penuntun praktikum fisiologi hewan (laboratory guide for animal physiology)

Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan

Laboratorium Fisiologi Hewan Jurusan Biologi FMIPA UA 1

PENUNTUN PRAKTIKUM FISIOLOGI HEWAN

DISUSUN OLEH :

PUTRA SANTOSO, M.Si NIP. 198206262008121002

Dibiayai oleh Anggaran DIPA Nomor 0191 0/023-4.2/III/2009 pada tanggal 31 Desember 2009 Universitas Andalas sesuai surat perjanjian pelaksanaan Teaching

Grant Proyek PHK-I Universitas Andalas Tahun 2009

LABORATORIUM FISIOLOGI HEWAN JURUSAN BIOLOGI

FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM

UNIVERSITAS ANDALAS

PADANG

2009



KATA PENGANTAR

Puji syukur atas segala nikmat kesehatan, waktu dan kekuatan yang telah diberikan Allah

SWT sehingga penyusunan modul praktikum ini dapat diselesaikan sebagai mana

mestinya. Keberadaan modul praktikum ini ditujukan untuk meningkatkan efektivitas dan

efisiensi pelaksanaan praktikum dan untuk meningkatkan kemampuan penguasaan praktek

mahasiswa terhadap mata kuliah Fisiologi Hewan. Dalam tiap bab disajikan tujuan

praktikum, landasan teori dan petunjuk-petunjuk kerja secara detail dan pada tiap akhir bab

disertai dengan lembar kerja praktikum yang akan memudahkan mahasiswa dalam

mencatat dan menganalisis data yang diperolehnya dalam aktivitas laboratorium.

Rampungnya penyusunan modul praktikum ini tidak terlepas dari kontribusi sangat

berharga dari berbagai pihak baik material maupun moral. Oleh sebab itu, selayaknya kami

menghaturkan rasa terima kasih yang tinggi kepada Koordinator Proyek PHKI Tahun 2009

yang telah memberikan bantuan dana dalam kerangka Proyek Teaching Grant Tahun 2009,

Dekan FMIPA, Ketua Jurusan Biologi, dan segenap Tim PHKI Jurusan Biologi FMIPA

UNAND. Rasa terima kasih yang dalam juga kami haturkan kepada para staf pengajar

Biologi yang telah memberikan masukan baik berupa koreksi maupun kontribusi referensi

sehingga dapat mengoptimalkan isi dari modul ini. Terima kasih juga kepada segenap

pihak yang telah berperan dalam penyelesaian salah satu program proyek Teaching Grant

pada mata ajaran Fisiologi Hewan ini.

Kendati telah disusun sedemikian rupa dengan kontribusi optimal dari berbagai

pihak, kami tetap menyadari bahwa sangat mungkin dalam modul ini terdapat banyak

kekurangan-kekurangan yang mungkin tidak disengaja oleh kami. Oleh sebab itu, demi

pengoptimalan fungsi dan perbaikan-perbaikan yang bermanfaat, segala masukan yang

bersifat konstruktif sangat kami harapkan dari berbagai pihak. Akhirnya, kami berharap

semoga modul praktikum ini dapat dimanfaatkan sebaik-baiknya dalam rangka

menciptakan kompetensi keilmuan yang kompetitif dan handal.

Padang, Agustus 2009

Tim Penyusun



DAFTAR ISI

KATA PENGANTAR

DAFTAR ISI

TATA TERTIB PRAKTIKUM

I. EFISIENSI METABOLISME

II. LAJU RESPIRASI HEWAN

III. AKTIVITAS JANTUNG DAN ALIRAN DARAH

IV. STRUKTUR SEL DAN HEMOLISIS ERITROSIT

V. NILAI DARAH

VI. KOAGULASI DAN GOLONGAN DARAH

VII. ANALISIS URINE

VIII. TOLERANSI HEWAN TERHADAP SALINITAS

IX. KERJA OTOT RANGKA

DAFTAR PUSTAKA



TATA TERTIB PRAKTIKUM

1. Praktikan wajib hadir dengan tertib dan tepat waktu dengan toleransi keterlambatan

maksimal 10 menit 2. Praktikan yang berhalangan hadir karena sakit wajib menyertakan surat keterangan

dokter. Jika tanpa surat keterangan tersebut akan dianggap absen. 3. Jumlah kehadiran minimum 75%, jika < 75% tidak diperkenankan mengikuti UAS

praktikum. 4. Sebelum memasuki laboratorium, praktikan wajib mengenakan jas lab, sepatu. Tidak

diperkenankan memakai kaos oblong dan sandal. 5. Praktikan wajib membawa objek sesuai petunjuk modul dan asisten dan

menyerahkannya sebelum praktikum dimulai. Jika tidak membawa objek, tidak diperkenankan mengikuti praktikum dan akan dianggap absen dan pelanggaran berat.

6. Praktikan harus memahami instruksi modul dan asisten dalam pelaksanaan prosedur kerja praktikum, bekerja dengan tertib dan tidak diperkenankan melakukan aktivitas praktikum di luar prosedur yang telah ditentukan.

7. Praktikan harus berhati-hati ketika menggunakan benda tajam (pisau, jarum, kaca dll) yang dipakai dalam praktikum.

8. Praktikan harus berhati-hati dalam berinteraksi dengan hewan percobaan karena beberapa hewan dapat berbahaya (menggigit/menyengat/mencakar), perhatikan petunjuk yang benar dalam memperlakukan hewan percobaan dan usahakan mengenakan sarung tangan serta masker.

9. Beberapa zat dapat menyebabkan iritasi ringan hingga berat (ex. HCl), atau bersifat toksik berat (ex. formalin, eter, kloroform, Hg dalam hayem), mudah terbakar (ex. etanol), dan sumber penyakit (ex. darah, urine) sehingga harus menggunakan sarung tangan, masker serta pelindung untuk keselamatan lainnya yang sesuai.

10. Hati-hati dalam menggunakan instrumen-instrumen elektronik termasuk sentrifus, mikroskop dll yang dapat menyebabkan kebocoran arus (setrum) atau kerusakan alat atau bahkan ledakan. Perhatikan petunjuk pemakaian yang benar.

11. Segala kerusakan instrumen yang dipakai karena kesalahan praktikan akan menjadi tanggung jawab praktikan dalam perbaikan atau penggantiannya.

12. Praktikan wajib mencatat seluruh data hasil praktikum yang dilaksanakan dalam buku kerja individu dan harus menyerahkan data lengkap di buku kerja kelompok kepada asisten penanggung jawab praktikum, menyusun dan menyerahkan laporan akhir praktikum pada praktikum selanjutnya sesuai format yang berlaku.

13. Praktikan harus membersihkan seluruh alat/bahan praktikum yang dipakai dan memeriksa kelengkapan alat/bahan yang ada untuk kemudian dicocokan dengan list alat dan bahan yang telah disediakan pada baki objek. Mintalah paraf asisten setelah dilakukan pengecekan secara benar.

14. Praktikan wajib menjaga kebersihan laboratorium, membuang sampah pada kotak yang telah disediakan dan harus melaksanakan tugas piket laboratorium sesuai jadwal yang telah ditentukan.

15. Setiap pelanggaran terhadap tata tertib praktikum akan dicatat dalam berita acara praktikum dan akan diberikan sanksi sesuai kesepakatan dosen dan asisten.

16. Praktikan akan dinilai secara komprehensif dari aspek kognitif (kecakapan berfikir dan teoritis), afektif (sikap dan moral), dan psikomotor (keterampilan penguasaan teknis dan operasional kerja praktikum) termasuk keaktifan dalam kerja praktikum dan diskusi.



SKEDUL KEGIATAN DAN OBJEK PRAKTIKUM

Minggu ke- Materi Praktikum/Kegiatan

1 Asistensi Praktikum 2 Praktikum paralel 1 3 Praktikum paralel 2 4 Praktikum paralel 3 5 Praktikum paralel 4 6 Praktikum paralel 5 7 Praktikum paralel 6 8 Praktikum paralel 7 9 Praktikum paralel 8 10 Praktikum paralel 9 11 Presentasi Kelompok dan Diskusi 12 UAS Praktikum

MATRIKS OBJEK PRAKTIKUM PER KELOMPOK

Kelompok Objek Praktikum Ke-

1 2 3 4 5 6 7 8 9 1 I II III IV V VI VII VIII IX 2 II III IV V VI VII VIII IX I 3 III IV V VI VII VIII IX I II 4 IV V VI VII VIII IX I II III 5 V VI VII VIII IX I II III IV 6 VI VII VIII IX I II III IV V 7 VII VIII IX I II III IV V VI 8 VIII IX I II III IV V VI VII 9 IX I II III IV V VI VII VIII

Catatan : Spesies-spesies hewan dari objek praktikum tertentu yang harus dibawa per kelompok harus disesuaikan dengan petunjuk asisten.



1. EFISIENSI METABOLISME

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk memahami metode penentuan efisiensi metabolisme hewan secara gravimetri

b. Untuk mengukur tingkat efisiensi metabolisme hewan invertebrata dan vertebrata

dengan berbagai variasi faktor eksternal

B. Landasan Teori

Metabolisme merupakan proses fisiologis yang melibatkan keseluruhan reaksi biokimia

dalam rangka menyusun (anabolisme) atau menguraikan (katabolisme) berbagai substansi

kimiawi yang ada di dalam tubuh seperti glukosa, lipid, protein, hormon, dan berbagai

substansi lainnya. Masing-masing spesies hewan memiliki laju metabolisme dan tingkat

efisiensi metabolisme yang berbeda sesuai dengan kondisi lingkungan, umur, jenis

makanan, dan faktor genetik dari hewan tersebut. Metabolisme diperlukan untuk

memproduksi energi, membentuk struktur atau meregenerasi struktur tubuh yang rusak,

reproduksi serta menyokong keseimbangan homeostasis fisiologis tubuh.

Metode gravimetri merupakan metode yang paling sederhana untuk mengestimasi

tingkat efisiensi metabolisme hewan. Penghitungan efisiensi dilakukan dengan

menentukan perkiraan persentase makanan yang diabsorbsi oleh hewan dari sejumlah

makanan yang dikonsumsinya. Hal ini biasanya sangat tergantung kepada jenis makanan,

berat badan individu, jenis kelamin, umur dan kondisi lingkungan. Efisiensi metabolisme

juga dapat diperkirakan dengan memperhatikan perubahan berat badan hewan.

Pertambahan berat badan idealnya merupakan manifestasi dari hasil pertambahan massa

komponen fisiologis hewan sebagai akibat dari proses metabolisme.

Praktikum 1. Efisiensi Metabolisme Pada Mencit (Mus musculus)

Alat & Bahan

Kandang mencit, timbangan, kantong plastik, sendok kecil, gelas ukur, sarung tangan,

masker, alat tulis, mencit putih jantan 4 ekor yang telah dipuasakan selama 2 hari, pakan

ternak, beras, dan air.

Prosedur Kerja

Sediakan 2 unit kandang mencit (A dan B) yang bersih dan lengkap dengan wadah

makanan dan minuman. Letakkan bahan makanan berupa pakan ternak pada kandang A

dan beras pada kandang B masing-masing 120 gram per kandang dan air secukupnya



dalam botol minuman. Selanjutnya timbang berat masing-masing mencit percobaan dan

catat sebagai berat awal (B0). Masukkan dua ekor mencit per kandang dan tempatkan pada

posisi yang aman dengan memperhatikan pencahayaan selama 6 hari. Setiap dua hari

lakukan penimbangan berat badan mencit, berat pakan yang tersisah dan berat fesesnya.

Selain itu juga diukur suhu kandang pada tiap pengamatan. Data dicatat pada tabel

pengamatan dan lakukan penghitungan efisiensi metabolisme mencit untuk dua perlakuan

yang berbeda (jenis pakan). Efisiensi metabolisme dapat dihitung dengan menentukan

persentase pakan yang diabsorbsi oleh mencit pada pencernaannya dari total pakan yang

dikonsumsi.

Dimana EM : efisiensi metabolisme (%)

BPk : Berat pakan yang dikonsumsi (g)

BF : Berat feses (g)

Sajikan data hasil analisis dalam bentuk grafik yang meliputi nilai EM dari awal hingga

akhir pengamatan dan grafik perubahan berat badan rata-rata mencit per perlakuan.

Praktikum 2. Efisiensi Metabolisme Pada Cacing Tanah (Pheretima sp.)

Alat & Bahan

Ember plastik kecil 4 buah, timbangan, kantong plastik, pinset, sarung tangan, alat tulis,

cacing tanah 40 ekor dengan ukuran relatif sama, tanah lempung (merah), tanah kebun,

pasir, tanah kandang.

Prosedur Kerja

Susun ember plastik dan beri label A, B, C, dan D. Selanjutnya isi ember dengan jenis

tanah atau media yang berbeda. Sediahkan cacing tanah masing-masing 10 ekor untuk satu

ember dan lakukan penimbangan terlebih dahulu terhadap berat total dari masing-masing

kelompok cacing tersebut (dicatat sebagai berat awal atau Bs). Masukkan cacing ke dalam

ember yang berbeda lalu letakkan di tempat yang gelap dan lembab selama 6 hari dan ukur

suhu tanah/medium tiap dua hari. Setelah akhir pengamatan, lakukan pembongkaran tanah

di dalam ember dan ambil kembali cacing yang ada di dalamnya. Catat jumlah cacing yang

hidup, cacing yang mati, dan timbang berat cacing yang masih hidup (dicatat sebagai berat

akhir atau Bf). Lakukan analisis data dengan menghitung persentase cacing yang bertahan

hidup dan mati dan persentase perubahan berat total dari cacing yang masih hidup tersebut

EM (%) = BPk – BF x 100% BPk



pada masing-masing perlakuan (jenis media). Sajikan data hasil pengamatan dalam bentuk

grafik yang representatif.

Lembar Kerja Praktikum :

1. Data Pengukuran Efisiensi Metabolisme Pada Mencit

No. Parameter Nilai Klp.A Klp. B

1. Bm 0 rata-rata (g) 2. Bm 1 rata-rata (g) 3. Bm 2 rata-rata (g) 4. BP 0 (g) 5. BP 1 (g) 6. BP 2 (g) 7. BPk 1 (g) 8. BPk 2 (g) 9. BF 1 (g) 10. BF 2 (g) 11. EF 1 (%) 12. EF 2 (%)

Ket : Bm (Berat mencit), BP (Berat Pakan), BPk (Berat pakan yang dikonsumsi), BF (Berat Feses), EF (Efisiensi Metabolisme), 0 (awal perlakuan), 1 (pengamatan pertama), 2 (pengamatan kedua /akhir) Catatan Penting : .................................................................................................................. ...................................................................................................................

2. Data Pengukuran Efisiensi Metabolisme Pada Cacing Tanah

No. Parameter Nilai Per Perlakuan A B C D

1. BTs (g) 2. BTf (g) 3. N hidup (indv) 4. N mati (indv) 5. Survive (%) 6. T0 (oC) 7. T1 (oC) 8 T2 (oC)

Ket : BTs (berat total cacing awal perlakuan), BTf (Berat total cacing akhir perlakuan), N (jumlah individu), Survive (% jumlah individu yang survive atau bertahan hidup), T (suhu medium/tanah, 0, 1, 2 mengindikasikan waktu pengukuran awal, hari ketiga, dan hari terakhir). Catatan Penting : .................................................................................................................. ...................................................................................................................

***



II. LAJU RESPIRASI HEWAN

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk memahami metode pengukuran laju respirasi hewan melalui penghitungan

konsumsi oksigen.

b. Untuk melihat perbedaan laju respirasi pada berbagai spesies hewan dan

hubungannya dengan perbedaan temperatur lingkungan.

B. Landasan Teori

Respirasi secara sederhana didefinisikan sebagai proses pertukaran gas berupa oksigen dan

karbondioksida antara jaringan tubuh hewan dengan lingkungan tempat hidupnya. Proses

respirasi tersebut dikenal dengan proses bernafas atau respirasi eksternal. Pada dasarnya

peristiwa respirasi melibatkan mekanisme produksi energi (ATP) yang merupakan

manifestasi proses yang terjadi pada level intraseluler (sitoplasama dan mitokondria) atau

lebih dikenal dengan respirasi seluler. Tujuan utama dari respirasi adalah untuk

menghasilkan energi (ATP) dan menetralisir senyawa buangan hasil metabolisme berupa

karbondioksida dari dalam tubuh.

Proses respirasi sangat erat kaitannya dengan dinamika perubahan kuantitas gas

oksigen yang dikonsumsi oleh tubuh dan karbondioksida yang dikeluarkan. Oleh sebab itu

salah satu cara untuk menaksir laju respirasi dapat dilakukan dengan menghitung jumlah

oksigen yang dikonsumsi per satuan waktu. Dan karena faktor massa jaringan sangat

menentukan level oksigen yang dikonsumsi maka laju respirasi lebih tepat diukur dalam

satuan volume oksigen yang dikonsumsi per waktu per berat badan. Laju respirasi sangat

bervariasi pada hewan dan dipengaruhi oleh berbagai faktor internal seperti aktivitas, usia,

jenis kelamin, dan status kesehatan serta faktor-faktor eksternal seperti temperatur, kadar

oksigen dan keberadaan gas-gas lainnya di lingkungan. Umumnya hewan-hewan

invertebrata memiliki efisiensi respirasi yang lebih tinggi daripada hewan vertebrata.

Praktikum 1. Menghitung Laju Respirasi Invertebrata

Alat dan Bahan :

Respirometer lengkap dengan perangkatnya, timbangan, kantung plastik, beaker glass,

termometer, jarum suntik, pemanas air, kapas, vaselin, eosin, KOH 4%, dan beberapa

spesies hewan invertebrata kecil (Valanga sp., Periplaneta sp., larva kupu-kupu, dll).

Prosedur Kerja :



Lakukan penimbangan hewan percobaan terlebih dahulu satu per satu (untuk tiap

praktikum digunakan minimal 3 spesies yang berbeda). Selanjutnya susun respirometer

sebagai mana mestinya dengan menginjeksikan eosin pada pipa respirometer (manometer)

hingga skala 12 dan usahakan tidak adanya gelembung udara. Selanjutnya masukkan kapas

dan KOH 4% pada tabung sampel yang kosong dan masukkan hewan percobaan pada

tabung yang lainnya. Isolasi sistem dengan mengoleskan vaselin sehingga tidak terjadi

kebocoran gas oksigen atau karbondioksida. Letakkan perangkat percobaan pada posisi

yang ideal dan biarkan selama 5 menit lalu hitung perubahan skala yang ditunjukkan oleh

eosin pada manometer. Untuk memvariasikan faktor suhu, maka percobaan pertama

dilakukan pada suhu ruangan, percobaan kedua pada suhu lebih rendah (dengan

meletakkan tabung hewan pada gelas berisi es), dan percobaan ketiga dengan suhu lebih

tinggi (dengan meletakkan tabung hewan percobaan pada gelas berisi air panas). Jangan

lupa mengukur suhu air pada gelas dengan menggunakan termometer. Laju respirasi dapat

dihitung dengan rumus sbb :

Dimana Vr : laju respirasi (ml/g/s)

Ss : skala awal manometer

Sf : Skala akhir manometer

T : Waktu (sekon)

Lakukan analisis data dengan membuat grafik hubungan laju respirasi per masing-masing

spesies terhadap suhu yang bervariasi (suhu perlakuan). Interpretasikan data secara

ringkas.

Praktikum 2. Menghitung Laju Respirasi Vertebrata

Alat dan Bahan :

Respirometer lengkap dengan perangkatnya, timbangan, kantung plastik, beaker glass,

termometer, jarum suntik, pemanas air, kapas, vaselin, eosin, KOH 4%, dan hewan

vertebrata berukuran kecil (misalnya cicak minimal 2 individu).

Prosedur Kerja :

Hewan percobaan ditimbang terlebih dahulu, selanjutnya dimasukkan ke dalam tabung

sampel hewan pada respirometer dan diukur laju respirasinya seperti pada prosedur

pengukuran respirasi hewan invertebrata (termasuk perlakuan suhu dan analisis datanya).

Data hasil penghitungan juga disajikan dalam grafik hubungan laju respirasi dengan suhu

Vr = (Sf – Ss) /Wb/T



lingkungan dan dibandingkan dengan spesies invertebrata yang telah diukur sebelumnya.

Interpretasikan hasil percobaan secara tepat.


Pengukuran Laju Respirasi

No. Parameter Spesies A : ............... B : .............. C : .............. D : ..............

1. BW (g) 2. Ss Td (ml) 3. Sf Td (ml) 4. Ss Tr (ml) 5. Sf Tr (ml) 6. Ss Tp (ml) 7. Sf Tp (ml) 8. Vr Td (ml/g/s) 9. Vr Tr (ml/g/s) 10. Vr Tp (ml/g/s)

Ket: BW (berat badan), Ss (skala awal manometer), Sf (skala akhir manometer), Td (suhu dingin), Tr (suhu ruangan), Tp (suhu panas), Vr (laju respirasi) Catatan Penting : .................................................................................................................. ............................................................................................................................................... ...............................................................................................................................................

Contoh grafik hubungan laju respirasi hewan dan suhu:

***

Vr

(ml/g

/s)

Suhu (oC)



III. AKTIVITAS JANTUNG DAN ALIRAN DARAH

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk memahami metode pengukuran tekanan darah dan detak jantung manusia

b. Untuk mengetahui hubungan tekanan darah dan detak jantung dengan aktivitas dan

jenis kelamin

c. Untuk melihat dan memahami arah aliran darah pada hewan

B. Landasan Teori

Sistem sirkulasi merupakan salah satu sistem yang vital bagi keberlangsungan aktivitas

fisiologi organisme. Dalam rangka menganalisa aktivitas sistem sirkulasi, dapat dilakukan

penghitungan tekanan darah dan detak jantung (heart beat) yang karena kemampuan

konduktivitasnya akan dapat dihitung pada nadi di pergelangan tangan. Kecepatan detak

nadi seirama dengan detakan jantung memompa darah yang juga selaras dengan faktor

kebutuhan energi dari respirasi seluler.

Tekanan darah didefinisikan sebagai tekanan dari darah terhadap dinding pembuluh

darah. Faktor internal yang mempengaruhi tekanan darah adalah jumlah darah yang ada

dalam sistem peredaran, aktivitas memompa jantung, dan tahanan dalam aliran darah.

Pengukuran tekanan darah pada hewan bisanya dilakukan secara langsung dengan

menyisipkan kanula (bagian dari instrumen pengukur tekanan) ke dalam pembuluh nadi

carotis atau femoralis. Pada manusia, pengukuran dilakukan secara tidak langsung yaitu

dengan menggunakan tensimeter (sfigmomanometer) yang dapat mengukur tekanan sistol

dan diastol. Tekanan darah 120/80 mmHg menunjukkan bahwa terdapat tekanan 120

mmHg terhadap pembuluh arteri (sistole), dan 80 mmHg tekanan saat jantung berelaksasi

diantara pemompaan (diastole).

Terdapat dua kelompok besar pembuluh darah yaitu pembuluh nadi (arteri) yang

membawa darah dari jantung menuju kapiler dan pembuluh balik (vena) yang membawa

darah kembali ke jantung. Pembuluh nadi akan bercabang membentuk arteriol dan arteriol

akan bercabang lebih banyak lagi menjadi kapiler yang sangat halus. Arah dan kecepatan

aliran darah pada pembuluh darah tersebut dapat dijadikan indikator jenis pembuluh

darahnya.

Praktikum 1. Mengukur Tekanan Darah Pada Berbagai Aktivitas

Alat dan Bahan :



Stopwatch, spigmomanometer, alat tulis, dan tubuh praktikan sendiri dengan jenis kelamin

berbeda.

Prosedur Kerja :

Lakukan pengukuran tekanan darah pada seluruh anggota kelompok praktikum baik laki-

laki maupun perempuan. Pengukuran dilakukan dengan menggunakan spigmo-

manomeneter terhadap praktikan dengan berbagai posisi (aktivitas) yaitu duduk, berdiri,

berjalan santai, jalan cepat, dan berlari (masing-masing selama 5 menit). Catat hasil

pengukuran sistole dan diastole pada lembar kerja dan buat grafik hubungan aktivitas dan

jenis kelamin dengan tekanan darah manusia. Interpretasikan hasil yang diperoleh.

Praktikum 2. Hubungan Denyut Nadi dan Aktivitas

Alat dan Bahan:

Stopwatch, stetoscope, alat tulis, dan tubuh praktikan sendiri Prosedur Kerja:

Lakukan penghitungan denyut nadi pada pergelangan tangan untuk masing-masing

individu pada beberapa keadaan yaitu : duduk istirahat, berdiri, jalan santai, jalan cepat dan

berlari (masing-masing selama 5 menit). Hitung jumlah detakan selama 60 detik dengan

bantuan stetoscope atau dirasakan secara langsung. Catat hasil yang diperoleh untuk semua

individu kelompok praktikum baik laki-laki maupun perempuan. Buat grafik hubungan

antara aktivitas, jenis kelamin dan jumlah detakan per menit lalu interpretasikan hasil

praktikum.

Praktikum 3. Aliran Darah Pada Kecebong Alat dan Bahan:

Mikroskop, petridish, pinset, object glass, kecebong, batu es, kertas tissue

Prosedur Kerja:

Ambil kecebong dari wadahnya lalu letakkan di atas batu es beberapa saat hingga pasif

(jangan terlalu lama karena menyebabkan kematian). Angkat kecebong tersebut lalu

letakkan di atas kaca objek dan amati dengan mikroskop dengan memposisikan bagian

pinggir ekornya yang bening sehingga terlihat jelas pada perbesaran minimum. Perhatikan

aliran darah pada pembuluh darahnya dan tentukan jenis pembuluh serta arah aliran darah

dan catat hasil pada lembar pengamatan. Buat sketsa arah aliran darah yang terlihat dan

tentukan kategori kecepatan alirannya (cepat, sedang, lambat).




1. Pengukuran tekanan darah pada berbagai aktivitas

No. Nama Praktikan L/P Tekanan Darah (mmHg) Duduk Berdiri Jalan Jln cepat Lari

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.

10. Catatan Penting : .................................................................................................................. ............................................................................................................................................... 2. Pengukuran detak nadi pada berbagai aktivitas

No. Nama Praktikan L/P Detak Nadi Per Menit Duduk Berdiri Jalan Jln cepat Lari

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.

10. Catatan Penting : .................................................................................................................. ............................................................................................................................................... 3. Pengamatan aliran darah pada kecebong

***

Keterangan :



IV. STRUKTUR SEL DAN HEMOLISIS ERITROSIT

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk mengetahui struktur normal dari eritrosit pada berbagai spesies vertebrata

b. Untuk memahami dinamika osmolaritas eritrosit pada berbagai konsentrasi cairan

ekstraseluer

c. Untuk mengetahui efek hemolisis beberapa senyawa kimia terhadap eritrosit

B. Landasan Teori

Eritrosit merupakan salah satu komponen seluler darah yang sangat esensial terutama

terkait dengan perannya dalam transportasi oksigen (dengan adanya hemoglobin). Secara

struktural, eritrosit vertebrata bervariasi berdasarkan kelas masing-masingnya. Perbedaan

tersebut meliputi ukuran, bentuk, keberadaan nukleus dan ketegaran selnya. Mamalia

merupakan vertebrata yang memiliki eritrosit relatif kecil dan tidak berinti setelah menjadi

eritrosit dewasa dalam sistem peredaran. Sedangkan eritrosit amphibi, pisces, reptil dan

aves berukuran relatif besar dan memiliki nukleus.

Sebagai sel hewan, eritosit memiliki dinamika osmolaritas yang sangat sensitif

terhadap perubahan-perubahan gradien konsentrasi di sitoplasma dan di luar sel. Secara

umum, konsentrasi osmolaritas dalam sitoplasma sel hewan adalah 0.9% (diukur

berdasarkan persentase NaCl). Jika larutan ekstraseluer memiliki konsentrasi lebih tinggi

maka sitoplasma bersifat hipotonik sehingga air dari sitoplasma akan berosmosis keluar sel

dan sel akan mengkerut. Dalam kondisi tersebut eritrosit menglamai krenasi. Sebaliknya,

jika larutan di luar sel lebih rendah konsentrasinya maka sitoplasma bersifat hipertonis

sehingga air dari luar sel akan berosmosis ke dalam sel dan sel akan membesar. Kondisi

dimana konsentrasi di dalam sel dan di luar sel berada dalam kesetimbangan disebut

dengan isotonis yang biasanya selalu dipertahankan dalam kondisi fisiologis.

Beberapa senyawa kimia seperti formaldehid, alkohol, dan asam asetat dapat

menyebabkan perubahan-perubahan pada struktur membran sel sehingga menyebabkan

pecahnya sel (hemolisis). Hemolisis eritrosit ditandai dengan keluarnya hemoglobin dari

dalam eritrosit sehingga larutan akan menjadi lebih merah. Hemolisis dapat terjadi karena

perbedaan tekanan osmosis yang terlalu besar (hemolisis osmotik) misalnya karena

perbedaan konsentrasi larutan intra dan ekstraseluer. Hemolisis juga terjadi karena larutnya

membran yang tersusun dari lipid oleh senyawa-senyawa kimia yang dapat melarutkan

lipid (hemolisis kimia).



Gambar Struktur eritrosit beberapa spsies vertebrata

Praktikum 1. Struktur Eritrosit Vertebrata

Alat dan Bahan :

Alat bedah, jarum suntik, mikroskop, pipet tetes, objek glass, cover glass, botol sampel

darah, EDTA 10%, NaCl 0.9%, beberapa spesies vertebrata (Cyprinus carpio, Rana sp.,

Maboya sp., Aves, Mus musculus).

Prosedur Kerja :

Lakukan koleksi sampel darah dari hewan percobaan sesuai dengan objek yang digunakan,

ambil sampel darah dengan menggunakan jarum suntik yang telah dibilas dengan EDTA

10% dan ditampung dalam botol sampel yang juga telah dibilas dengan EDTA. Teteskan

setetes darah pada kaca objek dan tetesi dengan 3 tetes NaCl 0.9%, tutup dengan cover

glass lalu amati strukturnya pada mikroskop hingga perbesaran optimal. Perhatikan dan

gambar struktur eritrosit yang terlihat. Bandingkan dengan spesies-spesies vertebrata

lainnya.

Praktikum 2. Dinamika Osmolaritas Eritosit

Alat dan Bahan :

Mikroskop, pipet tetes, objek glass, cover glass, botol sampel darah, sampel darah yang

telah dikoleksi pada praktikum 1, NaCl pada beberapa konsentrasi (0.3%, 0.6%, 0.9%,

1.2%, 2%)

Prosedur Kerja :



Sediahkan lima kaca objek yang berbeda lalu teteskan setetes sampel darah pada masing-

masing kaca objek tersebut. Selanjutnya teteskan 3 tetes NaCl dengan konsentrasi berbeda

untuk kaca objek yang berbeda. Tutup dengan cover glass dan biarkan beberapa menit lalu

amati struktur eritrosit pada mikroskop dengan perbesaran optimal. Perhatikan perubahan

yang terjadi pada eritrosit terutama ukurannya lalu gambarkan pada lebar kerja praktikum

dan interpretasikan peristiwa fisiologis apa yang sebenarnya terjadi dan bagaimana

mekanismenya.

Praktikum 3. Hemolisis Darah

Alat dan Bahan :

Tabung reaksi, pipet tetes, gelas ukur, sampel darah, etanol, kloroform, eter, formalin,

NaCl 0.9%.

Prosedur Kerja :

Sediahkan 5 tabung reaksi berbeda dan beri label I sampai V. Masukkan masing-msing 2.5

ml NaCl 0.9% ke dalam tabung tersebut dan teteskan 2 tetes suspensi darah dari hewan

percobaan. Kemudian masukkan 2.5 ml senyawa berikut ini pada masing-masing tabung

yang berbeda yaitu etanol pada tabung II, kloroform pada tabung III, formalin pada tabung

IV dan eter pada tabung V. Biarkan selama 30 menit lalu amati proses yang terjadi dan

bandingkan efek hemolisis yang disebabkan oleh masing-masing senyawa tersebut. Catat

hasil pengamatan anda di lemar kerja dan interpretasikan.


1. Struktur Eritrosit Vertebrata

Interpretasi : ..................................................................................................................... .......................................................................................................................................... ...........................................................................................................................................



2. Dinamika Osmolaritas Eritrosit

No. Konsentrasi NaCl Gbr. Struktur Sel Keterangan 1. 0.3%

2. 0.6%

3. 0.9%

4. 1.2%

5. 2.0%

Interpretasi : ..................................................................................................................... .......................................................................................................................................... ..........................................................................................................................................

3. Efek Hemolisis Senyawa Kimia Terhadap Eritrosit

No. Perlakuan/Zat Kondisi Suspensi Keterangan

Awal Akhir

1. I (kontrol)

2. II (Etanol)

3. III (Kloroform)

4. IV (Formalin)

5. V (Eter)

Interpretasi : .............................................................................................................. .......................................................................................................................................... ..........................................................................................................................................

***



V. NILAI DARAH

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk mengetahui metode dan teknik pengukuran nilai darah (blood value) standar

yang meliputi jumlah sel darah, nilai hematokrit, kadar Hb dan indek absolut darah

b. Untuk dapat memahami dan menginterpretasikan nilai darah sesuai konsep-konsep

fisiologis

B. Landasan Teori

Darah merupakan salah satu komponen fisiologis yang sangat esensial bagi

keberlangsungan hidup hewan. Darah berperan penting dalam transportasi gas dan

senyawa lain, menjaga stabilitas tubuh seperti distribusi nutrisi, termoregulasi, pengantaran

hormon. Dinamika perubahan yang terjadi pada komponen darah merupakan cerminan

bagi kondisi fisiologis suatu individu hewan.

Analisa kuantitatif terhadap komposisi komponen-komponen darah lebih dikenal

dengan analisa nilai darah. Dalam analisa tersebut, komposisi komponen-komponen darah

disajikan dalam bentuk parameter-parameter kuantitatif yang disebut nilai darah.

Parameter-parameter utama yang diukur meliputi kuantitas eritrosit dan leukosit,

tromobosit, kadar hemoglobin, nilai hematokrit, konsentrasi protein total, dan indeks

absolut darah. Indeks absolut darah terdiri atas MCV (ukuran volume rata-rata eritrosit),

MCH (berat hemoglobin rata-rata per unit eritrosit), dan MCHC (konsentrasi hemoglobin

per satuan volume eritrosit). Secara alami, nilai darah sangat ditentukan oleh spesies, seks,

umur, pola makan (nutrisi) dan aktifitas individu. Nilai darah lebih stabil pada individu

dewasa dan berjenis kelamin jantan karena fluktuasi hormonalnya jauh lebih kecil

dibandingkan individu betina.

Praktikum 1. Menghitung Jumlah Sel Darah (Eritrosit dan Leukosit)

Alat dan Bahan :

Tabung sampel darah, jarum suntik, alat bedah, kit hemositometer tipe Improved

Neubauer, pipet tetes, mikroskop, tally counter, alat tulis, larutan turk, larutan hayem,

EDTA 10%, darah hewan vertebrata yang telah ditentukan. Komposisi larutan Hayem

untuk penghitungan eritrosit : Natriumsulfat (kirstal) 5 g; NaCl 1g; HgCl2 0.5 g; aquadest

ad 200 ml. Komposisi larutan Turk untuk penghitungan leukosit : gentian violet 1% dalam

air 1 ml; asam asetat glasial 1 ml; aquadest ad 100 ml.



Prosedur Kerja:

Penghitungan kuantitas eritrosit :

a. Lakukan pengambilan sampel darah dengan menggunakan jarum suntik yang telah

dibilas dengan EDTA 10% dan masukkan ke dalam tabung sampel darah yang juga

telah dibilas dengan EDTA.

b. Selanjutnya sediahkan pipet thoma dari kit hemositometer, isap sampel darah dengan

menggunakan pipet tersebut hingga skala 0.5, dengan menggunakan pipet yang sama,

hisaplah larutan hayem secara hati-hati hingga larutan dalam pipet mencapai skala

101. Hindari adanya gelembung udara. Pegang pipet secara horizontal lalu aduk

pelan-pelan dengan menggoyangkan pipet beberapa kali hingga larutan menjadi

homogen.

c. Sediahkan hemositometer yang bersih, tutup dengan kaca penutupnya secara benar

hingga saling berlekatan satu sama lain. Kemudian pipetkan sampel dalam pipet

thoma dengan menggunakan kontrol ujung jari pada bagian pangkal pipet dan

biarkan larutan mengalir memenuhi ruang dalam hemositometer. Hindari volume

yang berlebihan.

d. Biarkan sampel tersebut selama 2-3 menit lalu letakkan di mikroskop dan hitung

jumlah eritrosit yang terlihat pada 5 kotak menengah hemositometer (Lihat gambar

hemocytometer). Catat dengan menggunakan tally counter.

Kuantitas eritrosit yang sebenarnya dihitung dengan rumus :

Dimana SDM : Kuantitas eritrosit per mm3

Ne : Kuantitas eritrosit yang terhitung P : Angka pengenceran (200 kali)

0,02 : Volume total darah dalam lima kotak yang dihitung Sajikan data dalam bentuk grafik perbandingan antar spesies. Penghitungan kuantitas leukosit :

a. Pengambilan sampel darah sama dengan prosedur pada penghitungan eritrosit. Lalu

dengan menggunakan pipet thoma untuk leukosit, hisaplah sampel darah hingga skala

0.5 lalu bersihkan bagian luar pipet dengan tissue atau kapas. Lanjutkan dengan

SDM : Ne x P 0,02



menghisap larutan turk hingga skala 11. Pegang pipet secara horizontal lalu

goyangkan pelan-pelan hingga larutan homogen.

b. Sediakan hemositometer yang bersih dan tutup dengan kaca penutupnya hingga

saling berlekatan. Kemudian dengan pelan-pelan, alirkan sampel dari pipet ke ruang

dalam hemositometer hingga memenuhi seluruh ruangan (hindari kelebihan volume).

c. Biarkan 2-3 menit lalu letakkan di mikroskop dan hitung jumlah leukosit yang

terlihat pada 4 kotak besar pada hemositometer (Lihat gambar hemositometer).

d. Kuantitas leukosit yang sebenarnya dapat dihitung dengan rumus berikut ini :

Dimana : SDP : Kuantitas leukosit per mm3 Ni : Kuantitas leukosit yang terhitung

P : Angka pengenceran (20 kali) 0,4 : Volume total darah yang dihitung

Sajikan data dalam bentuk grafik perbandingan antar spesies. Praktikum 2. Menghitung Nilai Hematokrit (Packed Cell Voume, PCV)

Alat dan Bahan :

Tabung hematokrit, sentrifus hematokrit, skala standar hematokrit, sumbat tabung

hematokrit, hewan percobaan vertebrata.

Prosedur Kerja :

Lakukan pengambilan sampel darah dengan memipetkan tabung hematokrit dengan jari

pada bagian pembuluh darah atau jantung hewan yang telah ditentukan atau dapat juga

dengan memipet sampel darah yang telah ditampung dalam tabung sampel darah. Isilah

tabung hematokrit hingga lebih dari setengahnya, tetapi jangan sampai penuh. Selanjutnya

tutup salah satu lubang tabung dengan penutupnya dan tempatkan pada sentrifus secara

tepat. Lakukan sentrifugasi terhadap sampel darah dengan kecepatan 10.000 rpm selama 5

menit. Setelah disentrifus, angkat tabung secara cermat dan hitung kadar hematokrit

dengan menggunakan skala hematokrit dan nyatakan dalam persen. Sajikan data dalam

bentuk grafik perbandingan antar spesies.

Praktikum 3. Menghitung Kadar Hemoglobin Dengan Metode Sahli

Alat dan Bahan :

SDP : Nl x P 0,4



Tabung sampel darah, kit hemometer sahli lengkap, pipet tetes, sampel darah, EDTA 10%,

HCl 0.1 N, aquadest.

Prosedur Kerja :

a. Sediahkan sampel darah hewan percobaan dan tampung dalam tabung sampel darah

yang telah dibilas EDTA 10%. Masukkan 5 tetes HCl 0.1 N ke dalam tabung

pengencer hemometer.

b. Selanjutnya isaplah sampel darah dengan menggunakan pipet hemoglobin sampai

garis tanda 20 ul dan hapuslah sisah darah yang melekat di luar ujung pipet. Lalu

alirkan sampel darah tersebut ke dalam tabung hemometer dan jangan sampai ada

gelembung udara Jangan lupa catat waktu pertama memasukkan sampel tersebut ke

dalam tabung. Bilas pipet tersebut secara cermat dengan HCl yang ada di dalam

tabung untuk membersihkan sisah sampel darah yang masih ada di dalamnya.

c. Aduk campuran darah tersebut hingga homogen dan larutan menjadi coklat tua.

Setelah itu tambahakan aquades setetes demi setetes dan aduk dengan batang

pengaduk dengan terus memperhatikan warna larutan hingga tercapai kesamaan

warna dengan warna standar yang ada pada hemometer Sahli. Persamaan warna

larutan dengan warna standar harus dicapai dalam waktu 3-5 menit setelah saat darah

dan HCl bercampur (saat memasukkan sampel darah ke dalam tabung).

d. Bacalah kadar hemoglobin darah dengan menggunakan skala yang ada pada tabung

dalam satuan g/dl. Sajikan data dalam bentuk grafik perbandingan antar spesies.

Praktikum 4. Analisis Indeks Absolut Darah (Absolute Indices)

Indeks absolut darah merupakan estimasi matematis tentang beberapa aspek nilai darah

yang diformulasikan berdasarkan data hasil pengukuran-pegukuran kuantitas eritrosit,

kadar hemoglobin dan nilai hematokrit.

a. Mean Corpuscular Volume (MCV; volume rata-rata per unit eritrosit)

b. Mean Corpuscular Hemoglobin (MCH; berat hemoglobin rata-rata per unit eritrosit)

MCV (fl) : Kadar hematokrit(dalam desimal) x 1000

Jumlah eritrosit (dalam 1012/l)

MCH (pg) : Kadar Hemoglobin (g/dl) x 10

Jumlah eritrosit (dalam 1012/l)



c. Mean Corpuscular Hemoglobin Concentration (MCHC, konsentrasi Hb rata-rata per satuan total volume eritrosit)


Tabel Hasil Pengukuran Nilai Darah

No. Parameter Spesies Hewan

1. SDM (sel/mm3) 2. SDP (sel/mm3) 3. HTC (%) 4. Hb (g/dl) 5. MCV (fl) 6. MCH (pg) 7. MCHC(g/dl)

Interpretasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................ ........................................................................................................................ ........................................................................................................................

Catatan : Leukosit dihitung pada 4 kotak besar A, B, C, dan D sedangkan eritrosit dihitung pada 5 kotak kecil (yang ditunjuk) yang terdiri atas 4 kotak di masing-masing sudut dan 1 kotak di tengah.

***

MCHC (g/dl) : Kadar Hemoglobin (g/dl)

Kadar hematokrit

A B

C B

Kotak penghitungan SDM



VI. KOAGULASI DAN GOLONGAN DARAH

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk memahami proses koagulasi darah dan faktor-faktor yang mempengaruhinya

b. Untuk memahami prinsip dan proses pengujian golongan darah manusia sistem ABO

B. Landasan Teori

Darah merupakan jaringan yang terdiri atas beberapa tipe sel (eritrosit, leukosit, dan

trombosit) yang tersuspensi dalam matriks ekstraseluler berupa plasma darah. Karakter

spesifik yang dimiliki oleh darah adalah adanya proses koagulasi (pembekuan) yang

melibatkan mekanisme reaksi proteolitik (pembentukan fibrin), polimerisasi fibrin, dan

proses koagulasi (pembentukan jaring-jaring fibrin yang tidak larut). Dalam proses tersebut

terlibat berbagai faktor seperti keberadaan trombin dan ion Ca++ serta beberapa faktor

lainnya.

Terdapat beberapa faktor yang mempengaruhi kecepatan koagulasi darah yaitu

temperatur, kontak fisik darah dengan mediumnya, dan keberadaan larutan hemostatik.

Suhu tinggi akan mempercepat pembekuan, bilah darah dikocok secara pelan juga akan

cepat membeku dan hal sebaliknya jika darah dikocok dengan cepat maka akan lebih

lambat terkoagulasi. Keberadaan senyawa hormon adrenalin, dan ekstrak jaringan yang

mengandung banyak tromboplastin (paru-paru dan timus) akan mempercepat terjadinya

koagulasi. Sedangkan heparin di hati (hepar) merupakan antikoagulan yang efektif.

Proses koagulasi erat kaitannya dengan mekanisme pengujian golongan darah pada

manusia termasuk sistem ABO (Landsteiner) tetapi lebih tepat diistilahkan dengan

aglutinasi yaitu suatu reaksi dimana eritrosit mengelompok dan disertai dengan hemolisis

sehingga tampak menggumpal. Aglutinsi menjadi indikator adanya reaksi antara antibodi

(aglutinin) yang terdapat pada plasma darah dengan antigen (aglutinogen) yang terdapat

pada membran eritrosit. Penggolongan darah tersebut didasarkan kepada jenis aglutinogen

yang terdapat pada membran eritrosit: jika memiliki aglutinogen A maka bergolongan

darah A, aglutinogen B untuk golongan darah B, AB jika memiliki keduanya, dan O jika

tidak ada aglutinogennya. Aglutinogen tidak boleh dipertemukan dengan aglutinin

pasangannya (misalnya aglutinogen A dengan α) karena akan terjadi reaksi antigen-

antibodi. Pada pengujian golongan darah, senyawa yang digunakan adalah anti A dan anti

B yang merupakan antibodi (aglutinin) untuk aglutinogen A dan aglutinogen B.



Praktikum 1. Kecepatan Koagulasi Darah

Alat dan Bahan :

Alat bedah, jarum suntik, batu es, lampu spiritus, kaca objek, pinset, jarum pencacah, pipet

tetes, lumpang dan penggerusnya, larutan NaCl 0.9%, tissue, kodok (Bufo sp.) dewasa 5

ekor, parafin.

Prosedur Kerja :

(a).Persiapan:

Lakukan pembedahan terhadap seekor kodok dengan menghindari pendarahan (bleeding)

lalu ambil hepar dan pulmonya. Sayat sepotong jaringan hepar dan gerus dengan

menggunakan penggerus pada lumpang hingga menjadi ekstrak yang cukup untuk

diteteskan lalu masukkan sampel ekstrak tersebut ke dalam botol sampel dan tutup.

Lakukan hal yang sama terhadap jaringan pulmo. Selanjutnya lakukan pembedahan

terhadap kodok lainnya untuk diambil sampel darahnya menjelang pengujian (ingat bahwa

darah jangan sampai membeku).

(b). Pengujian Kecepatan Koagulasi :

Sediahkan 9 buah kaca objek yang bersih lalu susun berurutan dengan memberi tanda dari

1 s.d 9. Kemudian pada kaca objek yang terakhir, letakkan parafin panas sehingga

permukaan kaca terlapisi parafin dan biarkan membeku. Teteskan setetes sampel darah

segar dari hewan uji pada masing-masing kaca objek dan perlakukan sebagai berikut :

Kode Sampel Perlakuan 1 Diletakkan di atas batu es 2 Dipanaskan di atas lampu spiritus 3 Ditetesi dengan NaCl 4 Ditetesi ekstrak pulmo 5 Ditetesi ekstrak hepar 6 Diperluas permukaannya dengan menghusap dengan kaca 7 Diaduk dengan jarum secara cepat 8 Sampel dibiarkan saja 9 Sampel dibiarkan saja

Selain dari sampel 7, seluruh sampel diaduk secara pelan dengan menggoyangkan kaca

objek sehingga terjadi pergerakan cairan sampel dan homogenisasi. Catat waktu

dimulainya pengadukan tersebut. Selanjutnya diamkan sampel tersebut dan amati apakah

telah terjadi koagulasi atau belum atau tidak sama sekali. Jika terjadi koagulasi, catat

waktu terjadinya koagulasi pada lembar kerja praktikum dan interpretasikan hasil yang

diperoleh.

Praktikum 2. Pengujian Golongan Darah ABO

Alat dan Bahan :



Jarum tusuk darah, jarum pengaduk, test card golongan darah, botol sampel, kapas, alkohol

70%, darah praktikan, antibodi untuk golongan darah (anti A dan anti B).

Prosedur kerja :

Usaplah jari manis tangan kiri dengan menggunakan kapas yang telah dibasahi alkohol

70% lalu tusuk dengan jarum tusuk tepat di bagian tengah ujung jari. Buanglah tetesan

darah pertama yang keluar, lalu untuk selanjutnya teteskan darah ke kertas test card yang

sudah berlabel A dan B. Kemudian teteskan satu tetes reagen anti A ke sampel darah di

kolom A dan anti B ke darah di kolom B pada test card. Lakukan pengadukan darah

dengan bantuan jarum pengaduk atau lidi dan perhatikan reaksi yang terjadi, apakah terjadi

aglutinasi atau tidak. Jika terjadi koagulasi menandakan bahwa pada darah tersebut

terdapat antigen yang bereaksi dengan antibodi yang diberikan sehingga reaksi dinilai

positif. Dengan menggunakan konsep tersebut, tentukan golongan darah dari sampel yang

diuji dan catat pada lembar kerja praktikum.


1. Kecepatan koagulasi darah Perlakuan Koagulasi Waktu Koagulasi Keterangan

Ya Tidak 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Interpretasi : ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... 2. Uji Golongan Darah

No. Nama Individu

Reaksi Aglutinasi Golongan Darah Anti A Anti B

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10.

Interpretasi : ........................................................................................................................... ...........................................................................................................................

***



VII. ANALISIS URINE

A. Tujuan Praktikum :

a. Untuk mengetahui dan memahami proses pengujian kadar glukosa urine normal dan

patologis secara semikuantitatif

b. Untuk mengidentifikasi bentuk-bentuk sedimentasi pada urine normal dan urin

patologis serta menginterpretasikannya

B. Landasan Teori

Sistem ekskresi merupakan salah satu sisitem fisiologis yang sangat vital dalam rangka

mengatur keseimbangan tubuh (osmoregulasi). Salah satu cara termudah untuk

mempelajari sistem tersebut adalah dengan mengkaji produk hasil kerjanya yang

merupakan manifestasi dari aspek fisiologis yang dilakukannya. Ginjal sebagai organ

ekskresi paling vital pada akhir proses kerjanya akan mengekskresikan produk berupa

urine sehingga karakterisitik kerja ginjal akan tercermin dari kondisi urine yang

dihasilkannya.

Urine merupakan zat ekskresi yang dibuang keluar tubuh sebagai hasil proses

filterisasi yang sangat kompleks. Di dalam urine terkandung berbagai substansi terutama

zat-zat toksik, urea, asam urat, kreatin, garam-garam, sisa obat, protein, gula, dan berbagai

sedimen yang spesifik. Pemeriksaan pada urin tidak hanya dapat memberikan deskripsi

tentang kondisi fisiologis ginjal dan salurannya, tetapi juga juga mengenai berbagai

aktivitas fisiologis organ-organ lainnya di dalam tubuh seperti hepar, saluran empedu, dan

pankreas. Sedimen urine dapat berupa sedimen organik maupun non organik. Sedimen-

sedimen seperti kristal, benang lendir atau substansi-substansi padat lainnya dapat diamati

secara mikroskopis dan akan memberikan gambaran penting terhadap kondisi fisiologis

tubuh dan ginjal itu sendiri.

Salah satu analisis biokimia yang penting terhadap urine adalah mendeteksi

keberadaan glukosa secara semikuantitatif dengan menggunakan sifat glukosa sebagai

pereduksi. Dalam hal ini biasanya digunakan senyawa khusus (reagen) yang akan tereduksi

dan mengalami perubahan warna jika direduksi oleh glukosa. Salah satu reagen yang

banyak dipakai adalah Benedict yang mengandung CuSO4 yang dapat direduksi oleh

glukosa. Sedangkan untuk menganalisis sedimen urine adalah dengan melakukan

sentrifugasi terhadap urine sehingga didapatkan sedimen yang mengendap di dasar tabung

sentrifus. Partikel-partikel tersebut mengendap dan terpisah dari fase liquid.



Praktikum 1. Penentuan Kadar Glukosa Urine Secara Semikuantitatif

Alat dan Bahan :

Tabung reaksi, tabung sampel urine, pipet tetes, penangas air, tang krus, kertas label,

beaker glass, gelas ukur, tissue, urine patologis dari penderita diabetes melitus dan urine

normal (keduanya harus merupakan urine postprandial yaitu urine yang diambil saat

ekskresi 1.5-3 jam setelah makan), reagen benedict, glukosa beberapa konsentrasi (0.5%,

1.5%, 3%, 5%). Komposisi reagen Benedict: CuSO4.5aq 17.3 g; natrium citrat 173 g;

Na2CO3.0aq atau Na2CO3.10aq 200g; aquadest ad 1000 ml.

Prosedur Kerja :

Sediahkan 6 tabung reaksi dan beri label I, II, III, IV, V, dan VI. Selanjutnya masukkan

reagen benedict sebanyak 2.5 ml ke dalam masing-masing tabung dan disertai dengan

perlakuan sebagai berikut :

Tabung I : tetesi dengan 4 tetes urine normal

Tabung II : tetesi dengan 4 tetes urine patologis

Tabung III : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 0.5%

Tabung IV : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 1.5%

Tabung V : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 3%

Tabung VI : tetesi dengan 4 tetes urine normal + 4 tetes glukosa 5%

Panaskan dengan penangas air selama 5 menit lalu kocok dan amati perubahan yang terjadi

pada masing-masing tabung. Catat hasil pengamatan dan bandingkan dengan standar pada

tabel berikut :

No. Warna Larutan Skor Kadar glukosa 1. Tetap biru jernih/sedikit kehijauan dan agak keruh 0 < 0.5% 2. Hijau kekuningan dan keruh 1 0.5 – 1 % 3. Kuning keruh 2 1 – 1.5% 4. Jingga atau warna lumpur keruh 3 2 – 3.5% 5. Merah keruh 4 > 3.5%

Praktikum 2. Analisis Sedimen Urine

Alat dan Bahan :

Tabung sentrifus, sentrifus urine, tang krus, pipet tetes, mikroskop, kaca objek, cover glass,

urine normal pagi hari dan urine patologis (penderita diabetes melitus) yang telah

ditambahkan formalin 40 % (1-2 ml sebagai fiksatif), dan tissue gulung.

Prosedur Kerja :



Kocoklah sampel urine dalam botolnya sehingga homogen lalu tuangkan masing-masing

urine ke dalam tabung sentrifus sebanyak 7 ml dan lakukan sentrifugasi selama 5 menit

dengan kecepatan 2000 rpm. Selanjutnya tuangkan cairan di bagian atas dari tabung

dengan cepat dan lues sehingga sedimen di bagian bawah tidak ikut terbuang, sisahkan

larutan dan sedimennya hingga kira-kira 0.5 ml. Kocoklah tabung berisi larutan dan

sedimen tersebut agar homogen lalu ambil dengan pipet dan teteskan ke kaca objek

sebanyak 2 tetes ke tempat yang terpisah pada kaca objek yang sama. Tutup dengan kaca

penutup lalu amati dengan mikroskop. Amati jenis atau tipe sedimen-sedimen yang terlihat

dan gambar pada lembar kerja praktikum. Selanjutnya perkirakan juga kriteria kuantitas

sedimen yang terlihat (sedikit, sedang atau banyak). Bandingkan apakah ada perbedaan

antara urine normal dengan urine patologis dari aspek sedimenya.




1. Penentuan Kadar Glukosa Urine Secara Semikuantitatif

No. Perlakuan Warna Larutan Skor Kadar Glukosa Keterangan 1. I 2. II 3. III 4. IV 5. V 6. VI

Interpretasi : ......................................................................................................................... .. ........................................................................................................................ 2. Analisis Sedimen Urine

No. Jenis Urine Jenis/Tipe sedimen Kuantitas sedimen

1. Urine normal

2.

Urine patologis

Interpretasi : ......................................................................................................................... .. ........................................................................................................................ Gambar jenis/tipe sedimen yang ditemukan :

***

Urine Normal

Urine Patologis



VIII. TOLERANSI HEWAN TERHADAP SALINITAS

A. Tujuan Praktikum

a. Untuk mengetahui rentang toleransi hewan air tawar berupa ikan Pantau (Poechilus

sp.; Vertebrata) dan Planaria (Invertebrata) terhadap salinitas air

b.Untuk mengidentifikasi gejala-gejala fisiologis dan perilaku hewan yang

berhubungan dengan efek perubahan salinitas

B. Landasan Teori

Salinitas merupakan faktor eksternal yang sangat berpengaruh terhadap fisiologis hewan-

hewan aquatis baik vertebrata maupun invertebrata. Masing-masing spesies memiliki

rentang toleransi fisiologis yang spesifik terhadap faktor tersebut sehingga mekanisme

adaptasinyapun juga berbeda. Kadar garam atau salinitas berhubungan erat dengan sifat

osmolaritas cairan tubuh dan lingkungan eksternal, sehingga jika terjadi perubahan

salinitas yang signifikan akan diikuti oleh perubahan-perubahan fisiologis yang berupaya

untuk menyeimbangkan kondisi di dalam tubuh dan di luar tubuh (homeostasis). Faktor

tersebut juga berperan dalam hal regulasi ion dan pertukaran oksigen dan karbon dioksida

pada respirasi dalam air.

Hewan-hewan invertebrata sederhana seperti Planaria memanfaatkan permukaan

tubuhnya untuk melakukan respirasi dan pertukaran ion-ion tubuh dengan lingkungannya

melalui difusi. Hal tersebut menjadikan tingginya sensitifitas fisiologis hewan tersebut

terhadap perubahan-perubahan faktor eksternal seperti salinitas. Konsentrasi larutan di luar

tubuh yang terlalu tinggi (misalnya tingginya kadar ion Na+ dan Cl-) akan memicu

terjadinya lisis sel-sel dan pengeluaran sekret lendir yang berlebihan yang berujung pada

kematian.

Hewan vertebrata seperti ikan biasanya cenderung memiliki kemampuan toleransi

yang lebih baik terhadap perubahan-perubahan faktor eksternal seperti salinitas. Ikan

memiliki mekanisme osmoregulasi yang sangat baik guna menjaga stabilitas fisiologis

pada kondisi yang tidak menguntungkan. Akan tetapi tetap ada suatu batas toleransi yang

spesifik dimana hewan tersebut masih mampu bertahan atau tidak dapat lagi

menyeimbangkan kondisi fisiologisnya sehingga berujung pada kematian. Ikan akan

terlihat banyak mengeluarkan sekret pada salinitas yang tinggi dan akan mempercepat laju

respirasi dengan meningkatnya frekuensi gerakan operculum.



Praktikum : Toleransi Salinitas dan Efek-Efek Perubahan Salinitas

Alat dan Bahan :

Beaker glass 200 ml, gelas ukur, pipet tetes, pinset, stopwatch, kertas label, aquadest,

larutan NaCl (konsentrasi 0.1%, 0.5%, 1% dan 1.5%, 2%), ikan pantau (Poechilus sp.) dan

Planaria.

Prosedur Kerja:

Praktikum ini dilakukan dengan metode eksperimen sederhana. Kelompok hewan coba

dibagi menjadi dua yaitu vertebrata (ikan) dan invertebrata (Planaria) yang diberi

perlakuan yang sama tetapi diangap sebagai dua unit percobaan yang terpisah. Perlakuan

dalam eskperimen ini adalah konsentrasi NaCl (berhubungan dengan salinitas) yang terdiri

atas 5 macam perlakuan dan 1 kontrol (lihat tabel) dan 6 ulangan sebagai berikut :

Kode Perlakuan Perlakuan (Medium Percobaan) A Aquedest (kontrol) B NaCl 0.1% C NaCl 0.5% D NaCl 1% E NaCl 1.5% F NaCl 2%

Sebagai persiapan, sediakan hewan percobaan (ikan dan planaria) masing-masing 24 ekor.

Selanjutnya sediahkan 6 beaker glass dengan volume dan bentuk yang sama lalu isi dengan

medium seperti pada tabel dan beri kode perlakuan pada masing-masing beaker glass.

Masukkan sebanyak 4 ekor hewan percobaan ke dalam beaker glass yang berbeda sesuai

urutan perlakuan lalu biarkan selama 10 menit. Lakukan observasi dan pencatatan sbb :

Parameter-parameter yang diamati pada ikan Poechilus sp.:

a. Pergerakan : skor 1 jika kurang aktif, 2 jika normal, dan 3 jika sangat aktif.

b. Frekuensi pergerakan overculum per menit (amati 1 ekor ikan saja untuk masing-

masing perlakuan)

c. Persentase individu yang bertahan hidup setelah 2 jam perlakuan.

d. Gejala-gejala pengeluaran sekret setelah akhir percobaan (ada lendir atau tidak) dan

gejala pendarahan atau bleeding pada permukaan tubuh, sirif, insang, dan mata.

e. Tingkat kekeruhan air setelah akhir percobaan (jernih skor 0, agak keruh skor 1,

keruh skor 2, sangat keruh skor 3)

Parameter-parameter yang diamati pada Planaria :

a. Pergerakan : skor 1 jika kurang aktif, 2 jika normal, dan 3 jika sangat aktif.

b. Persentase individu yang bertahan hidup setelah 2 jam perlakuan.

c. Gejala-gejala pengeluaran sekret setelah akhir percobaan.



d. Tingkat kekeruhan air (sama dengan pada ikan)

Data kuantitatif dan semikuantitatif harus disajikan dalam bentuk tabel dan grafik yang

representatif, sedangkan data kualitatif atau deskriptif disajikan dalam bentuk tabel.


1. Pengamatan Pada Ikan Poechilus sp.

No. Parameter Kuantitatif/ Semikuantitatif

Perlakuan A B C D E F

1. Pergerakan 2. Frekuensi gerak operculum/menit 3. Persentase survival individu (%) 4. Tingkat kekeruhan air

Catatan : kolom diisi dengan hasil penghitungan atau pemberian skor untuk tiap parameter

No. Parameter Kualitatif Perlakuan

A B C D E F 1. Pengeluaran sekret/lendir 2. Pendarahan di insang 3. Pendarahan di sirip 4. Pendarahan di mata 5. Pendarahan di tubuh Jumlah macam gejala yang terlihat

Catatan : kolom diisi dengan tanda (+) jika ada, dan tanda (-) jika tidak ada

Interpretasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... 2. Pengamatan Pada Planaria

No. Parameter Kuantitatif/ Semikuantitatif

Perlakuan A B C D E F

1. Pergerakan 3. Persentase survival individu (%) 4. Tingkat kekeruhan air 5. Sekresi sekret/lendir

Interpretasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................... ........................................................................................................................... ...........................................................................................................................

***



IX. KERJA OTOT RANGKA

A. Tujuan Praktikum

a. Mengamati dan memahami mekanisme kontraksi dan relaksasi otot rangka

(gastrocnemius) dengan menggunakan kimograf

b. Mengamati respons otot rangka (gastrocnemius) terhadap rangsang tunggal dengan

intensitas berbeda, serta menentukan kuat rangsang minimal, submaksimal, dan

maksimal

c. Mengamati dan mengukur lamanya waktu perioda kontraksi

d. Mengamati respons otot rangka (gastrocnemius) terhadap rangsang listrik dua kali

berturut-turut dan perangsangan listrik frekuensi tinggi (multiple)

B. Landasan Teori

Otot rangka atau otot lurik (gastrocnemius) merupakan salah satu organ dari sistem gerak

aktif yang memperlihatkan aktivitas kontraksi dan relaksasi. Karakter otot ini bersifat non

otonomik yang akan bekerja jika ada rangsangan atau kendali motorik. Karaktersitik

fungsional yang dimiliki oleh otot rangka meliputi (a) kontraktilitas; kemampuan untuk

memendek karena adanya gaya, (b) eksitabilitas; kapasitas otot untuk merespons sebuah

rangsang, (c) ekstensibilitas; kemampuan otot untuk memanjang, (d) elastisitas;

kemampuan otot untuk kembali ke panjang normal setelah mengalami pemanjangan.

Adanya potensial aksi yang merupakan proses depolarisasi dan repolarisasi pada

membran sel otot (serabut otot) dalam periode sangat cepat akan menyebabkan terjadinya

kontraksi. Terjadinya potensial aksi tunggal akan bermanifestasi terhadap adanya

peningkatan tegangan otot (dalam periode 100 milidetik atau kurang). Kontraksi yang

muncul kemudian disebut sebagai kontraksi tunggal. Dalam kontraksi dan relaksasi otot

dikenal istilah fse kontraksi, fase laten, dan fase relaksasi. Fase kontraksi adalah waktu

terjadinya kontraksi otot, fase laten adalah waktu antara datangnya rangsang ke neuron

motoris dengan awal terjadinya kontraksi, sedangkan fase relaksasi adalah waktu otot

berelaksasi. waktu terjadinya kontraksi disebut fase kontraksi.

Kerja aktif dari otot rangka sangat ditentukan oleh intensitas rangsang, beratnya

beban, dan ketersediaan ATP. Secara fisiologis juga ditentukan oleh konsentrasi ion-ion

Ca++ yang terlibat dalam inisiasi kontraksi dan relaksasi otot. Otot dapat mengalami

kontraksi yang halus dan bertahan lama akibat periode rangsangan berulang dan terlalu

cepat sehingga terjadi aksi potensial yang tumpang tindih. Gejala ini disebut tetanus.



Praktikum : Mekanisme Kerja Otot Rangka (Gastrocnemius)

Alat dan Bahan :

Alat bedah, bak bedah, kimograf dan sumber listrik, jarum sonde, katak Rana sp. dan Bufo

sp. dewasa, larutan ringer. Komposisi larutan ringer : NaCl 6.95 g; KCl 0.075 g; CaCl2

0.1-0.2 g; NaHCO3 0.1-0.2 g; glukosa 1g dalam 1000 ml air.

Prosedur Kerja :

(1). Persiapan objek dan instrumen :

Katak didekapitasi dengan pisau bedah yang tajam dan setelah kepalanya putus dilakukan

perusakan sum-sum tulang dengan jarum sonde agar tubuh katak menjadi lemas dan otot

rangkanya dapat diisolasi dengan mudah. Untuk mengisolasi otot gastrocnemius, kulit

katak di bagian paha dan betis dibuka (digunting) lalu otot gastrocnemius (hingga tendon

achilles) bersama pangkal femur dipisahkan dari bagian kaki katak lainnya. Ketika isolasi

otot gastrocnemius telah selesai dilakukan dan kimograf telah siap, maka otot dapat

dipasang pada bak spesimen dari kimograf. Di dalam bak spesimen, tendon achilles diikat

dengan benang dan dihubungkan dengan alat pengungkit otot. Di sisi lain, pangkal femur

yang diisolasi bersama otot gastrocnemius dijepit dengan menggunakan jarum agar benang

penghubung berada dalam keadaan tegang dan respons yang terjadi pada otot akan dapat

tercatat pada kimograf. Selama isolasi dan peenggunaan otot diberi larutan ringer.

(2). Percobaan Kerja Otot :

a. Respons Otot Terhadap Rangsang Tunggal Dengan Intensitas Berbeda

Pada awalnya, jenis rangsang diatur sebagai rangsang ”single”, tromol dibuat berputar

dengan kecepatan sedang (50 mm/det), dan kemudian elektroda stimulator ditempatkan

pada otot di sekitar tendon achilles. Lalu tromol dinyalakan dan otot dirangsang dengan

kuat rangsang paling rendah (0 V) hingga kuat rangsang paling tinggi (25 volt).

Berdasarkan grafik yang didapat, nilai kuat rangsang minimal, submaksimal, dan maksimal

dapat ditentukan.

b. Kontraksi Tunggal Otot Rangka

Jenis rangsang juga diatur sebagai rangsang ”single”, tromol diatur agar berputar dengan

kecepatan maksimum( 625 mm/detik) dan kuat rangsang yang dipakai adalah kuat

rangsang submaksimal yang didapat dari percobaan sebelumnya (pecobaan a). Selain itu,

titik awal dari jarum pencatat harus ditandai pada kertas berskala. Setelah elektroda

stimulator ditempatkan pada otot di sekitar tendon achilles, tombol penyala tromol dan

pemberi rangsang ditekan secara bersamaan. Berdasarkan grafik yang terbentuk, lamanya

periode-periode satu kali kontraksi otot (periode laten, kontraksi, dan relaksasi) ditentukan.



c. Efek Perangsangan Dua Kali Berturut-turut

Jenis rangsang juga diatur sebagai rangsang ”single”, tromol diatur agar berputar dengan

kecepatan sedang, dan kuat rangsang yang dipakai adalah kuat rangsang submaksimal

seperti percobaan sebelumnya. Pemberian rangsang dilakukan dengan dua kali penekanan

tombol stimulator. Pada perlakuan pertama, permberian rangsang kedua dilakukan segera

setelah kontraksi pertama berlangsung seluruhnya (beneficial effect of contraction). Pada

perlakuan kedua, pemberian rangsang kedua dilakukan sebelum kontraksi pertama

berlangsung seluruhnya (summation of effect), dan pada perlakuan ketiga, pemberian

rangsang kedua dilakukan secepat mungkin setelah pemberian rangsang pertama agar

rangsang kedua jatuh pada periode laten dari kontraksi pertama (summation of stimuli).

d. Efek Perangsangan Lebih Dari Dua Kali

Jenis rangsang diatur sebagai rangsang ”multiple”. Tromol diatur agar berputar sedang,

dan kuat rangsang yang dipakai adalah kuat rangsang submaksimal. Frekuensi rangsang

yang diberikan diatur dari frekuensi lambat, sedang, cepat, hingga sangat cepat. Hasil

pencatatan pada kimograf diinterpretasikan.


1. Respons Otot Terhadap Rangsang Tunggal Dengan Intensitas Berbeda

2. Kontraksi Tunggal Otot Rangka



3. Efek Perangsangan Dua Kali Berturut-turut

4. Efek Perangsangan Lebih Dari Dua Kali

Interprtetasi : ........................................................................................................................ ........................................................................................................................ ........................................................................................................................

***



DAFTAR PUSTAKA Brooks, G.A. T.D. Fahey, T.P. White. 1996. Exercise Physiology: Human Bioenergetics

and Its Applications. 2nd Ed. Mayfield Publishing Co. Campbell, N. A, J. B. Reece, and L. G. Mitchell. 2000. Biology : Concept and Conections.

3 rd Edition. Addison Wesley Longman Inc. Departemen Biologi ITB Bandung. 2006. Penuntun Praktikum Fisiologi Hewan. Bandung. Farabee, M. J. 2006. Animal Organ Systems and Homeostasis. www.emc.maricopa.edu

/faculty/farabee/BIOBK/BioBookANIMORGSYS.html Farabee, M. J. 2002. Excretory System. www.emc.maricopa.edu/faculty/farabee/

BIOBK/BioBookEXCRET.html Gandasoebrata, R. 1989. Penuntun Laboratorium Klinik. Dian Rakyat. Jakarta. Griffin, D.R., A. Novick. 1970. Animal Structure and Function. Second Edition. Holt,

Rinehart and Wisnton, Inc. New York. Hardy, R. 1983. Homeostasis. Edward Arnold. London. Kay, I. 1998. Introduction to Animal Physiology. Springer-Verlag Singapore Pte.Ltd. Levick, J. R. 1995. An Introduction to cardiovascular Physiology. Second Edition.

Butterworths. London. Prosser, C. L. 1991. Comparative Animal Physiology. Fourth Edition. Wiley-Liss. New

York. Sanlon, V. C., T. Sanders. 2007. Essentials of Anatomy and Physiology Fith Edition. Davis

Company. Philadelpia. Schnidt-Nielsen, K. 1997. Animal Physiology : Adaptation and Environment. Fifth Edition.

Cambridge University press. Seeley, R.R., T.D. Stephens, P. Tate. 2003. Essentials of Anatomy and Physiology fourth

edition. McGraw-Hill Companies. Simmons, A. 1980. Technical Hematology. Third Edition. J.B. Lippincott Company.

Philadelphia. Wulangi, K.S. 1991. Prinsip-Prinsip Fisiologi Hewan. ITB Bandung.

penuntun praktikum fisiologi hewan (laboratory guide for animal physiology)

Education