanaman kantong semar berbeda tergantung dari

spesiesnya. Batang berbentuk segitiga dimiliki oleh N. gracillis dan N.

reinwardtiana; batang segi empat dimiliki oleh N. spathulata; dan batang

bersudut dimiliki oleh N. andrianii. Batang ini berwarna hijau, kadang-kadang

ungu tua atau merah tua. Daun kantong semar akan muncul di ruas-ruas batang

8

dengan jarak tetap, pada ujung daun tersebut akan muncul sulur panjang yang tipis,

sulur ini menjadi penopang ketika ia merambat ke pohon lain dan di ujung sulur

inilah akan muncul kantong-kantong yang sangat unik (Tim Redaksi, 2006).

Daun nepenthes mempunyai helaian yang panjang berwarna hijau sampai hijau

kekuningan dengan calon kantong terdapat di luar helaian daun keluar dari sulur

berbentuk silinder dengan ukuran sama panjang atau lebih panjang dari daun.

Ujung sulur yang berwarna kuning kehijauan berkembang menjadi kantong pada

lingkungan yang sesuai (James dan Pietropaolo, 1996).

Tiap spesies tanaman nepenthes memiliki tipe kantong yang berbeda.

Secara umum tanaman ini memiliki dua tipe kantong, yaitu kantong atas dan

bawah (Gambar 6). Kantong bawah (kantong roset) biasanya memiliki mulut

yang lebar. Kantong roset muncul pada tanaman yang relatif muda atau yang

sudah dipangkas. Kantong atas bentuknya cenderung seperti corong jika

dibandingkan kantong bawah. Kantong atas juga menyimpan cairan dalam

jumlah sedikit dibandingkan kantong bawah sehingga lebih ringan. Kantong

tersebut muncul pada ujung sulur yang memiliki warna dan bentuk yang beragam.

Kantong itu juga berlubang dan terbuka, dengan tepi lubang yang disebut

peristome. Kantong tertutup oleh penutup yang beraneka macam bentuknya pada

awal pembentukan (Tim Redaksi, 2006).

Gambar 6. Tipe Kantong Nepenthes, Tipe Kantong Atas (A), dan

Tipe Kantong Bawah (B) (Clarke, 1997).

A B

kelenjar

sulur

Peristome/bibir

sayap

Penutup

Struktur tambahan

berambut

Zona

pencernaan

9

Biasanya serangga-serangga mendatangi kantong nepenthes karena tertarik

oleh bentuk, warna dan aroma dari cairan nepenthes yang khas (Gambar 7).

Cairan ini berguna untuk menjebak serangga atau binatang kecil lainnya yang

terbang mengerumuni, sehingga terjerumus masuk ke dalam kantung (Pudjiastuti

et al., 1997). Cairan khas ini sebenarnya merupakan enzim yang disebut

proteolase. Enzim ini dikeluarkan oleh kelenjar yang ada pada dinding kantong di

zona pencernaan yang berfungsi sebagai enzim pengurai. Enzim ini juga dikenal

dengan sebutan nepenthesin, bekerja dengan cara menguraikan protein serangga

atau binatang lain yang terperangkap di dalam cairan kantong menjadi zat-zat

yang lebih sederhana, seperti nitrogen, fosfor, kalium dan garam-garam mineral.

Zat-zat sederhana inilah yang kemudian diserap oleh tanaman untuk kebutuhan

hidupnya. Aktivitas enzim ini sangat dipengaruhi oleh pH (keasaman) cairan

kantong dan setiap jenis nepenthes memiliki nilai pH yang berbeda, umumnya di

bawah 4 (Mansur, 2007).

Gambar 7. Serangga yang Terjebak di dalam Kantong (Tim Redaksi, 2006).

10

Ekologi

Seperti kebanyakan carnivorous plant lainnya, nepenthes tumbuh pada

tanah yang miskin unsur hara, seperti tanah kapur, tanah pasir, tanah merah dan

tanah gambut. Umumnya, tanah-tanah tersebut kekurangan unsur nitrogen dan

fosfor. Dengan kondisi ini sering kali nepenthes dijadikan sebagai indikator

bahwa tempat tersebut merupakan tanah marginal (Mansur, 2007).

Dilihat dari segi geografis, tanaman ini tumbuh di daerah tropis yang

basah dan tersebar mulai dari Madagaskar, Kepulauan Seychelles, Srilanka, India,

menyebrang ke Cina, Asia Tenggara, Papua, Australia dan Kaledonia Baru.

Menurut James dan Pietropaolo (1996), penyebaran nepenthes juga terbatas di

daerah-daerah tropis di dunia. Clarke (1997) menambahkan bahwa populasi

paling banyak terdapat di Pulau Kalimantan dan Sumatra.

Menurut Mansur (2007), N. mirabilis memiliki daya adaptasi lebih tinggi

daripada N. gracilis dan jenis nepenthes lainnya. Jenis ini dapat hidup di berbagai

habitat pada tempat-tempat yang basah dan kering. Penyebaran N. mirabilis juga

sangat luas di Asia Tenggara. Di Indonesia tumbuh mulai dari Sumatera, Jawa,

Kalimantan, Sulawesi hingga ke Irian Jaya. N. mirabilis umumnya ditemukan

tumbuh baik di bawah ketinggian 500 m dpl pada tanah podsolik merah, tanah liat,

tanah gambut, maupun tanah kapur. Tanaman ini juga sering tumbuh bersama

dengan jenis nepenthes lainnya, khususnya N. reinwardthiana, N. rafflesiana, N.

gracilis, N. ampullaria dan N. bicalcarata sehingga sering terjadi silang alami

antara N. mirabilis dan jenis nepenthes lain (Gambar 8).

(A) (B)

Gambar 8. N.hookeriana x N.mirabilis (Tim Redaksi, 2006), dan

N.gracilis x N.mirabilis (Mansur, 2007) (B).

11

Kultur Jaringan Tanaman

Kultur jaringan merupakan suatu metode untuk mengisolasi bagian dari

tanaman seperti protoplasma, sel, sekelompok sel, jaringan dan organ, serta

menumbuhkannya dalam kondisi yang aseptik, sehingga bagian-bagian tersebut

dapat memperbanyak diri dan beregenerasi menjadi tanaman lengkap kembali.

Pada mulanya, orientasi teknik kultur jaringan hanya pada pembuktian teori

totipotensi sel. Kemudian hal ini menjadi sarana penelitian di bidang fisiologi

tanaman dan aspek-aspek biokimia tanaman (Gunawan, 1987).

Perbanyakan mikro beberapa tanaman yang biasa diperbanyak secara

vegetatif, merupakan contoh aspek yang menarik dari penerapan kultur jaringan.

Teknik kultur jaringan juga dapat diterapkan dalam pemuliaan tanaman untuk

mempercepat pencapaian tujuan dan membantu dimana cara-cara konvensional

menemui rintangan alamiah (Gunawan, 1987).

Teknik kultur jaringan tanaman terdiri dari beberapa tahapan yang secara

umum terdiri dari: tahap persiapan, tahap inisiasi kultur, tahap multiplikasi tunas,

tahap pemanjangan tunas, induksi akar dan perkembangan akar dan tahap terakhir

berupa pemindahan ke rumah kaca (aklimatisasi).

Salah satu teknik yang dilakukan di kultur jaringan yaitu subkultur.

Subkultur merupakan pemindahan kultur ke media yang baru, baik media yang

sama maupun media yang komposisi kimianya berbeda (Gunawan, 1992).

Subkultur dapat menjadi kebutuhan untuk memperbanyak tanaman dan

mempertahankan kultur (George dan Sherrington, 1984). Pierik (1987) juga

menyatakan bahwa subkultur perlu dilakukan jika unsur hara dan hormon yang

terdapat pada media telah berkurang atau habis, untuk merubah pola pertumbuhan

dan perkembangan kultur, serta bila kultur telah memenuhi botol kultur.

Cahaya dalam kultur jaringan berguna untuk mengatur proses-proses

morfogenik tertentu seperti pembentukan pucuk dan akar, dan tidak untuk

fotosintesis karena sumber energi bagi eksplan telah disediakan oleh sukrosa

(George dan Sherrington, 1984). Cahaya juga penting dalam pengendalian

perkembangan eksplan dan unsur-unsur cahaya yang perlu diperhatikan adalah

kualitas cahaya, panjang penyinaran dan intensitas cahaya. Temperatur ruang

kultur juga menentukan respon fisiologi kultur dan kecepatan pertumbuhannya

12

(Gunawan, 1987). Armini et al. (1991), menambahkan bahwa fotosintesis

jaringan sebagian besar jenis tanaman secara in vitro sangat rendah dan sebagian

besar tergantung pada suplai sukrosa dari luar (medium kultur). Dalam hal ini

cahaya sangat penting untuk fotomorfogenesis. Fotomorfogenesis merupakan

proses menginduksi perkembangan suatu tanaman dan tidak melibatkan energi

cahaya dalam jumlah besar. Reaksi fotomorfogenesis dibagi menurut tipe bagian

spektrum yang menghasilkan respon. Respon yang utama adalah yang diinduksi

oleh spekrum cahaya merah atau biru.

Faktor-faktor yang Mempengaruhi Keberhasilan Kultur Jaringan

Faktor-faktor yang berpengaruh terhadap pertumbuhan dan perkembangan

propagul in vitro adalah eksplan, media tanam, kondisi fisik media, Zat Pengatur

Tumbuh (ZPT) dan lingkungan tumbuh (Wattimena et al., 1992).

Eksplan

Eksplan merupakan sebutan bagi bahan tanaman yang dikulturkan.

Menurut Harjadi (1989) bagian tanaman yang dijadikan sebagai eksplan

mencakup ujung pucuk (shoot tips), irisan-irisan batang, daun, daun bunga, daun

keping biji, akar, buah, embrio, meristem pucuk apikal (yang betul-betul

merupakan titik tumbuh) dan jaringan nuselar. Rasco jr dan Maquilan (2005)

menggunakan eksplan biji pada studi perkecambahan N. truncata, dan Sayekti

(2007) juga menggunakan eksplan biji pada studi perkecambahan N. mirabilis dan

N. ampularia.

Menurut Gunawan (1987), eksplan harus diusahakan agar dalam keadaan

aseptik melalui prosedur sterilisasi dengan berbagai bahan kimia. Melalui eksplan

yang aseptik kemudian diperoleh kultur yang axenik yaitu kultur dengan hanya

satu macam organisme yang diinginkan.

Eksplan yang ditanam pada media tumbuh yang tepat dapat beregenerasi

melalui proses yang disebut organogenesis atau embriogenesis. Organogenesis

merupakan suatu proses terbentuknya organ-organ seperti pucuk dan akar.

Sedangkan embriogenesis merupakan suatu proses terbentuknya embrio somatik.

13

Embrio yang terbentuk ini bukan dari zigot, melainkan dari sel biasa dari tubuh

tanaman (Gunawan, 1987).

Menurut Gunawan (1987), ukuran eksplan yang dikulturkan turut

menentukan keberhasilan dari suatu teknik kultur jaringan. Ukuran eksplan yang

terlalu kecil akan kurang daya tahannya bila dikulturkan. Sedangkan bila

ukurannya terlalu besar akan sulit didapatkan eksplan yang steril. Mariska dan

Sukmadjaja (2003) juga menambahkan bahwa ukuran eksplan yang dapat

digunakan dalam teknik kultur jaringan bervariasi dari ukuran mikroskopik ( 0,1

mm) hingga 5 cm.

Media Kultur

Gunawan (1987) menyatakan bahwa keberhasilan dalam penggunaan

metode kultur jaringan sangat bergantung pada media yang digunakan. Media ini

tidak hanya menyediakan unsur hara (makro dan mikro) tetapi juga karbohidrat

(gula) untuk menggantikan karbon yang biasanya didapat dari atmosfer melalui

fotosintesis. Hasil yang lebih baik akan kita peroleh, bila ke dalam media tersebut

ditambahkan vitamin, asam amino dan zat pengatur tumbuh.

Umumnya media kultur jaringan tersusun atas komposisi hara makro, hara

mikro, vitamin, gula, asam amino dan N-organik, persenyawaan kompleks

alamiah (air kelapa, ekstak ragi, juice tomat, dsb), buffer, arang aktif, zat pengatur

tumbuh (terutama auksin dan sitokinin) dan bahan pemadat. Faktor lain yang

tidak kalah penting dalam teknik kultur jaringan adalah pengaturan pH media.

Tingkat kemasaman media harus diatur supaya tidak mengganggu fungsi

membran sel dan pH sitoplasma (Gunawan, 1987). Gamborg dan Shyluk (1981)

menambahkan bahwa sel-sel tanaman membutuhkan pH yang sedikit asam

berkisar antara 5.5-5.8.

Secara umum menurut Armini (1991), pembentukan tunas secara in vitro

baik melalui morfogenesis langsung maupun tidak langsung sangat tergantung

pada jenis dan konsentrasi yang tepat dari senyawa organik, in-organik dan zat

pengatur tumbuh. Namun tidak berarti bahwa suatu kombinasi medium hanya

untuk satu jenis tanaman.

14

Penambahan agar-agar ke dalam kultur bertujuan agar terjadinya kontak

antara jaringan tanaman, media dan udara. Jika media berbentuk cair, kultur harus

selalu digoyangkan dengan shaker agar aerasi yang baik tetap terjaga. Jika media

tersebut tidak digoyang-goyangkan, eksplan akan tenggelam seluruhnya yang

dapat menyebabkan terjadinya kematian eksplan karena kondisi anaerobik

(Wetherell, 1982).

Sayekti (2007) menyatakan media MS mampu menghasilkan waktu

inisiasi berkecambah tercepat pada perkecambahan Nepenthes mirabilis (37.61

HST), jumlah daun terbanyak dan tanaman paling tinggi (3.99 mm). Tinggi

tanaman terendah (1.07 mm) diperoleh pada media MS. Hal ini diduga terjadi

karena adanya penghambatan pertumbuhan pada media MS yang disebabkan oleh

konsentrasi garam yang tinggi.

Zat Pengatur Tumbuh

Zat pengatur tumbuh (ZPT) didefinisikan sebagai senyawa organik bukan

nutrisi yang aktif dalam jumlah kecil (10-6

-10-5

mM) yang disintesiskan pada

bagian tertentu tanaman dan pada umumnya diangkut ke bagian lain tanaman

dimana zat tersebut menimbulkan tanggapan secara biokimia, fisiologis dan

morfologis (Wattimena, 1988). Dua golongan zat pengatur tumbuh yang penting

dalam kultur jaringan yaitu auksin dan sitokinin. Zat pengatur tumbuh ini

mempengaruhi pertumbuhan dan morfogenesis dalam kultur sel dan organ.

Interaksi dan perimbangan antara zat pengatur tumbuh yang diberikan dalam

media dan yang diproduksi oleh sel secara endogen menentukan arah

perkembangan suatu kultur (Gunawan, 1987). Armini et al. (1991)

menambahkan bahwa untuk pertumbuhan dan perkembangan kultur in vitro

diperlukan komposisi dan atau konsentrasi zat pengatur tumbuh yang berbeda

untuk satu varietas dengan varietas lain dari suatu tanaman. Penentuan taraf

konsentrasi juga disesuaikan dengan tipe organ atau eksplan, metode kultur

jaringan dan tingkat kultur jaringan (pembuatan kalus, induksi tunas, induksi akar,

dan lain-lain).

15

Auksin banyak digunakan secara luas pada kultur jaringan dalam

merangsang pertumbuhan kalus, suspensi sel dan organ (Gunawan, 1987).

Bentuk-bentuk auksin yang biasa ditambahkan ke dalam media kultur adalah 2.4-

D (2.4 Diclorophenoxy Asetic Acid), IBA (Indole Butyric Acid), NAA

(Naphthalene Asetic Acid) dan IAA (Indole-3-Acetic Acid). Auksin yang secara

alami terdapat dalam tumbuhan adalah IAA. Menurut Wattimena (1988), setelah

ditemukan IAA sebagai salah satu fitohormon yang penting, maka disintesis

senyawa-senyawa serupa dan diuji keaktifan biologis dari senyawa-senyawa

tersebut. Asam naftalena asetat (NAA) dan 2.4-D merupakan senyawa tanpa ciri

indol tapi mempunyai aktivitas biologis seperti IAA. NAA banyak digunakan

sebagai hormon akar dan selang konsentrasi yang mendorong pembesaran sel-sel

pada akar adalah sangat rendah. Menurut Zaer dan Mapes (1985), NAA memiliki

sifat kimia lebih stabil dibanding IAA dan tidak mudah teroksidasi oleh enzim.

Anwar (2007) menambahkan bahwa NAA merupakan IAA sintetik yang sering

digunakan karena memiliki sifat yang lebih tahan, tidak terdegradasi dan lebih

murah. Naphthalene Asetic Acid/Naphtyl Acetic Acid (NAA) memiliki berat

molekul 186.21 dengan rumus molekul C12H10O2 (Gambar 9).

Gambar 9. Struktur Molekul NAA

Sitokinin merupakan senyawa organik yang menyebabkan pembelahan sel

yang dikenal dengan proses sitokinesis. Menurut Wattimena (1988), sitokinin

mempengaruhi berbagai proses fisiologis di dalam tanaman terutama mendorong

pembelahan sel. Selain itu menurut Armini (1991), sitokinin juga berpengaruh

dalam ploriferasi tunas ketiak, penghambatan pertumbuhan akar dan induksi umbi

mikro pada kentang. Sitokinin yang biasa digunakan adalah kinetin, zeatin, 2iP

(N6-2-Isopentanyl Adenin) , BAP (6-Benzyl Amino Purin), PBA, 2C 1-4 PU, 2.6-

C1-4 dan TDZ (thidiazuron) (Gunawan, 1987).

16

6-Benzyl amino purine (BAP) merupakan sitokinin sintesis yang memiliki

berat molekul sebesar 225.26 dengan rumus molekul C12H11N5. Wattimena

(1988) menambahkan bahwa BAP merupakan turunan adenin yang disubstitusi

pada posisi 6 adalah yang memiliki aktivitas kimia paling aktif (Gambar 10).

Gambar 10. Stuktur Molekul BAP (www.wuzhouchem.com)

Hasil penelitian Maryani dan Zamroni (2005), pada penggandaan tunas

krisan secara in vitro apabila perlakuan tanpa BAP (0 ppm) ternyata memberikan

jumlah akar banyak dan kecenderungan jumlah akar menurun dengan

meningkatnya konsentrasi BAP. Keadaan ini membuktikan bahwa BAP mampu

menekan pertumbuhan akar. Kemampuan menghambat pertumbuhan akar ini

sangat penting dalam penggandaan tunas atau (multiplikasi). Nursandi (2006) juga

menambahkan bahwa BAP dan TDZ bisa menghambat pembentukan akar nenas

secara spontan pada konsentrasi yang berbeda, yaitu BAP dengan konsentrasi

17.76 M sedangkan TDZ dengan konsentrasi 4.54 x 10-2

M. Menurut Supriati

et al., (2006), zat pengatur tumbuh BAP juga telah banyak digunakan pada

berbagai spesies tanaman karena dapat meningkatkan multiplikasi tunas secara

langsung maupun tidak langsung.

Aktivitas sitokinin tergantung juga dari aktivitas fitohormon yang lainnya,

terutama auksin baik dalam efek menghambat maupun efek yang mendorong

pembelahan sel (Wattimena, 1988). Sitokinin dan auksin memiliki peran yang

sangat penting dalam hal menginduksi tunas adventif. Nisbah keduanya akan

menentukan apakah suatu kalus akan membentuk tunas adventif, akar, atau tunas

adventif dan akar (Armini et al., 1991). Menurut Gunawan (1992), nisbah auksin-

sitokinin yang tinggi akan mendorong morfogenesis akar, sebaliknya nisbah

sitokinin-auksin yang tinggi akan mendorong pembentukan tunas.

17

Kultur Jaringan Tanaman Karnivora

Salah satu yang meneliti perbanyakan tanaman karnivora secara in vitro

yaitu Rasco dan Maquilan (2005) tentang perkecambahan Nepenthes truncata

secara in vitro yang menghasilkan waktu inisiasi perkecambahan tercepat 18 hari

setelah tanam (HST). Pada peubah persentase inisiasi perkecambahan hasil yang

terbaik yaitu pada perlakuan media WPM (17.5%) diikuti KC (14 %) dan KC

(13.8 %). Pada peubah rata-rata perkecambahan terbaik pada media MS (1.8 %

perkecambahan per hari) dan peubah perkecambahan akhir terbaik pada media

KC (95 %). Pada peubah bentuk kantong, kondisi daun dan panjang pucuk

terbaik pada media KC.

Penelitian tentang pengaruh media terhadap pertumbuhan dan

perkembangan Nepenthes mirabilis secara in vitro telah dilakukan oleh Sayekti

(2007) dengan menghasilkan media perkecambahan yang terbaik adalah KC

dan MS. Media MS mampu menghasilkan waktu inisiasi berkecambah

tercepat yaitu pada 37.61 HST, tanaman tertinggi dengan nilai 3.99 mm dan

jumlah daun terbanyak setiap minggu. Media KC menghasilkan waktu inisiasi

kecambah pada 40.56 HST dan terbukti dapat menghasilkan jumlah akar

terbanyak pada setiap minggu selama 12 minggu setelah tanaman berkecambah

dan daun terpanjang (9.11 mm). Perbedaan waktu inisiasi diduga dipengaruhi

oleh perbedaan spesies dan perbedaan masa simpan sebelum biji dikecambahkan.

BAHAN DAN METODE

Waktu dan Tempat

Penelitian ini berlangsung mulai bulan Oktober 2007 hingga Maret 2008.

Penelitian ini dilaksanakan di Laboratorium Kultur Jaringan, Departemen

Agronomi dan Hortikultura, Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor.

Bahan dan Alat

Bahan tanaman yang digunakan adalah tunas mikro Nepenthes mirabilis.

yang merupakan hasil dari penelitian Sayekti (2007) di Laboratorium Kultur

Jaringan, Departemen Agronomi dan Hortikultura, Fakultas Pertanian, Institut

Pertanian Bogor.

Media yang digunakan adalah MS ditambah dengan zat pengatur

tumbuh, yaitu sitokinin (BAP) dan auksin (NAA). Pengaturan pH media dengan

menambahkan KOH (1 N) atau HCl (1 N). Bahan yang digunakan untuk

sterilisasi berupa alkohol 70%. Bahan lainnya adalah agar-agar, gula pasir,

aquades, karet gelang, plastik, tissue, spirtus dan label.

Alat yang digunakan antara lain botol kultur, pipet, cawan petri, labu

takar, alat ukur gelas, pinset, gunting, scalpel, mata pisau, timbangan, pH paper,

hand sprayer, bunsen, autoklaf dan laminar air flow cabinet. Rak penyimpanan

kultur dilengkapi dengan lampu fluorescence yang mempunyai intensitas 1500-

2000 lux sebagai sumber penyinaran dengan suhu ruang 20-22C.

Metode Penelitian

Penelitian ini disusun menggunakan Rancangan Acak Lengkap (RAL)

dengan dua faktor yaitu konsentrasi BAP dan NAA pada media dasar yaitu MS.

Faktor pertama adalah BAP yang terdiri dari empat taraf konsentrasi, yaitu 0

ppm; 0.5 ppm; 1.0 ppm dan 2.0 ppm. Faktor kedua adalah NAA dengan empat

taraf konsentrasi, yaitu 0 ppm; 0.1 ppm; 0.2 ppm dan 0.5 ppm. Penelitian ini

terdiri dari 16 kombinasi perlakuan, masing-masing diulang sebanyak 10 kali

sehingga terdapat 160 satuan percobaan dengan 1 eksplan untuk setiap

ulangannya (1 botol kultur).

19

Model statistika yang digunakan sebagai berikut:

Yijk = + i + j + ()ij + ijk

Dimana:

Yijk = Nilai pengamatan unit percobaanpada taraf perlakuan BAP ke-i,

NAA ke-j, dan ulangan ke-k

= Nilai tengah umum

i = Pengaruh BAP ke-i

j = Pengaruh NAA ke-j

()ij = Nilai tambah pengaruh interaksi BAP ke-i dan NAA ke-j

ijk = Galat percobaan

i = 1, 2, 3 dan 4

j = 1, 2, 3 dan 4

k = 1, 2, dan 10

Pengolahan data dilakukan dengan menggunakan uji F pada sistem SAS

(Statistical Analysis Sistem). Perlakuan yang berpengaruh nyata pada uji F diuji

lanjut menggunakan DMRT (Duncan Multiple Range Test) pada taraf 5%.

Pelaksanaan

Sterilisasi Alat, Botol dan Media Tanam

Sterilisasi merupakan kunci keberhasilan dari pelaksanaan kultur jaringan.

Botol dan alat-alat yang akan dipakai dalam pembuatan media dan penanaman

tunas nepenthes dicuci hingga bersih kemudian disterilkan ke dalam autoklaf pada

temperatur 1210C dengan tekanan 17.5 psi dengan waktu satu jam. Penghitungan

waktu dimulai saat tekanan yang diinginkan telah dicapai. Alat-alat yang perlu

disterilkan yaitu pinset, gunting, pengaduk, erlenmeyer, botol kultur, gelas piala

dan cawan petri.

Pembuatan larutan stok

Larutan stok dibuat sesuai dengan komposisi media MS yang disimpan

dalam erlenmeyer dengan konsentrasi yang lebih pekat. Larutan stok F, vitamin

dan myo-inositol disimpan dalam lemari es sedangkan stok A, B, C, D dan E

disimpan dalam suhu kamar. Pembuatan larutan stok ini bertujuan untuk

20

memudahkan pekerjaan dalam pembuatan media. Larutan stok ini kemudian

disimpan dalam lemari es.

Pembuatan Media Kultur

Media yang diperlukan dalam penelitian ini yaitu media MS. Media

MS dibuat dengan memipet 10 ml larutan stok A, 10 ml larutan stok B, 2.5 ml

larutan stok C, D dan E, 5 ml larutan stok F, 10 ml vitamin, 5 ml larutan stok myo-

inositol ke dalam labu takar satu liter (Tabel Lampiran 1). Setelah itu

ditambahkan NAA sebanyak 1 ml untuk mendapatkan media dengan konsentrasi

0.1 mg/l dari stok 100 mg/l NAA dan BA sebanyak 1 ml untuk mendapatkan

media dengan konsentrasi 0.1 mg/l dari stok 100 mg/l BA. Kemudian gula

dilarutkan sebanyak 20 gram dalam aquades dan dimasukkan ke dalam larutan

media setelah disaring lebih dahulu. Volume ditetapkan dengan menambahkan

aquades hingga 1 liter. Kemasaman media diukur menggunakan pH meter 6.0

diatur dengan penambahan KOH atau HCl.

Larutan media tersebut dipindahkan ke panci pemanas yang volumenya 1

liter lalu ditambahkan agar-agar sebanyak 6 gram. Larutan media tersebut di

panaskan sambil diaduk-aduk. Botol kultur yang telah steril disiapkan untuk

menempatkan larutan agar-agar tersebut. Larutan media yang telah mendidih

dituang ke botol kultur yang telah disiapkan. Botol ditutup rapat dengan plastik

setelah semua media dituang ke botol kultur. Botol-botol yang telah terisi media

disterilkan dengan autoklaf pada suhu 1210 C dan tekanan 17.5 psi selama 30

menit. Media steril disimpan dalam ruang penyimpan media. Media ini dapat

digunakan setelah diinkubasi selama 4 hari dan bebas dari kontaminasi.

Persiapan Ruang Tanam

Seluruh permukaan laminar air flow cabinet sebelumnya dibersihkan

terlebih dahulu dengan di lap menggunakan alkohol 70% lalu di sterilkan dengan

sinar Ultra Violet selama 1 jam sebelum proses penanaman dilakukan. Semua alat

dan bahan yang akan dipakai harus disemprot dengan alkohol 70% sebelum

dimasukkan ke dalam laminar air flow cabinet. Hal ini dilakukan untuk

menghindari resiko bahan penelitian terkontaminasi.

21

Penanaman

Eksplan tunas Nepenthes mirabilis dikeluarkan dari botol kultur dan

dipilih yang memiliki penampilan baik. Kriteria tunas yang baik yaitu tanaman

Nepenthes mirabilis yang pertumbuhannya baik, daunnya hijau cerah tidak

berwarna kuning, tidak vitrus, pertumbuhannya tidak merana seperti kekurangan

hara dan tidak berbentuk kalus. Eksplan diperoleh dari tunas yang dipotong dari

pangkal batang tanpa akar, tiap potongan masing-masing memiliki 5 buku. Ujung

tanaman yang memiliki tunas apikal di potong agar semua eksplan seragam. Hal

ini dilakukan untuk menghilangkan dominasi tunas apikal pada pucuk tersebut.

Potongan kecil ini kemudian ditanam di media perlakuan. Setiap botol kultur

terdiri dari 1 eksplan. Botol kultur diletakkan di rak kultur di bawah cahaya

penuh.

Pemeliharaan

Botol kultur diletakkan pada rak kultur selama 16 minggu. Kondisi ruang

kultur dijaga pada suhu 20-22 C dan dijaga kebersihannya agar terhindar dari

kontaminasi.

22

Pengamatan

Pengamatan dilakukan setiap hari dan minggu selama 16 minggu setelah

tanam. Peubah yang diamati:

1. Waktu inisiasi tunas, diamati setiap hari setelah tanam.

2. Waktu inisiasi daun, diamati setiap hari setelah eksplan bertunas.

3. Waktu inisiasi kantong, diamati setiap hari setelah eksplan memiliki daun.

4. Waktu inisiasi akar, diamati setiap hari selama 16 minggu setelah tanam.

5. Jumlah tunas diamati setiap minggu setelah tanam.

6. Jumlah daun diamati setiap minggu dimulai setelah munculnya tunas.

7. Jumlah kantong diamati setiap minggu dimulai setelah munculnya daun.

8. Jumlah akar diamati setiap minggu dimulai setelah munculnya tunas.

9. Panjang daun terpanjang, panjang akar terpanjang dan tinggi tanaman

diamati pada minggu terakhir pengamatan dengan cara mengeluarkan

tanaman dari botol kultur kemudian diukur menggunakan milimeter block.

23

HASIL DAN PEMBAHASAN

Kondisi Umum

Eksplan (tunas mikro Nepenthes mirabilis) yang digunakan dalam

penelitian ini berasal dari penelitian sebelumnya yang telah dilakukan oleh

Sayekti (2007) di Laboratorium Kultur Jaringan, Departemen Agronomi dan

Hortikultura, Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor. Ekplan tersebut telah

berumur sekitar satu tahun (Gambar 11).

Gambar 11. Tanaman Induk yang Digunakan Sebagai Eksplan.

Kontaminasi terjadi pada minggu ketiga setelah tanam (MST) sebesar

15%. Terjadinya kontaminasi pada eksplan diduga karena beberapa hal, antara

lain kurang sterilnya ruang tanam maupun laminar air flow cabinet saat

penanaman dan ruang kultur yang terekspos lingkungan luar yang tidak steril serta

kurangnya perlakuan sterilisasi pada ruang kultur. Kontaminan yang ditemukan

selama pengamatan yaitu cendawan dan bakteri (Gambar 12). Kultur yang

terkontaminasi cendawan ditandai dengan adanya benang-benang hifa maupun

spora cendawan pada tunas, media ataupun botol kultur, sedangkan tunas yang

terkontaminasi oleh bakteri ditandai dengan munculnya lendir pada eksplan

maupun pada media perlakuan. Menurut Gunawan (1992), inisiasi kultur yang

bebas kontaminasi merupakan langkah yang sangat penting. Kontaminan akan

tumbuh dengan cepat pada media yang mengandung gula, vitamin dan mineral

24

bila faktor kontaminasi tidak dihilangkan. Eksplan dapat mati sebagai akibat

langsung dari serangan cendawan atau bakteri atau secara tidak langsung akibat

persenyawaan toksik yang diproduksi cendawan atau bakteri.

(A) (B) Gambar 12. Kontaminasi yang Disebabkan oleh Cendawan (A); dan

yang Disebabkan oleh Bakteri (B).

Eksplan pada penelitian ini menghasilkan kantong seperti tanaman yang

berada di lapang. Kantong terbentuk di setiap ujung daun. Kantong-kantong

tersebut memiliki ukuran yang beragam menyesuaikan dengan bentuk daun yang

ada (Gambar 13).

Gambar 13. Kantong yang Terbentuk pada Eksplan N.mirabilis.

25

Rekapitulasi sidik ragam (Tabel 1) menunjukkan pengaruh BAP nyata

terhadap inisiasi tunas dan inisiasi daun dan sangat nyata terhadap inisiasi

kantong, panjang daun terpanjang dan tinggi tanaman. BAP memberikan

pengaruh yang nyata pada 2 MST dan sangat nyata pada 3 hingga 16 MST

terhadap jumlah tunas yang terbentuk. BAP juga memberikan pengaruh yang

nyata pada 3 MST dan sangat nyata pada 4 hingga 16 MST terhadap jumlah daun

dan pengaruh sangat nyata terhadap jumlah kantong pada 5-16 MST.

NAA memberikan pengaruh yang sangat nyata terhadap panjang akar

terpanjang, panjang daun terpanjang, tinggi tanaman dan jumlah akar pada 10

hingga 16 MST. NAA memberi pengaruh nyata terhadap jumlah tunas pada 3

hingga 7 MST dan terhadap jumlah kantong pada 5 MST. NAA juga

menunjukkan pengaruh sangat nyata terhadap jumlah daun pada 4 hingga 8 MST

dan pengaruh nyata pada 9-14 MST dan 16 MST.

Kombinasi antara BAP dan NAA memberikan pengaruh sangat nyata

terhadap panjang daun terpanjang, jumlah tunas pada 2 MST dan jumlah daun

pada 4 MST.

26

Tabel 1. Rekapitulasi Sidik Ragam Respon Peubah yang Diamati pada Kultur Nepenthes mirabilis

Peubah Perlakuan

BAP NAA BAP*NAA

1 Inisiasi Akar tn tn tn

2 Inisiasi Daun * tn tn 3 Inisiasi Tunas * tn tn 4 Inisiasi Kantong ** tn tn 5 Panjang Akar Terpanjang

16 MST tn ** tn 6 Panjang Daun Terpanjang

16 MST ** ** ** 7 Tinggi tanaman

16 MST ** ** tn 8 Jumlah Tunasa

2 MST * tn ** 3 MST ** tn tn 4-7 MST ** * tn 8-16 MST ** tn tn

9 Jumlah Dauna

3 MST * tn tn 4 MST ** ** ** 5-8 MST ** ** tn 9-14 MST ** * tn 15 MST ** tn tn 16 MST ** * tn

10 Jumlah Kantonga

5 MST ** * tn 6-16 MST ** tn tn

11 Jumlah Akara

6-9 MST tn tn tn 10-16 MST tn ** tn

Keterangan: tn : Tidak nyata pada uji F 5% * : Nyata pada uji F 5% ** : Sangat nyata pada uji F 5% a : Hasil Transformasi (x+0.5) MST : Minggu Setelah Tanam

27

Waktu Inisiasi tunas

Berdasarkan hasil sidik ragam, pemberian kombinasi BAP dan NAA tidak

memberikan pengaruh yang nyata terhadap waktu inisiasi tunas mikro Nepenthes

mirabilis. Pengaruh yang nyata diperoleh dari pemberian BAP secara tunggal

(Tabel 2). Pemberian BAP hingga 1 ppm mampu menghasilkan waktu inisiasi

tunas tercepat. Peningkatan konsentrasi BAP menjadi 2 ppm justru

memperlambat waktu inisiasi tunas.

Tabel 2. Pengaruh Pemberian BAP terhadap Waktu Inisiasi Tunas, Inisiasi Daun dan Inisiasi kantong Nepenthes mirabilis.

BAP (ppm)

Inisiasi Tunas (HST)

Inisiasi Daun (HST)

Inisiasi Kantong (HST)

0 18.8 b 29.1 b 41.4 c 0.5 19.2 b 29.7 b 52.7 b 1 17.8 b 27.3 b 56.0 b 2 24.8 a 35.7 a 69.7 a

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT 5%

Data pada tabel 2 memperlihatkan waktu inisiasi tunas terjadi pada

konsentrasi BAP rendah atau tanpa pemberian BAP. Hal ini diduga adanya

akumulasi sitokinin endogen yang cukup tinggi pada tanaman induk nepenthes

yang dijadikan eksplan, sehingga dengan pemberian BAP lebih dari 1 ppm akan

menghambat inisiasi tunas. Pada perbanyakan klon lili yang dilakukan oleh

Setiawati (2003), konsentrasi sitokinin yang tinggi akan mempercepat inisiasi

tunas. Waktu inisiasi tunas lili paling cepat terjadi pada klon 500-2 pada media

MS + BA 2 mg/l + NAA 1 mg/l (13 HST). Klon yang paling lambat bertunas

yaitu klon 500-3, pada media MS + BA 1 mg/l + NAA 1 mg/1 (23 HST).

Menurut Gunawan (1992), sitokinin sering berperan penting dalam

pengaturan pembelahan sel. Mufaadi (2003) juga menyatakan tanaman terpacu

untuk lebih cepat melakukan multiplikasi tunas disebabkan oleh pemberian

sitokinin BAP. Pada penelitian ini pengaruh BAP 0, 0.5 dan 1 ppm tidak

menghasilkan perbedaan yang nyata dalam mempercepat waktu munculnya tunas

sehingga tanpa pemberian BAP pun dapat menginisiasi tunas mikro Nepenthes

dengan cepat. Menurut Sudarmonowati et al. (2002), apabila penggunaan tanpa

28

hormon tidak berpengaruh nyata maka tidak diperlukan penggunaan BAP

sehingga biaya produksi akan jauh lebih murah.

Tahap inisiasi tunas diawali dengan munculnya calon tunas berupa

tonjolan kecil menyerupai calon batang berwarna hijau (Gambar 14). Umumnya

inisiasi tunas ini terjadi pada minggu kedua setelah tanam, sekitar satu minggu

kemudian muncul daun pertama yang berukuran sangat kecil pada tunas tersebut.

(A) (B)

Gambar 14. Tahap Perkembangan Eksplan dari Sebelum Bertunas (A) dan Setelah 2 MST (B).

Waktu Inisiasi Daun

Berdasarkan hasil sidik ragam, kombinasi BAP dan NAA tidak

memberikan pengaruh yang nyata terhadap waktu inisiasi daun. Pemberian BAP

secara tunggal memberikan pengaruh yang nyata terhadap waktu inisiasi daun

(Tabel 2). Pemberian BAP hingga 1 ppm mampu menghasilkan waktu inisiasi

daun tercepat. Hasil ini sesuai dengan waktu inisiasi tunas pada tabel 2, karena

inisiasi daun terjadi setelah inisiasi tunas sebelumnya.

Inisiasi daun terbentuk sekitar satu minggu setelah adanya inisiasi tunas

pada eksplan. Daun pertama yang terbentuk berukuran sangat kecil (Gambar 15).

Daun pertama ukurannya seperti tereduksi dan belum memiliki kantong di

ujungnya. Daun yang terbentuk berikutnya memiliki ukuran dan bentuk yang

normal.

Tunas baru

29

Gambar 15. Inisiasi Daun pada Eksplan Nepenthes.

Bentuk dan ukuran daun eksplan umumnya normal seperti tanaman induk.

Pada perlakuan NAA 0.1 ppm, NAA 0.2 ppm dan NAA 0.5 ppm ukuran daun

seperti tereduksi sehingga berukuran kecil (Gambar 16). Hal ini mengindikasikan

bahwa pertumbuhan eksplan tersebut lambat. Keadaan ini diduga karena

perlakuan tersebut tidak mendapat tambahan sitokinin eksogen, yaitu BAP.

(A) (B)

Gambar 16. Ukuran Daun Nepenthes pada Perlakuan NAA 0.2 ppm (A) dan Perlakuan NAA 0.5 ppm (B).

30

Waktu Inisiasi Kantong

Pemberian BAP secara tunggal memberikan pengaruh yang sangat nyata

terhadap waktu inisiasi kantong Nepenthes mirabilis. Data pada tabel 2

memperlihatkan perlakuan tanpa pemberian BAP mampu memberikan waktu

inisiasi kantong tercepat. Pemberian BAP 2 ppm justru memberikan waktu

inisiasi kantong paling lama. Hal ini terjadi karena BAP 2 ppm memiliki waktu

inisiasi daun terlama sehingga proses pembentukan kantong pun menjadi

terhambat.

Inisiasi kantong nepenthes terjadi setelah daun terbentuk sempurna.

Kantong-kantong tersebut umumnya mulai terbentuk pada daun kedua di setiap

eksplan (Gambar 17). Kantong yang terbentuk mulanya berukuran sangat kecil

dan lama-kelamaan akan membesar menyesuaikan dengan ukuran daunnya.

Gambar 17. Inisiasi Kantong pada Eksplan Nepenthes.

Waktu Inisiasi Akar

Berdasarkan hasil sidik ragam, pemberian BAP dan NAA memberikan

pengaruh yang tidak berbeda nyata terhadap waktu inisiasi akar tunas Nepenthes

mirabilis, baik secara tunggal maupun kombinasi. Umumnya akar akan terbentuk

apabila nisbah konsentrasi sitokinin dan auksin rendah. Menurut Sukawan

(2000), pembentukan akar selain dipengaruhi oleh pemberian auksin eksogen juga

dipengaruhi oleh perbedaan genetik yang disebabkan oleh eksplan yang

digunakan dan kandungan sitokinin endogennya.

31

Tabel 3. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA terhadap Waktu Inisiasi Akar Nepenthes mirabilis

Perlakuan Waktu Inisiasi Akar (HST)

BAP (ppm) 0

70.7

0.5 80.2 1 74.0 2 77.7

NAA (ppm) 0 0.1 0.2 0.5

74.2 82.7 73.8 91.5

Menurut Sukawan (2000), pembentukan akar ditentukan oleh

keseimbangan yang tepat antara auksin dan nutrisi. Auksin bertindak sebagai

trigger pada level transkripsi dan nutrisi sebagai sumber karbon untuk mengatur

translasi dalam sintesis protein yang diperlukan untuk diferensiasi aktivitas

kambium menjadi primordial akar dan perkembangan dari primordial akar.

Inisiasi akar yang terjadi pada penelitian ini membutuhkan waktu yang

cukup lama (Gambar 18). Menurut Pierik (1987), sitokinin efektif dalam

menghambat inisiasi akar. Rasco jr dan Maquilan (2005) juga menambahkan

bahwa untuk menghindari tekanan osmotik, kekurangan air dan nutrisi

memungkinkan terjadinya penghambatan pertumbuhan akar pada perkecambahan

Nepenthes truncata di media MS.

Gambar 18. Inisiasi Akar pada Eksplan Nepenthes.

32

Jumlah Tunas

Pemberian BAP dan NAA secara tunggal memberikan pengaruh nyata

terhadap rata-rata jumlah tunas Nepenthes mirabilis pada 2-16 MST. Kombinasi

pemberian NAA dan BAP hanya memberikan hasil yang nyata terhadap jumlah

tunas pada 2 MST.

Rata-rata jumlah tunas umumnya meningkat pada semua perlakuan BAP

setiap minggunya (Tabel 4). Penggunaan 0, 0.5 dan 1 ppm BAP tidak berbeda

nyata terhadap rata-rata jumlah tunas yang dihasilkan. Pemberian BAP 2 ppm

menghasilkan jumlah tunas yang lebih rendah daripada pemberian konsentrasi

BAP yang lain.

Tabel 4. Pengaruh Pemberian BAP Terhadap Rata-rata Jumlah Tunas Nepenthes mirabilis pada 2-16 MST

BAP (ppm)

Waktu Pengamatan (MST)

2 3 6 9 12 15 16

0 0.6 b 3.1 a 4.1 a 4.7 a 4.9 a 5.3 a 5.3 a 0.5 0.8 b 2.6 a 3.8 a 4.4 a 4.8 a 5.0 a 5.0 a 1 1.1 a 2.8 a 3.8 a 4.6 a 4.6 a 4.9 a 4.9 a 2 0.7 b 1.8 b 2.8 b 2.9 b 3.1 b 3.2 b 3.2 b

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT 5% Data merupakan hasil transformasi (x+0.5).

Data pada tabel 4 memperlihatkan bahwa nepenthes sudah mampu

menghasilkan rata-rata jumlah tunas yang banyak dengan konsentrasi BAP yang

rendah atau tanpa penambahan BAP. Pemberian BAP hingga 1 ppm

menghasilkan jumlah tunas yang banyak, sedangkan BAP 2 ppm menunjukkan

penurunan jumlah tunas (Gambar 19). Hal ini diduga karena adanya kandungan

sitokinin endogen yang cukup tinggi pada eksplan, sehingga dengan penambahan

BAP berkonsentrasi rendah sudah mampu merangsang tanaman untuk

manghasilkan tunas yang banyak.

33

(A) (B) Gambar 19. Jumlah Tunas yang Dihasilkan pada Perlakuan BAP 1 ppm (A) dan

Perlakuan BAP 2 ppm (B).

Penelitian kultur kaspea yang telah dilakukan oleh Wydiastuti (2001), juga

menghasilkan jumlah tunas yang semakin banyak dengan meningkatnya

konsentrasi BAP hingga 1 ppm, sedangkan BAP 2 ppm menunjukkan penurunan

jumlah tunas. Menurut Wydiastuti (2001), diduga pada konsentrasi 2 ppm

tanaman sudah tidak responsif terhadap penambahan BAP dan pertumbuhannya

menjadi terhambat.

Tanaman yang tidak diberikan NAA mampu menghasilkan jumlah tunas

paling banyak pada 5 hingga 8 MST (Tabel 5). Semakin meningkatnya

konsentrasi NAA, jumlah tunas yang dihasilkan semakin sedikit (Gambar 20).

Keadaan ini terjadi karena pada konsentrasi yang tinggi auksin akan menghambat

pertumbuhan tunas. Hal ini sesuai dengan yang diutarakan oleh Gunawan (1992),

dimana nisbah auksin-sitokinin yang tinggi akan mendorong morfogenesis akar,

sebaliknya nisbah sitokinin-auksin yang tinggi akan mendorong pembentukan

tunas.

34

Tabel 5. Pengaruh Pemberian NAA Terhadap Rata-rata Jumlah Tunas Nepenthes mirabilis pada 2-8 MST

NAA (ppm)


2 4 5 6 7 8

0 0.9 3.2 ab 3.7 a 3.9 a 4.2 a 4.3 0.1 0.7 3.3 a 3.5 a 3.7 a 3.8 ab 4.0 0.2 0.8 3.0 ab 3.2 ab 3.5 ab 3.7 ab 3.9 0.5 0.9 2.6 b 2.9 b 3.1 b 3.3 b 3.6

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT Data merupakan hasil transformasi (x+0.5).

(A) (B) Gambar 20. Jumlah Tunas yang Dihasilkan pada Perlakuan NAA 0.1 ppm (A)

dan Perlakuan NAA 0.5 ppm (B).

Data pada tabel 6 memperlihatkan pengaruh interaksi BAP dan NAA,

perlakuan BAP 1 ppm + NAA 0.5 ppm merupakan perlakuan yang mampu

menghasilkan jumlah tunas terbanyak pada 2 MST yaitu 1.6 tunas per eksplan

(Gambar 21). Menurut Sayekti (2007), pertumbuhan nepenthes setelah

berkecambah relatif lambat jika dibandingkan dengan pertumbuhan tanaman

herbaceous lain secara in vitro tetapi jauh lebih cepat jika dibandingkan dengan

pertumbuhan tanaman Nepenthes di lapang.

35

Tabel 6. Pengaruh Interaksi BAP dan NAA Terhadap Rata-rata Jumlah Tunas Nepenthes mirabilis pada 2 MST

NAA (ppm)

BAP (ppm)

0 0.5 1 2

0 0.5 bc 0.3 bc 0.7 abc 0.3 bc 0.1 0.0 c 0.0 c 0.8 abc 0.4 bc 0.2 0.0 c 1.4 ab 0.2 c 0.3 bc 0.5 0.4 bc 0.0 c 1.6 a 0.2 c

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom dan baris yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT 5% Data merupakan hasil transformasi (x+0.5).

Gambar 21. Jumlah Tunas pada Perlakuan BAP 1 ppm + NAA 0.5 ppm.

Jumlah Daun

Pemberian BAP dan NAA sebagai faktor tunggal memberikan pengaruh

yang nyata terhadap jumlah daun Nepenthes mirabilis. Kombinasi pemberian

BAP dan NAA memberikan pengaruh yang nyata hanya pada 4 MST.

Rata-rata jumlah daun umumnya meningkat untuk perlakuan BAP setiap

minggu (Tabel 7). Jumlah daun terbanyak dihasilkan oleh perlakuan tanpa

pemberian BAP pada 6 hingga 16 MST. Seperti halnya jumlah tunas pada tabel

4, pemberian BAP 0, 0.5 dan 1 ppm mampu menghasilkan rata-rata jumlah daun

paling banyak. Penggunaan BAP dalam konsentrasi rendah atau tidak

ditambahkan BAP cukup efisien untuk menghasilkan jumlah daun yang banyak.

36

Tabel 7. Pengaruh Pemberian BAP Terhadap Rata-rata Jumlah Daun Nepenthes mirabilis pada 3-16 MST

BAP (ppm)


3 6 9 12 15 16

0 0.4 b 1.5 a 10.8 a 13.6 a 15.5 a 16.1 a 0.5 0.9 a 5.9 a 9.5 a 12.2 a 15.3 a 15.8 a 1 0.7 ab 6.4 a 9.9 a 12.8 a 14.7 a 15.7 a 2 0.3 b 2.7 b 4.6 b 6.4 b 8.1 b 8.5 b


Pertumbuhan daun pada nepenthes tergolong cukup lambat. Keadaan ini

diindikasikan dari sedikitnya jumlah daun yang terbentuk setiap minggunya.

Menurut Sayekti (2007), jumlah daun pada tanaman Nepenthes dapat dijadikan

sebagai indikator jumlah buku dimana dalam tiap buku tersebut terdapat satu helai

daun. Sedikitnya jumlah buku mempengaruhi jumlah bagian tanaman untuk

disubkultur atau diperbanyak pada tahapan berikutnya.

Data pada tabel 8 memperlihatkan tanpa pemberian NAA mampu

memberikan jumlah daun terbanyak pada setiap minggu pengamatan. Pemberian

NAA 0.5 ppm menghasilkan jumlah daun lebih sedikit dari perlakuan lain

Tabel 8. Pengaruh Pemberian NAA Terhadap Rata-rata Jumlah Daun Nepenthes mirabilis pada 3-16 MST

NAA (ppm)


3 6 9 12 15 16

0 1.0 6.8 a 10.3 a 12.9 a 15.1 16.1 a 0.1 0.8 5.1 b 8.8 ab 11.4 ab 13.5 14.0 ab 0.2 0.9 5.3 b 8.2 b 10.7 ab 13.0 13.6 ab 0.5 0.6 4.3 b 7.6 b 10.0 b 12.0 12.4 b

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT Data merupakan hasil transformasi (x+0.5).

37

Data pada tabel 9 memperlihatkan interaksi BAP dan NAA yang mampu

memberikan jumlah daun terbanyak pada 4 MST yaitu perlakuan tanpa pemberian

BAP dan NAA (4.1 daun per eksplan). Hal ini diduga karena tanaman memiliki

kandungan sitokinin endogen yang cukup tinggi, sehingga tanpa penambahan

BAP dan NAA tanaman dapat menghasilkan jumlah daun yang banyak (Gambar

22).

Tabel 9. Pengaruh Interaksi BAP dan NAA Terhadap Rata-rata Jumlah Daun Nepenthes mirabilis pada 4 MST

NAA (ppm)

BAP (ppm)

0 0.5 1 2

0 4.1 a 2.7 ab 2.7 abc 1.0 cde 0.1 0.0 e 1.7 bcd 2.7 abc 0.9 cde 0.2 0.4 de 3.5 ab 2.0 abc 0.4 de 0.5 1.2 bcde 0.4 de 1.9 bcd 0.4 de

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom dan baris yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT 5% Data merupakan hasil transformasi (x+0.5).

Gambar 22. Jumlah Daun Nepenthes pada Perlakuan Tanpa Penambahan Zat Pengatur Tumbuh.

Warna daun yang terbentuk secara umum tidak berbeda untuk semua

perlakuan yaitu hijau kekuningan (Gambar 23). Warna kekuningan daun ini

diduga karena tanaman kekurangan unsur besi dan magnesium pada media.

Salisbury dan Ross (1995) menyatakan bahwa belum diketahui dengan jelas

mengapa kekahatan besi dengan cepat dapat menghambat pembentukan klorofil.

Tapi ada dua atau tiga macam enzim yang mengkatalis reaksi tertentu dalam

38

sintesis klorofil tampaknya memerlukan Fe2+. Salah satu bentuk besi yang

mantap dan banyak terdapat di daun disimpan dalam kloroplas sebagai kompleks

besi-protein yang disebut fitoferitin. Lakitan (2004) menambahkan bahwa

kekurangan magnesium juga dapat menyebabkan tanaman tidak dapat membentuk

klorofil dengan sempurna. Magnesium merupakan unsur penyusun klorofil dan

aktivator dari berbagai enzim dalam reaksi fotosintesis, respirasi, dan

pembentukan DNA dan RNA.

Gambar 23. Warna Daun pada Eksplan Nepenthes mirabilis.

Sayekti (2007) juga mengemukakan warna kuning pada daun tanaman

nepenthes disebabkan oleh pertumbuhan sel yang terlalu cepat tetapi tidak diikuti

oleh pembentukan klorofil yang cepat. Selain itu diduga kandungan sukrosa pada

media juga telah habis diserap tanaman, sehingga tanaman kekurangan sukrosa

yang mengakibatkan daun berwarna kekuningan.

Jumlah Kantong

Pemberian BAP secara tunggal memberikan pengaruh yang sangat nyata

terhadap jumlah kantong pada 5 hingga 16 MST. Jumlah kantong umumnya

meningkat pada semua perlakuan BAP setiap minggunya (Tabel 10). Pemberian

BAP hingga 1 ppm mampu menghasilkan jumlah kantong paling banyak. Hal ini

sesuai dengan tabel 7, pemberian BAP hingga 1 ppm menghasilkan jumlah daun

paling banyak sehingga akan menghasilkan jumlah kantong yang banyak juga.

39

Tabel 10. Pengaruh Pemberian BAP Terhadap Rata-rata Jumlah Kantong Nepenthes mirabilis pada 5-16 MST

BAP (ppm)


5 7 9 11 13 15 16

0 1.1 a 3.5 a 5.9 a 7.8 a 9.1 a 10.5 a 11.2 a 0.5 0.9 a 3.3 a 4.6 a 6.6 a 7.9 a 9.6 a 10.6 a 1 1.0 a 2.8 a 5.0 a 6.3 a 8.1 a 10.0 a 10.5 a 2 0.5 b 1.3 b 1.9 b 2.8 b 3.5 b 4.5 b 5.9 b


Pemberian NAA secara tunggal memberikan pengaruh yang nyata

terhadap jumlah kantong N.mirabilis hanya pada 5 MST (Tabel 11). Jumlah

kantong pada minggu berikutnya tidak berbeda nyata pada semua perlakuan. Hal

ini menunjukkan pemberian NAA tidak memberikan pengaruh terhadap jumlah

kantong N.mirabilis yang dihasilkan.

Tabel 11. Pengaruh Pemberian NAA Terhadap Rata-rata Jumlah Kantong Nepenthes mirabilis pada 5-16 MST

NAA (ppm)


5 8 12 15 16

0 0.9 a 3.6 6.9 9.0 10.0 0.1 0.7 ab 2.3 5.5 7.6 8.2 0.2 0.5 b 2.2 5.2 7.4 7.9 0.5 0.4 b 2.0 4.7 6.7 7.1


Kantong pada tanaman nepenthes merupakan modifikasi dari daun.

Strukturnya di alam, daun akan membentuk sulur panjang terlebih dahulu baru

membentuk kantong di bagian ujung sulur tersebut. Pada penelitian ini, kantong-

kantong nepenthes langsung terbentuk di bagian ujung daun tanpa pembentukan

sulur terlebih dahulu (Gambar 24). Hal ini diduga karena kantong belum

berfungsi sebagai penyedia hara bagi tanaman. Ketersediaan hara bagi tanaman

sudah dipenuhi oleh zat hara pada media yang diberikan.

40

Gambar 24. Kantong yang Terbentuk pada Eksplan Nepenthes mirabilis.

Jumlah Akar

Hasil sidik ragam menunjukkan kombinasi pemberian BAP dan NAA

memberikan pengaruh yang tidak berbeda nyata terhadap rata-rata jumlah akar

setiap minggunya. Pengaruh yang nyata terhadap rata-rata jumlah akar diperoleh

dari pemberian NAA secara tunggal.

Jumlah akar umumnya meningkat setiap minggunya. Data pada tabel 12

memperlihatkan bahwa perlakuan tanpa pemberian NAA menghasilkan rata-rata

jumlah akar terbanyak pada 10-16 MST. Hal ini menunjukkan bahwa eksplan

yang dikulturkan tanpa penambahan NAA memperlihatkan pertumbuhan yang

lebih baik dibandingkan perlakuan yang lain. Menurut Ammirato (1986) dalam

Marlin (2005), beberapa sel tanaman dapat tumbuh, berkembang dan beregenerasi

menjadi tanaman baru dalam media tanpa penambahan hormon. Dengan

demikian, tanpa suplai auksin dan sitokinin eksogen, akar akan tetap tumbuh dan

memanjang.

41

Tabel 12. Pengaruh Pemberian NAA Terhadap Rata-rata Jumlah Akar Nepenthes mirabilis pada 10-16 MST

NAA (ppm)


10 11 12 13 14 15 16

0 1.2 a 1.9 a 2.7 a 3.2 a 4.0 a 4.6 a 4.9 a 0.1 0.1 b 0.2 b 0.2 b 0.3 b 0.3 b 0.3 b 0.3 b 0.2 0.3 b 0.4 b 0.5 b 0.5 b 0.6 b 0.6 b 0.6 b 0.5 0.0 b 0.0 b 0.0 b 0.1 b 0.2 b 0.3 b 0.3 b

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT 5% Data merupakan hasil transformasi (x+0.5)

Jumlah akar yang terbentuk pada tanaman nepenthes sangat sedikit seperti

strukturnya di alam (Gambar 25). Menurut Sayekti (2007), jumlah akar yang

berjumlah sedikit ini menunjukkan bahwa fungsi akar tidak terlalu berperan dalam

memberikan stok hara bagi pertumbuhan tanaman. Mansur (2007), menambahkan

secara alami kantong dibuat untuk mensuplai kekurangan nutrisi yang diserap

akar dari tanah.

Gambar 25. Jumlah Akar dilihat dari Bagian Bawah Botol Kultur.

Akar yang terbentuk pada eksplan berwarna cokelat kehitaman dengan

banyak bulu halus disekitarnya (Gambar 26). Menurut Lakitan (2004), akar

membentuk bulu-bulu akar untuk memperluas permukaan kontaknya. Bulu akar

merupakan penonjolan dari sel-sel epidermis akar. Lapisan sel ini berada pada

bagian paling luar dan umumnya berbentuk agak pipih. Panjang bulu akar

umumnya sekitar 1.5 mm. Bulu-bulu akar ini terbentuk pada daerah dekat dengan

ujung akar, tidak pada semua bagian akar.

42

Gambar 26. Bulu Akar pada Akar Nepenthes mirabilis.

Tinggi tanaman

Hasil analisis ragam menunjukkan kombinasi pemberian BAP dan NAA

memberikan pengaruh yang tidak nyata pada peubah tinggi tanaman. Pengaruh

sangat nyata di dapat dari pemberian BAP dan NAA secara tunggal.

Data pada tabel 13 memperlihatkan tanaman tertinggi di dapat dari

pemberian BAP hingga 1 ppm dan tanpa pemberian NAA. Hal ini menunjukkan

untuk menghasilkan tanaman yang cukup tinggi hanya diperlukan konsentrasi

BAP yang cukup rendah. Hasil ini serupa dengan penelitian yang telah dilakukan

Marlin (2005), eksplan jahe yang dikulturkan pada media tanpa pemberian BAP

(0 ppm) atau BAP dengan konsentrasi yang rendah menghasilkan tunas yang

berukuran lebih tinggi. Dalam kondisi tersebut kebutuhan sel akan sitokinin

untuk pemanjangan sel telah terpenuhi.

43

Tabel 13. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA terhadap Rata-rata Tinggi Tanaman Nepenthes mirabilis

Perlakuan Tinggi Tanaman (mm)

BAP (ppm) 0 9.1 a 0.5 9.1 a 1 10.2 a 2 5.9 b

NAA (ppm) 0 10.7 a 0.1 7.8 b 0.2 7.5 b 0.5 8.2 b


Tinggi tanaman merupakan peubah yang sering diamati baik sebagai

indikator pertumbuhan maupun untuk mengukur pengaruh lingkungan atau

perlakuan yang diterapkan. Hal ini didasarkan karena tinggi tanaman merupakan

ukuran pertumbuhan yang paling mudah dilihat (Anwar, 2007). Pertumbuhan

tanaman nepenthes cukup lambat, hal ini dapat dilihat dari tinggi tanaman yang

relatif pendek (Gambar 27).

(A) (B)

Gambar 27. Tinggi Tanaman Nepenthes, pada Perlakuan BAP 2 ppm (A) dan Perlakuan NAA 0.2 ppm + BAP 1 ppm (B).

44

Panjang Daun Terpanjang

Panjang daun terpanjang diamati pada minggu pengamatan terakhir

(Gambar 28). Berdasarkan hasil sidik ragam, kombinasi pemberian BAP dan

NAA memberikan pengaruh yang sangat nyata pada peubah panjang daun

terpanjang. Pemberian NAA dan BAP secara tunggal juga memberikan pengaruh

yang sangat nyata.

Data pada tabel 14 memperlihatkan bahwa pemberian BAP yang mampu

menghasilkan panjang daun terpanjang yaitu BAP 0.5 ppm (19.5 mm) dan BAP 1

ppm (19.8 mm). Ketika konsentrasi BAP ditingkatkan menjadi 2 ppm, panjang

daun menjadi setengahnya (9.1 mm). Hal ini mengindikasikan BAP efektif

digunakan dalam konsentrasi yang rendah. Panjang daun terpanjang juga didapat

dari NAA 0 ppm (23.4 mm).

Gambar 28. Panjang Daun Terpanjang pada Perlakuan BAP 1 ppm + NAA 0.2 ppm.

Tabel 14. Pengaruh Pemberian BAP dan NAA terhadap Rata-rata Panjang Daun Terpanjang Nepenthes mirabilis

Perlakuan Panjang Daun (mm)

BAP (ppm) 0 15.3 b 0.5 19.5 a 1 19.8 a 2 9.1 c

NAA (ppm) 0 23.4 a 0.1 14.4 b 0.2 13.3 b 0.5 12.7 b

45


Panjang daun terpanjang dipengaruhi sangat nyata oleh pemberian BAP

dan NAA. Data pada tabel 15 memperlihatkan panjang daun terpanjang diperoleh

dari perlakuan tanpa pemberian zat pengatur tumbuh (30.9 mm) dan panjang daun

terpendek dari perlakuan 2 ppm BAP + 0.1 NAA (5.8 mm). Hal ini

mengindikasikan perlakuan tanpa pemberian zat pengatur tumbuh memiliki

kemampuan perpanjangan sel tanaman paling besar.

Tabel 15. Pengaruh Interaksi BAP dan NAA terhadap Rata-rata

Panjang Daun Terpanjang Nepenthes mirabilis

NAA (ppm)

BAP (ppm)

0 0.5 1 2

0 30.9 a 26.1 ab 23.3 abc 13.4 def 0.1 12.0 def 19.9 bcd 19.8 bcd 5.8 f 0.2 6.9 f 15.2 de 24.5 abc 6.4 f 0.5 11.4 ef 16.7 cde 11.7 def 10.9 ef

Keterangan: Nilai yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom dan baris yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT 5%

Panjang Akar Terpanjang

Panjang akar terpanjang diamati pada minggu akhir pengamatan.

Berdasarkan hasil sidik ragam, interaksi pemberian BAP dan NAA memberikan

pengaruh yang tidak nyata pada peubah panjang akar. Pengaruh yang sangat

nyata didapat dari pemberian BAP secara tunggal.

Tabel 16 memperlihatkan bahwa panjang akar terpanjang didapat dari

perlakuan tanpa pemberian NAA. Hal ini diduga kandungan auksin endogen

tanaman cukup tinggi. Peningkatan konsentrasi auksin akan menghambat inisiasi

akar, pembelahan sel dan pemanjangan akar (Wattimena, 1988). Ekawati (2006),

juga menambahkan konsentrasi NAA yang ditingkatkan ke media pengakaran

akan meningkatkan auksin endogen sehingga terjadi akumulasi auksin.

Akumulasi auksin ini akan menghambat pemajangan akar. Konsentrasi auksin

endogen yang tinggi dapat menyebabkan pemendekan sel-sel.

46

Tabel 16. Pengaruh Pemberian NAA terhadap Rata-rata Pan

naa

Documents